CC BY
194
ФИЗИОЛОГИЯ, БИОХИМИЯ, БИОФИЗИКА
УДК 577.112.7
М. Н. Берлов, Е. А. Шехова, А. В. Соколов, В. Б. Филимонов, В. Н. Кокряков
ВЗАИМОДЕЙСТВИЕ МАННОЗО-СВЯЗЫВАЮЩЕГО ЛЕКТИНА И МИЕЛОПЕРОКСИДАЗЫ
Введение
Маннозо-связывающий лектин (МСЛ) является одной из ключевых рецепторных молекул системы врожденного иммунитета. В рамках врожденного иммунитета распознавание патогенных микроорганизмов осуществляется благодаря наличию в составе их молекул высококонсервативных структур — патоген-ассоциированных молекулярных паттернов. МСЛ относится к группе паттерн-распознающих рецепторов и представляет собой лектин С-типа, связывающий свои лиганды в присутствии ионов кальция [1-3]. МСЛ — сывороточный белок, синтезируемый гепатоцитами. Помимо D-маннозы, МСЛ также распознает остатки Ь-фукозы, М-ацетил^-глюкозами-на и, с меньшей аффинностью, D-глюкозы, но не взаимодействует с остатками галактозы и их производными. В составе олиго- и полисахаридов МСЛ способен связывать только терминально локализованные остатки моносахаров, что определяет его специфичность по отношению к углеводным структурам, экспонированным на поверхности микробных клеток, так как гликопротеины млекопитающих содержат олигосаха-ридные цепи, несущие на конце, как правило, производные остатков галактозы или сиаловые кислоты. Связывание МСЛ с микробными мишенями приводит к активации системы комплемента по лектиновому пути, МСЛ также опсонизирует клетки микроорганизмов, способствуя их фагоцитозу [1-4].
Молекула МСЛ является гомоолигомером. Гликозилированная полипептидная цепь с молекулярной массой около 32 кДа содержит ряд доменов: М-концевой цистеин-богатый домен, коллагеноподобный домен, шеечный домен и С-концевой углевод-рас-познающий домен. Три полипептидные цепи объединяются в олигомер первого порядка благодаря образованию тройной спирали в области коллагеноподобного домена. За счет образования межцепочечных дисульфидных связей в области цистеин-богатого домена олигомеры первого порядка (от 2 до 6) формируют более сложную структуру («букет тюльпанов»), напоминающую структуру СЦ компонента комплемента [2, 3, 5].
© М. Н. Берлов, Е. А. Шехова, А. В. Соколов, В. Б. Филимонов, В. Н. Кокряков, 2011
Функционально молекула МСЛ в лектиновом пути активации комплемента также соответствует молекуле C1q классического пути. Однако если C1q связывает молекулы иммуноглобулинов (антител) в составе иммунных комплексов с антигенами, то МСЛ непосредственно распознает молекулярные компоненты микробов [1-4, 6]. При этом только поливалентное связывание с мишенью оказывается достаточно прочным для того, чтобы активировать систему комплемента [2, 3].
Хотя наличие терминально локализованных маннозных остатков не характерно для олигосахаридных цепей гликопротеинов млекопитающих, в ряде случаев оно имеет место, поэтому можно предположить, что МСЛ будет взаимодействовать с данными гликопротеинами. Первым примером доказательства взаимодействия такого рода стала работа, в которой было показано, что сывороточный а2-макроглобулин может быть лигандом для МСЛ благодаря наличию терминальных маннозных остатков в структуре его молекулы [7].
Еще одним примером гликопротеина млекопитающих, содержащего терминальные маннозные остатки в своей структуре, является миелопероксидаза (МПО) [8, 9]. Интересно в связи с этим отметить, что так же, как и МСЛ, МПО является одним из важных молекулярных факторов системы врожденного иммунитета, а именно ее эффекторного звена. МПО — фермент группы оксидоредуктаз (К. Ф. 1.11.1.7), который катализирует образование токсичных для микробов молекул в реакции окисления перекисью водорода различных субстратов: галогенидов (Cl-, I-, Br-), тиоционата (SCN-). В частности, в реакции с участием хлорида образуется гипохлорит — HOCl [10, 11]. МПО способна также осуществлять окислительную модификацию бактериальных белков напрямую, окисляя остатки тирозина и цистеина [12, 13].
МПО — компонент азурофильных гранул лейкоцитов, в ходе фагоцитоза бактерий нейтрофилами секретируется в фаголизосомную вакуоль, где участвует непосредственно в инактивации микроорганизмов, но может также в процессе воспаления высвобождаться и во внеклеточную среду [1, 10].
В связи с темой данной работы интересно отметить, что строение молекулы МПО является потенциально благоприятным для поливалентного связывания с МСЛ за счет углевод-лектиновых взаимодействий. Молекула МПО состоит из двух одинаковых протомеров, соединенных дисульфидной связью, каждый из которых, в свою очередь, содержит две полипептидные цепи: большую (а) и малую (в), при этом каждая а-цепь включает по 5 олигосахаридных компонентов [10, 11].
Мы предположим, что МПО и МСЛ способны взаимодействовать с формированием комплекса. Такой комплекс может играть важную роль в реакциях врожденного иммунитета, совмещая рецепторные и эффекторные функции в физически единой структуре. Целью данной работы было изучение взаимодействия МПО и МСЛ in vitro.
Методы исследования
Выделение маннозо-связывающего лектина. МСЛ человека выделяли из плазмы больного подагрой по модифицированному нами методу С. Тана и соавторов [14]. Замороженную цитратную плазму получали после процедуры плазмафереза в отделении детоксикации ВМА, г. Санкт-Петербург. После размораживания плазмы добавляли CaCl2 до конечной концентрации 20 мМ, инкубировали 18 ч при +4° C для формирования фибринового сгустка. Сыворотку отделяли 30 мин центрифугированием при 3000 g
при температуре +4° C, затем к надосадочной жидкости добавляли ПЭГ 3350 до конечной концентрации 7% и инкубировали 2 ч при +4° C. Пробу центрифугировали при тех же условиях, удаляли надосадочную жидкость и растворяли осадок в буфере 1 (0,05 М Трис-HCl, 1 М NaCl, 0,05% Tween-20, pH 7,7), содержащем 20 мМ CaCl2. Объем буфера брали в два раза меньше исходного объема плазмы. Нерастворимый материал удаляли центрифугированием в течение б0 мин при 10 000 g при температуре +4o C и фильтрацией через пре-фильтр AP 15047 00 (“Millipore”). К пробе добавляли маннан-агарозу (“Sigma”) из расчета 0,5 мл маннан-агарозы на 100 мл пробы и инкубировали 2 ч при +4° C. Маннан-агарозу с сорбированным МСЛ собирали на фильтре Шотта и промывали буфером 1, содержащим 20 мМ CaCl2, до нулевых значений А280 в оттекающем с фильтра растворе. Десорбцию МСЛ осуществляли буфером 1, содержащим 10 мМ ЭДТЛ. Процесс десорбции контролировали по А280 в элюате. Полученную фракцию МСЛ с примесями диализовали против 0,1 М бикарбоната аммония, концентрировали с помощью прибора для вакуумной сушки SpeedVac Savant и подвергали гель-фильтрации на колонке с сефадексом G-200 Fine, используя 0,3 М бикарбонат аммония в качестве элюирующего раствора. Фракции, содержащие МСЛ, подвергали трехкратной процедуре концентрирования на приборе SpeedVac Savant с разведением дистиллированной водой между циклами. К пробам, сконцентрированным до объема 0,3-0,5 мл, добавляли 1 M Трис-HCl буфер, pH 7,4 до конечной концентрации 0,15 М. Для удаления примеси специфичных к маннанам иммуноглобулинов M пробы пропускали через колонку с анти-IgM-агарозой (“Sigma”). Связавшиеся на колонке иммуноглобулины элюировали буфером, содержащим 0,08 М глицина, 0,02 М HCl, 0,1 М NaCl, pH 3,0. Концентрацию очищенного МСЛ определяли, используя известную величину поглощения 1%-ного раствора белка при X = 280 нм (7,2) [15].
Выделениемиелопероксидазы. Для выделения МПО из лейкоцитов человека проводили экстракцию белков методом многократного замораживания-оттаивания и гомогенизации, как описано ранее [1б]. Для последующей очистки МПО использовали методы хроматографического разделения на сефадексе G-150 и КМ-целлюлозе [17]. В работе, посвященной изучению межмолекулярных взаимодействий, мы считали важным проводить эксперименты с препаратом МПО, полученным без использования детергента ЦТДБ (бромистый цетилтриметиламмоний), так как ранее было показано, что препараты МПО, полученные в присутствии либо в отсутствии данного детергента отличаются по способности взаимодействовать с липопротеинами высокой плотности [18].
Выделение церулоплазмина. Церулоплазмин получали с помощью аффинной хроматографии на протамин-сефарозе с соотношением A610 /A280 > 0,045, характерным для гомогенных препаратов этого белка [19].
Выделение трансферрина. Трансферрин выделяли из плазмы крови после насыщения белка Fe3+ с помощью хроматографии на DEAE-Toyopearl и UNO-S-Sphere и гель-фильтрации на Sephacryl S-200 HR [20].
Выделение лизоцима. Лизоцим из лейкоцитов человека получали методом, включающим экстракцию катионных белков из клеток в присутствии ЦТДБ [21], ионообменную хроматографию на КМ-целлюлозе и гель-фильтрацию на сефадексе G-75.
Использованный в работе препарат БСA является коммерческим препаратом, произведенным фирмой “Sigma”.
Реакцию прямой гем-агглютинации проводили в лунках круглодонного 9б-луноч-ного планшета, применяя для разведения образцов 0,15 М Трис-HCl буфер (pH 7,4),
б5
содержащий или не содержащий 10 мМ СаС12. В лунки вносили 25 мкл 2%-ной суспензии эритроцитов кролика и 25 мкл пробы и инкубировали 30 мин при комнатной температуре. Результаты оценивали визуально.
Электрофоретические методы. Спектр белков в различных фракциях, а также гомогенность полученных препаратов оценивали с помощью электрофореза в 16%-ном ПААГ в присутствии додецилсульфата натрия (SDS) по методу Г. Шаггера и Г. фон Джа-гова [22].
Для изучения взаимодействия белков использовали электрофорез в 4-10%-ном градиентном ПААГ без детергентов (верхний гель — 4%-ный ПААГ); буфер в геле содержал 0,181 М Трис, 0,15 М ацетат, pH 7,4, электродный буфер — тот же буфер, разбавленный в 5 раз. В таких условиях концентрация ионов Трис+ в геле составляет 0,15 М, поэтому значения pH и ионной силы соответствовали значениям, характерным для физиологических условий. Раствор для проб представлял собой 7%-ный глицерин и 0,1 мМ ксиленоцианол (лидирующий краситель) в буфере, содержащем 0,181 М Трис, 0,15 М ацетат, pH 7,4. Электрофорез проводили при напряженности 25 В/см с постоянным охлаждением геля рециркулирующей водой, сопряженной с ледяной баней; направление электрофореза — от катода к аноду. Каждые 25-30 мин подачу напряжения приостанавливали и производили замену электродного буфера. Общее время проведения электрофореза — около 2,5 ч.
Белковые зоны после проведения электрофореза выявляли с помощью красителя Кумасси G-250. Для выявления МПО использовали также хромогенную смесь субстратов — 0,01%-ный о-дианизидин и 50 мкМ Н202 в 60 мМ натрий-фосфатном буфере, рН 5,8 [23]. Исходный раствор о-дианизидина готовили на этаноле (2 мг/мл).
Результаты исследования
Результаты процедуры выделения МСЛ представлены на рис. 1-4. Из рис. 1 видно, что после этапа аффинной хроматографии на маннан-агарозе в пробе присутствуют три мажорных компонента, один из которых в условиях электрофореза в присутствии SDS характеризуется молекулярной массой 32 кДа (что соответствует молекулярной массе полипептидной цепи МСЛ), а другой — около 26 кДа. Как было показано в дальнейшем, данный компонент также содержит изоформу МСЛ, образующуюся, по всей видимости, в результате протеолиза исходной молекулы. Высокомолекулярный компонент (около 85 кДа) содержит тяжелую цепь иммуноглобулинов. Примеси, сохраняющиеся в пробе на данном этапе процедуры очистки, были удалены в ходе гель-фильтрации (рис. 2, 3) и аффинной хроматографии на анти-1§М-агарозе (см. рис. 3). Из рис. 2 видно, что в ходе гель-фильтра-
Рис. 1. Электрофореграмма препарата маннозо-связывающего лектина после аффинной хроматографии на маннан-агарозе
Электрофорез в присутствии SDS. 1 — стандарты молекулярной массы (указаны значения молекулярной массы в кДа); 2 — препарат маннозо-связывающего лектина.
А280 0,09 -0,08 -0,07 -0,06 -0,05 -0,04 -
0,03 -
Рис. 2. Профиль элюции при проведении гель-фильтрации препарата маннозо-связывающего лек-тина, содержащего примеси, на се-фадексе G-200 Fine
Номер фракции
ции на сефадексе G-200 было выявлено три белковых пика, первый из которых содержал МСЛ (см. рис. 3). В пределах пика произошло частичное разделение двух изоформ МСЛ: первые фракции содержат только 32 кДа форму белка, последние — только 26 кДа. Полученные фракции подвергались раздельно дополнительной очистке на анти-^М-агарозе. Из рис. 3 видно, что материал, задержавшийся на анти-^М-агарозе, содержит компоненты с молекулярными массами около 85 и 25 кДа, что приблизительно соответствует молекулярным массам тяжелой и легкой цепей иммуноглобулина М.
Рис. 3. Электрофореграмма полученных препаратов МСЛ
Фракции после гель-фильтрации на сефадексе G-200 Fine подвергались дальнейшей очистке на анти-IgM-агарозе раздельно. На рисунке приведены результаты электрофореза препаратов, очищенных на анти-IgM-агарозе, при этом номера соответствуют номерам фракций после гель-фильтрации: 1 — № 23; 2 — № 24; 3 — № 25; 4 — № 26; 5 — № 27; 6 — № 28;
7 и 8 — стандарты молекулярной массы (указаны значения молекулярной массы в кДа); 9 —
№ 29; 10 — № 30; 11 — № 31; 12 — объединенная фракция иммуноглобулинов M, элюированных с анти-IgM-агарозы.
Обе очищенные формы МСЛ проявляли способность к кальций-зависимой агглютинации эритроцитов кролика (см. рис. 4). В последующих опытах использовалась
Рис. 4. Реакция прямой гем-агглю-тинации полученных препаратов манно-зо-связывающего лектина по отношению к эритроцитам кролика
Слева направо — серии последовательных разведений: 1 — № 22 в присутствии Са2+; 2 — № 29 в присутствии Са2+; 3 — № 29 в отсутствии Са2+.
26 кДа форма МСЛ, поскольку именно эту форму нам удалось выделить в большем количестве.
Межбелковые взаимодействия изучали с помощью метода градиентного электрофореза в ПААГ (рис. 5). Поскольку исследуемые нами белки при нейтральных значениях pH заряжены разноименно (изоэлектрическая точка МСЛ — около 5,4, а МПО — более 10), в электрическом поле они мигрируют к противоположным полюсам. Белковая зона, соответствующая МСЛ, выявляется в средней части геля, МПО в гель не входит (см. рис. 5, правый гель, дорожка 1).
Рис. 5. Электрофореграмма проб в 4-10%-ном ПААГ без детергентов, pH 7,4 Левый гель: 1 — БСА; 2 — БСА + МПО; 3 — МСЛ + Са2+; 4 — МСЛ + Са2+ + МПО; 5 — МСЛ + ЭДТА; 6 — МСЛ + ЭДТА + МПО. Правый гель: 1 — МПО; 2 — лизоцим; 3 — трансферрин;
4 — трансферрин + МПО; 5 — церулоплазмин; 6 — церулоплазмин + МПО; 7 — МСЛ; 8 —
МСЛ + МПО; 9 — МСЛ + лизоцим.
Допуская, что разноименно заряженные белки могут агрегировать за счет сил электростатического притяжения, мы включили в опыт ряд контрольных проб, позволивших показать, что электрофоретическая система, использованная нами для оценки взаимодействия белков, достаточно специфична. На примере трансферрина было показано, что не любой анионный белок будет взаимодействовать с МПО (см. рис. 5, правый гель, дорожки 3, 4), а на примере лизоцима — что не любой катионный белок
і
будет взаимодействовать с МСЛ (дорожки 7, 9). В то же время, церулоплазмин, известный как основной МПО-связывающий белок плазмы крови [24], существенно изменял свою электрофоретическую подвижность при добавлении в пробу МПО. В отсутствии МПО церулоплазмин представлен двумя зонами в средней части геля, нижняя из которых, согласно литературным данным, является апо-формой, лишенной ионов меди [25]. В присутствии МПО обе зоны не выявляются, прокрашивается лишь небольшая область на входе в гель (дорожки 5, 6). Несмотря на наличие работы, представляющей данные о взаимодействии МПО и БСА [26], мы не выявили существенного изменения электрофоретической подвижности препарата БСА в присутствии МПО, однако интенсивность окраски заметно уменьшилась, что особенно характерно для медленно мигрирующих зон (левый гель, дорожки 1, 2).
Как видно из данных, представленных на рис. 5, зона МСЛ не выявляется в ПААГ при добавлении в пробу МПО, что свидетельствует о формировании межбелкового комплекса, мигрирующего к катоду. Такой результат наблюдался не только в присутствии ионов кальция, но и в присутствии ЭДТА, добавляемой с целью исключить наличие в пробе хотя бы следов Са2+ (см. рис. 5, дорожки 3-6).
Кроме того, мы решили проверить возможность частичного удержания МПО в ПААГ в присутствии МСЛ, используя более чувствительную систему детекции на основе смеси хромогенных субстратов МПО. Действительно, несмотря на отсутствие видимых белковых зон при окраске Кумасси G-250, с помощью смеси субстратов удалось выявить МПО в виде узкой зоны на входе в гель (данные не приведены). Поскольку при окраске Кумасси G-250 данная зона не выявляется, можно предположить, что она представляет минорный вариант комплекса с повышенным содержанием МПО. Церулоплазмин, также способный окислять о-дианизидин в ПААГ [27], но со значительно меньшей скоростью по сравнению с МПО, не выявлялся в геле при данном способе детекции. Таким образом, окраска зоны, предположительно содержащей МПО, развивалась достаточно быстро, что является косвенным подтверждением специфичности окраски.
Обсуждение результатов исследования
Из 450 мл плазмы нам удалось выделить около 4,7 мг МСЛ, что соответствует концентрации в исходном материале около 10 мкг/мл. Согласно литературным данным, среднее содержание МСЛ в крови в норме — 1,2 мкг/мл [28]. Таким образом, в использованном нами материале содержание МСЛ было повышенным; отражает ли это индивидуальные особенности донора плазмы или в целом характерно для пациентов, страдающих подагрой, предстоит выяснить в дальнейшем. Стоит отметить, что здоровые доноры характеризуются значительной вариабельностью в концентрации МСЛ в плазме [28].
Выделенный нами препарат содержал преимущественно укороченную (около 26 кДа) форму МСЛ (см. рис. 3), которая, по всей видимости, является продуктом про-теолитической деградации белка. Тем не менее, по результатам наших опытов, такая форма сохраняет функциональную активность, выражающуюся в способности агглютинировать гетерологичные эритроциты. Не исключено, что наличие 26 кДа формы МСЛ объясняется особенностями использованного материала и может быть ассоции-
ровано с подагрой. Однако вполне возможно, что данная форма не присутствовала в плазме изначально, а образовалась в процессе выделения белка.
Результаты данной работы подтвердили наше предположение о формировании комплекса между МСЛ и МПО in vitro в условиях, характеризующихся физиологическими значениями pH и ионной силы (см. рис. 5). Вместе с тем показано, что образование комплекса не зависит от наличия в среде ионов кальция. Полученный результат был неожиданным. Это означает, что взаимодействие углевод-связывающих доменов МСЛ с олигосахаридными компонентами МПО не является необходимым для формирования комплекса между данными белками. Результаты, полученные нами, свидетельствуют о вероятном наличии белок-белковых взаимодействий между МСЛ и МПО, вопрос же о лектин-углеводном взаимодействии остается открытым и требует дальнейших экспериментов.
Выявленное белок-белковое взаимодействие между МСЛ и МПО явилось непредвиденным результатом, повлекшим поиск литературных данных, которые позволили бы его объяснить. Мы обнаружили две мало цитируемые статьи Дж. Забуччи и соавторов [29, 30], опубликованные еще на рубеже 80-90-х годов прошлого века. В первой из этих работ показано взаимодействие МПО с коллагеновыми фибриллами. Во второй работе авторы изучали взаимодействие МПО с C1q компонентом комплемента, содержащим коллагеноподобный домен в структуре молекулы, и также выявили формирование комплекса. Эти работы остались практически не замеченными в научном мире и, насколько нам известно, не цитируются ни в одном обзоре, посвященном МПО. Обобщая вышеприведенные данные и собственные результаты, можно предположить взаимодействие МПО с коллагеноподобным доменом МСЛ, которое и обеспечивает формирование комплекса между белками даже в отсутствии Ca2+.
Наши данные не позволяют судить о наличии либо отсутствии взаимодействия лектин-углеводной природы между белками, однако кажется привлекательной гипотеза о двух типах взаимодействия компонентов комплекса. Полагаем, что использование либо только одного, либо обоих типов взаимодействий при формировании комплекса будет по-разному отражаться на некоторых функциональных свойствах белков (например, ферментативной активности МПО), что может быть предпосылкой для регуляции этих свойств in vivo. Проверка данной гипотезы станет предметом дальнейших исследований.
***
Работа выполнена при поддержке РФФИ (грант № 09-04-01655).
Литература
1. Кокряков В. Н. Очерки о врожденном иммунитете. СПб.: Наука, 2006. 261 с.
2. Ip W. K. E., Takahashi K., Ezekowitz R. A., Stuart L. M. Mannose-binding lectin and innate immunity // Immunol. Rev. 2009. Vol. 230. P. 9-21.
3. Fujita T., Matsushita M., Endo Y. The lectin-complement pathway: its role in innate immunity and evolution // Immunol. Rev. 2004. Vol. 198. P. 185-202.
4. Paths reunited: initiation of the classical and lectin pathways of complement activation / Wallis R., Mitchell D. A., Schmid R., Schwaeble W. W., Keeble A. H. // Immunobiology. 2010. Vol. 215. P. 1-11.
5. Mannan-binding lectin: structure, oligomerization, and flexibility studied by atomic force microscopy / Jensenius H., Klein D. C. G., van Hecke M., Oosterkamp T. H., Schmidt T., Jensenius J. C. // J. Mol. Biol. 2009. Vol. 391. P.246-259.
6. Ezekowitz R. A. Role of the mannose-binding lectin in innate immunity // J. Infect. Dis. 2003. Vol. 187. P. 335-339.
7. Interaction of mannan binding lectin with a2 macroglobulin via exposed oligomannose glycans. A conserved feature of the thiol ester protein family? / Arnold J. N., Wallis R., Willis A. C., Harvey D. J., Royle L., Dwek R. A., Rudd P. M., Sim R. B. // J. Biol. Chem. 2006. Vol. 281. P.6955-6963.
8. Hansson M., Olsson I., Nauseef W. M. Biosynthesis, processing, and sorting of human myeloperoxidase // Arch. Biochem. Biophys. 2006. Vol. 445. P. 214-224.
9. Glycosylation pattern ofmature dimeric leukocyte and recombinant monomeric myeloperoxidase: glycosylation is required for optimal enzymatic activity / Van Antwerpen P., Slomianny M.-C., Boudjeltia K. Z., Delporte C., Faid V., Calay D., Rousseau A., Moguilevsky N., Raes M., Vanhamme L., Furtmuller P. G., Obinger C., Vanhaeverbeek M., Neve J., Michalski J.-C. // J. Biol. Chem. 2010. Vol. 285. P. 16351-16359.
10. KlebanoffS. J. Myeloperoxidase: friend and foe // J. Leuk. Biol. 2005. Vol. 77. P. 598-625.
11. Arnhold J., Furtmtiller P. G., Obinger C. Redox properties of myeloperoxidase // Redox Rep. 2003. Vol. 8. P. 179-186.
12. Heinecke J. W., Francis G. A., Goldstein J. A. Tyrosyl radical generated by myeloperoxidase catalyzes the oxidative cross-linking of proteins // Clin. Invest. 1993. Vol. 91. P. 2866-2872.
13. Burner U., Jantschko W., Obinger C. Kinetics of oxidation of aliphatic and aromatic thiols by myeloperoxidase compounds I and II // FEBS Lett. 1999. Vol. 443. P. 290-296.
14. Improvements on the purification of mannan-binding lectin and demonstration of its Ca2+-independent association with a C1s-like serine protease / Tan S. M., Chung M. C., Kon O. L., Thiel S., Lee S. H., Lu J. // Biochem. J. 1996. Vol. 319. P. 329-332.
15. The concentration of the C-type lectin, mannan-binding protein, in human plasma increases during an acute phase response / Thiel S., Holmskov U., Hviid L., Laursen S. B., Jensenius J. C. // Clin. Exp. Immunol. 1992. Vol. 90. P. 31-35.
16. Взаимодействие церулоплазмина, лактоферрина и миелопероксидазы / Соколов А. В., Пулина М. О., Агеева К. В., Айрапетов М. И., Берлов М. Н., Волгин Г. Н., Марков А. Г., Яблонский П. К., Колодкин Н. И., Захарова Е. Т., Васильев В. Б. // Биохимия. 2007. Т. 72. С. 506-514.
17. Берлов М. Н., Кораблева Е. С., Филимонов В. Б., Кокряков В. Н. Исследование антимикробной активности миелопероксидазы и лактоферрина // Вестн. С.-Петерб. ун-та. 2009. Сер. 3. Вып. 1. С. 83-89.
18. Identification and properties of complexes formed by myeloperoxidase with lipoproteins and ceruloplasmin / Sokolov A. V., Ageeva K. V., Cherkalina O. S., Pulina M. O., Zakharova E. T., Pro-zorovskii V. N., Aksenov D. V., Vasilyev V. B., Panasenko O. M. // Chem. Phys. Lipids. 2010. Vol. 163. P. 347-355.
19. Соколов А. В., Захарова Е. Т., Шавловский М. М., Васильев В. Б. Получение стабильного церулоплазмина человека и его взаимодействие с протамином кеты // Биоорганическая химия. 2005. Т. 31. C. 269-279.
20. Guerin G., Vreeman H., Nguyen Y. C. Preparation and partial physico-chemical characterization of sheep-serum transferrin // Eur. J. Biochem. 1976. Vol. 67. P. 433-445.
21. Лактоферрин из нейтрофилов собаки: выделение, физико-химические и антимикробные свойства / Берлов М. Н., Кораблева Е. С., Андреева Ю. В., Овчинникова Т. В., Кокря-ков В. Н. // Биохимия. 2007. Т. 72. С. 551-559.
22. Schagger H., von Jagow G. Tricine-sodium dodecyl sulphate-polyacrylamide gel electrophoresis for the separation of proteins in the range from 1-100 kDa // Anal. Biochem. 1987. Vol. 166. P. 368379.
23. Klebanoff S. J., Luebke R. G. The antilactobacillus system of saliva. Role of salivary peroxidase // Proc. Soc. Exp. Biol. Med. 1965. Vol. 118. P. 483-486.
24. Segelmark M., Persson B., Hellmark T., Wieslander J. Binding and inhibition of myeloperoxidase (MPO): a major function of ceruloplasmin? // Clin. Exp. Immunol. 1997. Vol. 108. P. 167-174.
25. Lowenstein H. Immunochemical investigation on human ceruloplasmin. Partial explanation of the heterogeneity // Int. J. Pept. Protein Res. 1975. Vol. 7. P. 1-9.
26. Albumin mediates the transcytosisof myeloperoxidase by means of calveolae in endothelial cells / Tiruppathi C., Naqvi T., Wu Y., Vogel S. M., Minshall R. D., Malik A. B. // Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 2004. Vol. 101. P. 7699-7704.
27. Owen C. A., Smith H. Detection of ceruloplasmin after zone electrophoresis // Clin. Chim. Acta. 1961. Vol. 6. P. 441-444.
28. Turner M. W. Mannose-binding lectin: the pluripotent molecule of the innate immune system // Immunol. Today. 1996. Vol. 17. P. 532-540.
29. Uptake of human eosinophil peroxidase and myeloperoxidase by cells involved in the inflammatory process / Zabucchi G., Soranzo M. R., Menegazzi R., Bertoncin P., Nardon E., Patriarca P. // J. Histochem. Cytochem. 1989. Vol. 37. P. 499-508.
30. Protective and inactivating effects of neutrophil myeloperoxidase on C1q activity / Zabucchi G., Menegazzi R., Roncelli L., Bertoncin P., Tedesco F., Patriarca P. // Inflammation. 1990. Vol. 14. P. 41-53.
Статья поступила в редакцию 9 июня 2011 г.
