CC BY
39
© М. М. Габаева, Л. А. Назарова, Е. В. Базиян, А. А. Яковлева, Т. И. Опарина, В. М. Прокопенко, Н. Н. Константинова, Н. Г. Павлова
ГУ НИИ акушерства и гинекологии им. Д. О. Отта СЗО РАМН
ВЛИЯНИЕ СОКРАТИТЕЛЬНОМ АКТИВНОСТИ МАТКИ НА ФУНКЦИОНАЛЬНОЕ СОСТОЯНИЕ ПЛОДОВ, РАЗВИВАВШИХСЯ ПРИ ИНТАКТНОМ И УМЕНЬШЕННОМ ПЛАЦЕНТАРНОМ КРОВООБРАЩЕНИИ (ЭКСПЕРИМЕНТАЛЬНОЕ ИССЛЕДОВАНИЕ)
УДК: 618.414.1-092.9
■ В статье проведено сопоставление активности в функциональной системе плацента-плод ферментов антиокси-дантной защиты, а также сердечного ритма плодов, развивавшихся в условиях нарушенного и нормального маточно-плацентарного кровообращения на индуцированные окситоцином сокращения матки в условиях эксперимента. Показано, что реактивность плодов, развивавшихся в условиях хронической плацентарной недостаточности у рожающих животных, заключалась в развитии брадикардии и активации ферментативного звена антиоксидантной системы
в их мозгу. Экспериментальная модель позволяет наблюдать характерные патофизиологические и метаболические реакции, развивающиеся в функциональной системе плацента-плод при плацентарной недостаточности и изучать влияние медикаментозных средств, обладающих утеротоническим и утеролитическим действием, а также антиоксидантов и антигипоксантов.
■ Ключевые слова: гипоксия плода; плацентарная недостаточность; сократительная активность матки.
Многочисленные исследования показали, что более 60 % перинатальной патологии возникает в антенатальном периоде, а одной из основных причин ее развития является плацентарная недостаточность, при которой нарушается маточно-плацентарное и/или плодово-плацентарное кровообращение. Хроническая плацентарная недостаточность может сочетаться с отставанием плода в развитии или снижением темпов его роста [2, 7, 10]. Известно, что в физиологических условиях в родах на высоте схватки плод не испытывает гипоксии вследствие наличия депо оксигенированной крови в венозном синусе. При аномалиях родовых сил плод может испытывать повторные эпизоды острой гипоксии, реакция на которую определяется как особенностями сократительной активности матки, так и функциональным состоянием плода.
Реактивность функционального состояния плодов, развивавшихся в условиях хронической плацентарной недостаточности, на неблагоприятные условия может быть значительно изменена. Если нормально развитый плод компенсируется его адаптивными физиологическими и биохимическими реакциями, то у отставшего в развитии плода эти реакции могут носить патологический характер, связанный с развитием у него гипоксемии/гипоксии. Метаболическая адаптация заключается, прежде всего, в активации ферментов глутатион-зависимой антиоксидантной системы (глутатионпероксидазы и глутатион-Б-трансферазы), являющейся ключевой в защите клеток от окислительного стресса как в норме, так и в условиях гипоксии.
Цель работы
Задача работы состояла в сопоставлении в условиях эксперимента активности в функциональной системе плацента-плод ферментов антиоксидантной защиты, а также сердечного ритма плодов, развивавшихся в условиях нарушенного и нормального маточно-плацентарного кровообращения на индуцированные окситоцином сокращения матки.
Материал и методы исследования
Объектом экспериментального исследования являлись 23 самки кролика породы «шиншилла» массой 4481,4 ± 101,2 г. Анатомические особенности матки самок позволяют в одном из ее рогов создать дозированную плацентарную недостаточность, другой же использовать как контрольный. Кроме того, плацента у этого вида животных формируется по гемохориальному типу. На 18-й день беременности производили лапаротомию в условиях асептики под эфирным
масочным наркозом. В одном из рогов матки создавали плацентарную недостаточность путем перевязки около 1/3 преплацентарных маточных сосудистых ветвей у каждого второго из плодовместилищ. Второй рог оставляли интактным. Последующие 10 дней животное содержалось в клетке в естественном для себя положении. На 28-й день беременности под внутривенным тиопенталовым наркозом самкам проводили повторную операцию для введения электродов с целью одновременной регистрации электрической и механической активности матки, ЭКГ плодов, развивавшихся в одном роге матки в условиях хронической плацентарной недостаточности (под-опытные плоды), а в другом — в условиях интактного кровообращения (контрольные плоды) [8]. Для биполярной регистрации электрической активности матки два серебряных электрода вводили в дистальную часть матки на расстоянии 0,5 см относительно друг друга. Для регистрации ЭКГ находящихся в одном и другом роге матки плодов, копьевидные серебряные электроды толщиной 1 мм и длиной 0,5 см в их шейные мышцы вводили через стенку матки и фиксировали их лигатурой к коже плодов. Регистрацию сократительной активности матки и электрокардиограмм плодов проводили на 30-й день беременности в режиме on-line на компьютере посредством компьютерного электроэнцефалографического комплекса «Диамант». Во время исследования самки находились в естественном для них положении. Продолжительность исследования составляла 60 минут.
Активные сокращения матки вызывали внутривенным введением окситоцина в краевую вену уха самки в дозе (1МЕ). Эпизодами возникающих сокращений матки считали те, при которых амплитуда электрического сигнала увеличивалась более чем в 3 раза по отношению к ее базовой величине. Через 10 минут после введения окситоцина вводили 2,0 мл физиологического раствора, объем которого соответствует таковому лекарственных средств, как правило, применяемых с целью коррекции функционального состояния плода в родах. Анализировали количество сокращений и продолжительность одного сокращения матки за период наблюдения и каждый 5-минутный интервал. При анализе ЭКГ плодов подсчитывали среднюю частоту сердечных сокращений (ЧСС) за каждый 10-минутный интервал.
Самки были разделены на 2 группы: рожавшие в течение эксперимента (I группа; n = 12) и не рожавшие самки (II группа; n = 11). В каждой группе животных мы проанализировали состояние контрольных и подопытных плодов.
После окончания исследования животных выводили из опыта путем воздушной эмболии. Извлекали плоды и плаценты, проводили их взвешивание. В тканях плацент и мозга плодов определяли общую антиоксидантную активность методом хемолюминометрии; антирадикальную активность и активность супе-роксиддисмутазы спектрофотометрическим методом; активность глутатионпероксидазы определялась по способности фермента окислять восстановленный глутатион в присутствии гидроперекиси третичного бутила; активность глутатион-Б-трансферазы определялась по скорости ферментативного образования GS-2,4-динитробензола в реакции восстановленного глутатиона с 1-хлор-2,4-динитробензолом. При этом измерение оптической плотности проводили при X=340 нм против воды сразу же после начала реакции и через 3 минуты на спектрофотометре SOLAR PV 1251C [1].
Статистическую обработку полученных результатов проводили с использованием методов параметрической (t-критерий Стьюдента) и непараметрической статистики (критерий Оуэна).
Результаты исследования и их обсуждение
Известно, что плацентарная недостаточность может характеризоваться отставанием росто-весовых и/или функциональных параметров развития плода. Мы произвели взвешивание плацент, плодов и мозга плодов (табл. 1).
Как видно из таблицы 1, массы плодов, плацент и мозга плодов, развивавшихся в условиях нарушенного и ненарушенного кровообращения, достоверно не различались.
Характер индуцированной сократительной активности мы проанализировали у самок двух групп исследования — рожавших (1 группа) и не рожавших (2 группа) в течение эксперимента.
На рисунке 1 представлены количество сокращений и продолжительность одного маточного сокращения, наблюдавшихся в динамике эксперимента у рожавших самок (1 группа).
Как видно из рисунка 1, после введения окси-тоцина максимальное количество маточных сокращений наблюдалось на 5-й минуте: оно превышало в 9 раз (р < 0,01) исходные данные. С 10-й минуты наблюдения на фоне введения 2,0 мл физиологического раствора количество сокращений начинало постепенно снижаться, достоверно превышая исходное до 30-й минуты. К этому времени оно продолжало превышать фоновые величины в 4 раза (р < 0,01). В дальнейшем (последние 10 минут наблюдения) количество маточных сокращений продолжало снижаться, однако даже
Таблица 1
Массы плацент, плодов и мозга плодов (г), развивавшихся в условиях интактного (контрольные) и уменьшенного (подопытные) кровообращения в матке
Исследуемые плоды Масса плодов Масса мозга Масса плацент
Контрольные п=42 41,17 ± 1,24 1,20 ± 0,02 5,41 ± 0,18
Подопытные п=26 39,91± 1,46 1,17 ± 0,02 5,40 ± 0,28
у. е. 13
1 окситоцин 1ЕД 1 NaCI0.9%-2t,in
▼
/ \
/ V **
1 * г 1 Ш- ж
---- шГ» Ч'' *"" V * N
1 1 * \ \
\
# t 1 V------
5 10
—♦—количество сокращении матки
15 20 25 30 35 40
—■— продолжительность одного сокращения
Рис. 1. Количество сокращений и продолжительность одного сокращения матки, индуцированных введением окситоцина (1 ЕД) с последующей инъекцией физиологического раствора
Примечание: * — р < 0,05, ** — р < 0,01 дано по сравнению с исходными значениями; х — р < 0,05, хх — р < 0,01 дано по сравнению с началом введения окситоцина
у. е. 18
16 14 12 10 в 6 4 2 0
1 окситоцин Т1ЕД ^NaCI 0,9%- 2 мл
■ в__- И
* ** т ' ***
* - * *
4 * *
■ количество сокращении матки
10 1 5 20 25 30 35 40 —продолжительность одного сокращения
Рис. 2. Количество сокращений и продолжительность одного сокращения матки, индуцированных введением окситоцина (1 ЕД) с последующей инъекцией физиологического раствора (2 мл), у не рожавших самок Примечание: * — Р < 0,05, ** — р < 0,01 дано по сравнению с исходными значениями
в конце исследования достоверно превышало исходное в 1,9 раз (р < 0,05).
Темп снижения маточной активности за время наблюдения уменьшался: так, на 25-й минуте количество маточных сокращений уменьшалось по сравнению с началом введения окситоцина в 2,5 раз (р < 0,05). В последние 10 минут наблю-
дения число сокращений уменьшилось еще в 2,1 раза (р < 0,01). При этом продолжительность одного маточного сокращения на протяжении всего периода наблюдения у рожающих самок не изменялась.
На рисунке 2 представлены количество сокращений и продолжительность одного маточного
Таблица 2
Частота сердечных сокращений (ЧСС) плодов, развивавшихся при интактном (контрольных) и при уменьшенном (подопытных) кровообращении в матке после инъекции самке окситоцина(1ЕД) с последующей инъекцией физиологического раствора (2 мл), у рожавших самок
Группы животных (плодов) Исходные значения ЧСС (в мин) после введения окситоцина ЧСС (в мин) после введения физиологического раствора
5 10 15 20 25 30 35 40
Контрольные 225,4 ± 24,92 n=12 149,4 ± 23,47* n=10 162,6 ± 26,84 n=10 230,4 ± 39,72х n=9 242,6 ± 24,62хх n=9 270,6 ± 27,92хх n=8 285,8 ± 22,82хх n=8 295,2 ± 26,69хх n=7 277 ± 12,02хх n=5
Подопытные 257,92 ± 13,99 n=11 133,52 ± 20,11** n=9 153,88 ± 17,06** n=9 165,6 ± 18,32** n=9 170,72 ± 21,12** ▲ ▲ n=8 166,4 ± 23,57 ** ▲ ▲n=7 148,8 ± 15,21** ▲n=8 159 ± 26,49** ▲ n=8 144,84 ± 35,57* ▲n=6
Примечание: * — р < 0,05 , ** — р < 0,01 дано по сравнению с исходными значениями; хх — р < 0,01, х — р < 0,05, дано по сравнению с началом введения окситоцина; ▲▲ — р < 0,01, ▲ — р < 0,05 дано по сравнению с контрольными плодами
%
140--, |
I окситсшин I NaCI 0,9 % -2 МП ^
▼ ??__ " — • -Л
120 - 77
? - - "
100 ^ *
во V -^—
\ v - ** **А **Л
\ • ** ----U----■ ■ , "Л А ЛЯ
ш**-
40
20
0 -■-1-1-1-1-1-1-1-
МФ
Рис. 3. Частота сердечных сокращений (ЧСС) плодов, развивавшихся при интактном (контрольных) и при уменьшенном (подопытных) кровообращении в матке после инъекции самке окситоцина (1 ЕД) с последующей инъекцией физиологического раствора (2 мл), у рожавших самок
Примечание: * — р < 0,05, ** — р < 0,01 дано по сравнению с исходными значениями; х — р < 0,05, хх — р < 0,01 дано по сравнению с началом введения окситоцина; ▲ — р < 0,05, ▲▲ — р < 0,01 дано по сравнению с контрольными плодами
J окситсшин ^ NaCI 0,9 % -2 МП 7? Г- - - ' -♦J7 ^
77 - i» * 77
/ ' У
\\ \ ** ** **Л ----■ - **л - -■- . л **л Л *А Л
* ' ■
1-■-1-1-1-■-■-15 10 15 20 25 30 35 10 —*—контрольные ■—■ - подопытные
сокращения у не родивших в динамике эксперимента самок (2-я группа).
Как видно из рисунка 2, после введения окситоцина количество маточных сокращений на 5-й минуте было максимальным, так же, как у самок 1-й группы. Однако в это время оно превышало исходные данные только в 3,6 раза (р < 0,01), т. е. реакция на введенный окситоцин была менее выражена по сравнению с таковой у рожающих самок. С 10-й минуты наблюдения количество маточных сокращений, так же, как у самок 1-й группы, начинало постепенно снижаться, достоверно превышая исходное до 30-й минуты. Однако на 30-й минуте их число превышало фоновые величины только в 2,2 раза (р < 0,05). В течение последних 10 минут наблюдения количество маточных сокращений продолжало снижаться, и в конце исследования оно уже достоверно не различалось по сравнению с исходным. Продолжительность одного маточного сокращения у самок этой группы, так же,
как у 1-й группы животных, не менялась на протяжении всего периода наблюдения.
Таким образом, после введения окситоцина на 30-й день беременности самкам, рожавшим и не рожавшим в дальнейшем под его влиянием, наблюдалось достоверное увеличение количества маточных сокращений по сравнению с фоновым. При этом у рожавших самок с 5-й минуты и до конца эксперимента оно было в 2,5 раза больше, чем таковое у не рожавших самок. У рожавших животных в конце исследования количество маточных сокращений продолжало достоверно превышать исходные значения в 2 раза, а у не рожавших — не отличалось от исходных. Продолжительность одного сокращения на протяжении всего периода наблюдения у самок обеих групп не менялась.
Известно, что сердцебиение плода на фоне маточных сокращений может меняться, а следовательно, по изменению сердечного ритма плодов можно косвенно судить об интенсивности родо-
Таблица 3
Частота сердечных сокращений (ЧСС) плодов, развивавшихся при интактном (контрольных) и при уменьшенном (подопытных) кровообращении в матке после инъекции самке окситоцина (1 ЕД) с последующей инъекцией физиологического раствора (2 мл), у не рожавших самок
ЧСС
Группы животных (плодов) Исходные значения ЧСС (в мин) после введения окситоцина ЧСС (в мин) после введения физиологического раствора
5 10 15 20 25 30 35 40
Контрольные 268,14 ± 16,50 п=10 169,14 ± 27,58* n=10 217,86 ± 20,54 n=10 264,14 ± 21,93* n=10 276,43 ± 29,06* n=10 285,86 ± 32,52* n=10 292,14 ± 34,19 n=10 291,14 ± 18,58** n=9 289,86 ± 28,23 n=8
Подопытные 254,87 ± 8,97 п=10 157,5 ± 18,63* n=10 216,25 ± 12,81 n=10 247,25 ± 17,23 n=10 251,12 ± 17,36** n=10 252,12 ± 22,25** n=10 248,37 ± 22,99** n=10 254,5 ± 18,31** n=10 252,5 ± 23,10** n=10
Примечание: * — р < 0,05 дано по сравнению с исходными значениями; хх — р < 0,01, х — р < 0,05 дано по сравнению с началом введения окситоцина
% 120
100
80
60
40
20
I
окситоцин 1 ЕД
NaCI 0,9% -2 мл
\
V-*
XX XX
V
10
15
20
25
30
35
40
( - подопытные
—*- — контрольные
Рис. 4. Частота сердечных сокращений (ЧСС) плодов, развивавшихся при интактном (контрольных) и при уменьшенном (подопытных) кровообращении в матке после инъекции самке окситоцина (1 ЕД) с последующей инъекцией физиологического раствора (2 мл), у не рожавших самок
Примечание: * — р < 0,05, дано по сравнению с исходными значениями; хх — р < 0,01, х — р < 0,05 дано по сравнению с началом введения окситоцина
вой деятельности. Мы проанализировали частоту сердечных сокращений контрольных и подопытных плодов (исходную и на фоне индуцированной маточной активности) у рожавших и не рожавших самок.
В таблице 2 и рисунке 3 представлена динамика ЧСС плодов, развивавшихся в условиях нормального и нарушенного кровообращения, у рожавших самок (1-я группа).
Как видно из таблицы 2 и рисунка 3, сразу после введения самкам окситоцина изменения сердечного ритма у контрольных и подопытных плодов были однонаправленными. У тех и других возникала брадикардия, однако ее степень была
различной. На 5-й минуте после введения оксито-цина ЧСС снижалась статистически равнозначно у контрольных плодов на 66 % (р < 0,05), а у подопытных — на 51 % (р < 0,01) по сравнению с исходными данными. У контрольных плодов ЧСС восстанавливалась до исходных величин уже на 15-й минуте и в последующем носила достоверно нарастающий тахисистолический характер. Она была достоверно выше по сравнению с таковой подопытных плодов, начиная с 20-й минуты до конца исследования, и превышала исходные значения в конце эксперимента на 23 %. У подопытных плодов ЧСС после введения окситоцина и в дальнейшей динамике эксперимента сохранялась
Таблица 4
Активность ферментов антиоксидантной защиты в плаценте (контрольных) плодов, развивавшихся при интактном и (подопытных) при уменьшенном кровообращении в матке
Биохимические показатели Роды Нет родов
Контр. Подоп. Контр. Подоп.
Общая антиоксидантная активность (отн. ед/мг белка) 0,48±0,02 п=9 0,48±0,02 п=7 0,45±0,01 п=31 0,44±0,01 п=19
Антирадикальная активность (мкМ/мгб) 332,31±13,64 п=9 317,3±13,49 п=7 337±11,7 п=30 340,2±10,19 п=19
Активность глутатионпероксидазы (мкМ/мгб) 600,67±142,6 п=9 614,1±95,18 п=7 510,6±50,33 п=27 440,1±63,73 п=19
Активность глутатион-Б-трансферазы (мкМ GS-2,4 ДНБ/мин) 25,03±5,22 п=7 29,1±4,48 п=7 18,34±2,06 п=31 20,46±2,22 п=19
Активность супероксиддисмутазы (УЕ/мг белка) 34,10±1,87 п=9 30,63±2,65 п=7 31,18±2,03 п=30 34,2±1,51 п=19
Светосумма (МВ) 31,03 2,95 п=9 32,99 2,30 п=7 29,23 1,27 п=31 33,19 1,60 п=19
равнозначная брадикардия, и в конце исследования ЧСС этих плодов была в 1,7 раза (р < 0,01) меньше, чем у контрольных плодов.
В таблице 3 и на рисунке 4 представлена динамика ЧСС у контрольных и подопытных плодов не рожавших в течение эксперимента самок (2-я группа).
Как видно из таблицы 3 и рисунка 4, изменения исходной ЧСС на введение окситоцина у контрольных и подопытных плодов 2-й группы самок была однонаправленной с плодами самок 1-й группы. Однако, в отличие от плодов 1-й группы, на 5-й минуте после введения оксито-цина у контрольных и подопытных плодов 2-й группы самок ЧСС снижалась равнозначно: на 60 % (р < 0,05) по сравнению с исходными данными. В дальнейшем, начиная с 10-й минуты наблюдения, ЧСС у всех плодов начинала нарастать, достоверно превышая таковую после введении окситоцина на всех этапах наблюдения. Однако в конце эксперимента ЧСС как у контрольных, так и, подопытных плодов была равна исходным значениям. Можно думать, что подобная реакция сердечного ритма плодов этой группы самок косвенно свидетельствует о менее интенсивной сократительной активности, развивающейся у них, по сравнению с таковой у самок 1-й группы.
Таким образом, у самок обеих групп количество индуцированных маточных сокращений в динамике наблюдения увеличивалось, причем в большей степени у рожавших самок. На фоне этих сокращений у плодов рожавших самок наблюдалась брадикардия, причем она была более выраженной и длительной у подопытных пло-
дов. Эти реакции ЧСС контрольных и подопытных плодов обусловлены сокращениями матки, возникшими на фоне окситоцина. При этом введение физиологического раствора в объеме 2,0 мл, составляющих 0,8 %о от объема циркулирующей крови животного, не может влиять на сердечный ритм плода и его гемодинамику в целом. У контрольных плодов под влиянием ок-ситоцина наблюдалась сначала бради-, а в дальнейшем тахисистолия, соответствующая адаптивной реакции на развивающуюся гипоксию. У подопытных плодов, развивавшихся в условиях нарушенного кровообращения в матке, наблюдалась стойкая брадикардия, свидетельствующая о патологическом характере реакции, связанной с развитием у плода гипоксемии/ гипоксии.
Для выявления степени гипоксии, развившейся у подопытных плодов рожавших и не рожавших животных, проведено сопоставление активности ферментов антиоксидантной защиты в мозгу и плаценте плодов, развивавшихся в условия нормального и нарушенного плацентарного кровообращения у двух групп самок.
В таблице 4 представлены активность ферментов антиоксидантной защиты в плаценте контрольных и подопытных плодов рожавших (1-я группа) и не рожавших в течение эксперимента самок (2-я группа).
Как видно из таблицы 4, активности как отдельных ферментов антиоксидантной защиты, так и показателей совокупной их оценки (общей актиоксидантной активности) в плацентах подопытных и контрольных плодов обеих групп животных не различались.
Таблица 5
Активность ферментов антиоксидантной защиты в плаценте (контрольных) плодов развивавшихся при интактном и (подопытных) при уменьшенном кровообращении в матке
Биохимические показатели Роды Нет родов
Контр. Подоп. Контр. Подоп.
Общая антиоксидантная активность (отн. ед/мг белка) 0,47±0,02 п=9 0,44±0,03 п=7 0,46±0,01 п=31 0,42±0,01** п=19
Антирадикальная активность (мкМ/мгб) 286,13±12,41 п=9 282,8±16,77 п=6 253,2±10,15х п=32 281,4±8,69* п=19
Активность глутатион-пероксидазы (мкМ/мгб) 970,0±156,02 п=9 943,4±157,1 п=7 548,3±38,47хх п=31 665,6±85,72 п=19
Активность глутатион-Б-трансферазы (мкМ GS-2,4 ДНБ/мин) 86,19±4,94 п=9 84,67±7,45 п=7 83,71±2,67 п=31 80,21±3,06 п=19
Активность супероксиддисмутазы (УЕ/мг белка) 24,48±3,90 п=9 34,10±1,87* п=6 19,69±1,27 п=32 16,25±0,95* А А п=19
Светосумма (МВ) 49,38 ±2,46 п= 9 45,88±2,67 п=7 36,74 ±1,75и п=31 36,97 ±1,79^ п=19
Примечание: * — р<0,05, ** — р<0,01 дано по сравнению с контрольными плодами; х — р<0,05 дано по сравнению с контрольными плодами, в группе где роды состоялись; хх — р< 0,01 дано по сравнению с контрольными плодами, в группе где роды состоялись; А А — р< 0,01 дано по сравнению с подопытными плодами, в группе где роды состоялись; ■ ■ — р< 0,01 дано по сравнению с контрольными плодами, в группе где роды состоялись; ■ — р< 0,05 дано по сравнению с подопытными плодами, в группе где роды состоялись
В таблице 5 представлены активности ферментов антиоксидантной защиты в мозгу контрольных и подопытных плодов рожавших (1-я группа) и не рожавших (2-я группа) в течение эксперимента самок.
Как видно из таблицы 5, у рожавших самок общая антиоксидантная и антирадикальная активность, активность глутатионпероксидазы и глутатион^-трансферазы в мозгу контрольных и подопытных плодов не различалась. Известно, что в родах наблюдается усиление процессов пероксидации липидов, о которых можно судить по величине светосуммы. В условиях окислительного стресса для поддержания гомеостаза на нормальном уровне активируется ферментативное звено антиоксидантной системы, а именно, повышается активность суперок-сиддисмутазы и глутатионпероксидазы [5, 11]. В нашем исследовании у подопытных плодов рожавших в течение эксперимента самок величина светосуммы не отличалась от таковой в мозгу контрольных плодов, однако активность супероксиддисмутазы у них была в 1,4 раза (р < 0,01) выше, чем у контрольных плодов этой группы самок. Следовательно, у этих плодов наблюдался окислительный стресс, компенсация которого осуществлялась за счет активации супероксиддисмутазы.
У подопытных плодов, в отличие от не рожавших в течение эксперимента самок, в моз-
гу общая антиоксидантная активность была на 8,7 0% (р < 0,01) ниже, а антирадикальная активность выше на 10,0 %% (р < 0,05) по сравнению с таковыми в мозгу контрольных плодов этой группы самок. Отсутствие подобных различий между контрольными и подопытными плодами у рожавших самок, по-видимому, объясняется недостаточной выборкой данных, хотя у подопытных плодов этой группы животных также намечается тенденция к более низким значениям антиоксидантной активности по сравнению с контрольными плодами. Межгрупповые различия у подопытных и контрольных плодов двух групп самок по антиоксидантной активности отсутствовали. Антирадикальная активность у контрольных плодов не рожавших самок была ниже в 1,1 (р < 0,05) раза по сравнению с таковой контрольных плодов рожавших самок. У подопытных плодов этой группы ее значения достоверно превышали таковое контрольных плодов в 1,1 (р < 0,05) раза, достигая значений антирадикальной активности в мозгу контрольных плодов рожавшей группы самок. У не рожавших самок отсутствовали различия по величине светосуммы, определенной в мозгу контрольных и подопытных плодов. При этом она была достоверно ниже в 1,3 раза (р < 0,01), чем у контрольных и подопытных плодов рожавших самок. Активность супер-оксиддисмутазы в мозгу подопытных плодов этих
животных изменялась по сравнению с таковой контрольных плодов разнонаправлено по отношению к подопытным плодам рожавших самок. Так, в отличие от плодов рожавших самок, она была ниже в 1,2 раза (р < 0,05) у подопытных плодов по сравнению с контрольными. При этом абсолютные величины этого фермента были в 2 раза (р < 0,01) ниже по сравнению с ее значениями у подопытных плодов рожавших самок. Активность глутатионпероксидазы у контрольных и подопытных плодов не рожавших самок не различалась. Однако ее активность у контрольных плодов этой группы животных была в 1,8 раза (р < 0,01) ниже, чем у контрольных плодов рожавших самок. При этом активность глутатион-Б-трансферазы была равнозначна у контрольных и подопытных плодов обеих групп [3].
Полученные нами данные свидетельствуют о том, что индуцированные окситоцином сокращения матки у не рожавших животных не приводили к активации в мозгу контрольных и подопытных плодов ферментативного звена антиоксидантной системы, как это наблюдалось у всех плодов рожавших самок. При этом у подопытных плодов рожавших самок эта активация была выражена в наибольшей степени. Наиболее чувствительным индикатором окислительного стресса являлась супероксиддис-мутаза. Наши данные согласуются с таковыми, опубликованными ранее [4, 6, 9].
При плацентарной недостаточности, созданной в наших опытах, не наблюдалось росто-весовых различий между плодами, развивавшимися при нормальном и нарушенном плацентарном кровообращении. Однако она обусловливала развитие брадикардии и активацию ферментативного звена антиоксидантной защиты в мозгу у подопытных плодов рожавших самок по сравнению с таковыми не рожавших в ответ на индуцированные окситоцином сокращения матки.
Экспериментальная модель, предложенная нами, позволяет наблюдать характерные патофизиологические и метаболические реакции, развивающиеся в функциональной системе плацента-плод. В дальнейшем ее можно использовать для изучения влияния медикаментозных средств, обладающих утеротоническим и утеролитическим действием, а также антиок-сидантов и антигипоксантов, в т. ч. метаболического типа.
Литература
1. Арутюнян А. В., Дубинина Е. Е., Зыбина Н. Н. Методы оценки
свободнорадикального окисления и антиоксидантной си-
стемы организма: методические рекомендации. — СПб.: Фолиант, 2000.
2. Белокриницкая Т. Е. Перинатальные осложнения: этиопато-генез, клиника, диагностика, лечение, профилактика. — Чита: Поиск, 1999.
3. Бондарь Т. Н., Ланкин В. З., Антоновский В. Л. Восстановление органических гидроперекисей глутатионперокси-дазой и глутатион^-трансферазой: влияние структуры субстрата // Докл. АН СССР. — 1989. — Т. 304, № 1. — С. 217-220.
4. Дубинина Е. Е. Характеристика внеклеточной супероксид-дисмутазы // Вопр. мед. химии. — 1995. — Т. 41, вып. 6. — С. 8-12.
5. Клиническая эффективность цитофлавина при дисцирку-ляторной энцефалопатии — хронической ишемии мозга / Суслина З. А. [и др.] // Вестник СПбГМА им. И. И. Мечникова. — 2005. — № 3. — С. 7-14.
6. Перекисное окисление и стресс / Барабой В. А. [и др.]. — СПб.: Наука, 1992. — 142 с.
7. Плацентарная недостаточность: учебно-методическое пособие / Павлова Н. Г., Аржанова О. Н., Зайнулина М. С., Колобов А. В.; ред. Э. К. Айламазян. — СПб.: Изд-во Н-Л, 2007. — 32 с.
8. Сократительная активность матки самок кролика в конце беременности и метод ее регистрации / Назарова Л. А. [и др.] // Бюллетень экспериментальной биологии и медицины. — 2007. — Т. 144, № 9. — С. 355-357.
9. Differential regulation of superoxide dismutase in copperdeficient rat organs / Lai C.-C. [et al.] // Free radical Biol. and Med. — 1994. — Vol. 16. — P. 613-620.
10. GarnicaA. D., Chan W. Y. The role of placrenta in fetal nutrition and growth // J. Am. Coll. Nutr. — 1996. — Vol. 15. — P. 206222.
11. Incidence of and risk factors for medical complications during stroke rehabilitation / Roth E. J. [et al.] // Stroke. — 2001. — Vol. 32, N 2. — Р. 523-529.
UTERINE ACTIVITY INFLUENCE ON THE FETAL FUNCTIONAL STATE' IN INTACT AND DECREASED PLACENTAL BLOOD FLOW (EXPERIMENTAL STUDY)
Gabaeva M. M., Nazarova L. A., Baziyan E. V., Yakovleva A. A., Operina T. I., Prokopenko V. M., Konstantinova N. N., Pavlova N. G.
■ Summary: The article presents the comparison of antioxidant enzymes activity in functional system placenta-fetus and heartbeating of fetuses developed in disturbed and normal uterine-placental blood flow on Oxythocine indused uterine contractions in experimental conditions. There was shown that reactivity of fetuses developed in conditions of chronic placental insufficiency manifested by bradicardia and activation of antioxidant enzymes in their brain. Experimental models allow to observe specific pathophisiologic and metabolic reactions developed in functional system placenta-fetus in placental
insufficiency and to study the influence of medications with uterotonic and uterolitic activity and also antioxydants and antihypoxants.
■ Key words: fetal hypoxia; placental insufficiency; uterine activity.
■ Адреса авторов для переписки-
Габаева Мадина Магаметовна — аспирант кафедры акушерства и гинекологии.
СПбГМУ им. акад. И. П. Павлова. E-mail: madishka0806@mail.ru
Назарова Людмила Анатольевна — к. м. н., старший научный сотрудник лаборатории физиологии и патофизиологии плода с отделением ультразвуковой диагностики.
ГУ НИИ акушерства и гинекологии им. Д. О. Отта СЗО РАМН. 199034, Россия, Санкт-Петербург, Менделеевская линия, д. 3. E-mail: iagmail@ott.ru
Базиян Елена Владимировна — научный сотрудник лаборатории физиологии и патофизиологии плода с отделением ультразвуковой диагностики.
ГУ НИИ акушерства и гинекологии им. Д. О. Отта СЗО РАМН. 199034, Россия, Санкт-Петербург, Менделеевская линия, д. 3. E-mail: ngp05@yandex.ru
Яковлева Анастасия Александровна — научный сотрудник лаборатории физиологии и патофизиологии плода с отделением ультразвуковой диагностики.
ГУ НИИ акушерства и гинекологии им. Д. О. Отта СЗО РАМН. 199034, Россия, Санкт-Петербург, Менделеевская линия, д. 3. E-mail: iagmail@ott.ru
Опарина Татьяна Ивановна — к. б. н., старший научный сотрудник лаборатории перинатальной биохимии.
ГУ НИИ акушерства и гинекологии им. Д. О. Отта СЗО РАМН. 199034, Россия, Санкт-Петербург, Менделеевская линия, д. 3. E-mail: oparinat@mail.ru
Прокопенко Валентина Михайловна — к. б. н., старший научный сотрудник лаборатории перинатальной биохимии. ГУ НИИ акушерства и гинекологии им. Д. О. Отта СЗО РАМН. 199034, Россия, Санкт-Петербург, Менделеевская линия, д. 3. E-mail: vmp47@mail.ru
Константинова Наталья Николаевна — д. м. н., профессор, ведущий научный сотрудник лаборатории физиологии и патофизиологии плода с отделением ультразвуковой диагностики. ГУ НИИ акушерства и гинекологии им. Д. О. Отта СЗО РАМН. 199034, Россия, Санкт-Петербург, Менделеевская линия, д. 3. E-mail: iagmail@ott.ru
Павлова Наталия Григорьевна — д. м. н., профессор, руководитель лаборатории физиологии и патофизиологии плода с отделением ультразвуковой диагностики.
ГУ НИИ акушерства и гинекологии им. Д. О. Отта СЗО РАМН. 199034, Россия, Санкт-Петербург, Менделеевская линия, д. 3. E-mail: iagmail@ott.ru
Gabaeva Madina Magametovna — the post-graduate student of chair of obstetrics and gynecology. St.-Petersburg Pavlov's State Medical University. E-mail: madishka0806@mail.ru
Nazarova Lyudmila Anatolievna — the senior research assistant of laboratory of physiology and a pathophysiology of a fetus with unit of ultrasonic diagnostics.
D. O. Ott Research Institute of Obstetrics and Gynecology, RAMS. 199034 Russia, St. Petersburg, Mendeleyevskaya Line, 3. E-mail: iagmail@ott.ru
Baziian Elena Vladimirovna — the research assistant of laboratory of physiology and a pathophysiology of a fetus with unit of ultrasonic diagnostics.
D. O. Ott Research Institute of Obstetrics and Gynecology, RAMS. 199034 Russia, St. Petersburg, Mendeleyevskaya Line, 3. E-mail: ngp05@yandex.ru
Jakovleva Anastasia Aleksandrovna — the research assistant of laboratory of physiology and a pathophysiology of a fetus with unit of ultrasonic diagnostics.
D. O. Ott Research Institute of Obstetrics and Gynecology, RAMS. 199034 Russia, St. Petersburg, Mendeleyevskaya Line, 3. E-mail: iagmail@ott.ru
Oparina Tatyana Ivanovna — the senior research assistant of laboratory of perinatal biochemistry.
D. O. Ott Research Institute of Obstetrics and Gynecology, RAMS. 199034 Russia, St. Petersburg, Mendeleyevskaya Line, 3. E-mail: oparinat@mail.ru
Prokopenko Valentina Mihailovna — the senior research assistant of laboratory perinatal biochemistry.
D. O. Ott Research Institute of Obstetrics and Gynecology, RAMS. 199034 Russia, St. Petersburg, Mendeleyevskaya Line, 3. E-mail: vmp47@mail.ru
Konstantinova Natalia Nikolaevna — MD, the professor the leading research assistant of laboratory of physiology and a pathophysiology of a fetus with unit of ultrasonic diagnostics. D. O. Ott Research Institute of Obstetrics and Gynecology, RAMS. 199034 Russia, St. Petersburg, Mendeleyevskaya Line, 3. E-mail: iagmail@ott.ru
Pavlova Natalia Grigorievna — MD, the professor the principal of laboratory of physiology and a pathophysiology of a fetus with unit of ultrasonic diagnostics.
D. O. Ott Research Institute of Obstetrics and Gynecology, RAMS. 199034 Russia, St. Petersburg, Mendeleyevskaya Line, 3. E-mail: iagmail@ott.ru
