Влияние обогащенной среды на ранние этапы развития прогениторных клеток головного мозга у молодых и стареющих крыс

Кувачева Наталья Валерьевна; Моргун Андрей Васильевич; Комлева Юлия Константиновна; Салмина Алла Борисовна; Хилажева Елена Дмитриевна; Окунева Олеся Сергеевна; Дробушевская Анна Ивановна; Кутищева Ирина Александровна

вой у здоровых (р<0,05). Уровень гепцидина был достаточно высоким в обеих группах пациентов, но при БК достигал очень высоких значений. Таким образом, можно предположить, что ответ на хроническое воспаление со стороны кроветворной системы проявился анемическим синдромом, сопровождающимся изменением индексов красной крови, характеризующих функциональное состояние гемопоэза. При этом количество клеток крови (лейкоцитов, эритроцитов) практически не изменялось. Наблюдалось незначительное повышение количества тромбоцитов по сравнению со здоровыми детьми. Как показали проведенные исследования, у детей с хроническими воспалительными заболеваниями кишечника эритропоэз претерпевает некоторые изменения, выражающиеся в снижении значений эритроцитарных и ретикулоцитарных индексов, изменении уровней р-ТФР и ЭПО в сыворотке. Установлены обратные корреляции умеренной силы между уровнями гепцидина и железа (БК г=-0,65р=0,05; НЯКг=-0,48р=0,047) при отсутствии подобной зависимости в группе здоровых детей; между уровнем сывороточного железа и количеством тромбоцитов в периферической крови (НЯК г=-0,39р=0,09;БКг=-

0,47р=0,043). При сравнении больных детей двух групп со здоровыми детьми выявлены значимые различия по показателям обмена железа (р<0,05). Таким образом, среди показателей периферического кроветворения индексы красной крови являются более чувствительными лабораторными тестами к воспалению, особенно МСНС и Бе^Не. Эти данные могут способствовать в дальнейшем разработке новых подходов к алгоритмам диагностики анемического синдрома [2] и активности воспаления при ВЗК, исходя из критериев специфичности и чувствительности тестов при сравнении

их между группами и статистической оценки. Нами были проанализированы все тесты и выбраны наиболее чувствительные, которые лучше всего использовать для оценки тяжести нарушения кроветворения при ВЗК. Критериями для отбора служили: площадь под кривой(АиС), чувствительность, специфичность тестов с учетом 95% доверительного интервала (ДИ 95%). Наиболее чувствительные тесты представлены на рисунке 3, из которого видно, что гепцидин является показателем с высоким уровнем специфичности и чувствительности при БК: у гепцидина площадь (АиС ) составила 0,77 (95%ДИ 0,62-0,92). Очевидно, это связано с системными внекишечными проявлениями данного заболевания, способными длительно поддерживать активность воспаления. При НЯК наряду с гепцидином подобными характеристиками (высокий уровень значимости, чувствительности и специфичности) обладает показатель — ЭПО: площадь (АиС) составила 0,72 (95% ДИ 0,58-0,86). Возможно, это говорит о более выраженных нарушениях в системе эритропоэза на фоне частых кишечных кровотечений и развитием анемического синдрома. Учитывая, что наблюдался выраженный ответ на системное воспаление со стороны крови у больных БК и нарушения в гемопоэзе у больных НЯК, необходимо проводить комплексную оценку с параметров гемопоэза наряду с динамикой маркеров воспаления [1] при хронических заболеваниях кишечника у детей. Выделенные нами диагностические значимые комплексы лабораторных тестов: гепцидин, индексы красной крови, современные показатели обмена железа (р-ТФР и ЭПО) должны быть включены в план обследования детей для обозначения точных критериев нарушений в системе кроветворения и, возможно, активности воспаления.

ЛИТЕРАТУРА

1. Афанасьева А.Н., Одинцова И.Н., Удут В.В. Синдромы эндогенной интоксикации и системного воспалительного ответа: общность и различия // Анестезиология и реаниматология. — 2007. — № 4. — С. 67-71.

2. Ботвиньева В.В., Гордеева О.Б., Намазова-Баранова Л.С. Перспективы диагностики и лечения различных видов анемии у детей. // Педиатрическая фармакология. — 2012. — Т. 9. №5. — С. 35-40.

3. Гордеева О.Б., Ботвиньева В.В., Намазова-Баранова Л.С. Эритроцитарные и ретикулоцитарные индексы у пациентов с воспалительными заболеваниями различного генеза. // Педиатрическая фармакология. — 2012. — Т. 9. №6. — С. 110-112.

4. Кетлинский С.А., Симбирцев А.С. Цитокины. — СПб.: Фолиант, 2008. — 550 с.

5. Соснина О.Б., Балаболкин И.И., Ботвиньева В.В., Фи-лянская Е.Г. Клинические проявления пищевой аллергии у подростков. // Российский педиатрический журнал. — 2008. — №3. — С. 14.

6. Титов В.Н. Теория биологических функций и совершенствование диагностического процесса в клинической биохимии // Клиническая лабораторная диагностика. — 2009. — №4. — С. 3-14.

7. Buttarello M., Temporin V., Ceravolo R. "Піє new reticulocyte parameter (Ret-Y) of the Sysmex XE 2100: its use in the diagnosis and monitoring of posttreatment sideropenic anemia. // Am J Clin Pathol. — 2004. — Vol. 121. — Р. 489-495.

8. MastA.E., BlinderM.A., Dietzen D.J. Reticulocyte hemoglobin content. //Am J Hematol. — 2008. — Vol. 83. — Р. 307-310.

Информация об авторах: Гордеева Ольга Борисовна — к.м.н, с.н.с., 119991, г.Москва, Ломоносовский проспект, д.2, стр. 1, тел. (495)7445800, e-mail: [email protected]: Ботвиньева Виктория Владимировна — д.м.н., профессор, заслуженный деятель науки РФ, главный научный сотрудник; Королькова Екатерина Леонидовна — к.м.н., с.н.с.; Джагаркава Ирина Зурабовна — н.с.; Солошенко Маргарита Александровна — ординатор.

ВЛИЯНИЕ ОБОГАЩЕННОЙ СРЕДЫ НА РАННИЕ ЭТАПЫ РАЗВИТИЯ ПРОГЕНИТОРНЫХ КЛЕТОК ГОЛОВНОГО МОЗГА У МОЛОДЫХ И СТАРЕЮЩИХ КРЫС

Наталья Валерьевна Кувачева, Андрей Васильевич Моргун, Юлия Константиновна Комлева,

Алла Борисовна Салмина, Елена Дмитриевна Хилажева, Олеся Сергеевна Окунева,

Анна Ивановна Дробушевская, Ирина Александровна Кутищева (Красноярский государственный медицинский университет имени профессора В.Ф. Войно-Ясенецкого, ректор — д.м.н. проф. И.П. Артюхов, кафедра биохимии с курсами медицинской, фармацевтической и токсикологической химии, зав. — д.м.н., проф. А.Б. Салмина, НИИ молекулярной медицины и патобиохимии,

руководитель — д.м.н., проф. А.Б. Салмина)

Резюме. В ходе исследования изучалось одно из звеньев нейрогенеза, а именно развитие клеточной популяции прогениторных клеток in vitro у молодых и стареющих животных, содержащихся в стандартных условиях и в

условиях так называемой обогащенной среды. Работа проводилась на крысах-самцах линии Wistar в возрасте 7-9 месяцев (молодые особи) и 23-25 месяцев (стареющие особи). Из гиппокампа и боковых стенок желудочков выделяли прогениторные клетки, культивировали в условиях CO-инкубатора при 5% CO2 и 37°C и изучали с помощью прибора системы для проведения клеточного анализа «xCELLigence» (Roche, Швейцария). В ходе исследования установлено, что у молодых животных по сравнению со стареющими, отмечается более динамичное образование нейросфер из прогениторных клеток, большие размеры, они более структурированы и стабильны. Под влиянием обогащенной среды и у молодых, и у стареющих животных наблюдаются существенные изменения ранних этапов развития прогениторных клеток головного мозга in vitro.

Ключевые слова: нейрогенез, прогениторные клетки, обогащенная среда, молодые и стареющие крысы.

EFFECT OF ENRICHED ENVIRONMENT ON THE EARLY STAGES OF DEVELOPMENT OF PROGENITOR CELLS OF THE BRAIN IN YOUNG AND AGING RATS

N.V. Kuvacheva, A.V. Morgun, Y.K. Komleva, A.B. Salmina, E.D. Hilazheva, O.S. Okuneva,

A.I. Drobushevskaya, I.A. Kutischeva (Krasnoyarsk State Medical University, Russia)

Summary. We study one of the link of neurogenesis: development of progenitor cell in young and aged rats. All animals were kept under standard conditions and in enriched environment in vitro. The work was carried out using male rats of Wistar. The middle age of «young» group was 7-9 months, «old» group — 23-25 months. The progenitor cells were isolated from the hippocampus and lateral ventricles and cultured in a CO2-incubator at 5% CO2 and 37°C. After that the cells were examined by «xCELLigence» system (Roche, Switzerland). The study found that in young rats compared with aged, there is more dynamic formation of neurospheres from progenitor cells, the larger size, they are more structured and stable. Under the influence of the enriched environment in young and old rats, significant changes at the early stages of the development of brain progenitor cells in vitro have been noticed.

Key words: neurogenesis, progenitor cells, enriched media, young and aging rats.

Недостаточная изученность клеточно-молекулярных механизмов развития возраст-зависимых заболеваний диктует необходимость изучения особенностей пролиферации, дифференцировки, миграции клеток, синаптогенеза, а также нейрон-глиальных метаболических взаимодействий в различные возрастные периоды. Одними из факторов, влияющих на формирование и функционирование ЦНС, являются среда обитания, социальная активность и наследственность [3, 9].

Особое место в этих исследованиях занимает изучение нейрогенеза, эффективность которого, наряду с глиальной пластичностью, особенно очевидна в мозге животных, находящихся в условиях так называемой обогащенной среды (ОС). Такая среда вызывает значительные нейрохимические, нейроанатомические и поведенческие изменения у животных [10].

В настоящее время основная теория развития центральной нервной системы условно выделяет три этапа: 1) индукция нейроэктодермы, 2) нейруляция, 3) региональная специализация. Особенностями эмбрионального нейрогенеза являются высокая пролиферативная и миграционная активность клеток всех регионов развивающегося мозга, формирование нейронов и клеток глии из стволовых клеток [4].

Постнатальный период характеризуется окончанием эмбрионального нейрогенеза, процессов интенсивного синаптогенеза и нейрональной селекции. При дальнейшем развитии организма нейрогенез наблюдается только в отдельных регионах ЦНС (обонятельные луковицы, субгранулярная зона гиппокампа, субвен-трикулярная зона боковых желудочков).

На процессы нейрогенеза оказывают влияние эндогенные (нейротрансмиттеры, трофические факторы, гормоны) и экзогенные факторы (биологической, физической, химической и социальной природы) во все периоды развития организма.

Изменения нейрогенеза, нейропластичности, регуляции развития мозга и формирования поведения особенно видны у животных, находящихся в условиях обогащенной (многостимульной) среды. Обогащенная среда в экспериментах моделируется большим количеством контактов с новыми социальными и несоциальными объектами [1], что приводит к значимым клеточным, молекулярным и поведенческим изменениям: увеличивает массу мозга, толщину коры и гиппокампа, разветвления, длину и плотность дендритов, а также размер и количество синапсов, увеличивает уровень от-

дельных нейротрофических факторов, стимулирует обучение и запоминание [7, 9, 11, 12, 15].

Материалы и методы

Исследования проводились на крысах-самцах линии Wistar с исходной массой тела 300-350 г на основе соблюдения принципов гуманности, изложенных в Директиве Европейского сообщества (86/609/ЕС), с одобрением локального этического комитета КрасГМУ им. проф. В.Ф. Войно-Ясенецкого (заключение 35/2011). Возраст животных составил 7-9 месяцев (молодые особи, n=10), что соответствует периоду т.н. социального созревания этих животных и характеризует окончание периода формирования основных функций головного мозга, и 23-25 месяцев (стареющие особи, n=12), что соответствует началу старения основных систем организма у крыс. Животных содержали в клетках со свободным доступом к воде и корму при постоянной температуре 21±1 °С и регулярном световом цикле — 12 ч день / 12 ч ночь. Дизайн исследования представлен на рисунке 1.

j Обогащенная среда |

Рис. 1. Дизайн эксперимента: ВНС — выделение прогениторных клеток и культивирование нейросфер: xCELL — культивирование нейросфер с применением технологии «xCELLigence» (Roche, Германия).

Молодые и стареющие крысы содержались в разных условиях. Для создания обогащенной среды использован стандартный протокол [6], подразумевающий длительное (60 дней) содержание животных в условиях многостимульной среды. Обогащенная среда представляла собой клетку размером 78 х 48 х 39 см, разделенную на два этажа, сообщающихся при помощи лестницы. Клетка была заполнена пластиковыми туннелями, домиками, гамаками, лестницами, коробками, упражняющими «беличьими» колесами. В каждой клетке для социального обогащения размещалось по 12 животных.

Выделение и культивирование прогениторных клеток.

Основная культуральная среда NeuroCult" NS-A Proliferation Medium производства Stemcell" с добавле-

‘ 0.05 0.03

■оо! A It i> E

■0.0}

■0.05

i m о l1. О »| О "1 О Л О »| О П О И О П О О Л О Ч О О *1 О ^ О *1 О « О * О *1 О * О Л Врим

Рис. 2. Фазы развития популяции прогениторных клеток головного мозга контрольных животных (возраст 7-9 мес.) in vitro.

0.175

v 0.12S

■Ммщк— — Молодые ОС Время

Рис. 3. Развитие популяции прогентирных клеток головного мозга, выделенных от животных (возраст 7-9 мес.), находящихся в обычной и обогащенной среде.

нием гепарина, основного фактора роста фибробластов и эпидермального фактора роста [2].

Животных декапитировали после охлаждения на льду и производили забор головного мозга, который переносится в 35 мм культуральную чашку, содержащую раствор 2% глюкозы в PBS. Отделяли интересующие регионы (гиппокамп, стенки боковых желудочков) и переносились в культуральную чашку с раствором 2% глюкозы в PBS (манипуляции проводятся на льду) и иссекались до размеров 1 мм3. После окончания дис-секции, кусочки ткани помещались в 14 мл коническую пробирку в свежий раствор 2% глюкозы в PBS на 1 минуту до осаждения кусочков ткани с последующим удалением супернатанта.

Оставшуюся ткань ресуспензировали в 1 мл «конечной» среды NeuroCult" NS-A Proliferation путем триту-рации ткани стерильным пластиковым наконечником до получения однородной суспензии клеток с последующей добавкой еще 1 мл «конечной» среды NeuroCult" NS-A Proliferation к суспензии клеток.

Через 1-2 минуты, после осаждения неразделенных кусочков ткани собирали супернатант и переносили его в новую стерильную 14 мл пробирку. Супернатант центрифугировали при 150 g в течение 5 минут. Удаляли супернатант и добавляли 1 мл «конечной» среды NeuroCult NS-A Proliferation с последующей повторной тритурацией.

Проводили подсчет количества клеток с помощью гемацитометра и определяли жизнеспособность клеток с трипановым синим в разведении 1/5 или 1/10 в зависимости от количества анализируемой ткани.

Клетки плотностью 1,2-1,5x105 жизнеспособных клеток/мл вносили в культуральные флаконы T-25 cm2, куда добавляли 10 мл «конечной» среды NeuroCult" NS-A Proliferation. Инкубация клеток проводилась в условиях COj-инкубатора при 5% CO2 и 37°C.

На следующие сутки наблюдали образование нейросфер (клетки пролиферируют как сфероиды, называемые нейросферами, которые обычно отделяют с поверхности культурального флакона или свободно плавают в нем). Жизнеспособные нейросферы на фазовом контрасте представляют собой полупрозрачное скопление множества клеток, несущих на своей поверхности микрошипы. Спустя 3-4 суток с момента посева (в зависимости от плотности и размера сфер) нейросферы готовы к субкультивированию.

Для пересева нейросфер культуральную среду с клетками помещали в пробирку и центрифугировали 5 минут при 90 g. Удаляли супернатант, оставляя около 150 мкл среды, мягко тритурировали осадок пластиковым наконечником, определяли клеточность с

помощью гемацитометра и засеивали клетки в лунки прибора «xCELLigence» с плотностью 1,2-2,5х104 жизнеспособных клеток/мл в 200 мкл «конечной» среды NeuroCult" NS-A Proliferation.

Изучение особенностей нейрогенеза крыс проводили с помощью прибора системы для проведения клеточного анализа «xCELLigence» (Roche, Швейцария) [5, 8]. Присутствие клеток на электродах в лунках планшета влияет на локальное состояние ионного окружения, что приводит к изменению сопротивления на электродах и увеличению клеточного индекса, который является расчетным показателем и зависит от количества, размеров клеток и является импедансозависимым.

Результаты и обсуждение

Анализ данных роста культуры прогениторных клеток, выделенных из молодых животных, содержащихся в стандартных условиях, показал, что можно выделить пять основных областей, характеризующих принципиально отличающиеся друг от друга фазы развития клеточной популяции. Область А занимает около часа и сопровождается резким увеличением клеточного индекса (скорость изменений составляет 1,16±0,34 единиц за период времени), что свидетельствует об осаждении клеток, внесенных в ячейки прибора, под действием силы тяжести. Далее в течение следующего часа (область В) клеточный индекс практически не менялся (0,044±0,001), а затем в течение пяти часов (область С) постепенно уменьшался до отрицательных значений (скорость изменений — 0,47±0,03). Это может свидетельствовать о стабилизации клеток в новых условиях и последующем начале пролиферации, что сопровождается образованием нейросфер, флотирующих в растворе. Область D характеризуется стабильностью в ячейках и практически неизменным индексом (-0,060±0,001). В этот период все прогениторные клетки образовали нейросферы, постепенно увеличивающиеся в размерах. По мере увеличения размера нейросфер, они тяжелеют и начинают опускаться на дно лунок, что сопровождается постепенным увеличением клеточного индекса (область Е). Типичные данные, полученные в группе молодых животных, представлены на рисунке 2.

Клетки, выделенные из головного мозга животных, находящихся в условиях ОС, имеют отличающуюся от контроля динамику роста (рис. 3). Область А у таких клеток длиннее и составляет 2 часа 40 минут, причем в ней можно выделить фазу быстрого увеличения клеточного индекса (с получаса до двух часов эксперимента), как у прогениторных клеток от животных из стандартной среды, и фазу более медленного увеличения (со второго до третьего часа культивирования). Скорость изменения клеточного индекса составила 1,42±0,14, что незначительно выше, чем у клеток, полученных от животных из первой группы. Затем наступает фаза стабильного роста (область В), превышающая по длительности аналогичную область клеток животных из не-обогащенной среды в семь раз. Средние значения клеточного индекса в этот период отличаются в 3,6 раза: у прогениторных клеток, полученных от животных, пре-

Рис. 4. Сравнительный анализ роста популяции прогениторных клеток головного мозга, полученных от животных разного возраста (7-9 мес., 23-25 мес.).

А Б

Рис. 5. Нейросферы, полученные из прогениторных клеток головного мозга молодых (А) и старых животных (Б). Увеличение 400х.

Рис. 6. Сравнительный анализ роста популяции прогениторных клеток головного мозга, полученных от животных, содержащихся в обычной и обогащенной среде.

бывающих в ОС — 0,160±0,001, у прогениторных клеток, полученных от животных, находящихся в условиях стандартной среды — 0,044±0,001. При этом процесс образования нейросфер проходит за тот же пятичасовой отрезок времени с практически одинаковой скоростью (0,50±0,04 против 0,47±0,03 у стандартных животных). Обращает на себя внимание, что при образовании и всплывании нейросфер, клеточный индекс снижается, но не до отрицательных значений, как при стандартных условиях (минимальное значение 0,050±0,014). Это может косвенно подтвердить предположение о том, что во второй фазе области А (увеличение индекса) происходит увеличение количества или размера прогени-торных клеток без образования нейросфер: известно, что количество образовавшихся нейросфер зависит от соотношения количества клеток и среды, если клеток много, нейросферы образуются только из части клеток, остальные остаются на дне лунки. Дальнейшее поведение клеток в ячейке соответствует клеткам животных из стандартных условий.

Анализ данных, полученных от молодых и старых животных, содержащихся в стандартных условиях (рис. 4), показал, что область А незначительно отличается по максимальным значениям (0,048±0,015 и 0,064±0,030, соответственно), а, следовательно и скорости изменения клеточного индекса: 1,16±0,34 против 1,46±0,53, соответственно. Период стабильности (область В) у клеток старых животных в 2 раза длиннее, чем у молодых и имеет несколько большее значение клеточного индекса: 0,065±0,001 и 0,044±0,001, соответственно. У старых животных образование нейросфер идет медленнее, при этом отличия статистически значимы (р<0,05): область С составляет около 8 часов, что на 3 часа больше, чем у молодых животных, и имеет почти в 2 раза меньшую скорость: 0,26±0,03 и 0,47±0,03 (р<0,05), соответственно. Фазы стабилизации нейросфер и увеличения их размеров, сопровождающегося возрастанием клеточного индекса (области D и Е) у клеток, выделенных из мозга стареющих животных, практически нет: со временем идет постепенное снижение клеточного индекса, не такое резкое, как в области С. Это может быть связано с медленным ростом нейросфер, что подтверждается визуальной оценкой размера нейросфер, полученных от различных возрастных групп животных, на инвертированном микроскопе (рис. 5).

Под влиянием обогащенной среды прогениторные клетки головного мозга, полученные от стареющих животных, содержащихся в обогащенной среде, показывают поведение, сходное с клетками молодых животных из обогащенной среды: схожие максимальные значения клеточного индекса (0,134±0,018 и 0,159±0,016, соответственно) и скорости его изменения в области А, продолжительность стабильной фазы В (почти 7 часов), минимальные значения индекса в области С (0,054±0,023 и 0,057±0,016, соответственно). Исключение, как и в случае с животными из стандартных условий, является область Е, в которой не наблюдается роста клеточного индекса. Интересным является тот факт, что скорость образования нейросфер (область С) у старых животных в обогащенной среде и стандартных условиях была практически одинаковой (0,28±0,03 и 0,35±0,05).

В ходе исследования выявлено, что у молодых животных по сравнению со стареющими, отмечается более динамичное образование нейросфер, что свидетельствует о большем количестве прогениторных клеток и их выраженном репаративном потенциале. Морфологически образовавшиеся сфероиды также отличаются: у стареющих крыс нейросферы меньше по размерам (в диаметре), они менее структурированы и менее стабильны, для их образования требуется больше времени. Это может свидетельствовать о том, что формирование нейросфер у молодых животных обеспечивается, в основном, более пролиферативно активными клетками с коротким клеточным циклом.

Содержание животных в условиях ОС значительно влияет на свойства прогениторных клеток. Мы предполагаем, что в фазу В существует равновесие между количеством оседающих и всплывающих клеток, которые образуют нейросферы. Под влиянием ОС при одинаковом количестве клеток у стареющих животных плато В становится более продолжительным, что связано с увеличением размера клеток, а значит увеличением скорости оседания в среде, что подтверждается более высоким клеточным индексом, по сравнению с клетками стареющих животных, содержащихся в стандартных условиях. Длительность данного периода, по нашему предположению, связана с большей стабильностью клеток, крупными размерами и большим количеством зрелых клеток. Часть их сохраняет способность к образованию нейросфер (присутствие фазы С), но их количество меньше, о чем свидетельствует положительное значение клеточного индекса в периоде D у «обогащенных» клеток в сравнении с отрицательным значение у «стандартных» клеток, при этом наблюдается статистически значимая разница (p<0,05). В тоже время, скорость образования нейросфер (скорость изменения клеточного индекса в фазу С) под влиянием обогащенной среды у старых животных практически не меняется, что говорит об ограниченном положительном влиянии условий содержания на пролиферативную способность проге-ниторных клеток. Схожие изменения профиля поведения прогениторных клеток наблюдаются в указанные периоды и у молодых животных, содержащихся в ОС.

Известно, что клетки, формирующие нейросферы, весьма гетерогенны по своему пролиферативному потенциалу, способности к самообновлению и дифферен-цировки: от незрелых мультипотентных стволовых клеток до более зрелых клеток-предшественников [14]. С учетом того, что незрелые стволовые мультипотентные клетки имеют более длительный клеточный цикл по сравнению с клетками-предшественниками, динамика роста популяции, характерная для действия ОС, свидетельствует о том, что в этих условиях пролиферируют преимущественно клетки с длительным клеточным циклом, формирующие меньшие по размеру колонии. Таким образом, ОС вызывает длительную стабилизацию клеточного индекса популяции на высоком уровне, что тормозит образование нейросфер in vitro. Это может быть обусловлено изменением локального микроокружения прогениторных клеток в головном мозге жи-

sc

вотных, находящихся в обогащенной среде, например, вследствие преобладающего влияния определенных нейротрофических факторов или особенностей состава внеклеточного матрикса [13].

Под влиянием обогащенной среды и у молодых, и у стареющих животных наблюдаются существенные изменения ранних этапов развития прогениторных кле-

ток головного мозга in vitro, проявляющееся доминирующим участием в формировании нейросфер клеток (вероятнее всего, незрелых стволовых мультипотентных) с длительным клеточным циклом.

Работа выполнена при поддержке гранта Президента Российской Федерации для государственной поддержки молодых российских ученых МК-4818.2012.7 (2012 г.).

ЛИТЕРАТУРА

1. Комлева Ю.К., Черепанов С.М., Яузина Н.А. и др. Влияние обогащенной среды на поведение зрелых и стареющих крыс // Вестник НГУ. Серия: Биология, клиническая медицина. — 2012. — Т. 10, вып. 5. — С.57-62.

2. Моргун А.В., Кувачева Н.В., Комлева Ю.К. и др. Способ выделения и культивирования прогениторных клеток головного мозга крыс // V Международная научно-практическая конференция Тенденции и перспективы развития современного научного знания. — М., 2012. — С.372-374.

3. Салмина А.Б., Комлева Ю.К., Кувачева Н.В. и др. Молекулярные механизмы нарушения развития мозга в пре- и неонатальном периоде // Вопросы современной педиатрии. — 2012. — Т. 11. №6. — С.14-19.

4. Germain N., Banda E., Grabel L. Embryonic stem cell neurogenesis and neural specification // J Cell Biochem. — 2010. — Vol. 111. №3. — Р.535-342.

5. Guan N., Deng J., Li T., Xu X., Irelan J.T., Wang M.W. Label-free monitoring of T cell activation by the impedance-based xCELLigence system // Mol Biosyst. — 2013. — Vol. 9. № 5. — P.1035-1043.

6. Jankowsky J.L., Xu G., Fromholt D., Gonzales V., Borchelt D.R. Environmental Enrichment Exacerbates Amyloid Plaque Formation in a Transgenic Mouse Model of Alzheimer Disease // J. Neuropathol. Exp. Neurol. — 2003. — Vol. 62. № 12. — Р.1220-1227.

7. Johansson B.B., Belichenko P.V. Neuronal plasticity and dendritic spines: effect of environmental enrichment on intact and postischemic rat brain // J Cereb Blood Flow Metab. — 2002. — Vol. 22. №1. — P.89-96.

8. Jonsson M.K., Wang Q.D., Becker B. Impedance-based detection of beating rhythm and proarrhythmic effects of compounds on stem cell-derived cardiomyocytes // Assay Drug Dev Technol. — 2011. — Vol. 9. №6. — P.589-599.

9. Llorens-Marttn M., Tejeda G.S., Trejo J.L. Differential regulation of the variations induced by environmental richness in adult neurogenesis as a function of time: a dual birthdating analysis // PLoS One. — 2010. — Vol. 5. №8. — e12188.

10. Salm A.K., Pavelko M., Krouse E.M., et al. Lateral Amygdaloid Nucleus Expansion in Adult Rats Is Associated with Exposure to Prenatal Stress // Brain Res. Dev. Brain Res. — 2004. — Vol. 148. № 2. — P. 159-167.

11. Simao F., Porto J.A., Nunes M.L. Effects of enriched environment in spatial learning and memory of immature rats submitted to early undernourish and seizures // Int J Dev Neurosci. — 2012. — Vol. 30. №5. — P.363-367.

12. Spires T.L., Hyman B.T Transgenic models of Alzheimer’s disease: learning from animals // NeuroRx. — 2005. — №3. — P. 423-437.

13. Sun T., Wang X.J., Xie S.S., et al. A comparison of proliferative capacity and passaging potential between neural stem and progenitor cells in adherent and neurosphere cultures // Int J Dev Neurosci. — 2011. — Vol. 29. №7. — P.723-731.

14. Suslov O.N., Kukekov V.G., Ignatova T.N., Steindler D.A. Neural stem cell heterogeneity demonstrated by molecular phenotyping of clonal neurospheres // Proc Natl Acad Sci USA. — 2002. — Vol. 99. №22. — P.14506-14511.

15. van Praag H., Kempermann G., Gage F.H. Neural consequences of environmental enrichment // Nat Rev Neurosci. — 2000. — Vol. 1. №3. — P.191-198.

Информация об авторах: Кувачева Наталья Валерьевна — доцент, к.фарм.н., 660022, Красноярск, ул. П. Железняка, 1, ГБОУ ВПО КрасГМУ им. проф. В.Ф. Войно-Ясенецкого Минздрава России, тел. (391) 2280769e-mail: natalya. [email protected]; Моргун Андрей Васильевич — ассистент, к.м.н., e-mail: [email protected]; Комлева Юлия Константиновна — аспирант, e-mail: [email protected]; Салмина Алла Борисовна — зав. кафедрой, д.м.н., профессор, e-mail: [email protected]; Хилажева Елена Дмитриевна — лаборант, e-mail: [email protected]; Окунева Олеся Сергеевна — научный сотрудник, к.м.н., e-mail: [email protected]; Дробушевская Анна Ивановна — аспирант, e-mail: [email protected]; Кутищева Ирина Александровна — ассистент, к.м.н., e-mail: [email protected]

ОСОБЕННОСТИ МЕТАБОЛИЗМА ЛИМФОЦИТОВ У ПАЦИЕНТОВ С ЖЕЛУДОЧКОВЫМИ НАРУШЕНИЯМИ РИТМА И ИНФАРКТОМ МИОКАРДА В АНАМНЕЗЕ

Андрей Анатольевич Савченко1,2, Николай Гамлетовч Гоголашвили1,2, Мария Викторовна Литвиненко1 ('НИИ медицинских проблем Севера СО РАМН, директор — член.-корр. РАМН, проф. В.Т. Манчук, клиническое отделение мониторинга соматической патологии и прогнозирования здоровья, зав. — д.м.н., проф. Н.Г. Гоголашвили; 2Красноярский государственный медицинский университет им. проф. В.Ф. Войно-Ясенецкого, ректор — д.м.н., проф. И.П. Артюхов, кафедра кардиологии и функциональной диагностики Института последипломного

образования, зав. — д.м.н., проф. Г.В. Матюшин)

Резюме. Целью исследования явилась сравнительная оценка активности НАД(Ф)-зависимых дегидрогеназ лимфоцитов у пациентов в течение первого года после перенесенного острого инфаркта миокарда в зависимости от наличия желудочковых нарушений ритма сердца (ЖНРС). Обследовано 98 пациентов с постинфарктным кардиосклерозом (ПИКС) (31 пациент с ПИКС без нарушения ритма сердца и 67 больных с ПИКС и ЖНРС) и 30 практически здоровых людей. Установлено, что метаболизм лимфоцитов у больных ПИКС без ЖНРС характеризуется снижением интенсивности малат-аспартатного шунта митохондрий и повышенным уровнем НАДФ-зависимого оттока субстратов лимонного цикла на реакции аминокислотного обмена. В лимфоцитах больных ПИКС с ЖНРС отмечен высокий уровень пластических и энергетических процессов с высоким уровнем субстратного стимулирования реакций аминокислотного обмена и активацией реакций липидного обмена.

iНе можете найти то, что вам нужно? Попробуйте сервис подбора литературы.

Ключевые слова: постинфарктный кардиосклероз, желудочковая экстрасистолия, метаболизм лимфоцитов, активность дегидрогеназ.

THE FEATURES OF METABOLISM OF LYMPHOCYTES IN THE PATIENTS WITH VENTRICULAR ARRHYTHMIAS AND MYOCARDIAL INFARCTION IN THE ANAMNESIS

s1

Effect of enriched environment on the early stages of development of progenitor cells of the brain in young and aging rats

Текст научной работы на тему «Влияние обогащенной среды на ранние этапы развития прогениторных клеток головного мозга у молодых и стареющих крыс»