CC BY
33
Таким образом, были получены и охарактеризованы МКА 1СО-115 к антигену СЮ34 человека и с их помощью изучена экспрессия антигена СЭ34 у больных злокачественными новообразованиями. Эти МКА являются необходимым инструментом при иммунодиагностике гемобластозов для мониторинга химиотерапии пациентов с лейкозами. Кроме того, перспективным является применение этих МКА при аутотрансплантациях костного мозга онкологических пациентов, в том числе для положительной селекции клеток-предше-ственников, используемых при трансплантации и для оценки «минимального остаточного заболевания», т.е. остающихся после трансплантации злокачественных клеток.
ЛИ ТЕ Р А ТУРА
1. Зикиряходжаев Д. 3., Тупицын Н. Н„ Барышников А. Ю., Блинов В. М. II Эксперим. онкол. — 1987.—Т. 9.—№ 4.— С. 62—65.
2. Френкель М. А., Лебедева Н. Б., Соловьева Е. Л. // Эксперим. онкол. — 1991. — Т. 13. — №4. — С. 48—51.
3. Фролова Е. А., Барышников А. Ю., Моисеенкова И. К. и др. // Ге-матол. и трансфузиол. — 1992. —№ 5. —С. 6—10.
4. Bamvali Sh, Silverstri F., Hutette В. et al. // Leukemia Res. — 1991. — Vol. 15. — № 7. — P. 603—608.
5. Batinic !)., Tindle R., Bobah D. et al // Leukemia Res. — 1990. — Vol. 13, —N 1— P. 83—85.
6. Baum С. М., Weissman I. L., Tsukamoto A. S. et al // Proc. Nat. Acad. Sci. USA. — 1992. — Vol. 89. — P. 2804—2808.
7. Borowitz M. J., Gosserman J. P., Moore J. O. et al // Amer. J. Clin. Pathol. — 1989. — Vol. 91. — P. 265.
8. Borowitz M. J., Shuster J. J., Civin С. I. et al. // J. Clin. Oncol. —
1990.— Vol. 8.— P. 1389.
9. Briddel R. A., Broudy V. C., Bruno E. et al. // Blood. — 1992. — Vol. 79. — N 12.— P. 3159—3167.
10. Civin C. /., Banquerigo M. L., Strauss L. C. et al. // Experim. Hematology. — 1987. — Vol. 15. — P. 10—17.
11. Civin С. I., Strauss L. C., Brocall C. et al. // J. Immunol. — 1984. — Vol. 133.— P. 157—165.
12. Fialkow P. J., Jacobson R. J., Papayanopoulou T. II Am. J. Med. — 1977.— Vol. 63.— P. 125—129.
13. Geller R.B., Zahurac М., Hurwitz C. A. et al. // Brit. J. of Haemo-tology. — 1990. — Vol. 76. — P. 340—347.
14. Loken M. R., Shah V. O., Dattilio K. L., Civin С. I. II Blood. —
1987. — Vol. 79. — N 5. — P. 1316—1324.
15. Pechel С. H., Koller V. II Leucocyte Typing IY: White Cell Differentiation Antigens.—Oxford University Press. — 1989.— P. 817—818.
16. Terstappen L., Huang S., Safford M. et al. // Blood. — 1991.— Vol. 77. — N 6.— P. 1218—1227.
17. Vaughan W. P., Civin C. /., Weisenburger D. D. et al. // Leukemia. —
1988.— Vol. 2.— P. 661.
Поступила 20.04.93
Pharmacia
Kabi-Farmitalia Carlo Erba v J
© Коллектив авторов, 1994 УДК 575.1:559.324.4
Б. 77. Копнин, О. С. Кременецкая, В. С. Осовская,
77. М. Чумаков
ВВЕДЕНИЕ ГЕНА р53 С МУТАЦИЕЙ В КОДОНЕ 273 И УВЕЛИЧЕНИЕ ЗАВИСИМОСТИ ЛЕИКОЗНЫХ КЛЕТОК ЛИНИИ К562 ОТ РОСТОВЫХ ФАКТОРОВ СЫВОРОТКИ И КОНДИЦИОНИРОВАННОЙ СРЕДЫ
НИИ канцерогенеза, Институт молекулярной биологии РАН
Известно, что р53 — ядерный фосфобелок, обладающий способностью модулировать транскрипцию многих генов, — играет ключевую роль в негативном контроле клеточной пролиферации [10, 11, 17]. Мутации гена р53 являются наиболее частым, из известных к настоящему времени, изменением генома в различных новообразованиях человека [6, 10, 16]. Они обнаруживаются в разных его участках, но чаще всего в 4 консервативных доменах (аминокислоты 117—142, 171—181, 234—258, 270—286), особенно часто в кодонах 175, 248 и 273 [6, 10]. Мутантный р53 способен взаимодействовать с продуктом неповрежденного аллеля и образовывать комплекс с ингибированной функцией (так называемый доминантно-негативный эффект) [11, 15, 17]. Показано, что нарушения нормальной функции р53 ведут к инактивации его антипролиферативных свойств, отменяя, в частности, способность вызывать остановку в 0,-фазе клеточного цикла [9, 16, 17]. Ряд данных свидетельствует, однако, в пользу того, что изменения р53, вызванные некоторыми мутациями, могут сопровождаться не только утратой его рост-супресси-рующих свойств, но и приобретением каких-то новых (доминантных) функций, способствующих процессу злокачественной трансформации клеток [10, 16].
При хроническом миелоидном лейкозе (ХМЛ) спектр изменений гена р53 отличается от наблюдаемого при большинстве других форм опухолей. При ХМЛ, как, впрочем, и при остеосаркоме, часто обнаруживаются крупные перестройки в области 1-го интрона или нонсенс-мутации, приводящие к синтезу укороченного полипептида [2, 4, 8, 14], тогда как в опухолях эпителиальной природы, как правило, выявляются миссенс-му-тации [6, 10]. Более того, обнаруженные при ХМЛ к настоящему времени миссенс-мутации не содержат ни одного случая замен в 8-м экзоне, в том числе в кодоне 273, являющимся одной из трех «горячих» точек мутаций р53 при других злокачественных новообразованиях [5]. Как известно, мутации в 8-м экзоне в меньшей степени, чем мутации в других консервативных участках гена, изменяют конформацию и другие свойства р53 [10, 11]. В связи с этим возникает предположение, что ряд аминокислотных замен, в частности те, которые несильно изменяют конформацию р53, но достаточные для отмены его рост-супрессиру-ющих свойств во многих типах клеток, являются слишком «мягкими» мутациями для инактивации нормальной функции р53 в миелоидных клетках, находящихся на определенных этажах дифференцировки.
Прямым способом проверки такой возможности является исследование эффектов, вызываемых введением в миелоидные клетки генно-инженерных конструкций,
Рис. 1. Кривые роста клеток, экспрессирующих р53Шз273 (сублиния К562134К, прерывистые линии), и контрольных клеток К562/пео (сплошные линии) при рассеве с разной плотностью (104/мл, 3 104/мл, 105/мл) в среду с различным содержанием сыворотки (10, 5, 2, 1%).
Здесь и на рис. 2 по оси абсцисс—время культивирования (сут); по оси ординат — число клеток (-10 ) в 1 мл среды при данном времени культивирования.
позволяющих экспрессировать различные формы гена р53 человека. Ранее было показано, что введение кДНК р53 дикого типа (р53\у1:) индуцирует в клетках миелоид-ного лейкоза апоптоз (программируемую клеточную гибель) [7, 18] и/или повышение степени выраженности признаков специфической дифференцировки [3], тогда как экспрессия некоторых мутантных форм экзогенного р53 в тех же клеточных линиях была совместима с пролиферацией клеток [1, 7, 18]. Мы решили изучить последствия экспрессии р53 с мутацией в ко-
доне 273 (р53№8273) в клетках миелоидного лейкоза. Выбор этой мутации для анализа был обусловлен следующими соображениями: а) мутация №8273 является одной из наиболее частых при многих новообразованиях человека [6, 10]; б) она не приводит к грубым нарушениям конформации белка, характерным для многих мутаций в других положениях [10]; в) нами недавно было обнаружено, что р53№8273, в отличие от других проанализированных мутантов р53, частично сохраняет присущую р53м1 способность к специфическому ДНК-связыванию [1]. Последнее обстоятельство придавало
особый интерес изучению влияния экспрессии р53№з273 на фенотип клеток.
Эритробластные клетки линии К562, полученные от пациента с терминальной фазой хронического миелоидного лейкоза [12], являются удобной моделью для задуманного исследования, так как они не экспрессируют эндогенный р53 вследствие перестройки в области 1-го интрона его гена [13]. Поэтому при введении в данные клетки векторов, экспрессирующих р53, исключаются эффекты, связанные с модификацией функции эндогенного р53.
Нами были сконструированы ретровирусные векторы, экспрессирующие кДНК р53\¥1 или р53Н1б273 под контролем гомологичного промотора гена р53 человека [1]. В настоящей работе представлены данные, свидетельствующие о том, что введение в клетки К562 вектора, экспрессирующего р53Н1з273, приводит к уменьшению выраженности одного из классических признаков трансформированного фенотипа — пониженной зависимости от ростовых факторов сыворотки и/или кондиционированной среды, что может являться
Таблица 1. Относительный прирост числа клеток* при использовании сред, кондиционированных клетками, экспрессирующими
и не экспрессирующими р53Ни273
Кондиционированные среды (источник, разведения)
Клетки-мишени К562 K562R4 R562R4(8)
1:5 1:10 1:50 1:5 1:10 1:5 1:10 1:50
К562 5,0 5,2 1,5 4,8 3,1 5,1 4,9 1,6
K562R4(8) 27,2 13,3 2,1 23,3 11,2 23,8 15,9 2,2
* Отношение числа клеток, выросших в тестируемой среде с 1% раствором сыворотки, к числу клеток в контроле (среда с 1% раствором сыворотки, но без добавки кондиционированных сред). Рассевали по 2,5-104 клеток в 1 мл среды, производили подсчет клеток на 4-й день культивирования.
первым, хотя и весьма косвенным, подтверждением справедливости проверяемой гипотезы.
Материалы и методы. Получение клеток K562R4, экспрессирующих человеческий p53His273 сублинии K562R4K и K562R4 (8), описано нами ранее [1]. Клетки перед опытами культивировали в среде RPMI 1640 («Sigma») с 10% раствором эмбриональной сыворотки крупного рогатого скота («Биохим», Казань).
При изучении влияния на пролиферацию различных факторов клетки несколько раз отмывали в бессывороточной среде и рассевали в 1 мл тестируемой среды на 24-луночные платы (по 2 лунки на каждую группу опыта). После культивирования при 37° С в атмосфере с 5% содержанием С02 в течение 2—8 сут их число подсчитывали в камере Горяева.
Кондиционированную (К) среду получали путем культивирования клеток в бессывороточной среде (106 кл/мл) в течение 24 ч. После фильтрации через мембраны «Millipore» с диаметром пор не более 22 (iM К-среды в различных разведениях добавляли к клеткам. Влияние цитокинов GM-CSF («SandozPharma»), IL-2 («EuroCetus»), G-CSF («Amgen»), EPO («Boehringer»), EGF («Sigma») изучали, добавляя их в различных концентраци ях к 2-10 клеток в среду с 1% раствором сыворотки.
Результаты и обсуждение. Введение кДНК p53His273 в клетки К562 привело к увеличению их зависимости от ростовых факторов сыворотки. При снижении концентрации сыворотки размножение клеток, экспрессирующих p53His273, было подавлено в большей степени, чем родительских клеток К562 или контрольных клеток К563/пео. При этом эффект был связан не с уменьшением скорости пролиферации р53-позитив-ных клеток в логарифмической фазе роста, а с их повышенной гибелью в первые 2 сут после рассева. Примечательно, что повышенная зависимость от факторов сыворотки снижалась при увеличении концентрации клеток в среде, полностью исчезая при рассеве IО5 на 1 мл (рис. 1). Вероятно, данный эффект обусловлен повышением содержания в питательной среде ростовых факторов, которые секретируются клетками и вызывают аутокрин-ную стимуляцию их пролиферации. Мы обнаружили, что обе исследуемые р53-позитивные сублинии — K562R4K и K562R4(8) — приобрели большую зависимость не только от факторов сыворотки, но и от факторов кондиционированной К- среды (рис. 2). При использовании (К-) среды, даже при низком (1%) содержании сыворотки и малой плотности клеток в культуре (1—2-104 г/мл) клетки сублиний K562R4(8) растут не хуже, чем контрольные.
Необходимо отметить, что К-среда снимает lag-период при пролиферации не только р53Ш8273-содержа-щих сублиний, но и родительских клеток К562, в результате чего при ее использовании даже с 1% раствором
сыворотки наблюдается больший прирост клеток, чем в обычной среде с 10% раствором сыворотки.
Повышенная зависимость от факторов К-среды клеток с введенным р53Н1з273 может иметь два объяснения: а) они продуцируют меньшие количества цитокинов. вызывающих аутокринную стимуляцию; б) клетки с р53Ш$273, не отличаясь от родительских по секреции цитокинов, нуждаются в большем их количестве для поддержания жизнеспособности и/или пролиферации. Для проверки этих предположений мы сравнили действие сред, кондиционированных клетками двух сублиний К562Я4 и контрольными клетками К562. Мы обнаружили, что при одинаковых разведениях все три тестированные К-среды, полученные при культивировании равного числа клеток, оказывали примерно одинаковый стимулирующий эффект (табл. 1). Прирост числа клеток под действием К-среды в сублинии К562Я4(8) был наибольшим. Существенно, что при разведениях 1:5 и 1:10 действие К-сред на клетки К562 было одинаковым, тогда как в случае сублинии К562Я4(8) прирост клеток не выходил на плато при десятикратном разведении. По-видимому, клетки, экспрессирующие и не экспрессирующие мутантный р53Н18273, не отличаются по продукции ростовых факторов, однако клетки с р53 нуждаются в больших количествах цитокинов. В таком случае остается пока неясным, с чем связано несколько более
Рис. 2. Влияние кондиционированной среды на размножение клеток, экспрессирующих р531-Нз273 [сублинии К562К4К и К562К4(8)], и исходных клеток К562.
(1,5—2,0) ■ 10 клеток рассевали либо в обычную среду с 10%(1) или 1%(2) содержанием сыворотки, либо в К-среду с 5%(3) или 1%(4) содержанием сыворотки.
быстрое размножение р53Н1$273-позитивных клеток по сравнению с контрольными К562 и К562/пео клетками в среде с 1% раствором сыворотки при рассеве с высокой плотностью (105 кл/мл) (см. рис. 1). Эти данные были воспроизведены в нескольких опытах.
Мы попытались определить, может ли какой-нибудь из факторов роста, прежде всего гемопоэтических, либо какая-нибудь комбинация цитокинов заменить эффект К-среды. Сравнение влияния различных цитокинов на рост клеток K562R4(8) в среде, содержащей 1% раствор сыворотки, показало, что ни один из доступных нам ростовых факторов не оказывал в использованных концентрациях (GM-CSF 5—50 нг/мл; IL-2 50—1000 ед/мл; G-CSF 5—50 нг/мл; ЕРО 2—100 ед/мл; EGF 1—10 нг/мл) существенного эффекта на размножение клеток K562R4(8). Смесь всех этих цитокинов приводила к некоторой стимуляции клеточной пролиферации, однако ее действие было несопоставимо с эффектом К-среды (рис. 3, а). С другой стороны, мы обнаружили, что среды, кондиционированные клетками разного происхождения (сублинии лейкозных клеток К562, клетки рака толстой кишки человека линии LIM1215, иммортализованные фибробласты крысы линии Rat-1) примерно в одинаковой степени предотвращают усиленную гибель клеток с введенным p53His273 (рис. 3, б). Вероятно, критичным для поддержания их жизнеспособности является некий фактор или факторы, выделяемый(ые) примерно в одинаковых количествах всеми из исследованных типов клеток. Среди кандидатов на эту роль могут быть трансформирующие факторы роста a (TGFa) и (3 (TGFp) и др. Сравнение пороговых доз этих и других цитокинов для клеток, экспрессирующих и не экспрессирующих p53His273, вероятно, сможет дать ответ на этот вопрос.
Таким образом, мы обнаружили, что введение кДНК р53 человека с мутацией в кодоне 273 делает клетки миелоидного лейкоза линии К562 более зависимыми от факторов роста, что может свидетельствовать о некоторой реверсии их фенотипа в сторону менее трансформированного. Вероятно, такой эффект p53His273 связан с упомянутым выше частичным сохранением этим мутантом ряда свойств p53wt, ответственных за его способность регулировать транскрипцию ряда генов [10, 17]. Эти данные находятся в соответствии с рабочей гипотезой, согласно которой мутации в 8-м эк-зоне гена р53 не приводят к полной инактивации его рост-супрессирующих свойств и в клетках миелоидного ряда являются недостаточными для инактивации продукта неповрежденного аллеля за счет доминантно-не-гативного действия. Для дальнейшей проверки этого предположения необходимо сравнить эффекты, вызываемые разными мутантными формами белка р53 не только в клетках К562, в которых экспрессия эндогенного р53 отсутствует, но и в клетках, продуцирующих только неизменный р53, в том числе и в сублиниях клеток К562 с экзогенным p53wt, находящимся под контролем индуцибельного промотора. Важным представляется также определить, вызывает ли введение гена p53His273 изменения дифференцировочного статуса клеток К562, так как экспрессия в них экзогенного р53 дикого типа индуцирует, согласно данным группы Са-naani [3], эритроидную дифференцировку. Сопоставление эффектов, оказываемых разными типами мутантных р53 на дифференцировку клеток К562, может стать
Рис. 3. Влияние различных факторов роста (а) и сред, кондиционированных клетками разного происхождения (б), на размножение р53Н1з273-позитивных клеток сублинии К562Г%4(8).
2 10 клеток рассевали в среду с 1% содержанием сыворотки и различными тестируемыми компонентами и на 4-й день культивирования подсчитывали их число. Высота столбиков отражает количество (Ю4) выросших клеток в разных группах опыта. На обеих частях рисунка: 1 —контрольная среда с 1% содержанием сыворотки.
На рис. 3, а: 2 — ЮМ-СЭР (10 нг/мл), 3 — С-СЭР (10 нг/мл), 4 — эритропоэтин (20 ед/мл), 5 — И-2 (100 ед/мл), 6 — фактор роста эпидермиса (ЕвР, 10 нг/мл), 7 — смесь указанных цитокинов, 8 — К-среда от клеток К562К4(8).
На рис. 3, б: 2 —К562, 3 —К562Р4(8), 4 — Ь1М1215, 5 —КаМ.
перспективным подходом к изучению необычного спектра изменений гена р53 при хроническом миелоид-ном лейкозе.
Выполнение работы было частично финансировано Российским Фондом Фундаментальных Исследований (грант 93-04-2102) и в рамках ГНТГТ «Национальные приоритеты в медицине» (грант 02.01.03).
ЛИТЕРА ТУРА
1. Зайчук Т. А., Куліецов И. В., Осовская В. С., и др. // Докл. РАН. — 1993. — Т. 330. — № 3. — С. 386—389.
2. Ahuia Н., Bar-Eli М., Advani S. Н. et al. // Proc. Natl. Acad. Sci. USA. — 1989. — V. 86. — P. 6783—6787.
3. Feinstein E., Gale R. P., Reed J., Canaani E. // Oncogene. — 1992.
4. Feinstein E, Cimino G., Gale R. P. et al. // Proc. Natl. Acad. Sci. USA. — 1991. — V. 88. — P. 6293—6297.
5. Fromentel С. C., Soussi Т. II Genes Chrom. Cancer. — 1992. — V. 4. — P. 1,—15.
6. Hollstein M„ Sidransky D., Vogelstein B., Harris С. С. II Science. —
1991. — V. 253. — P. 49—53.
7. Johnson P., Gray D., Mowat М., et al. // Mol. Cell. Biol. — 1991. — V. 11. — P. 1—11,
8. Kelman B. Z., Prokocimer M., Peller S. et al. // Blood. — 1989. — V. 74.— P. 2318—2324.
9. Lane D. P. II Nature. — 1992. — . 358. — P. 15—16.
10. Levine A. J. II Cancer Surv. — 1992. — V. 12. — P. 59—79.
11. Levine A. J, Momand J., Finlay C. A. II Nature. — 1991. — V. 351 — P. 453—456.
12. Lozzio G.M., Lozzio B. B. II Blood.— 1975. V. 45. — P. 321— 334.
13. Lubbert M„ Miller C. W„ Crawford H. P., Koeffler H. P. //J. Exp. Med. — 1988. — V. 167. — P. 873—886.
14. Miller C. W., Aslo A., Tsay C. et al. // Cancer Res. — 1990. — V. 50. — P. 7950—7954.
15. Milner J., Medcalf E. A. II Cell. — 1991. — V. 65. — P. 765—774.
16. Prives C., Manfredi J. J, II Genes Dev. — 1993. — V. 7.—
p 529____534,
17. Vogelstein B„ Kinzler K. W. II Cell. — 1992. — V. 70. — P. 523— 526.
18. Yonish-Rouach E., Resnitzky D., Lotem J„ et al. II Nature. — 1991. — V. 352. — P. 345—347.
Поступила 05.07.93
© Коллектив авторов, 1994 УДК 616-006.34.04-092.9:615.015
Е. А. Серебрякова, А. Е. Золотарев, И. Кара,
В. Деткова, Н. И. Зимакова
ФАРМАКОКИНЕТИКА ПОЛУСИНТЕТИЧЕСКОГО ФОСФОЛИПИДА У МЫШЕЙ
НИИ экспериментальной диагностики и терапии опухолей,
НИИ молекулярной биологии ЧА Н, Прага
В настоящее время в практике лечения онкологических заболеваний стали появляться препараты, содержащие фосфолипиды [1, 3]. J. Kara и соавт. [4, 5, 7] показали, что алкил-фосфолипид, т.е. плазманил-N-ацил-эта-нол-амин (PNAE), выделенный из противоопухолевого препарата с ACPL, обладает цитолитическим действием in vitro при добавлении в культуру опухолевых клеток человека Hep-2, HeLa, Т-24, а также противоопухолевой активностью in vivo при лечении животных с саркомами S-180 и МС-11.
Показано, что PNAE ингибирует синтез ДНК опухолевых клеток, но не влияет на синтез ДНК и нормальный рост человеческих фибробластов.
Кроме того, обнаружено, что PNAE повреждает клеточную мембрану опухолевых клеток [7].
Задача настоящего исследования заключалась в изучении фармакокинетики и метаболизма PNAE у мышей при однократном и многократном введениях.
Материалы и методы. В исследовании фармакокинетики и метаболизма PNAE использовали полусинтетический препарат 14С-PNAE(l-0-octadecyl-2-oleyI-sn-glycero-3-phospho-(N-[U-l4C-p almitoyl])-ethanolamine).
Эксперименты проводили на мышах ВДГ| массой 22—25 г, ин-тактных и с трансплантированной опухолью МС-11. I4C-PNAE вводили однократно внутривенно или перорально в виде водной эмульсии в дозе 40 мг/ 9,2-108 dpm/кг.
В интервалах времени от 0,083 до 168 ч у животных З^али образцы крови и определяли в них содержание 1 С-соединений. Параллельно собирали и анализировали мочу и экскременты. Курсовое введение 4C-PNAE проводили в режиме ежедневных 5-кратных внут-
ривенных инъекций препарата, разовая доза препарата составляла 36 мг/ 10-108 dpm/кг.
После введения препарата животных декапитировали, выделяли органы, ткани и экскременты, взвешивали, обрабатывали 2NKOH в соотношении 60 мг ткани: 1 мл КОН выдерживали на водяной бане при 100° С в течение 5 мин. Образцы переносили в сцинтилляционную жидкость и радиометрировали на (3-счетчике «\Vallac». Концентрацию препарата в органах и тканях выражали в условных единицах («мкг»/г).
С целью изучения метаболизма |4С-РИАЕ в органах и тканях проводили экстракцию смесью растворителей (метанол—хлороформ, 2:1) образцов крови, печени, опухоли и головного мозга по методу Фолха [2]. Органическую фракцию упаривали, затем в небольшом количестве хлороформа наносили на хроматографическую пластину (силикагель 60—254 иУ Мегск; 0,5 мм, 20 х 20 см). Для освобождения фосфолипидов от нейтральных липидов пластину обрабатывали ди-этиловым эфиром. После этого проводили хроматографирование в подвижной фазе (хлороформ—метанол:—аммиак—вода, 65:25:4:1).
Идентификацию фосфолипидов на пластине проводили с помощью раствора нингидрина в ацетоне и реактива молибденового синего.
Результаты и обсуждение. На рис. 1 представлены фармакокинетические кривые, описывающие изменение концентрации |4С-РМАЕ и |4С-метаболитов в крови мышей ВДБ! после однократного внутривенного (а)
б
Рис. 1. Фармакокинетические кривые 14С-РМАЕ в крови мышей ВДР1 после внутривенного (а) и перорального (6) введений препарата в дозе 40 мг/9,2 10® арт/кг.
По оси ординат — концентрация "мкг’Умл; по оси абсцисс —время, ч.
