CC BY
6
3. Жамсаранова С. Д., Лебедева С. Н., Ляшенко В. А. // Гиг. и сан. - 1987. - № 5. - С. 80-81.
4. Жамсаранова С. Д., Лебедева С. Н., Ляшенко В. А. // Гигиена применения, токсикология пестииидов и полимерных материалов: Сб. науч. тр. ВНИИГИН-ТОКСа. - Киев, 1988. - Вып. 18. - С. 143-147.
5. Имельбаева Э. А., Теплова С. Н., Камилов Ф. X., Каю-мова А. Ф. // Журн. микробиол. — 1999. — № 6. — С. 67-70.
6. Имельбаева Э. А., Теплова С. Н., Камилов Ф. X. // Там же. - 2000 - № 2. - С. 60-63.
7. Иммунодефицитные состояния / Под ред. В. С. Смирнова, И. С. Фрейндлина. — СПб, 2000
8. Ковалев И. Е. // Хим.-фарм. журн. — 1980. — № 4. - С. 115-121.
9. Лебедева С. Н. Влияние пестииидов 2,4-дихлорфе-ноксиуксусной кислоты (2,4-Д) и карбофоса на иммунологическую реактивность организма животных: Автореф. дис. ... канд. биол. наук. — М., 1990.
10. Лопухин Ю. М. // ВИНИТИ. Итоги науки и техники, Сер. Иммунология. - М., 1982. - Т. 10. - С. 30-44.
11. Тессенов В. // Иммунологические методы / Под ред. X. Хримеля. - М., 1979. - С. 182-186.
12. Фрейдлин И. С. Использование культуры мышиных перитонеальных макрофагов в качестве моделей для изучения клеток мононуклеарной фагоцитарной системы организма и их изменений под влиянием
биологически активных веществ: Метод, рекомендации. - Л., 1976.
13. Цыремпилов П. Б. Действие 2,4-диметиламмониевой соли на иммунобиологическую реактивность организма животных: Автореф. дис.... канд. вет. наук. — Казань 1987
14. Cunningham А. Т. // Nature. - 1965. - Vol. 207. -P. 1106-1107.
15. Symoens J., Rosental M. // J. Reticuloendot. Soc. — 1977. - Vol. 21, N 3. - P. 175-221.
Поступила И. 02. 2002
Summary. A possibility to correct the immunodeficiency state, caused by herbicide 2.4-D (20 mg/kg of weight daily during 5 days), by using immunomodulators Levamisole (per-orally), Tactivinum (hypodermically) and Spleninum (hepo-dermically) in reactions Grafl-versus-Host (GH), Antibody-Forming Cells (AFG) and phagocytic activity of peritoneal macrophages in vivo and in vitro etc. was studied in experiments with 360 mice of lines CBA and F, (CBAxC57BI/6) weighing 18 to 22 g. It was established that Levamisole (2.5 mg/kg per body weight, for 1 to 3 days) and Tactivinum (0.2 mkg/ mouse, for I to 3 days) had an immunocorrecting effect in poisoning by 2.4-D. Spleninum (lOmcl/ mouse) corrected mainly the humoral chain in the immune response with the AFG recovery to the level observed in intact animals (controls). The data on the influence produced by the immunomodulators on the phagocytic activity in vitro correlated with such data obtained in vivo.
О КОЛЛЕКТИВ АВТОРОВ. 2003
УДК 615.322.03:616.36-02:547.412.133).015.4.076.9
В. Г. Спрыгин, Н. Ф. Куишерова, Ю. А. Рахманин
АНТИОКСИДАНТНОЕ ДЕЙСТВИЕ ОЛИГОМЕРНЫХ ПРОАНТОЦИАНИДИНОВ, ВЫДЕЛЕННЫХ ИЗ КАЛИНЫ, ПРИ ПОРАЖЕНИИ ПЕЧЕНИ ЧЕТЫРЕХХЛОРИСТЫМ УГЛЕРОДОМ И ПРОФИЛАКТИКЕ ЕГО ТОКСИЧЕСКОГО ЭФФЕКТА
Тихоокеанский океанологический институт им. В. И. Ильичева ДВО РАН, Владивосток; НИИ экологии человека и гигиены окружающей среды им. А. Н. Сысина РАМН, Москва
Свободные радикалы — одна из причин развития более 80% различных патологических состояний у человека
[16]. При этом избыточное оксидативное повреждение клеточных мембран различной локализации под действием активных форм кислорода является начальной стадией инициации и развития различных патологий [19], включая многочисленные дегенеративные заболевания
[17], отдельные виды рака [12], сердечно-сосудистые болезни [II], патологию печени [13]. Поэтому применение антиоксидантов — ловушек свободных радикалов — один из наиболее перспективных способов профилактики и зашиты организма от оксидативного повреждения и развития соответствующих патологических состояний.
Проантоцианидины являются высокоактивными растительными антиоксидантами полифенольной природы, проявляющими антибактериальное, антивирусное, антитоксическое, иммуностимулирующее, желчегонное и ге-патозащитное свойства [19]. Однако список видов растительного сырья, пригодного для получения препаратов с высоким содержанием проантоцианидинов, ограничен, что определяет перспективность поиска новых источников, особенно если они являются конечным бросовым продуктом в технологической цепи. Ранее было показано, что отходы при переработке ряда дальневосточных растений могут служить перспективными источниками получения препаратов олигомерных проантоцианидинов с высокой антирадикальной активностью [7].
Целью настоящей работы явилось изучение антиок-сидантных свойств препарата, представляющего собой комплекс олигомерных проантоцианидинов (КОПЦ), выделенных из калины (Viburnum opulis) (приоритетная справка на изобретение № 2001125776 от 20.09.01), в ус-
ловиях экспериментального токсического гепатита у крыс, вызванного четыреххлористым углеродом (ЧХУ). В качестве препарата сравнения использовали эталонный гепатопротектор "Легалон", представляющий собой комплекс флавоноидов из расторопши Silibinum mat-ianum [14] и стандартизованный КОПЦ из коры сосны (Pinus maritima) 'Пикногенол" [22].
КОПЦ выделяли из жмыха, остающегося после отжима сока калины (Viburnum opuli), который содержал косточки, кожицу и гребни (часть соцветия, освобожденная от ягод). Экстракт из жмыха калины получали методом реперколяции, т. е. обычным способом при приготовлении экстрактов из растительного сырья. Для этого жмых высушивали при температуре, не превышающей 50"С, и измельчали для ускорения и улучшения процесса экстракции. Измельченное сырье экстрагировали 40% этанолом при соотношении сырья и экстрагента 1:1. Полученный экстракт упаривали на роторном испарителе (t < 35"С) для удаления спирта и центрифугировали для освобождения от осадка. Полученное водное извлечение наносили на колонку, заполненную сефадексом LH-20 (800 х 28 мм) и уравновешенную дистиллированной водой (pH 5,5). Колонку элюировали 20% этанолом для удаления фенольных кислот и низкомолекулярных полифенолов, далее колонку промывали дистиллированной водой (5 объемов колонки). Фракцию олигомерных проантоцианидинов элюировали смесью ацетон:вода (70:30). Полученный элюат после упаривания под вакуумом для удаления ацетона центрифугировали, затем лио-филизовали и получали красновато-коричневый порошок. В полученном препарате определяли содержание общих полифенолов [25] и проантоцианидинов [26], ис-
Таблица I
Влияние растительных препаратов (КОПЦ, пикиогеиол, легален) на содержание нейтральных липндов в печени крыс после поражения ЧХУ (в % от суммы; М ± т)
Нейтральные липиды 1-я группа (контроль) 2-я группа (ЧХУ) 3-я группа (депривация) 4-я группа (депривация + КОПЦ) 5-я группа (депривация + пикногенол) 6-я группа (депривация + легалон)
хс 16,18 ± 1,16 20,87 ± 0,45" 18,76 ± 0,39* 16,60 ± 0,88 17,23 ± 0,58 15,09 ± 0,63
ежк 17,10 ± 0,19 19,85 ± 0,72** 20,90 ± 1,19** 17,55 ± 0,37 16,08 ± 0,54 16,81 ± 0,42
ТАГ 20,74 ± 1,30 24,90 ± 1,20* 24,40 ± 1,10* 19,68 ± 0,80 19,29 ± 0,52 19,35 ± 0,48*
эжк 17,11 ± 0,59 14,01 ± 0,67** 14,10 ± 0,34** 16,80 ± 0,39 19,45 ± 0,66 20,91 ± 0,50
эхе 18,37 ± 0,19 13,28 ± 0,75*** 15,10 ± 0,76*** 17,47 ± 0,52 17,66 ± 0,60 17,15 ± 0,54
Остаточная фракция 10,50 ± 0,50 7,18 ± 0,23 7,01 ± 0,18 11,90 ± 0,29 10,30 ± 0,31 10,69 ± 0,53
Примечание. Здесь и в табл. 2. Достоверные различия с контролем: одна звездочка — р < 0,05, две — р < 0,01, три — р < 0,001.
пользуя в качестве стандарта галловую кислоту ("Sigma", США) и проантоцианидин димер В1, любезно предоставленный др. Т. Takahashi ("Kyowa Hakko Kogyo Co Ltd", Япония).
Эксперимент проводили на крысах-самцах Вистар массой 130—180 г, содержавшихся на стандартном рационе питания. Исследования проводили на модели экспериментального острого гепатита, вызванного ЧХУ, который считается эталоном поражения печени с проявлением дисфункции органа за счет свободнорадикального поражения мембранных структур гепатоцитов. Крысам внутрижелудочно вводили 50% масляный раствор ЧХУ из расчета 1,25 мл/кг в течение 4 дней. Затем после последнего дня введения ЧХУ перорально вводили КОПЦ, пикногенол или легалон в дозе 100 мг/кг [6] 2 раза в день в течение 7 дней. КОПЦ и пикногенол вводили в виде водного раствора, а легалон — в виде взвеси в 0,5% крахмальном клейстере. Животные были разделены на 6 групп по 8 в каждой: 1-я — контрольная (интактные животные), 2-я — введение ЧХУ, 3-я — введение ЧХУ в течение 4 дней с последующей отменой (депривация) в течение 7 дней, 4-я — введение КОПЦ в течение 7 дней после ЧХУ, 5-я — введение пикногенола в течение 7 дней после ЧХУ, 6-я — введение легалона в течение 7 дней после ЧХУ. Животные в группе с депривацией после ЧХУ получали эквивалентное количество воды. Через 11 дней после начала эксперимента животных умерщвляли дислокацией шейных позвонков без повреждения шейной вены и определяли биохимические показатели в печени.
Экстракт общих липидов печени готовили традиционным методом [15] Полярные липиды разделяли методом двумерной тонкослойной хроматографии на стеклянных пластинках 6 х 6 см с суспензией силикагеля и гипса [27]. Использовали системы растворителей: 1-е направление — хлороформ, метанол, 28% аммиак (65:25:5 об/об); 2-е направление — хлороформ, ацетон, метанол, уксусная кислота, вода (30:40:10:10:5 об/об) [24]. Определение общих фосфолипидов и их отдельных фракций проводили по методу В. Е. Васьковского и соавт. [29]. Результаты выражали в процентах от суммы всех фракций. Для разделения неполярных липидов использовали
одномерную микротонкослойную хроматографию на си-ликагеле в системе растворителей гексан—серный эфир—уксусная кислота (90:10:1 об/об) [9]. Визуализацию хроматографических пластинок проводили в йодной камере. Идентификацию пятен липидов осуществляли с помощью коммерчески доступных очищенных стандартов.
Активность АлАТ в сыворотке крови определяли с помощью специальных наборов "Лахема" (Чехия). Вторичные продукты перекисного окисления липидов (ПОЛ), реагирующие с 2-тиобарбитуровой кислотой (малоновый диальдегид — МДА), определяли по методу М. С. Гончаренко и А. М. Латиновой [1]. Состояние системы антиоксидантной защиты (САОЗ) печени оценивали по уровню восстановленного глутатиона [21 [ и величине интегральной антирадикальной активности (ИАА) печени [23].
Результаты обрабатывали по параметрическому критерию Стьюдента (/), используя статистическую программу Instat (GraphPad Software Inc., США).
Введение ЧХУ в течение 4 дней вызвало у животных типичную картину токсического гепатита с изменением биохимических показателей, характеризующих уровень свободнорадикальных процессов в организме и обмен липидов в печени. Так, отмечалось двукратное увеличение содержания МДА (78,9 ± 3,5 нмоль/г против 39,7 ± 1,7 нмоль/'r в контроле; р < 0,001) в печени крыс, что свидетельствует о резкой активизации ПОЛ, инициируемом трихлорметилрадикалом, образующимся в результате реакции ЧХУ и цитохрома Р-450 [10]. Следствием этого является нарушение целостности структуры биологических мембран гепатоцитов. Данный факт подтверждается увеличением более чем в 20 раз активности АлАТ (43,2 ±1,8 мкмоль/мл/ч против 1,72 ±0,09 мкмоль/мл/ч в контроле; р< 0,001), являющейся ферментом—маркером цитолиза. Как следствие увеличения интенсивности свободнорадикальных процессов происходит напряжение клеточной САОЗ, выражающееся в некотором снижении уровня восстановленного глутатиона на 9% и достоверном снижении уровня ИАА печени на 40% (р < 0,01), что соответственно составляло
Таблица 2
Влияние растительных препаратов (КОПЦ, пикногенол, легалон) на содержание фракций фосфолипидов в печени крыс после поражения ЧХУ (в % от суммы; М ± т)
Фосфолипиды 1-я группа (контроль) 2-я группа (ЧХУ) 3-я группа (депривация) 4-я группа (деприна-ция + КОПЦ) 5-я группа (депривация + пикногенол) 6-я группа (леприва цня + легалон)
ФХ 43,15 ± 0,84 40,76 ± 1,36 37,25 ± 0,65*** 42,57 ± 0,73 44,89 ± 0,48 43,26 ± 0,56
ЛФХ 4,41 ± 0,50 6,30 ± 0,62* 7,63 ± 0.17**- 4,25 ± 0,40 3,16 ± 0,26 3,05 ± 0,34
см 11,00 ± 0.43 11,54 ± 0,28* 15,12 ± 0,23* 10,16 ± 0,29 11,64 ± 0,37 14,76 ± 0,57***
ФЭ 22,01 ± 0,45 20,56 ± 0,87 18,98 ± 0,43* 24,37 ± 0,82 21,53 ± 0,54 21,17 ± 0,76
ЛФЭ 2,68 ±0,19 4,30 ± 0,53* 5,40 ± 0,66*** 2,45 ± 0,18 2,15 ± 0,23 2,09 ± 0,42
ФС 4,55 ± 0,16 3,75 ± 0,12 2,97 ± 0,14 4,13 ± 0,35 4,00 ± 0,38 4,07 ± 0,62
ФИ 5,00 ± 0,10 4,25 ±0,17 4,38 ±0,11 5,13 ± 0,14 6.10 ± 0,50*** 5,35 ± 0,35***
ФК 3,20 ± 0,14 4,96 ± 0,38*** 4,98 ± 0,19*** 3,08 ± 0,37 3,10 ± 0,25 3,04 ± 0,40
ДФГ 4,14 ± 0,14 3,48 ± 0,14** 3,28 ± 0,20*** 4,15 ± 0,19 4,10 ± 0,33 3,60 ±0,17*
2,85 ±0,19 и 3,12 ±0,41 мкмоль/r тролокса против 3,13 ± 0,26 и 5,12 ± 0,31 мкмоль/г тролокса в контроле. Снижение ИАА печени, вероятно, обусловлено расходом низкомолекулярных антиоксидантов, таких как GSH, аскорбиновая кислота, витамин Е, на прерывание свобод-норадикальных процессов и поглощение свободных радикалов.
В спектре нейтральных липидов (табл. 1) отмечали увеличение содержания триацилглицерина (ТАГ), холестерина (ХС) и свободных жирных кислот (СЖК) в среднем на 15% (/> < 0,01). Одним из факторов повышения содержания ТАГ и СЖК является усиление периферического липолиза (стрессовая реакция на поступление ксенобиотика), в результате которого происходит выход жирных кислот и глицерина в печень из жировых депо с последующим их ресинтезом в ТАГ. Увеличение количества ХС обусловлено угнетением митохондриального окисления Ац-КоА в цикле Кребса. Одновременно происходило снижение этерифицированной формы указанных метаболитов: эфиров холестерина (ЭХС) на 7% (/> < 0,01) и эфиров жирных кислот (ЭЖК) на 18% (/> < 0,001). Такое соотношение липидных фракций свидетельствует о жировом перерождении печени в связи с нарушением ее этерифицирующей функции. Изменения в фосфолипидном спектре (табл. 2) сопровождались равнозначным увеличением в среднем на 50% содержания лизофосфатидилхолина (ЛФХ), лизофосфатидилэтано-ламина (ЛФЭ) (р < 0,05—0,001) и фосфатидной кислоты (ФК), обусловленные активированием фосфолипаз. При этом наблюдалась тенденция к снижению содержания основных структурных компонентов мембран — фосфа-тидилхолина (ФХ) и фосфатидилэтаноламина (ФЭ) — в среднем на 6—7%. Известно, что при активации свобод-норадикальных процессов в мембранах в первую очередь подвергаются окислению полиненасышенные жирные кислоты фосфатидов, что и вызывает уменьшение содержания соответствующих фракций 118]. Следует отметить достоверное уменьшение количества дифосфатидилглицерина (ДФГ) на 16% (р < 0,01) — основного фосфоли-пида митохондрий, необходимого для функционирования ферментов дыхательной цепи. Уменьшение количества метаболически активных фракций фосфатидилино-зита (ФИ) и фосфатидилсерина (ФС) в среднем на 15— 17% (р < 0,001) предполагает угнетение активности мем-браносвязанных транспортных АТФаз [8].
Таким образом, ЧХУ не только вызывает нарушение проницаемости мембран гепатоцитов, но и оказывает непосредственное влияние на метаболические реакции в печени, что проявляется в формировании жировой инфильтрации.
Через 7 дней после отмены ЧХУ (период депривации) в печени крыс большинство биохимических параметров не нормализовалось, более того, отмечалось еще большее отклонение от нормы ряда биохимических показателей, что свидетельствует о недостаточности собственных защитных сил организма противостоять развитию токсической патологии. Сохранялось повышенное на 65% содержание МДА (65,1 ± 2,7 нмоль/r; р < 0,001), указывающее на сохранение высокого уровня ПОЛ. Факт дальнейшего снижения содержания восстановленного глутатиона до 1,87 ± 0,16 мкмоль/г свидетельствовал об углублении процесса дестабилизации мембран и истощения клеточной САОЗ. На 33% (р < 0,05) ниже контроля зафиксирована ИАА печени (3,47 ± 0,42 мкмоль/г тролокса). Полученные результаты указывают на продолжение развития свободнорадикальных процессов. Это согласуется с увеличением активности АлАТ в 2 раза по сравнению с контролем (3,38 ±0,19 мкмоль/мл/ч; р < 0,001). В спектре нейтральных липидов сохранялось повышенное содержание ТАГ, СЖК и ХС. Также отмечалось достоверно низкое содержание ЭХС и ЭЖК, т. е. этерифицируюшая функция печени была подавлена.
Анализ фракционного состава фосфолипидов печени в период отмены ЧХУ (см. табл. 2, 3-я группа) показал, что содержание ЛФХ и ЛФЭ стало еще больше (в 2 раза
превысило контрольный уровень), что свидетельствует о дальнейшей активизации ПОЛ. Кроме того, сохраняющаяся высокая активность фосфолипаз обусловила увеличение содержания ФК на 55% (/> < 0,01). Содержание основных структурных компонентов мембран — ФХ и ФЭ претерпело дальнейшее снижение по сравнению с группой ЧХУ, а по сравнению с контролем достоверно снизилось в среднем на 14—16% (р < 0,05—0,001). Также уменьшилось количество ДФГ и ФС (р < 0,001). Обращает на себя внимание факт увеличения количества сфингомиелина (СМ) на 37% (/><0,001). По нашему мнению, это может быть защитной реакцией организма, так как СМ увеличивает вязкость и жесткость мембраны, снижая ее проницаемость |4].
Таким образом, данные по анализу липидного спектра печени указывают на продолжающееся и углубляющееся нарушения метаболических реакций даже в отсутствие токсичного агента.
При введении животным КОПЦ в период отмены ЧХУ (4-я группа) отмечалась нормализация всех исследуемых биохимических показателей. Восстановился ан-тиоксидантный статус организма: ИАА печени составляла 5,09 ± 0,32 мкмоль/г тролокса, восстановленного глутатиона — 3,09 ±0,18 мкмоль, что обусловливает благоприятные условия для реконструкции мембранных структур гепатоцитов. В пользу этого указывает снижение активности АлАТ в плазме крови до уровня ингакт-ного контроля (1,62 ± 0,09 мкмоль/мл/ч). Исследование липидного обмена показало, что соотношение фракций нейтральных липидов в печени соответствует таковому у контрольных животных. Факт увеличения содержания ЭЖК и ЭХС после лечения КОПЦ указывает на восстановление этерифицирующей функции печени. До контрольных значений снизилось количество ЛФХ и ЛФЭ при одновременном увеличении ФХ и ФЭ. Восстановилось соотношение метаболически активных фракций (ФК, ФИ, ФС, ДФГ), т. е. КОП Ц способствовал снятию токсического стресса.
При введении препаратов сравнения (пикногенола —
5-я группа и легалона — 6-я группа) также отмечалась нормализация большинства биохимических показателей, причем направленность их изменений была, как правило, аналогична для всех исследуемых препаратов. В первую очередь она характеризовалась снижением уровня свободнорадикальных процессов в печени и как следствие этого нормализацией состояния САОЗ. Так, содержание МДА при введении пикногенола составляло 48,2 ± 2,5 нмоль/г, а при введении легалона — 49,3 ± 2,6 нмоль/г, что на 25% (р < 0,001) меньше, чем в группе с чистой депривацией (3-я группа). Показателем, указывающим на восстановление САОЗ, может служить уровень восстановленного глутатиона (3,25 ±0,18 мкмоль/г в 5-й группе и 3,13 ± 0,19 мкмоль/г в 6-й группе), достоверно не отличающийся от контроля. Восстановление САОЗ при введении пикногенола и легалона сопровождалось и восстановлением структурной целостности мембранных структур гепатоцитов, что подтверждается полным соответствием величин активности АлАТ контрольному уровню (1,29 ± 0,09 мкмоль/мл/ч в 5-й группе и 1,83 ± 0,12 мкмоль/мл/ч в 6-й группе).
Введение пикногенола и легалона на фоне депривации, как и при введении КОПЦ, нормализовало соотношение фракций нейтральных липидов, что свидетельствует о восстановлении метаболических реакций в печени после поражения ЧХУ. Однако сравнивая изменения в содержании фосфолипидных фракций в печени крыс 4—
6-й групп, следует отметить, что при введении легалона сохранились достоверные отличия от контроля: содержание СМ выше на 34% (/> < 0,001), ДФГ - ниже на 13% (/> < 0,05), т. е. легалон оказался менее эффективным, чем КОПЦ и пикногенол, в восстановлении функции митохондрий и снятии токсического стресса.
Биохимический механизм восстановления функции печени с помощью КОПЦ, пикногенола и легалона после поражения ЧХУ, по нашему мнению, обусловлен ло-
кализацией проантоцианидинов в пределах липидного бислоя плазматической мембраны [28], следствием чего и является снижение ее проницаемости. Вероятность данного процесса обусловлена физико-химическими характеристиками мономеров проантоцианидинов (кате-хинов), а именно наличием в них гидроксильных групп с значением рК > 9 12], что обусловливает снижение скорости прохождения мембраны молекулами катехинов (проантоцианидинов) до I03 раз [3]. Восстановление САОЗ может быть обусловлено как сберегающим действием проантоцианидинов пикногенола и полифенолов лега-лона на уровень содержания низкомолекулярных эндогенных антиоксидантов [20], так и проявлением ими протонофорных свойств при обеспечении глугатионре-дуктазы протонами для восстановления глутатиона [5].
Все вышеизложенное определяет, что комплекс оли-гомерных проантоцианидинов, выделенных из жмыха калины, является эффективным препаратом, оказывающим выраженное гепатозащитное действие в условиях поражения печени ЧХУ. Полученные результаты хорошо согласуются с ранее проведенными исследованиями [7] о профилактическом применении данного препарата при воздействии ксенобиотиков. При этом основными биологическими эффектами является антиоксидантное и мембраностабилизирующее действие. Проантоцианиди-ны, выделенные из калины, не только не уступают по своей активности препарату "Легалон", но и превосходят его по ряду показателей.
Л итература
1. Гончаренко М. С., Латинова А. М. // Лаб. дело. — 1985.-№ 1. - С. 60-61.
2. Золотарев Е. К, Опанасенко В. К. // Свойства фла-воноидов и их функции в метаболизме растительной клетки. — Пущино, 1986. — С. 22—38.
3. Короленко Т. А. Биохимические аспекты лизосомо-тропизма. — Новосибирск, 1983.
4. Куликов В. А., Семенюк А. В., Колесникова Л. И. Пе-рекисное окисление липидов и холодовой фактор. — Новосибирск, 1988.
5. Кушнерова Н. Ф., Спрыгин В. Г., Фоменко С. Е. и др. // Гиг. и сан. - 2002. - № 1. - С. 57-60.
6. Скакун Н. П., Мосейчук И. П. // Врач. дело. - 1988.
- № 5. — С. 5-10.
7. Спрыгин В. Г., Кушнерова Н. Ф., Фоменко С. Е. и др. // Бюл. физиол. и патол. дыхания. — 2002. — №11.
- С. 50-53.
8. Рыбальченко В. К., Курский М. Д. Молекулярная организация и ферментативная активность биологических мембран. — Киев, 1977.
9. Amenta J. S. // J. Lipid Res. - 1964. - Vol. 5, № 2. -P. 270-272.
10. Brattin W. J., Glende E. A. J., Recknagel R. O. //). Free Radie. Biol. Med. - 1985. - Vol. 1, № 1. - P. 27-38.
11. Darley-Usmar V., Halliwell B. // Pharm. Res. - 1996.
- Vol. 13, № 5. - P. 649-662.
12. Dreher D., Junod A. F. // Eur. J. Cancer. - 1996. -Vol. 32A, № 1. - P. 30-38.
13. FeherJ., Lengyel G., Blazovics A. // Scand. J. Gastroenterol. - 1998. - Suppl. 228. - P. 38-46.
14. Flora K, Hahn M., Rosen #., Benner К // Am. J. Gastroenterol. - 1998. - Vol. 93, № 2. - P. 139-143.
15. Folch /, Less M., Sloane-Stanley G. H. // J. Biol. Chem.
- 1957. - Vol. 226, № 1. - P. 497-509.
16. Halliwell В., GutteridgeJ. M., Cross D. A. //J. Lab. Clin. Med. - 1992. - Vol. 119, № 6. - P. 598-620.
17. Hensley K, Robinson К A., Gabbita S. P. et al. // Free Radic. Biol. Med. - 2000. - Vol. 28, № 10. - P. 1456-1462.
18. Hogberg J. // Eur. J. Biochem. - 1973. - Vol. 37, № 1.
- P. 51-59.
19. Kendler B. S. // Nurse Pract. - 1995. - Vol. 20, № 7.
- P. 29-36.
20. Maffei Facino R., Carini M., Aldini G. et al. // Planta Med. - 1998. - Vol. 64, № 4. - P. 343-347.
21. Moron M. S., Depierre J. W., Mannervik В. 11 Biochini. Biophys. Acta. - 1979. - Vol. 582, № I. - P. 67-78.
22. Packer L., Rimbach G., Virgili F. // Free Radic. Biol. Med. - 1999. - Vol. 27, № 5-6. - P. 704-724.
23. Re R., Pellegrini N.. Proteggente A. et al. // Ibid. - 1999.
- Vol. 26, N? 9-10. - P. 1231-1237.
24. Rouser G., Kritchevsky G., Yamamoto A. // Lipid Chromatographic Analysis. — New York, 1967. — Vol. 1. — P. 99-162.
25. Singleton V. L., Orthofer R., Lamuela-Raventos R. M. // Oxidants and Antioxidants, Pt. A. — San Diego, 1999.
- P. 152-178.
26. Sun B. S., Ricardo-da-Silva J. M., Spranger I. //J. Agric. Food Chem. - 1998. - Vol. 46, № 10. - P. 4267— 4274.
27. Svetashev V. /., Vaskovsky V. E. //J. Chromatogr. — 1972. - Vol. 67, № 2. - P. 376-378.
28. Tsuchiya H. // Pharmacology. - 1999. - Vol. 59, № I.
- P. 34-44.
29. Vaskovsky V E., Kostetsky E. Y., Vasenden I. M. // J. Chromatogr. - 1975. - Vol. 114, № 1. - P. 129-141.
Поступила 29.11.02
Summary. The efTect of a set of oligomeric anthocyani-dins, isolated from viburnum, produced on the indices of lipid metabolism, lipid peroxidation (LPO) and on the hepatic antioxidant system in rats, who were subjected to the impact of carbon tetrachloride (CTC), was studied versus such efTect exerted by preparations "Piknogenol" and "Legalon". The set of oligomeric anthocyanidins had a pronounced antitoxic and antioxidant action preventing the development of fat infiltration of the liver. The discussed preparation inhibited the processes of LPO, it normalized the level of antiradical hepatic activity and had a pronounced glutathione-saving effect, which is preconditioned by the biological activity of oligomeric anthocyanidins (traps for free radicals). The preparation can be used in prevention and treatment of toxic hepatic lesions.
о в. Л. СГАРОДУМОВ. 2003 УДК 613.22:615.31:546.815/.8191.099
В. Л. Стародумов
ДЕФИЦИТ НУТРИЕНТОВ КАК ВОЗМОЖНОЕ УСЛОВИЕ РАЗВИТИЯ ИНТОКСИКАЦИИ, ВЫЗВАННОЙ ВОЗДЕЙСТВИЕМ МАЛЫХ ДОЗ СВИНЦА
Ивановская государственная медицинская академия
Анализ результатов медицинского обследования детей-дошкольников в Иванове показал, что у определенного их числа нельзя исключить развития преморбидных состояний, обусловленных воздействием загрязнителей окружающей среды, в частности свинца, и даже скрытых форм отравления металлом [3, 4]. Такие эффекты, как мембрано- и нейротоксические, повышение уровня ко-
пропорфирина в моче, характерные для воздействия свинца, у детей проявлялись чаще, чем изменения вегетативной реактивности и снижение неспецифической резистентности. Расчетное превышение ПДК,.,. свинца в атмосферном воздухе города преимущественно вследствие выбросов автотранспорта, работающего на этилированном бензине, не превышало 2. При этом содержание
