CC BY
132
ORIGINAL ARTICLE
РЕГУЛЯЦИЯ ИММУНИТЕТА
© КОЛЛЕКТИВ АВТОРОВ, 2016 УДК 616-092:612.017.1:612.112.91]-074
Воробьева Н.В.1, Кулаков В.В.2, Казаченко Ю.В.2, Пинегин Б.В.2
ДЕЙСТВИЕ АНТИОКСИДАНТОВ ТЕМРОЦ TROLOX И Т1ГОМ НА ОБРАЗОВАНИЕ НЕЙТРОФИЛЬНЫХ ВНЕКЛЕТОЧНЫХ ЛОВУШЕК
1Московский государственный университет им. М.В. Ломоносова, 119992, г Москва, Россия; 2Институт иммунологии ФМБА России, 115478, г Москва, Россия
Нейтрофильные внеклеточные ловушки играют существенную роль в патогенезе ряда аутоиммунных и воспалительных заболеваний человека. Поскольку в подавляющем большинстве случаев образование ловушек (или НЕТоз) зависит от активных форм кислорода (АФК), все вещества, способные нейтрализовать АФК, теоретически должны ингибировать АФК-зависимый НЕТоз. В представленной работе исследована способность ряда веществ с антиоксидантной активностью подавлять АФК-зависимый НЕТоз первичных нейтрофилов человека в системе in vitro. Мы впервые показали, что Trolox дозозависимо ингибирует НЕТоз, индуцированный форбол-12-миристат-13-ацетатом, в то время как Tiron не оказывает на него какого-либо действия. Нитроксид TEMPOL также ингибирует образование ловушек с высокой эффективностью. Все исследованные вещества дозозависимо снижают ФМА-стимулированную люминолзависимую хемилюминесценцию. Исследованные антиоксиданты (Trolox, TEMPOL) могут быть рекомендованы для терапии аутоиммунных и воспалительных заболеваний, в патогенезе которых важную роль играет АФК-зависимый НЕТоз.
Ключевые слова: нейтрофилы; нейтрофильные внеклеточные ловушки; НЕТоз; активные формы кислорода; TEMPOL; Trolox; Tiron.
Для цитирования: Воробьева Н.В., Кулаков В.В., Казаченко Ю.В., Пинегин Б.В. Действие антиоксидантов TEMPOL, Trolox и Tiron на образование нейтрофильных внеклеточных ловушек. Иммунология. 2016; 37 (3): 143-149. DOI: 10.18821/0206-4952-2016-37-3-143-149
Vorob'eva N.V.1, Kulakov V.V.2, Kozachenko Yu.V.2, Pinegin B.V.2
EFFECTS OF ANTIOXIDANTS TEMPOL, TROLOX AND TIRON ON NEUTROPHIL EXTRACELLULAR TRAP FORMATION
'M.v. Lomonosov Moscow State University, Biology faculty, Lenin Hills 1/12, Moscow 119991, Russia; 2National Research Center "Institute of Immunology" of the Federal Medical-Biological Agency, Kashirskoe shosse 24, bld. 2, Moscow 115478, Russia
It is known that neutrophil extracellular traps (NETs) play an essential role in pathogenesis of autoimmune and inflammatory diseases. Since NET formation is mostly ROS-dependent, in theory any substance that inhibits or scavenges ROS (reactive oxygen species) should prevent ROS-dependent NET release. Therefore in the present study three antioxidative substances, TEMPOL, Trolox and Tiron, have been investigated for their capacity to inhibit NET formation of primary human neutrophils in vitro. The study revealed for the first time an inhibitory effect of Trolox, as well as a failure of Tiron action on ROS-dependent NET formation. A rather strong inhibitory effect on NET release was observed for nitroxide TEMPOL. All substances showed a significant dose-dependent antioxidative activity on ROS formation by PMA-stimulated human neutrophils in vitro. We speculate that antioxidants Trolox and TEMPOL can be recommended for treating the autoimmune and inflammatory diseases associated with ROS-dependent NET formation.
Keywords: neutrophils; neutrophil extracellular traps; NETosis; reactive oxygen species; TEMPOL; Trolox; Tiron.
For citation: Vorob'eva N.V., Kulakov V.V., Kazachenko Yu.V., Pinegin B.V. Effects of antioxidants TEMPOL, Trolox and Tiron on neutrophil extracellular trap formation. Immunologiya.2016; 37 (3): 143-149. DOI: 10.18821/0206-4952-2016-373-143-149
For correspondence: Vorob'eva Nina Viktorovna, cand. biol. sci., senior researcher. Department of immunology, biological faculty, M.V. Lomonosov Moscow state University.
conflict of interest. The authors declare no conflict of interest.
Funding. The study had no sponsorship.
Received 02.02.16 Accepted 18.02.16
Нейтрофилы, являясь «профессиональными» фагоцитами, осуществляют поглощение и киллинг разнообразных патогенов хозяина в процессе фагоцитоза, а также экзоцитоз антимикробных пептидов и образование активных форм кислорода (АФК) для
Для корреспонденции: Воробьева Нина Викторовна, канд. биол. наук, ст. научн. сотр. кафедры иммунологии биологического факультета МГУ им. М.В.Ломоносова, E-mail: nvvorobjeva@ mail.ru
ОРИГИНАЛЬНЫЕ СТАТЬИ
защиты от внеклеточных микроорганизмов [1, 2]. Нейтрофилы также обладают способностью «атаковать» патогены, выбрасывая «нейтрофильные внеклеточные ловушки» [3, 4], которые представляют собой сложные трехмерные фибриллы хроматина; в их состав входят антимикробные белки гранул, ядра и цитоплазмы [5]. Выброс ядерного хроматина активируется специфическими индукторами и сопровождается гибелью клеток, называемой НЕТозом [6]. НЕТоз происходит при участии таких активных форм кислорода, как супероксидный анион-радикал (О2) и гипохлорит-анион (ОС1), образуемых в процессе активации NADPH-оксидазы и миелопероксидазы (МПО) соответственно [4, 7-9].
Помимо участия в защите хозяина от патогенов НЕТоз играет существенную роль в патогенезе таких аутоиммунных заболеваний, как васкулит мелких сосудов [10], волчаночный нефрит [11], ревматоидный артрит [12], системная красная волчанка [13], псориаз [14] и др. [15]. В соответствии с этим подавление НЕТоза должно оказывать сильное терапевтическое воздействие на данные заболевания. Следует помнить, что приоритет необходимо отдавать нетоксичным для тканей хозяина препаратам. Поскольку НЕТоз в большинстве случаев зависит от генерации АФК и активности NADPH-оксидазы и МПО [7, 16], все вещества, способные нейтрализовать радикалы кислорода или ингибировать их синтез, теоретически должны вести к подавлению АФК-зависимого НЕТоза.
К настоящему времени только несколько работ посвящено влиянию таких веществ на НЕТоз нейтро-филов человека [17, 18]. Мы изучили влияние ряда молекул с антиоксидантной активностью на АФК-зависимый НЕТоз нейтрофилов человека в системе in vitro с целью их возможного применения в клинике для лечения аутоиммунных и воспалительных заболеваний.
В работе исследованы следующие антиоксидан-ты: TEMPOL (4-hydroxy-TEMPO, или 4-hydroxy-2,2,6,6-tetramethylpiperidin-1-oxyl; нитроксид), Trolox (6-hydroxy-2,5,7,8-tetramethylchroman-2-carboxylic acid; водорастворимый аналог а-токоферола) и Tiron (1,2-dihydroxybenzene-3,5-disulfonate; спиновая ловушка) (рис. 1). Их анти-оксидантные эффекты связаны со способностью нейтрализовать такие АФК, как супероксидный анион-радикал (О2-), гидроксильный радикал (ОН) и гипохлорит-анион (OCl). Помимо способности нейтрализовать АФК такой антиоксидант, как ни-троксид TEMPOL, может подавлять ферментативную активность МПО [19, 20].
В представленной работе мы впервые показали ингибиторный эффект Trolox, а также отсутствие действия Tiron на АФК-зависимый НЕТоз. Подавление НЕТоза при инкубации клеток с TEMPOL показано нами для широкого диапазона концентраций этого вещества. Все исследованные антиоксиданты значительно и дозозависимо подавляли ФМА-индуцированную генерацию АФК.
Материал и методы
Выделение первичных нейтрофилов человека. Периферическую кровь здоровых доноров в возрасте от 20 до 35 лет забирали в утренние часы натощак в полипропиленовые пробирки с гепарином (20 МЕ • мл -1 крови). Нейтрофилы выделяли с помощью центрифугирования в одноступенчатом градиенте плотности Ficoll-Hypaque (плотность 1,077 г/см3), как описано ранее [3, 21]. Полученные клетки были представлены более чем на 98% гранулоцитами, а их жизнеспособность составляла > 99%, что определяли по исключению 0,1% раствора трипанового синего. Нейтрофилы ресуспендировали в полной культураль-ной среде (ПКС), включающей RPMI 1640 с добавлением 10 мМ HEPES, 2 мМ L-глутамина, 40 мкг/мл гентамицина и 1% инактивированной эмбриональной телячьей сыворотки (все компоненты предоставлены Sigma-Aldrich, США), и культивировали в условиях 37 0С и 5% С02.
Антиоксиданты. Во всех экспериментах нейтро-филы предынкубировали с антиоксидантами в течение 30 мин при 37 0С перед индукцией НЕТоза ФМА. Нестимулированные нейтрофилы с добавлением или без антиоксидантов служили контролем. В работе использовали антиоксиданты: TEMPOL (100-1000 мкМ), Тго1ох (100-2000 мкМ) и Ткоп (200-2000 мкМ; все реагенты от Sigma-Aldrich). Растворы антиокси-
TEMPOL
(4-hydroxy-TEMPO; 4-hydroxy-2,2,6,6-tetramethylpiperidin-1-oxyl)
ОН
Н3С | СН3 ОН
Trolox
(6-hydroxy-2,5,7,8-tetramethylchroman-2-carboxylic acid)
Tiron
(1,2-dihydroxybenzene-3,5-disulfonate)
S03Na
Рис. 1. Химические формулы исследованных антиоксидантов.
ORIGINAL ARTICLE
110 -, 100908070 -6050403020100
+ФМА
***
У/У/Л
***
* < < < *_
Контроль
110 -i 100 -90 -80 -70 -60 -50 -40 -30 -20 -10 -0
100 200 TEMPOL, mkM
6
-ФМА
500
1000
Контроль 0
100 500 1000 2000 Trolox, mkM
+ФМА
***
Контроль
200 500 1000 2000 Tiron, mkM
Рис. 2. Влияние антиоксидантов TEMPOL, Trolox и Tiron на люми-нолзависимую хемилюминесценцию нейтрофилов человека. Свежевыделенные нейтрофилы предынкубировали в присутствии или без антиоксидантов в течение 30 мин при 37 oC. После добавления
5 мкМ люминола и стимуляции клеток 20 нМ ФМА синтез АФК измеряли в течение 1 ч при 37 oC. Образование АФК при добавлении TEMPOL (а), Trolox (б) и Tiron (в) оценивали, измеряя площади под кривыми ХЛ. Далее вычисляли % подавления ХЛ антиоксидантами относительно ХЛ, стимулированной ФМА (100%). Данные представлены в виде средней±8Б для трех независимых экспериментов (n = 3). *** -р < 0,001 по сравнению с ФМА-стимулированными нейтрофилами (100%).
Белые столбцы - нестимулированные нейтрофилы; черные столбцы -нейтрофилы, стимулированные 20 нМ ФМА; серые столбцы - нейтро-филы, предынкубированные в присутствии различных концентраций антиоксидантов и затем стимулированные ФМА.
дантов готовили перед каждым экспериментом и стерилизовали фильтрованием.
Оценка образования активных форм кислорода. Свежевыделенные нейтрофилы в количестве 1,8 • 105 (8,6 • 105/мл) ресуспендировали в PBS (рН 7.4) и вносили в лунки 96-луночного планшета. Проводили предынкубацию в присутствии или без анти-оксидантов в течение 30 мин при 37 oC и 5% СО2.
Люминолзависимую хемилюминесценцию (ХЛ) использовали для оценки суммарных, внутри- и внеклеточных АФК. Ранее было показано, что люминол (5-амино-2,3-дигидро-1,4-фталазиндион) возбуждается АФК, синтезированными MПO [22]. Следует упомянуть, что в процессе активации нейтрофилы дегра-нулируют и высвобождают MПO из азурофильных гранул. Таким образом, с использованием люминолза-висимой ХЛ мы определяли продукты ферментативного действия MПO, HClO и OH - как вне, так и внутри клеток. К нейтрофилам, предынкубированным без или с антиоксидантами, добавляли 5 мкM люминола (Sigma-Aldrich) и стимулировали их 20 нM ФMА. Сразу после стимуляции анализировали АФК-зависимую ХЛ в течение 1 ч при 37 oC на микроплашечном хе-милюминометре Lucy 1 (Anthos Labtec, Австрия). Оценивали следующие параметры: площадь, занимаемую кривыми спонтанной и ФMА-стимулированной ХЛ, а также кривыми ХЛ, полученными при добавлении различных доз антиоксидантов и ФMА. Степень подавления ХЛ выражали в процентах относительно ФMА-стимулированного выхода АФК.
Индукция и иммунофлуоресцентное окрашивание нейтрофильных ловушек. Для обнаружения нейтрофильных ловушек использовали флуоресцентную микроскопию. Свежевыделенные нейтрофилы (105/мл) в ПКС адгезировали на круглых покровных стеклах, находящихся в 24-луночном планшете, в течение 30 мин при 37 oC. Нейтрофилы предынку-бировали в лунках с антиоксидантами или средой (контроль) в течение 30 мин при 37 oC и 5% СО2. Образование ловушек индуцировали 20 нM ФMА в течение 3 ч. Препараты без добавления ФMА служили контролем. После стимуляции НЕТоза клетки фиксировали в лунках в растворе 4% параформальдегида (Sigma) в течение 15 мин при комнатной температуре. Удаляли супернатант и осторожно промывали стекла в PBS три раза по 5 мин. Препараты окрашивали Syber Green (Invitrogen) в течение 10 мин в темноте. После промывания препаратов дистиллированной водой их погружали в Moviol (ProLong Gold, Molecular Probes) и анализировали с использованием флуоресцентного микроскопа Leica DM LB (Leica Microsystems, Германия). Фотографирование препаратов проводили с помощью камеры Leica DG300F.
Подсчет нейтрофильных ловушек. Количественная оценка нетотических нейтрофилов проводилась с использованием флуоресцентной микроскопии, как описано ранее [9]. Подсчитывали общее число клеток и число нетотических клеток в каждом поле зрения и оценивали процент НЕТоза в нескольких полях зрения. Для каждого антиоксиданта было поставлено не
ОРИГИНАЛЬНЫЕ СТАТЬИ
•4 . - * *
. V ^ > * -
* • • • : >
* л «•
» ' • с • * •
» 0
■ 4
У . »
V " • à
* . f. « • • » * ¥ **
> Ч< ф .
• « s *
Рис. 3. Оценка влияния антиоксидантов на НЕТоз с использованием метода флуоресцентной микроскопии.
Свежевыделенные нейтрофилы предынкубировали в присутствии или в отсутствие антиоксидантов в течение 30 мин при 37 oC. НЕТоз индуцировали 20 нМ ФМА в течение 3 ч при 37 0С. После фиксации клеток 4% параформальдегидом ДНК окрашивали Syber Green и далее погружали препараты в Moviol.
I. а - нестимулированные нейтрофилы (контроль); б - нейтрофилы, стимулированные 20 нМ ФМА; в - нейтрофилы, предынкубирован-ные в присутствии 500 мкМ TEMPOL и стимулированные ФМА; г - нейтрофилы, предынкубированные в присутствии 500 мкМ Trolox и стимулированные ФМА; д - нейтрофилы, предынкубированные в присутствии 500 мкМ Tiron и стимулированные ФМА. Можно видеть фибриллы хроматина (прямые стрелки); нетотические нейтрофилы с деконденсированным хроматином (волнистые стрелки); интактные нейтрофилы (обрезанные стрелки). Фотографии получены с помощью микроскопа Leica DM LB (Leica Microsystems, Германия) и камеры Leica DC300F. Увеличение х 10. Масштаб 25 мкм.
менее трех экспериментов с тремя различными донорами, а для каждой концентрации вещества анализировали не менее 1000 нейтрофилов.
статистическая обработка. Статистическую обработку данных проводили с помощью программ Excell 2003 (Microsoft, США), а также с исполь-
ORIGINAL ARTICLE
80-1 70-
■D
I 60
à 50
1 40 <d
3020-
ш X
10-
-ФМА
T
Контроль
80-
70-
С 60-
s
-8-
о о. 50-
1-
ф I 40-
ф
s
х о 30-
0)
т
1 20-
ш
I ю-
о-
90 -
SP 80 -
100 200 500 TEMPOL, mkM
+ФМА
1000
i/77/j
Контроль
200 Trolox, mkM
500
1000
è 70
s
% 60 a.
% 50
I
® 40-
■XL
œ 30
20 10
+ФМА
Контроль
200 500 Tiron, mkM
1000
2000
Рис. 3. II. Графическое представление действия антиоксидантов TEMPOL (а), Trolox (б) и Tiron (в) на НЕТоз.
Процент нетотических нейтрофилов подсчитывали, как описано в методах. Данные представлены в виде средней±SD для трех независимых экспериментов (n = 3). *** -p < 0,001; нз - не значимо по сравнению с ФМА-стимулированными клетками.
Белые столбцы - нестимулированные нейтрофилы; черные столбцы -нейтрофилы, стимулированные 20 нМ ФМА; серые столбцы - нейтро-филы, предынкубированные в присутствии различных концентраций антиоксидантов и стимулированные ФМА.
зованием одномерного дисперсионного анализа (ANOVA), сопровождаемого тестом множественного сравнения Бонферрони для оценки различий между группами.
результаты
Исследуемые антиоксиданты не оказывают токсического действия на нейтрофилы человека в системе in vitro. Для оценки токсического действия исследуемых антиоксидантов свежевыделенные нейтрофилы инкубировали в их присутствии в течение 3 ч. Ни одно из веществ не оказывало токсического эффекта на клетки (не показано).
влияние TEMPOL, Trolox и Tiron на ФМА-стимулированную люминолзависимую хемилюминесценцию нейтрофилов человека. Образование внутри- и внеклеточных АФК определяли с помощью люминолзависимой ХЛ при активации клеток ФМА в присутствии или в отсутствие антиоксидантов. Следует отметить, что продукт, образуемый МПО во время респираторного взрыва, HClO, является активным медиатором образования нейтрофильных ловушек [7]. Таким образом, при активации люминолзависи-мой ХЛ с помощью ФМА мы анализировали выход суммарных АФК, HClO и HO [22, 23].
В представленной работе показано, что TEMPOL, Trolox и Tiron значительно и дозозависимо ингибиру-ют выход нейтрофильных активных форм кислорода (рис. 2, а—в), что указывает на их способность нейтрализовать МПО-зависимые АФК. Нейтрофилы, не стимулированные ФМА и инкубированные с антиок-сидантами, не обнаруживают неспецифической лю-минолзависимой ХЛ (не показано).
Действие TEMPOL, Trolox и Tiron на ФМА-индуцированный нЕТоз нейтрофилов человека. Поскольку разнообразные химические и биологические факторы индуцируют у нейтрофилов человека НЕТоз, зависимый от активных форм кислорода [7, 8, 15], антиоксиданты, способные снижать образование АФК, должны также подавлять АФК-зависимый выброс ловушек. В настоящем исследовании нейтрофилы человека предынкубировали в течение 30 мин с антиоксидантами, после чего НЕТоз индуцировали 20 нМ ФМА в течение последующих 3 ч. Нейтрофилы окрашивали Syber Green и регистрировали флуоресценцию красителя с помощью флуоресцентной микроскопии.
Результаты флуоресцентного анализа показали, что нейтрофилы, не стимулированные ФМА, не обнаруживают признаков НЕТоза, и их ядра имеют типичную сегментарную форму. Стимуляция нейтрофилов 20 нМ ФМА в течение 3 ч приводит к образованию от 40 до 90% нетотических клеток в зависимости от донора. Предобработка клеток антиоксидантами TEMPOL и Trolox перед стимуляцией ФМА ведет к дозозависимому подавлению НЕТоза нейтрофилов человека (рис. 3, I (в-г) и II (а-б)). Tiron не оказывает подавляющего действия на ФМА-индуцированный НЕТоз во всем диапазоне исследуемых концентраций (рис. 3, I (д) и II (в)).
ОРИГИНАЛЬНЫЕ СТАТЬИ
Обсуждение
В представленной работе было исследовано влияние веществ с установленной антиоксидантной активностью, TEMPOL, Trolox и Tiron, на АФК-зависимый НЕТоз первичных нейтрофилов человека в системе in vitro. Антиоксидантное действие исследованных веществ обусловлено их способностью нейтрализовать супероксидные анион-радикалы (О2), гидрок-сильные радикалы (ОН) и гипохлорит-анионы (OCl), а также прямым ингибиторным действием на АФК-образующий фермент, МПО.
TEMPOL (4-hydroxy-TEMPO) относится к группе низкомолекулярных веществ, нитроксидов. Нитрок-сиды представляют собой стабильные свободные радикалы, осуществляющие ряд антиоксидантных эффектов в системе in vitro. Было показано, что ни-троксиды: 1) действуют как миметики супероксид-дисмутазы (SOD); 2) нейтрализуют радикалы (например, NO2', тиол- и углеродсодержащие радикалы); 3) восстанавливают гем-содержащие белки [19].
M. Rees и соавт. [20] показали, что TEMpOL обладает способностью ингибировать синтез HC1O ней-трофилов человека в присутствии физиологических концентраций Cl-. Такое ингибирование происходит за счет одноэлектронного окисления нитроксида модифицированной формой фермента, МПО I, образованию и накоплению другой модифицированной формы, МПО II, что приводит к остановке каталитического цикла фермента. И хотя внутриклеточные О2- могут препятствовать этому процессу, SOD-миметическая активность нитроксида способна нейтрализовать действие супероксида. Таким образом, нитроксид TEM-POL помимо антиоксидантной активности обладает недавно открытой способностью модулировать ферментативные реакции МПО [20], тем самым снижая синтез HOcl в физиологических условиях.
В настоящей работе мы показали антиоксидантное действие Trolox на МПО-зависимые АФК, а также его ингибирующее влияние на ФМА-стимулированный НЕТоз первичных нейтрофилов человека. Trolox представляет собой синтетический водорастворимый аналог а-токоферола. Так же как и а-токоферол, он входит в группу биологически активных веществ, витаминов Е, включающую токоферолы и токотриенолы [24]. Токоферолы ингибируют перекисное окисление липидов благодаря захвату липидных пероксильных радикалов. Кроме того, токоферолы и токотриенолы способны гасить синглетный кислород (1О2) и медленно взаимодействовать с супероксидными анион-радикалами [25]. Ранее было показано [26], что Trolox по антиоксидант-ным свойствам превосходит а-токоферол благодаря способности включаться как в водные, так и в липид-содержащие компартменты клетки. Учитывая вышеупомянутые преимущества Trolox над а-токоферолом, не приходится удивляться, что последний не вызывал подавления ФМА-стимулированных АФК и НЕТоза у нейтрофилов человека, как было показано в работе Кирхнер и соавт. [18]. Кроме того, в этом исследовании а-токоферол добавляли в концентрации 50 мкм, в то время как мы титровали Trolox в диапазоне 100-2000
мкм, что могло существенно повлиять на его антиокси-дантные свойства.
Tiron является проникающим в клетки эффективным антиоксидантом и относится к группе веществ, называемых спиновыми ловушками. Его антиокси-дантное действие связано со способностью нейтрализовать супероксидные анион-радикалы, гидроксиль-ные радикалы и гипохлорит-анионы. Полученный в настоящей работе эффект подавления люминолзави-симой ХЛ обусловлен, по-видимому, именно этой его активностью. В нашей работе мы также убедились, что Tiron не оказывает подавляющего действия на ФМА-индуцированный НЕТоз в исследуемом диапазоне концентраций.
Таким образом, в настоящем исследовании показано, что ряд веществ с антиоксидантной активностью (TEMPOL, Trolox и Tiron) ингибирует выход ФМА-стимулированных АФК у первичных нейтрофилов человека. Антиоксиданты TEMPOL и Trolox дозозависимо ингибируют НЕТоз в сходном диапазоне концентраций, и, следовательно, обе активности коррелируют между собой. Tiron ни в одной из исследованных доз не подавляет НЕТоз. По-видимому, это соединение необходимо добавлять в значительно больших концентрациях или увеличивать время инкубации, чтобы увидеть ингибирование НЕТоза. Поэтому мы полагаем, что Trolox и TEMPOL могут быть рекомендованы для терапии ряда аутоиммунных и воспалительных заболеваний, в патогенезе которых АФК-зависимый НЕТоз играет существенную роль. Исследование не имело спонсорской поддержки. Авторы заявляют об отсутствии конфликта интересов.
литература
1. Nathan C. Neutrophils and immunity: challenges and opportunities. Nat. Rev. Immunol. 2006; (6): 173-82.
2. Воробьева Н.В., Муругин В.В., Кулаков В.В., Пинегин Б.В. Ингибиторный анализ активности NADPH-оксидазы в хемоаттрактант-индуцированной дегрануляции нейтрофилов человека. Иммунология. 2012; 33 (1): 11-6.
3. Brinkmann V., Zychlinsky A. Neutrophil extracellular traps: is immunity the second function of chromatin? J. Cell Biol. 2012; (198): 773-83.
4. Vorob'eva N.V., Pinegin B.V. Neutrophil extracellular traps: Mechanisms of formation and role in health and disease. Biochemistry (Moscow). 2014; 79 ( ): 1286-96. (DOI) 10.1134/ S0006297914120025.
5. Brinkmann V., Reichard U., Goosmann C., Fauler B., Uhlemann Y., Weiss D.S. et al. Neutrophil extracellular traps kill bacteria. Science. 2004; 303: 1532-5.
6. Steinberg B.E., Grinstein S. Unconventional roles of the NADPH oxidase: signaling, ion homeostasis, and cell death. Sci. STKE. 2007; 2007: pe11.
7. Kirchner Т., Möller S., Klinger M., Solbach W., Laskay Т., Behnen M. The impact of various reactive oxygen species on the formation of neutrophil extracellular traps. Mediat. Inflamm. 2012; 849 136.
8. Parker H., Winterbourn C.C. Reactive oxidants and myeloperoxidase and their involvement in neutrophil extracellular traps. Front. Immunol. 2013; 3: 424.
9. Papayannopoulos V., Metzler K.D., Hakkim A., Zychlinsky A. Neutrophil elastase and myeloperoxidase regulate the formation of neutrophil extracellular traps. J. Cell Biol. 2010; 191: 677-91.
10. Kessenbrock K., Krumbholz M., Schönermarck U., Back W., Gross W.L., Werb Z. et al. Netting neutrophils in autoimmune small-vessel
vasculitis. Nat. Med. 2009; 15: 623-5.
11. Hakkim A., Fürnrohr B.G., Amann K., Laube B., Abed U.A., Brinkmann V. et al. Impairment of neutrophil extracellular trap degradation is associated with lupus nephritis, Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 2010; 107: 9813-8.
12. Khandpur R., Carmona-Rivera C., Vivekanandan-Giri A., Gizinski A., Yalavarthi S., Knight J.S. et al. NETs are a source of citrullinated autoantigens and stimulate inflammatory responses in rheumatoid arthritis. Sci. Transl. Med. 2013; 5: 178ra40.
13. Villanueva E., Yalavarthi S., Berthier C.C., Hodgin J.B., Khandpur R., Lin A.M. et al. Netting neutrophils induce endothelial damage, infiltrate tissues, and expose immunostimulatory molecules in systemic lupus erythematosus. J. Immunol. 2011; 187: 538-52.
14. Lin A.M., Rubin C.J., Khandpur R., Wang J.Y., Riblett M., Yalavarthi S. et al. Mast cells and neutrophils release IL-17 through extracellular trap formation in psoriasis. J. Immunol. 2011; 187: 490-500.
15. Pinegin B., Vorob'eva N., Pinegin V. Neutrophil extracellular traps and their role in the development of chronic inflammation and auto-immunity. Autoimmun. Rev. 2015; 14 (7): 633-40.
16. Воробьева Н.В. NADPH оксидаза нейтрофилов и заболевания, связанные с ее дисфункцией. Иммунология. 2013; 34 (4): 232-8.
17. Patel S., Kumar S., Jyoti A., Srinag B.S., Keshari R.S., Saluja R. et al. Nitric oxide donors release extracellular traps from human neutrophils by augmenting free radical generation. Nitric Oxide 2010; 22: 226-34.
18. Kirchner Т., Hermann E., Möller S., Klinger M., Solbach W., Laskay Т. et al. Flavonoids and 5-aminosalicylic acid inhibit the formation of neutrophil extracellular traps.Mediat. Inflamm. 2013; 2013: ID 710239.
19. Soule B.P., Hyodo F., Matsumoto K., Simone N.L., Cook J.A., Krishna M.C. et al. The chemistry and biology of nitroxide compounds. Free Radic. Biol. Med. 2007; 42: 1632-50.
20. Rees M.D., Bottle S.E., Fairfull-Smith K.E., Malle E., Whitelock J.M., Davies M.J. Inhibition of myeloperoxidase-mediated hypochlo-rous acid production by nitroxides. Biochem. J. 2009; 421: 79-86.
21. Воробьева Н.В., Голубева Н.М., Пинегин Б.В. Роль актинового цитоскелета в регуляции дегрануляции нейтрофилов человека, активированных опсонизированным зимозаном. Иммунология. 2014; 35 (3): 124-9.
22. Stevens P., Hong D. The role of myeloperoxidase and superoxide anion in the luminol- and lucigenin-dependent chemiluminescence of human neutrophils. Microchem. J. 1984; 30: 135-46.
23. Caldefie-Chezet F., Walrand S., Moinard C., Tridon A., Chassagne J., Vasson M.P. Is the neutrophil reactive oxygen species production measured by luminol and lucigenin chemiluminescence intra or extracellular? Comparison with DCFHDA flow cytometry and cytochrome c reduction. Clin. Chim. Acta. 2002; 319: 9-17.
24. Gutteridge J.M., Halliwell B. Free radicals and antioxidants in the year 2000. A historical look to the future. Ann. N. Y. Acad. Sci. 2000; 899: 136-47.
25. Brigelius-Flohe R., Traber M.G. Vitamin E: function and metabolism. FASEB J. 1999; 13: 1145-55.
26. Satoh K., Kadofuku Т., Sakagami H. Effect of Trolox, a synthetic analog of alpha-tocopherol, on cytotoxicity induced by UV irradiation and antioxidants. Anticancer Res. 1997; 17: 2459-63.
references
1. Nathan C. Neutrophils and immunity: challenges and opportunities. Nat. Rev. Immunol. 2006; 6: 173-82.
2. Vorob'eva N.V., Murugin V.V., Kulakov V.V., Pinegin B.V. Inhibitory analysis of NADPH-oxidase activity in the model of chemoat-tractant-induced degranulation of human neutrophils. Immunologiya. 2012; 33 (1): 11-6. (in Russian)
3. Brinkmann V., Zychlinsky A. Neutrophil extracellular traps: is immunity the second function of chromatin? J. Cell Biol. 2012; (198): 773-83.
4. Vorob'eva N.V., Pinegin B.V. Neutrophil extracellular traps: Mechanisms of formation and role in health and disease. Biochemistry (Moscow). 2014; 79 ( ): 1286-96. (DOI) 10.1134/ S0006297914120025.
5. Brinkmann V., Reichard U., Goosmann C., Fauler B., Uhlemann Y., Weiss D.S. et al. Neutrophil extracellular traps kill bacteria. Science. 2004; 303: 1532-5.
ORIGINAL ARTICLE
6. Steinberg B.E., Grinstein S. Unconventional roles of the NADPH oxidase: signaling, ion homeostasis, and cell death. Sci. STKE. 2007; 2007: pe11.
7. Kirchner Т., Möller S., Klinger M., Solbach W., Laskay Т., Behnen M. The impact of various reactive oxygen species on the formation of neutrophil extracellular traps. Mediat. Inflamm. 2012; 849 136.
8. Parker H., Winterbourn C.C. Reactive oxidants and myeloperoxidase and their involvement in neutrophil extracellular traps. Front. Immunol. 2013; 3: 424.
9. Papayannopoulos V., Metzler K.D., Hakkim A., Zychlinsky A. Neutrophil elastase and myeloperoxidase regulate the formation of neutrophil extracellular traps. J. Cell Biol. 2010; 191: 677-91.
10. Kessenbrock K., Krumbholz M., Schönermarck U., Back W., Gross W.L., Werb Z. et al. Netting neutrophils in autoimmune small-vessel vasculitis. Nat. Med. 2009; 15: 623-5.
11. Hakkim A., Fürnrohr B.G., Amann K., Laube B., Abed U.A., Brinkmann V. et al. Impairment of neutrophil extracellular trap degradation is associated with lupus nephritis, Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 2010; 107: 9813-8.
12. Khandpur R., Carmona-Rivera C., Vivekanandan-Giri A., Gizinski A., Yalavarthi S., Knight J.S. et al. NETs are a source of citrullinated autoantigens and stimulate inflammatory responses in rheumatoid arthritis. Sci. Transl. Med. 2013; 5: 178ra40.
13. Villanueva E., Yalavarthi S., Berthier C.C., Hodgin J.B., Khandpur R., Lin A.M. et al. Netting neutrophils induce endothelial damage, infiltrate tissues, and expose immunostimulatory molecules in systemic lupus erythematosus. J. Immunol. 2011; 187: 538-52.
14. Lin A.M., Rubin C.J., Khandpur R., Wang J.Y., Riblett M., Yalavarthi S. et al. Mast cells and neutrophils release IL-17 through extracellular trap formation in psoriasis. J. Immunol. 2011; 187: 490-500.
15. Pinegin B., Vorob'eva N., Pinegin V. Neutrophil extracellular traps and their role in the development of chronic inflammation and autoimmunity. Autoimmun. Rev. 2015; 14 (7): 633-40.
16. Vorobyeva N.V. NADPH oxidase of neutrophils and diseases associated with its disfunction. Immunologiya. 2013; 34 (4): 232-8. (in Russian)
17. Patel S., Kumar S., Jyoti A., Srinag B.S., Keshari R.S., Saluja R. et al. Nitric oxide donors release extracellular traps from human neutrophils by augmenting free radical generation. Nitric Oxide 2010; 22: 226-34.
18. Kirchner Т., Hermann E., Möller S., Klinger M., Solbach W., Laskay Т. et al. Flavonoids and 5-aminosalicylic acid inhibit the formation of neutrophil extracellular traps. Mediat. Inflamm. 2013; 2013: ID 710239.
19. Soule B.P., Hyodo F., Matsumoto K., Simone N.L., Cook J.A., Krishna M.C. et al. The chemistry and biology of nitroxide compounds. Free Radic. Biol. Med. 2007; 42: 1632-50.
20. Rees M.D., Bottle S.E., Fairfull-Smith K.E., Malle E., Whitelock J.M., Davies M.J. Inhibition of myeloperoxidase-mediated hypochlorous acid production by nitroxides. Biochem. J. 2009; 421: 79-86.
21. Vorob'eva N.V., Golubeva N.M., Pinegin B.V. Essential role of actin cytoskeleton in regulation of human neutrophil exocytosis induced with opsonized zymosan. Immunologiya. 2014; 35 (3): 124-9. (in Russian)
22. Stevens P., Hong D. The role of myeloperoxidase and superoxide anion in the luminol- and lucigenin-dependent chemiluminescence of human neutrophils. Microchem. J. 1984; 30: 135-46.
23. Caldefie-Chezet F., Walrand S., Moinard C., Tridon A., Chassagne J., Vasson M.P. Is the neutrophil reactive oxygen species production measured by luminol and lucigenin chemiluminescence intra or extracellular? Comparison with DCFHDA flow cytometry and cyto-chrome c reduction. Clin. Chim. Acta. 2002; 319: 9-17.
24. Gutteridge J.M., Halliwell B. Free radicals and antioxidants in the year 2000. A historical look to the future. Ann. N. Y. Acad. Sci. 2000; 899: 136-47.
25. Brigelius-Flohe R., Traber M.G. Vitamin E: function and metabolism. FASEB J. 1999; 13: 1145-55.
26. Satoh K., Kadofuku Т., Sakagami H. Effect of Trolox, a synthetic analog of alpha-tocopherol, on cytotoxicity induced by UV irradiation and antioxidants. Anticancer Res. 1997; 17: 2459-63.
Поступила 02.02.16 Принята в печать 18.02.16
