CC BY
8
ВЕСТНИК ГЕМАТОЛОГИИ, том XVIII, № 2, 2022
мобилизации и сбора аутологичных ГСК проводилась по схеме: циклофосфамид (ЦФ) 4г/м2 + гранулоцитарный колониестиму-лирующий фактор (Г-КСФ) 5 мкг/кг/сут и 1 пациенту по схеме: ЦФ 4г/м2 + пэгилированный Г-КСф 6 мг. У всех больных в день предполагаемого лейкафереза определяли абсолютное число CD34+ клеток в периферической крови. Лейкаферез начинали, если их содержание превышало 10 тыс. клеток в 1 мкл. Эффективность мобилизации и сбора ГСК оценивали по количеству заготовленных CD34+ клеток в лейкоконцентрате.
Результаты. У 23 больных (96%) было заготовлено достаточное для проведения трансплантации количество ГСК: от 2,1х106 кл/кг до 23,2х106 кл/кг (медиана 9,2х106 кл/кг) CD34+ клеток. Медиана количества заготовленных CD34+ клеток в I группе больных составила 9,1х106 кл/кг, что практически не отличалось от сбора II группы - 8,3х106 кл/кг. Среднее число проведенных лейкаферезов в обеих группах составило 2. У 1 пациента из I группы мобилизация ГСК оказалось неэффективной. У больных обеих групп (87% и 88% случаев, соответственно) удалось заготовить ГСК в количестве, достаточном для проведения двух ауто-ТГСК (более 4х106 кл/кг). Число лейкоцитов в периферической крови в день проведения лейкафереза было ниже в I группе больных и варьировало от 2,0х 109кл/л до 21,1х 109кл/л (медиана 8,1х 109 кл/л) по сравнению с II группой больных: от 2,6х 109кл/л до 20,3х 109кл/л (медиана 11,2х 109кл/л) (р>0,05).
Несмотря на это, абсолютное число CD34+ клеток в периферической крови было выше в I группе и составляло от 12 тыс. кл/мкл до 303 тыс. кл/мкл (медиана 77 тыс. кл/мкл) против II группы: от 14 тыс. кл/мкл до 146 тыс. кл/мкл в 1 мкл (медиана 56 тыс. кл/мкл) (p>0,05). Количество заготовленных за одну процедуру лейкафереза CD34+ клеток было также выше в I группе и варьировало от 0,9x106 кл/кг до 23,1x106 кл/кг (медиана 6,2х10бкл/ кг), чем в II группе: от 0,5x106 кл/кг до 11,9x106 кл/кг (медиана 4,1x106 кл/кг) (p>0,05). Кратность введения Г-КСФ и длительность мобилизации от дня введения ЦФ до 1 процедуры сбора оказались одинаковыми в обеиx сравниваемы« группаx: кратность введения от 5 до 11 (медиана 7), день выкода на первую процедуру лейкафереза - 13.
Выводы: Количество заготовленный ГСК в обеиx группаx больнык (VCD№6 и VRd№4) было сопоставимо (9,1x106 кл/кг и 8,3x106 кл/кг). Прослеживается тенденция к меньшему выбросу CD34+ клеток в периферическую кровь у пациентов после 4 VRd по сравнению с больными после 6 VCD (56 тыс. клеток в 1 мкл против 77 тыс. клеток в 1 мкл), и, соответственно, меньшему количеству заготовленный за 1 процедуру сбора ГСК (4,1x106 кл/кг против 6,2x106 кл/кг). Однако эти данные не были достоверными, возможно, ввиду малой выборки больнык.
А.О. Пестрикова, Е.А. Попонина, М.А. Бутолина, Е.С. Фокина, Н.А. Зорина, Е.С. Осипова
ЭФФЕКТИВНОСТЬ СПОСОБОВ ВЫДЕЛЕНИЯ МИЕЛОКАРИОЦИТОВ ИЗ КОСТНОГО МОЗГА ЗДОРОВЫХ ЛИЦ И БОЛЬНЫХ МНОЖЕСТВЕННОЙ МИЕЛОМОЙ
ФБУН «Кировский научно-исследовательский институт гематологии и переливания крови Федерального медико-биологического агентства», г. Киров
Введение. Мезенxимальные стромальные клетки (МСК) являются важным средством регенеративной медицины, клеточной терапии и тканевой инженерии. Материал для культивирования МСК получают путем фракционирования костного мозга (КМ) с выделением миелокариоцитов (МКЦ). Вопрос выбора метода получения МКЦ в зависимости от особенностей исxодного материала недостаточно изучен.
Цель. Сравнить эффективность выделения МКЦ методом центрифугирования в градиенте плотности «Lympholite-H» и с использованем метилцеллюлозы у здоровый лиц и больнык множественной миеломой (ММ).
Материалы и методы. МКЦ выделяли из КМ 45 пациентов с ММ, получавшиx лечение в ФГБУН КНИИГиПК ФМБА России в период с 2018 по 2021 гг. (возраст от 38 до 80, медиана 57 лет), а также 23 доноров гемопоэтическиx стволовый клеток с 2018 по 2021 гг. (возраст от 14 до 48, медиана 30 лет). Выделение МКЦ (15 больнык ММ; 17 доноров) с использованием «Lympholite-Н» (Cedarline, Канада) осуществляли путем наслаивания на него образца костного мозга в объемном соотношении 2:1 соответственно и последующего центрифугирования при 400 g в течение 20 мин для создания градиента плотности. Далее извлекали средний слой ядерный клеток из градиента. Отмывание клеток от «Lympholite-Н» производили питательной средой «Dulbecco4s Modified Eagle's Medium (DMEM)» (StemCells Technologies, Канада) треxкратным центрифугированием и ресуспендированием полученного осадка. Процедура выделения МКЦ (30 больнык ММ; 6 доноров) с использованием метилцеллюлозы включала в себя смешивание образца КМ с 0,2% раствором полимера в объемном соотношении 2:1 и последующей седиментацией клеток в течение 1 часа при температуре 20-25 °С. После разделения смеси на 2 слоя, верxний, содержащий фракцию МКЦ, собирали с последующим двукратным отмыванием питательной средой DMEM от остаточный количеств полимера. Подсчет концентрации ядерный клеток в исxодном образце и в пробе после выделения МКЦ осуществляли унифицированным методом в камере Горяева. Для оценки эффективности выделения фракции МКЦ
рассчитывали процентное соотношение конечного содержания клеток. Культивирование МСК осуществляли в питательной среде aMinimum Essential Medium Eagle (StemCells Technologies, Канада) с добавлением богатой тромбоцитами плазмы (4%), гепарина («Sigma», 2 Ед/мл), L-глутамина 2 мМ («StemCells Technologies»). Культуру МСК инкубировали при температуре 37° С в атмосфере 5% углекислого газа (СО2-инкубатор Sanyo MCO-5AC). На 14 сутки культивирования производили подсчет фибробластнык колониеобразуюшщ единиц (КОЕ-Ф) с использованием инвертированного микроскопа МС-700 (I) Micros. Результаты представлены в виде медианы и квартилей. Для сравнения показателей групп использовали непараметрический критерий Манна-Уитни, различия считали значимыми при уровне p<0,05.
Результаты. Исxодные образцы КМ больнык ММ и здоровый лиц отличались по количеству ядросодержащдо клеток, клеточ-ность КМ у пациентов была ниже и составила 8^106/мл [5,9; 10,9] в сравнении с 19,5x106/мл [11,4; 23,4] у доноров (р<0,05). У здоровый лиц, как на градиенте плотности, так и с применением метилцеллюлозы, получены сопоставимые результаты эффективности выделения МКЦ (49,8% [41,2; 61,5] против 53,0% [43,1; 57,8], р>0,05). У больнык Мм процент МКЦ при выделении на «Lympholite-Н» был ниже, чем с использованием полимера (42,7% [28,6; 53,0] против 51,3% [33,6; 69,1], р<0,05). Выделение МКЦ способом седиментации у пациентов с Мм по эффективности сравнимо с результатами здоровык лиц. Колониеобразую-щая способность клеток после посева фракции МКЦ не зависела от метода иx выделения и равнялась 10,95 [6,10; 17,87] на 1x106 МКЦ при использовании «Lympholite-Н», а для культур, полученный из МКЦ с применением метилцеллюлозы, - 8,65 [5,25; 17,72] на 1x106 МКЦ (р>0,05).
Выводы. При сравнении эффективности фракционирования КМ здоровый лиц с применением градиента плотности «Lympholite-Н» и 0,2 % раствора метилцеллюлозы достоверный различий не установлено. У больнык ММ предпочтителен седи-ментационный метод с использованием метилцеллюлозы.
