CC BY
448
УДК 581.1
УРОВНИ РЕГУЛЯЦИИ ЭНЕРГЕТИЧЕСКОГО ОБМЕНА В РАСТЕНИЯХ
© З. Ф. Рахманкулова*
Башкирский государственный университет Россия, Республика Башкортостан, 450000 г. Уфа, ул. Заки Валиди, 32.
Тел.: +7 (347) 272 6712.
E-mail: [email protected]
Предложена схема многоуровневой регуляции энергетического баланса в растительной клетке. Показана ключевая роль в регуляции системы балансов: про/антиоксидантного и ре-докс, а также НАДФ-глутатион-аскорбат системы и тиоредоксин-связанных процессов, локализованных в хлоропластах, митохондриях и цитоплазме. Особая координирующая роль в регуляции энергетического обмена принадлежит фотодыханию. Обсуждается участие в регуляции физиологических процессов: окислительного пентозофосфатного цикла и альтернативных путей дыхания.
Ключевые слова: энергетический баланс, фотосинтез, митохондриальное дыхание, фотодыхание, про/антиоксидантный баланс, редокс-баланс.
Введение
Вопросы регуляции метаболизма и энергетического обмена растительной клетки являются на сегодняшний день одними из самых актуальных в физиологии и биохимии растений, поскольку затрагивают все стороны процессов жизнедеятельности растений и в конечном итоге определяют его рост, развитие и устойчивость к неблагоприятным факторам.
Энергетический обмен в растительной клетке складывается из основных энерготрасформирую-щих процессов - фотосинтеза и дыхания, т.е. биохимических путей, в ходе которых энергия запасается и реализуется. Энергетический обмен или баланс изучается давно и в научной литературе представлен большой материал о количественных характеристиках данных процессов, который иногда был достаточно противоречив [1-5]. За последние 10 лет накоплен большой экспериментальный и теоретический материал, который позволяет нам лучше понять и разобраться в количественных параметрах этих процессов в нормальных условиях и при стрессе [6-10].
Что же касается вопросов регуляции энергетического обмена, то в литературе практически отсутствует системный подход в решении этого вопроса, в основном рассматриваются отдельно процессы регуляции фотосинтеза и дыхания. Однако за последние годы сделано несколько серьезных попыток анализа механизмов регуляции дыхательных процессов в фотосинтезирующих тканях. Исследованы следующие вопросы: взаимовлияние темнового митохондриального дыхания и фотодыхания [10], взаимодействие углеводного статуса / интенсивности света и темнового дыхания [11]. Кроме того, показано участие активных форм кислорода и ре-докс-баланса в регуляции жизнедеятельности фотосинтезирующих организмов [12]. Проанализирована роль фотодыхания и пероксисом [13], альтернативных дыхательных путей [14] в регуляции метаболизма растительной клетки.
Целью данной работы явилось сопоставление результатов наших собственных экспериментов с
последними литературными данными по вопросам регуляции фотосинтеза, дыхания, фотодыхания и других процессов, связанных с энергетикой авто-трофной клетки и объединение их в единую регуляторную систему, определяющую энергетический баланс растительного организма.
1. Энергетический баланс в клетке и на уровне целого растения в норме и при стрессе
Любой живой организм, в том числе растительный, лабильная самонастраивающаяся система, состоящая из большого числа метаболических путей находящихся в состоянии динамического равновесия. Между отдельными компонентами этих биохимических путей и физиологическими функциями с ними связанными, устанавливается большое количество балансов (про/антиоксидантный, окислительно-восстановительный, между фотосинтезом и дыханием, фотосинтезом и фотодыханием, гликолизом и окислительным пентозофосфатным путем и т.д.), которые стремятся к относительному постоянству в стационарном состоянии. В стрессовой ситуации они временно изменяются и по мере адаптации устанавливаются новые соотношения. В системе биохимических и физиологических балансов в растительном организме особая роль принадлежит соотношению процессов фотосинтеза и дыхания, поскольку весь энергообмен растительной клетки завязан с этими процессами запасания и реализации энергии.
В 80-х годах для животных [15] и для растительных организмов [16] был сформулирован принцип энергетического минимума в онтогенезе, согласно которому минимальные энергозатраты наблюдаются в зоне наиболее благоприятных для развития организма значений факторов среды и соответствуют наиболее устойчивому состоянию организма (гомеостазу). Принцип минимизации энергии в онтогенезе является обобщенным результатом сбалансированного состояния различных звеньев метаболизма [15].
Баланс между основными энерготрансформирующими процессами в растениях отражает соот-
* Рахманкулова Зульфира Фаузиевна — доктор биологических наук, профессор, заведующая кафедрой физиологии растений.
ношение R/Pg, т.е. доля суммарных дыхательных затрат (R, respiration) от фотосинтеза целого растения (гроссфотосинтеза) (Pg, grossphotosynthesis) .
Вопрос о количественных соотношениях физиологических процессов исследователей интересует давно, но литературе освещен довольно противоречиво. Так в ряде работ отмечается, что R/Pg -величина не постоянная и изменяется в зависимости от вида растений, от фазы онтогенеза, условий выращивания, в частности, от температуры и т.д. Т. К. Головко [3] был обобщен большой материал по данному вопросу и было показано, что величина R/Pg лежит в широких пределах от 0.1 до 0.8, а у большинства видов растений в период их активного роста в среднем равна 0.4-0.6. Вероятно, причиной появления разных точек зрения явились методические трудности, сюда можно отнести: 1) несводи-мость измерений на части физиологически и структурно-гетерогенного организма к оценке деятельности целого растения; 2) несоответствие интенсивностей кинетики процесса в момент измерения и средней интенсивности за суточный цикл;
3) «возмущающее» действие аппаратуры на растение; 4) маскирующая роль пулов ассимилятов и т.д. Кроме того необходимо учитывать, что процессы фотосинтеза и особенно дыхания многокомпонентные в биохимическом и физиологическом смысле и поэтому, соотношение R/Pg - это интегральная величина, состоящая из отдельных составляющих.
Итак, гроссфотосинтез (Pg) - доминирующий процесс, включает общее поглощение СО2, с участием рибулозобисфосфаткарбоксилазаоксигеназы (Рубиско) и незначительный процесс (менее 5% от предыдущего) связанный с работой фосфоенолпиру-ваткарбоксилазы [17]. Другими словами, суммарный фотосинтез - это весь ассимилированный углерод, подсчитать количество которого можно сложив прирост биомассы и суммарные дыхательные затраты.
Суммарное дыхание (R) включает фотодыхание, реакции Мелера, митохондриальное дыхание (гликолиз, цикл Кребса, дыхательная цепь) [10]. Все составляющие газообмена вариабельны в зависимости от возраста растений, внешних условий. Однако имеются данные о том, что между фотодыханием и митохондриальным дыханием на свету поддерживается определенный баланс, при подавлении фотодыхания может усиливаться митохондриальное дыхание [10, 18].
По нашим данным R/Pg является показателем физиологического состояния, сбалансированности основных физиологических процессов - фотосинтеза, дыхания, транспорта ассимилятов, роста и т. д. в растениях [8]. Показано, что при выращивании растений в оптимальных условиях данное соотношение достаточно консервативно, видонеспецифично и квазистационарно, т.е. стремиться к минимальному оптимальному отношению 38-40%, одинаковому у разных видов растений, в том числе с различным типом фотосинтетического метаболизма [1, 2].
Интересно, что выявленные нами количественные соотношения, отражающие связи между параметрами энергетического обмена в растениях, подчиняются общим принципам и закономерностям, существующим в анатомии, морфологии и энергетике животных и человека, и соответствуют параметрам золотого сечения и чисел Фибоначи [19], а также принципу минимизации энергии [16], что еще раз свидетельствует о единстве организации всего живого и подчинении данных количественных соотношений общим законам гармонии [20].
Известно, что даже небольшое отклонение внешних условий от стационарных влечет за собой изменение R/Pg, как правило в сторону увеличения соотношения, при чем у менее устойчивых растений более значительно [6, 7] в результате возникновения дополнительных дыхательных затрат на адаптацию растений ^а), возрастания диссипационных процессов или снижения гроссфотосинтеза [7, 21].
Возникает вопрос о системах регуляции энергетического процесса при стрессе. Отдельные составляющие газообмена имеют собственные системы регуляции биохимические, физиологические, генетические [22]. Менее изучен вопрос о регуляции энергетического баланса в клетке и в целом растении.
2. Процессы, протекающие в автотрофной клетке и влияющие на энергетический баланс при стрессе
Физический смысл фотосинтеза состоит в том, что в этом процессе происходит электронная перестройка молекул. В целом фотосинтез - окислительно-восстановительный (редокс) процесс, в ходе которого электроны от воды (редокс-потенциал Н2О/О2 = +0.81 В) переносятся к пиридиннуклеоти-дам (редокс-потенциал НАДФ+/НАДФН = -0.32 В), где электроны находятся на более высоком энергетическом уровне. Перенос электрона идет против термодинамического потенциала и требует энергии. Разность окислительно-восстановительных потенциалов окисления воды и восстановления НАДФ+равна 1.2 В. Следовательно, для переноса одного электрона термодинамически «вверх» (против термодинамического потенциала) необходимо затратить 1.2 эВ энергии. В результате электронной перестройки компонентов и образования восстановленных соединений (НАДФН) накапливаются электроны с высоким энергетическим потенциалом. Таким образом, в световых реакциях фотосинтеза при поглощении энергии фотонов создается мощный восходящий поток электронов против градиента термодинамического потенциала. Эта редокс-энергия в процессах фотосинтетического и окислительного фосфорилирования преобразуется в другие виды химической энергии (электрохимический потенциал, энергия фосфатных связей АТФ). Создание мощного восстановительного потенциала в фотосинтезе имеет решающее значение для осуществления важнейших метаболических процессов и, прежде всего, для восстановления СО2. Образую-
НАДФН (e-*)
Конструктивный обмен С02 -----------► Углеводы
■2"---------------► NH
L3
H2S
.Активация ферментов углеродных циклов
Активация СЕ1 и др.
Рис. 1 Использование в метаболизме растительной клетки энергетического и восстановительного потенциала,
возникающих в фотохимических реакциях [22].
щиися восстановительным потенциал используется также для восстановления ряда соединении, участвующих в регуляции ферментов углеродного цикла. Таким образом, главное значение фотосинтеза состоит в генерации электронов с высоким энергетическим и восстановительным потенциалом. Фотосинтез находится в центре энергетического и конструктивного обмена и тесно связан со всеми физиологическими функциями растительного организма (рис. 1) [22].
Через НАДФН, образующийся в световых реакциях фотосинтеза, осуществляется контроль и за темновыми фотосинтетическими реакциями (цикл Кальвина), за счет: 1) непосредственного использования восстановителя в цикле Кальвина; 2) светозависимой ковалентной модификации ферментов цикла Кальвина через систему тиоредоксина (рис. 1) [23].
Роль и значение клеточных редокс-компонентов в последнее время широко обсуждается в научной литературе. Считается, что рост и развитие растений управляется реакциями электронного транспорта, т.е. редокс-реакциями. Показана роль редокс-пар, в частности НАДФН/НАДФ, в сигналинге и в защите от стресса [24]. В поддержании редокс-гомеостаза принимают активное участие не только хлоропласты [25], но и митохондрии, пероксисомы и апопласт [26]. Показана тесная связь отдельных компонентов редокс-системы (НАДФ-глутатион-аскорбат) с активными формами кислорода (АФК) [24, 27]. Как известно в хлоропластах НАДФН редокс-баланс зависит от работы фото-синтетической электрон-транспортной цепи (ЭТЦ). Недавно показано, что пул НАДФН может также, по принципу обратной связи, влиять на работу ЭТЦ [27].
Известно, что восстановленный НАДН играет центральную роль в регуляции митохондриального дыхательного метаболизма [22]. Однако Kasimova с соавторами, [28] показали, что содержание свободной формы НАДН в матриксе митохондрий стремиться к константе и это привело авторов к выводу, что свободная форма восстановителя, не участвует в регуляции митохондриального метаболизма. Хотя
2Фда,
+ Тиоредоксин+ 2H +
' (-S-S-)
можно предположить, что постоянство содержания свободной формы НАДН поддерживается хорошо сбалансированными регуляторными системами НАДФ-глутатион-аскорбат и НАД/НАДФН - тио-редоксин регуляции.
Особая роль баланса НАДФН/НАДФ была показана в работе Hurry с соавторами, которые установили, что данный баланс участвует в регуляции всех уровней от фотодыхания до ЭТЦ дыхания [10].
Тиоредоксины (Trx) маленькие широко распространенные белки с редокс-активными дисуль-фидными группами. Два типа Trx систем описаны в растениях, отличающихся по источнику восстановительной силы: 1) в хлоропластах и 2) в митохондриях (и других компартментах клетки).
Впервые Trx-связанная система была открыта более 20 лет назад в хлоропласте. Выяснилось, что активность ряда ферментов цикла Кальвина зависит от редокс-статуса тиоловых групп, принадлежащих остаткам цистеина. Ферменты активировались в результате гидрирования дисульфидной связи, при этом донором водорода служил небольшой хлоропластный белок тиоредоксин. В свою очередь тиоредоксин сам мог быть окислен и восстановлен по дисульфидной связи. За восстановление тиоре-доксина отвечал специальный фермент, тиоредок-синредуктаза, а донором электронов служил восстановленный ферредоксин [23]. Сейчас уже известно, что у растений такой системе регуляции подвержены многие ферменты, участвующие в процессе фотодыхания, в цикле Кребса и связанных с ним реакциях (электронный и мембранный транспорт, деградации крахмала), в гликолизе, ассимиляции азота и серы, синтезе жирных кислот, биосинтезе изопреноидов и т. д. Они локализованы не только в хлоропластах, но и в других клеточных компартментах. В последнем случае для восстановления тиоредоксина обычно используются НАДФН и фермент НАДФН-зависимая тиоредоксинредук-таза [29]. Известно, что в митохондриях система НАДФН-тиоредоксин участвует в регуляции активности альтернативной оксидазы [30].
® Тиоредоксин+ 2Фдок ; (в хлоропластах)
(-SHHS-) '
НАДФН + Тиоредоксин+ H+
(-S-S-)
®Тиоредоксин+ НАДФ +; (в митохондриях и других компартментах)
(-SHHS-)
Тиоредоксин+ Белок — мишень-----------------® Тиоредоксин+ Белок — мишень
(-SHHS-) (-S-S-> (-S-S-) (-SHHS—)
Восстановление белков-мишеней (ферментов) по дисульфидной связи меняет их свойства и активность, при этом фермент может быть либо активирован, либо деактивирован. Система НАДФН-тиоредоксин-регуляции является наиболее универсальной и действует в цитозоле, ядре, полостях эн-доплазматического ретикулума и митохондриях как растительных, так и животных клеток [23].
Тгх-системы обеспечивают коммуникацию между хлоропластами и митохондриями. Такая связь обеспечивается транспортом метаболитов таких как, дигидроксиацетон фосфат (триозофос-фат), малат и гликолат, концентрации которых меняются при изменении энергетического статуса при различных внешних воздействиях [29] На рис. 2 показано, что из хлоропласта выходят три потока соединений с участием Тгх:
1. Малат в составе челнока малат/окса-лоацетат, восстанавливаясь за счет НАДФН (фотосинтеза) может перенести эту энергию восстановления через цитозоль до цикла Кребса в митохондриях;
2. Триозофосфаты, которые образуются из фосфоглицериновой кислоты в цикле Кальвина, за счет энергии АТФ и НАДФН фотосинтеза. Триозо-фосфаты переносятся в цитозоль, затем через пируват могут включаться в цикл Кребса в митохондриях;
3. Гликолат через фотодыхательный цикл превращается в глицин, после чего поступает в митохондрии.
Очень часто факторы, которые провоцируют дисбаланс между поглощением световой энергии и ее реализацией, являются причиной развития окислительного стресса [27].
Традиционно считается, что основными поставщиками АФК являются хлоропласты, перокси-сомы [26] и митохондрии [30].
Действительно развитие окислительного стресса сопровождается прогрессивным накоплением перекиси сначала в хлоропластах и затем в пероксисомах, митохондриях и в целых растениях [31, 32]. При стрессах разной природы возникает серьезный дисбаланс между процессами образования и ликвидации АФК [26]. При этом у устойчивых сортов симптомы окислительного стресса проявляются слабее, чем у неустойчивых [23, 33]. Нами показана тесная положительная корреляция между изменениями соотношения R/Pg и накоплением малонового диальдегида, т. е. степенью перекисного окисления липидов АФК при воздействии тяжелых металлов [34]. Также было установлено, что степень изменения R/Pg и компонентов про/антиоксидантного баланса, при разных видах стресса (при дефиците элементов минерального питания, воздействии тяжелых металлов) больше у неустойчивых сортов и видов растений [35-37].
Среди основных поставщиков АФК в растительной клетке хлоропласты принято считать самыми мощными, т. к. процесс фотосинтеза (особенно световая фаза) постоянно сопровождается обра-
зованием синглетного кислорода, супероксидрадика-ла и перекиси водорода и в нормальных условиях [30] и более значительным при стрессе [26]. Поэтому в хлоропластах действует многоуровневая система нейтрализации всех трех опасных молекул. Для спасения фотосинтетического аппарата растения используют две стратегии: первая - диссипация избытка поглощенного хлорофиллом световой энергии в тепло. Вторая - это рассеивание избыточной энергии через реакции, в которых расходуются восстановительные эквиваленты. Такими реакциями, вернее, процессами являются фотодыхание и реакция Мелера, связанная с функционированием цикла «вода - вода» [23] (табл.).
Реакция Мелера (Mehler) - это восстановление кислорода на уровне фотосистемы I, названа по имени открывшего этот процесс ученого. По некоторым оценкам, при насыщающей интенсивности света около 10-25 % общего нециклического электронного потока может идти на образование супер-оксидрадикала [38]. Образованный в реакции Мелера супероксидрадикал нейтрализуется в результате реакций, получивших название «вода -вода», или цикл Halliwell - Asada. В названии цикла отражен тот факт, что в данном случае электрон-транспортная цепь (ЭТЦ) работает «вхолостую»: отнятые от воды электроны переносятся на кисло -род, который в конечном итоге вновь восстанавливается до воды [39, 40].
Цикл «вода - вода» связан с функционированием электрон-транспортной цепи фотосинтеза, в которой возможно одноэлектронное восстановление O2 с образованием супероксидрадикала, а затем и Н202. За восстановление перекиси отвечает ас-корбатпероксидаза, при этом аскорбат окисляется до монодегидроаскорбата (МДА). Восстановленный в цепи ферредоксин восстанавливает МДА до аскорбата. Такой вариант электронного транспорта связан с фотоокислением воды и образованием кислорода, который затем вновь восстанавливается до воды: ^2Н20 + 202 ^ 202 + 2Н20
Какая цель достигается за счет функционирования цикла «вода - вода»? В цикле одна половина электронов, отбираемых у воды, идет на восстановление ферредоксина, а другая тратится на одноэлектронное восстановление кислорода. Сброс электронов на 02 и быстрая нейтрализация супер-оксидрадикала, связанная с расходом восстановительных эквивалентов, поддерживают скорость электронного транспорта. Получается, что цикл «вода - вода» объективно способствует реализации световой энергии и предотвращает перевозбуждение антенных комплексов, а значит, препятствует образованию синглетного кислорода [23].
Растительные митохондрии также вносят свой значительный вклад в процесс образования АФК в нормальных условиях и осуществляют сверхпродукцию при стрессе [30, 41].
Рис. 2. Схематическое изображение главных метаболических путей в фотосинтезирующей клетке, показывающее взаимосвязь органелл и клеточных компартментов. Числами отмечены различные ферменты, катализирующие ключевые этапы газообмена: 1. Рубиско; 2. гликолатоксидаза; З.ФЕП-карбоксилаза; 4.глицин-декарбоксилаза; 5. пируват-
дегидрогеназа; 6. НАД-малатдегидрогеназа; 7. реакции декарбоксилирования цикла Кребса - изоцитратдегидрогеназа, а-кетоглутаратдегидрогеназа; 8 терминальные оксидазы митохондриальной электрон-транспортной цепи - цитохромокси-даза и альтернативная оксидаза [10]. Прим. Mal - малат; OAA - оксалоацетат; PGA - фосфоглицериновая кислота; TP -триозофосфаты; TCA - цикл трикарбоновых кислот (цикл Кребса); PEP - фосфоенолпируват; RPP - восстановительный пентозофосфатный путь (цикл Кальвина); RuBP - рибулозо-1,5-бисфосфат; Starch - крахмал.
Таблица
Уровни регуляции энергетического, антиоксидантного и редокс-балансов в растительной клетке
УРОВНИ РЕГУЛЯЦИИ: Физиологические процессы, участвующие в регуляции и их локализация Соотношение R/Pg АФК/антиоксидантная система Баланс НАДФН/НАДФ
1 .Фотодыхание (хлоропласты, пероксисомы, митохондрии) + + +
2. Реакция Мелера (хлоропласты) +
3. ОПФП (хлоропласты, цитоплазма) + +
4. Альтернативная оксидаза (Внутренняя мембрана митохондрий) + + +
5. Альтернативные НАД(Ф)Н-дегидрогеназы (Ротенонне-чувствительные) (Внутренняя мембрана митохондрий) + + +
В митохондриях образование супероксидрадикала, а затем и перекиси водорода сопряжено с функционированием дыхательной электрон-транспортной цепи во внутренней митохондриальной мембране.
Известно, что генерация супероксидрадикала в митохондриях становится более интенсивной, если электронный транспорт в цепи тормозится в силу дыхательного контроля. В ситуации «перевосста-новления цепи» кислород легко перехватывает электроны, по-видимому, с многих восстановленных редокс-центров. Эта проблема является достаточно серьезной, так как в митохондриях, особенно растений, действуют специальные механизмы, которые препятствуют перевосстановлению цепи. Эти механизмы «спасают» ситуацию, ускоряя электронный транспорт, и, по сути дела, являются первой линией антиоксидантной защиты в митохондриях, которая складывается из следующих процессов:
1) частичное разобщение электронного транспорта с фосфорилированием с помощью жирных кислот и UCP-белков (uncoupling proteins) [14]. Данный механизм является общим для митохондрий животных и растений.
2) Активация альтернативной оксидазы (АО), которая характерна только растительным митохондриям и приводит к ускорению электронного транспорта. Переориентация электронного потока на короткий альтернативный путь ускоряет электронный транспорт и разгружает цепь, что снижает вероятность образования супероксидрадикала на комплексах. Роль альтернативной оксидазы как фермента-антиоксиданта подтверждается многими фактами. Так, во многих работах было показано, что подавление активности АО ингибиторами сопровождается накоплением в митохондриях перекиси водорода. Наиболее убедительно подтверждают антиоксидантную функцию АО следующие данные. Трансгенные растения табака с низкой экспрессией АО при действии стрессов накапливали в клетках Н202 и погибали. И, наоборот, овер-экспрессия АО приводила к повышению устойчивости к действию стрессовых факторов и снижению уровня перекиси [23, 42]. Активация ротенон-нечувствительного НАДФН пути в митохондриальной дыхательной цепи еще один обходной путь.
3) В митохондриях, естественно, присутствуют и ферменты, непосредственно отвечающие за ликвидацию супероксидрадикала и перекиси, но их особенности изучены хуже, чем в хлоропластах. Известно, что в матриксе митохондрий суперок-сидрадикал быстро нейтрализуется с помощью су-пероксиддисмутазы (Mn-СОД), тогда как в меж-мембранном пространстве, как и в цитозоле, действует CuZn-СОД. У животных нейтрализация перекиси в матриксе происходит в основном при участии глутатионпероксидазы и каталазы [23].
4) По общему мнению, в матриксе растительных митохондрий доминирует аскорбат-глутатио-новый цикл. Ферменты цикла обнаружены в мат-
риксе митохондрий листьев гороха [30, 43]. Следует отметить, что в ликвидации перекиси могут участвовать пероксиредоксины, которые в клетках животных были обнаружены не только в цитозоле и пероксисомах, но и в митохондриях [26, 44].
Стрессовые факторы, как правило, ведут к нарушению функций митохондрий, в которых усиливается продукция супероксидрадикала и начинает накапливаться Н202 и гидроксилрадикал. Повреждению АФК подвергаются многие ферменты, функционирующие в матриксе митохондрий. Среди них аконитаза, фермент цикла трикарбоновых кислот, который содержит 4Ге-48-кластер и прямо инактивируется супероксидрадикалом. Окислительному повреждению подвергаются и некоторые субъединицы в составе глициндекарбоксилазного и пируватдегидрогеназного комплексов, а также субъединицы АТФ-синтазы. Интересно, что в матриксе были обнаружены специфические протеазы, с помощью которых окончательно разрушаются белки, поврежденные АФК. Кроме того, мишенями для АФК являются митохондриальные мембраны и шЩНК [23, 30, 45].
Итак, механизмы антиоксидантной защиты, снижая содержание АФК, способствуют сохранению дыхательных функций митохондрий и тем самым опосредованно влияют на баланс R/Pg.
Рассмотрим про/антиоксидантные реакции, которые протекают в пероксисомах. Они изучены не так хорошо, как в хлоропластах и митохондриях. Роль этих органелл в метаболизме в какой-то мере остается недооцененной [23]. Для пероксисом характерна метаболическая пластичность, так как их метаболизм во многом определяется типом клетки, в которой они находятся. Но во всех пероксисомах образуется и в той или иной мере накапливается перекись водорода, синтез которой может быть связан с разными процессами. В фотосинтезирующем листе пероксисомы вовлечены в процесс фотодыхания, обусловленный двойной функцией Ру-биско. Основной фермент фотосинтеза осуществляет реакцию и карбоксилирования, и оксигеназ-ную. Оксигеназная функция Рубиско приводит к образованию гликолата, который транспортируется в пероксисомы и окисляется гликолатоксидазой до глиоксилата с образованием Н202. Т ак как С02 и 02 конкурируют за каталитический центр Рубиско, активации фотодыхания способствуют условия, в которых поступление С02 в хлоропласт ограничено из-за закрытия устьиц. В настоящее время фотодыхание, в котором расходуются АТФ и восстановительные эквиваленты, рассматривается как процесс, поддерживающий работу фотосинтетической цепи и препятствующий фотоингибированию [23]. Интенсивно образующаяся при фотодыхании Н202 быстро разлагается каталазой, которая является маркерным ферментом пероксисом. Пероксисомы, как и хлоропласты и митохондрии, продуцируют су-пероксидрадикал в ходе нормального метаболизма.
Образованный супероксидрадикал трансформируется в Н202, так как в пероксисомах присутствуют С^п-СОД и Мп-СОД, а за ликвидацию перекиси отвечают каталаза и аскорбатпероксидаза. Аскорбатпероксидаза необходима для ликвидации Н202 в более низких концентрациях. Есть все основания полагать, что в пероксисомах действует ас-корбат-глутатионовый цикл. В пероксисомах много аскорбата и глутатиона; в матриксе пероксисом гороха, хлопчатника, кукурузы обнаружены все ферменты аскорбат-глутатионового цикла. Сообщалось также о присутствии в пероксисомах глута-тионпероксидазы [46, 47].
Кроме того, в растительных пероксисомах относительно недавно были обнаружены пероксире-доксины (Ргхз) - семейство тиоредоксин-зависимых пероксидаз, которые используют для восстановления Н202 восстановленный тиоредок-син. Пероксиредоксины были обнаружены в перок-сисомах листьев гороха, а также в пероксисомах и цитозоле АгаЫёорз1з [44, 47].
Образование АФК в пероксисомах наиболее быстро должно отражаться на редокс-статусе цитозоля. Мембрана пероксисом содержит аквапорины, через которые перекись, образованная в перокси-сомах, способна диффундировать в цитозоль. Возможен и обратный процесс. Но наиболее важной и интересной особенностью пероксисом является то, что они могут продуцировать супероксидрадикал непосредственно в цитозоль. В мембранах пероксисом из эндосперма клещевины и листьев гороха были обнаружены короткие электрон-транспорт-ные цепи, состоящие из двух или трех интегральных белков, которые участвовали в генерации супероксидрадикала. Точный путь электронного транспорта в этих ЭТЦ неизвестен, однако предполагается, что при окислении НАДФН или НАДН электроны могут уходить на цитохром Ь, на котором происходит одноэлектронное восстановление 02 [46,47]. Пока не понятно, с какими конкретными реакциями может быть связано функционирование этих коротких цепей, насколько интенсивной может быть продукция АФК в цитозоль и какими механизмами она контролируется [23].
АФК играют интегральную роль в качестве вторичного мессенджера в сигнальных каскадах [48], активируемых при стрессах разной природы, в том числе в каскаде реакций способствующих поддержанию энергетического баланса. Кроме АФК роль сигнальных молекул могут играть активные формы азота - N0, салициловая кислота, этилен и др.
Функции монооксида (или просто оксида) азота N0, тесно переплетаются с функциями АФК. Как и все радикалы, N0 имеет неспаренный электрон, но не несет заряда. Оксид азота является водорастворимым и липидорастворимым газом, который легко пересекает мембраны, свободно перемещаясь в клетке и между клетками. Это соединение обладает большой реакционной способностью,
и время его жизни в клетке составляет всего несколько секунд. Как и активные формы кислорода (ROS, Reactive Oxygen Species), N0 является активной формой азота (RNS, Reactive Nitrogen Species) и играет уникальную роль в клеточном метаболизме и сигналлинге [23].
У животных оксид азота образуется ферментом NO-синтазой (принятое обозначение - NOS). По своей структуре NOS - один из самых сложных ферментов. Все изоформы NOS представляют собой гомодимеры (160-130 кДа). Каждая субъединица несет два домена - N-терминальный (оксиге-назный) и С-терминальный (редуктазный). В окси-геназном домене связаны гем (цитохром Р450-типа) и тетрагидробиоптерин, а редуктазный домен содержит сайты связывания для НАДФН, ФАД и ФМН. NOS катализирует реакцию окисления L-аргинина до L-цитруллина при использовании O2 и НАДФН. В ходе этой реакции образуется NO. Некоторые из изоформ NOS являются кальций-зависимыми и активируются при связывании с Са2+-кальмодулином [23, 46, 47, 49].
Оксид азота признан уникальной сигнальной молекулой, вторичным мессенджером, включенным в регуляцию многих процессов в организме животных и человека, в растениях NO контролирует процессы роста и развития.
В ряде работ присутствие NOS-подобного фермента было показано при использовании антител к NOS животных. С помощью антител наличие NOS-подобного белка было продемонстрировано в различных клеточных компартментах - матриксе пероксисом и хлоропластах в листьях гороха, цитозоле клеток корней кукурузы [46]. NOS-подобная активность была показана в митохондриях Arabi-dopsis [47, 49].
Независимо от наличия NOS у растений за синтез NO могут отвечать другие растительные ферменты. Так, образование оксида азота возможно при участии нитратредуктазы - ключевого фермента, участвующего в ассимиляции азота. Нитратре-дуктаза является цитозольным ферментом, который катализирует восстановление иона нитрата (NO3-) до нитрита (NO2-) при использовании в качестве донора электронов НАДН. По сути дела, оба фермента, NOS и нитратредуктаза, представляют собой мини-электрон-транспортные цепи: в их составе есть несколько редокс-центров, через которые электроны передаются на конечный акцептор.
Не исключено, что помимо этих двух ферментов существуют и другие, способные к образованию NO. Так, в плазмалемме клеток корней табака обнаружен фермент, активность которого проявлялась в восстановлении нитрита до NO при использовании в качестве донора электронов цитохрома с. Этот пока не индентифицированный фермент получил название нитрит:NO-редуктаза (Ni-NOR). Подобный фермент не был обнаружен в листьях. Есть данные, что вероятна светозависимая конвер-
сия NO2 в NO при участии каротиноидов при низких значениях рН. Образование NO возможно при участии ксантиноксидазы. При нормальном содержании кислорода фермент генерирует супероксид-радикал, но при низком содержании кислорода фермент способен восстанавливать нитрит с образованием NO. То есть ксантиноксидаза способна к образованию сразу двух молекул, играющих ключевые роли в сигнальной трансдукции. Эта уникальная способность фермента к образованию супероксидрадикала, а при смене условий - NO, представляет интерес для исследований в области клеточной сигнализации. Оксид азота в растенях может взаимодействовать с супероксидрадикалом с образованием очень сильного и опасного окислителя - пероксинитрита [23].
Показано, что образование NO в митохондриях может играть определенную роль в регуляции дыхания, через блокировку функции цитохромок-сидазы. Было показано, что NO обратимо подавлял цитохромный путь переноса электронов и окислительное фосфорилирование в изолированных митохондриях мышиного горошка (Vigna radiate) [23].
Экзогенный NO в очень низкой концентрации (10-5-10-6 М) может либо вызвать, либо тем или иным образом повлиять на такие процессы, как прорастание семян, закрытие устьиц, развитие корней, подавление роста растяжением гипокотиля и междоузлия злаков, деэтиоляцию и синтез хлорофилла, замедлить процесс старения у срезанных листьев и цветков. В клетках животных и растений N0 может спровоцировать гибель клеток по типу апоптоза [49, 50].
Особый интерес представляют исследования, в которых была показана роль NO в абиотических и биотических стрессах [51, 52]. Вызванное патогенами и элиситорами многократное повышение содержания NO в тканях растений стали называть «NO-взрывом», по аналогии с «окислительным взрывом» [53].
Во всех этих процессах NO действует как вторичный мессенджер в сигнальных путях, причем часто в этих же сигнальных путях как вторичный мессенджер участвует и перекись водорода. Именно так происходит при развитии реакции сверхчувствительности и возникновении ответных реакций на абиотические стрессы [23].
В отличие от животных, в NO-синтазной сигнальной системе растений принимает участие салициловая кислота (СК) в качестве посредника между NO и геномом [54-57]. Многократное накопление салицилата под влиянием NO было показано во многих работах [58]. Нами выявлено сходство в защитных реакциях растений пшеницы при действии СК и NO, которое проявилось в аналогичном изменении энергетического (XR/Pg) и про/антиоксидантного баланса исследуемых растений. Это сходство свидетельствует об общем сигнальном пути для СК и NO при действии токсических концентраций тяжелых металлов (ТМ) и о связи балансов - R/Pg и про/антиоксидантного [34].
Таким образом, в формировании про/антиоксидантного баланса в фотосинтезирующей клетке участвуют целый ряд процессов локализованных в разных органеллах: в хлоропластах и пероксисомах -это фотодыхание и реакция Мелера, в митоходриях -альтернативный цианидрезистентный и ротенонне-чувствительный НАД(Ф)Н-зависимый пути (табл), а также ряд биохимических механизмов: аскорбат-глутатионовый цикл, редокс-баланс и тиоредоксин-связанные системы, различные сигнальные молекулы. Все эти процессы тесно связаны с фотосинтезом и дыханием. Как следует из таблицы в регуляции энергетического, про/антиоксидантного и редокс-балансов участвуют практически одни и те же процессы.
3. Уровни регуляции и стабилизации энергетического баланса
Растительный организм в силу прикрепленного образа жизни вынужден приспосабливаться к постоянно изменяющимся условиям среды. Растения выработали в процессе эволюции надежные системы регуляции основных физиологических процессов. Принцип надежности регуляции энергетических систем предполагает: 1) глубокоэшелони-рованную (многоуровневую) систему 2) с наличием альтернативных обходных путей и 3) механизмами диссипации (сброса) на каждом уровне. Эти принципы абсолютно применимы к растительному метаболизму и энергетическому обмену. Кроме того, биохимические пути, обеспечивающие физиологические процессы на каждом уровне регуляции энергетического баланса, как правило, не связаны с запасанием энергии и осуществляют защиту от АФК.
Многоуровневая система регуляции процессов фотосинтеза, дыхания и поддержание баланса между ними, предполагает наличие дублирующих процессов, каждый из которых в свою очередь находится на раздвоении (развилке) метаболических путей, т.е. имеет место многоэтапная альтернативность метаболических и энергетических потоков, обеспечивающая высокую пластичность растительного организма (табл.).
Все уровни регуляции, представленные в таблице, а также физиологические процессы, связанные с ними, характерны только растительной клетке, это обусловлено фотосинтетическим механизмом запасания первичной энергии. Рассмотрим отдельно этапы (уровни) регуляции.
На первом уровне регуляции энергетического обмена функционирует фотодыхание (гликолат-ный путь). Важным пунктом регуляции и раздвоения метаболических путей на этом этапе является ключевой фермент фотосинтеза и фотодыхания Рубиско [10] (рис.2).
Фотодыханию принадлежит особая роль в регуляции энергетического баланса. Не случайно гликолатный цикл локализован в трех органеллах -в хлоропластах, пероксисомах и митохондриях. Показано активное участие фотодыхания в регуляции окислительно-востановительного баланса клетки
и в сопряжении процессов фотосинтеза и дыхания [10, 13]. Важная роль при этом отводится пе-роксисомам, именно эти органеллы обладают ферментативной системой образования и утилизации пероксида водорода, гликолата, окиси азота и других реакционноспособных соединений, таким образом, эти органеллы участвуют в регуляции концентрации АФК в клетке [10, 13]. Фотодыхание один из уровней защиты хлоропластов от АФК [23] (табл.).
Величина потока углерода выделяющегося через гликолатный путь определяется Рубиско и составляет 15-30 % от скорости фотосинтетической фиксации СО2 [59]. По нашим данным в стационарных условиях фотодыхание составляет примерно 20 % от истинного фотосинтеза [8]. По данным Чикова [4] эта величина может доходить до 50 %.
Фотодыхание, также как и процесс фотосинтеза с которым он тесно связан очень динамично и может изменяться в зависимости от освещения, концентрации О2 и СО2, температуры и других условий [10, 60].
Что касается сравнения размеров фотодыхания и митохондриального дыхания, то тут мнения очень разные. В большинстве работ делается вывод, что фотодыхание более значительный процесс (по объему декарбоксилирования) [61]. Однако, есть данные о том, что интенсивности фотодыхания и митохондриального дыхания в процессе развития листьев хлопчатника снижаются, но при этом сохраняется постоянным соотношение между ними [62]. Keerberg с соавторами [18] пришли к выводу, о том, что отношение фотодыхания и митохондриального дыхания на свету может меняться, что это вопрос баланса и регуляции между этими процессами. На трансгенных растениях картофеля без фотодыхания показано, что суммарные дыхательные затраты были такими же как у дикого вида, т.е. митохондриальное дыхание компенсировало отсутствие фотодыхания [10, 18].
По мнению Hurry [10], механизм взаимосвязи фотодыхания и разных этапов митохондриального дыхания осуществляется через баланс НАДФН/-НАДФ. На свету в митохондриях происходит генерация НАДФН, как в реакциях декарбоксилирова-ния глицина, так и в цикле трикарбоновых кислот. Высокий уровень НАДФН активирует ротенон-нечувствительные НАД(Ф)Н дегидрогеназы. В результате возрастает уровень восстановленного убихи-нона, который активирует альтернативную оксидазу.
Показано, что пероксисомы, обладая метаболическими системами образования и разложения пероксида водорода, генерации и гашения суперок-сидного радикала, образования и утилизации гли-оксилата, могут регулировать интенсивность некоторых клеточных процессов, включающих участие этих реакционноспособных компонентов. Уровень пероксида водорода (Н202) определяет интенсивность морфогенетических и других провесов. Пе-роксисома, таким образом, служит регулятором пероксидзависимых процессов в клетке.
Регулируя содержание пероксида водорода и супероксидного радикала, пероксисомальный метаболизм может контролировать скорость биоде-градативых процессов. Роль восстановленных форм кислорода в метаболизме растений весьма велика, и необходимы системы защиты от их избытка, что и обеспечивается, в частности, организацией перок-сисомального метаболизма (данные соединения, а также реакционноспособный глиоксилат оказываются компартментированы, то есть отделены от других процессов).
Другой активный радикал - оксид азота (N0), участвующий в обеспечении устойчивости к патогенам и в биодеградативных процессах, также образуется в пероксисомах. В них выявлена активность фермента синтазы оксида азота [13].
Помимо классической схемы метаболизма гликолата в пероксисомах возможны альтернативные пути его превращений [13].
Зачастую фотодыхание рассматривается как вредный процесс, снижающий продуктивность растений. Действительно, в этом процессе теряется часть фотосинтетически ассимилированного углерода и запасенной энергии. Однако теперь становится очевидным, что фотодыхание не может рассматриваться как бесполезный и расходный процесс - оно приобрело определенное физиологическое значение в целостной системе растительного организма. Фотодыхание предотвращает накопление токсичных промежуточных продуктов (фос-фогликолат, глиоксилат), обеспечивает синтез аминокислот и других важных соединений. Оно регулирует окислительно-восстановительное равновесие в клетке, когда мощности цикла Кальвина недостаточно, чтобы использовать все количество НАДФН и АТФ, образовавшееся в световую фазу фотосинтеза. Расход энергии при фотодыхании предотвращает гипервосстановление хлоропласта, ведущее к фотоингибированию фотосинтеза. Т аким образом, фотодыхание является местом диссипации энергии в хлоропласте [11] и не связано с запасанием энергии, но нередко приводит к ускорению некоторых стадий жизнедеятельности. Таким образом, пероксисомальное окисление, и в частности активные формы кислорода, генерируемые и утилизируемые микротельцами [13], играет ключевую роль, в регуляции метаболизма растительной клетки.
В клетках растений и животных существует еще один способ окисления глюкозы, не связанный с энергообменом, но играющий важную роль в конструктивном обмене, - окислительный пентозо-фосфатный цикл (ОПФЦ). В ОПФЦ можно выделить два этапа. На первом из них первые три реакции цикла необратимы и связаны с последовательным окислением глюкозо-6-фосфата при участии глюкозо-6-фосфатдегидрогеназы и 6-фосфоглюконат-дегидрогеназы. В результате этих двух реакций теряется С02, восстанавливаются две молекулы НАДФ+ и образуется рибулозо-5-фосфат. Второй
этап включает реакции, связанные с рекомбинацией 5С-сахаров, в результате которых образуется исходный субстрат - глюкозо-6-фосфат. У растений ферменты ОПФЦ обнаружены как в цитозоле, так и в пластидах.
Функционирование ОПФЦ в хлоропластах вызывает много вопросов. Дело в том, что на свету в хлоропластах действует цикл Кальвина, многие ферменты которого (фосфатазы, транскетолазы, альдолаза, триозофосфатизомераза) являются также ферментами ОПФЦ. Поэтому полагают, что в хлоропластах ОПФЦ действует только в темноте. «Выключение» цикла на свету связано с механизмом регуляции пластидной изоформы глюкозо-6-фосфатдегидрогеназы. Как уже говорилось, активность ферментов может изменяться в результате их обратимого фосфорилирования. Еще один распространенный способ регуляции - это окисление или восстановление фермента по особой, регуляторной дисульфидной связи. На свету глюкозо-6-фосфатдегидрогеназа переходит в неактивное состояние в результате восстановления по дисуль-фидной связи (-8-8- ^ -8НИ8-), тогда как в темноте происходит спонтанное окисление фермента. Полагают, что в восстановлении участвует ферре-доксин или тиоредоксин, восстановленные в ходе фотосинтеза. Основная функция ОПФЦ - это генерация НАДФН, который требуется во многих биосинтезах, а также синтез углеводов с разным числом углеродных атомов. Образующиеся в цикле 5С- и 4С-углеводы активно уходят из цикла, так как необходимы для синтеза нуклеотидов, ароматических соединений, витаминов, флавоноидов, полисахаридов клеточной стенки и т.д. [22].
Итак, главные функции ОПФП, который, по сути, является обращенным циклом Кальвина, это: 1) накопление НАДФН и 2) предотвращение резкого изменения содержания НАДФН на свету в хлоропластах. Поскольку есть данные о том, что содержание свободной формы НАДФН в клетке стремится к постоянству [28], можно предположить, что ОПФП является процессом, участвующим в редокс-регуляции фотосинтезирующей клетки. Кроме того, накопление и предотвращение резких изменений концентрации НАДФН очень важно для успешной антиоксидантной защиты, поскольку известно, что именно содержание НАДФН является критическим фактором в этом процессе, а основными поставщиками восстановителя являются фотосинтез и ОПФП.
Альтернативная цианидрезистентная окси-даза (АО) была открыта исторически первой из систем, функционирование которой приводит к диссипации энергии в митохондриях растений. Альтернативный или несопряженный путь переноса электронов ответвляется от основной (цито-хромной) дыхательной цепи на уровне убихинона, минуя, таким образом, два из трех пунктов запасания энергии, которая высвобождается в виде тепла.
Установлено, что альтернативная оксидаза катализирует четырехэлектронное восстановление кислорода до воды, но природа ее каталитического сайта остается до конца не выясненной [63, 64]. AO к настоящему времени обнаружена у всех исследованных видов растений, многих эукариотических водорослей, грибов, дрожжей, а также в митохондриях некоторых простейших. Вопрос о структуре и функциях АО в последнее время широко обсуждается в литературе [14, 65, 66].
Ген альтернативной оксидазы Aoxl индуцируется различными стрессовыми условиями [57]. В ходе изучения путей регуляции активности альтернативной оксидазы было установлено, что in vivo активность фермента сильно зависит от содержания белка альтернативной оксидазы, а, следовательно, и степени экспрессии его гена, а также от концентрации его субстрата - восстановленного убихинона [68-70]. В последние годы было установлено, что когда субъединицы альтернативной ок-сидазы ковалентно связаны дисульфидным мостиком, то фермент практически неактивен [68, 71]. Восстановление дисульфидных связей резко повышает активность фермента [68, 71]. В то же время известно, что в изолированных митохондриях активность альтернативной оксидазы заметно усиливается при добавлении а-кетокислот, особенно пирувата [72, 73].
Известно, что альтернативная оксидаза активируется в ответ на большое число различных типов внешних воздействий на растения и, по-видимому, принимает участие в ответе растения на различные типы стресса. Альтернативная оксидаза значительно индуцируется условиями окислительного стресса [74-76].
Показано, что при инфицировании патогенами сигналом активации АО могут служить молекулы СК [77] или этилена [78]. Индукция альтернативной оксидазы в ответ на различные типы стрессов предполагает, что данный белок должен играть важную физиологическую роль в этих условиях. Действительно, анализ литературных данных подтверждает это [14].
Основной функцией альтернативной оксида-зы, как считалось ранее, является термогенез в специализированных тканях ароидных [14]. Эта функция сопрягается с другой важной функцией AO -диссипацией излишней энергии в виде тепла [11].
Другой не менее важной функцией АО в растительных клетках является ее антиоксидантная роль, которая была впервые предположена в 1993 г. [79]. В дальнейшем было показано участие альтернативной оксидазы в снижении образования АФК [30]. Значительное уменьшение продуктов перекисного окисления липидов (ПОЛ) при функционировании АО во время последующего низкотемпературного стресса наблюдали в проростках озимой пшеницы [80]. В свою очередь АФК, в частности Н2О2, может индуцировать экспрессию гена альтернативной окси-дазы [66].
По мнению некоторых авторов, индукция АО, может представлять важный механизм, предотвращающий активацию программированной клеточной смерти и даже вводят понятие для АО, как митохондриального белка «выживания», который защищает против клеточной смерти [81].
В последнее время все больше появляется информации об участии А0 в регуляции энергетического обмена [11]. В литературе накоплен значительный материал о том, что углеводный статус/интенсивность света непосредственно коррелирует с интенсивностью темнового дыхания, и в частности, с активностью альтернативной оксидазы. В организации этой связи принимает участие фотодыхание, а также челноки оксалоацетат/малат и фосфоглицериновый альдегид/дигидроксиацетон-фосфат, которые поставляют восстановленные эквиваленты на свету из хлоропласта в митохондрии при участии Тгх (рис. 2). Альтернативный путь может играть роль стока НАДН в митохондриях на свету [11]. Кроме НАДФН активатором альтернативного пути являются пируват и другие кетокис-лоты (а-кетоглутарат, глиоксилат, оксалоацетат и гидроксипируват), т.е. промежуточные продукты фотодыхания, гликолиза и цикла Кребса [82]. Полная активация альтернативного пути наблюдается в условиях перевосстановления цитохромного пути (теория сверхпотока Ламберса), накоплениия пиру-вата и НАДФН [66].
Нами была показана связь альтернативного цианидрезистентного дыхания с дополнительными дыхательными затратами, связанными с адаптацией растений к стрессовым условиям (Да), в данном случае к дефициту элементов минерального питания. Т аким образом, увеличение отношения R/Pg при стрессе была связано с активацией А0. Установлено, что у менее устойчивых растений величина Ra и активность А0, были более значительными [83].
Таким образом, альтернативная оксидаза один из компонентов комплексного защитного ответа клеток на воздействие неблагоприятных факторов, общим следствием которых является снижение энергетических параметров и нарушение энергетического баланса.
Известно, что, в отличие от митохондрий животных, в митохондриях растений помимо ротенон-чувствительного комплекса I присутствует ряд ро-теноннечувствительных НАДН и НАДФН дегидрогеназ, локализованных как с наружной («внешние» НАД(Ф)Н дегидрогеназы), так и с внутренней («внутренние» НАД(Ф)Н дегидрогеназы) стороны внутренней мембраны митохондрий и передающих электроны на убихинон [30, 84]. В связи с этим митохондрии растений способны окислять экзогенный НАДН. Ни одна из ротенон-нечувствительных НАД(Ф)Н дегидрогеназ не является протонной помпой, и, следовательно, при их работе не создается трансмембранный градиент протонов, т.е. не связано с запасанием энергии [85].
Данное ответвление митохондриальной дыхательной цепи открыто относительно недавно и все еще мало изучено. Однако к настоящему времени получен ряд данных, проливающих свет на строение и функции данного участка дыхательной цепи [30, 84].
Установлено, что относительные активности НАДН и НАДФН дегидрогеназ различаются в зависимости от типов тканей [86], и их активность в значительной степени регулируется цитозольными факторами [85].
Получены данные о том, что активация либо оверэкспрессия «внешней» НАДН дегидрогеназы могут оказывать влияние на последующие участки дыхательной цепи, в частности, вызывать усиление экспрессии АО и иСР [87]. Так показано, что на свету в митохондриях в результате работы цикла Кребса и фотодыхания происходит активная генерация НАДФН, которая активирует ротенон-нечувствительную НАДФН дегидрогеназу. Как следствие возрастает уровнь убихинона, который в свою очередь активирует альтернативную оксидазу [10].
Предполагается, что функционирование
«внутренней» НАДФН дегидрогеназы может оказывать прямое влияние на уровень восстановленно-сти НАДФ в матриксе и, следовательно, на ряд биохимических процессов, в которых НАДФ выступает как коэнзим, в частности на биосинтез фолатов, оборот тиоредоксина и глутатиона [88].
Поскольку уровни защиты от дисбаланса АФК/антиоксидантной системы и дисбаланса R/Pg имеют много общего (табл.), можно заключить, что механизмы защиты от избытка АФК, по сути, есть механизмы защиты от энергетического дисбаланса. Именно фотосинтез и дыхание являются главными продуцентами АФК, которые, накапливаясь в избыточном количестве, сигнализируют о дисбалансе R/Pg, запуская процессы антиоксидантной защиты которые в свою очередь способствуют установлению баланса между дыханием и фотосинтезом.
Итак, все физиологические процессы, представленные в табл. и отражающие уровни регуляции, имеют общие черты - все они тесно связаны с фотосинтезом и дыханием, находятся на развилках метаболических путей, связаны с диссипацией лишней энергии, как правило, не приводят к запасанию энергии, участвуют в защите от АФК. Причем, долгое время физиологические функции и целесообразность именно этих процессов была не очень ясна. В основном предполагалось их участие в защите от АФК и механизмах диссипации. Сейчас становится понятной их существенная роль в регуляции энергетического баланса.
На рис. 3 представлена гипотетическая схема механизма регуляции энергетического баланса при стрессе в автотрофных тканях с участием про/антиоксидантного и редокс-балансов, которые составляют основу регуляторной схемы и в стационарных условиях стремятся к константным соот-
ношениям [1, 28], а также с участием НАДФ-глутатион-аскорбат и тиоредоксин-связанных систем, обслуживающих каскад этих балансов. Локализованы все эти процессы в хлоропластах, перок-сисомах и митохондриях. Главная цель регуляторного механизма - установление при стрессе нового равновесного состояния основных энерготрансформирующих процессов и, соответственно, нового соотношения дыхания и фотосинтеза. Данное соотношение в стационарных условиях находится в
оптимальном балансе и у разных видов молодых растений составляет 38-40% [1, 2], а при стрессе, как правило, возрастает за счет увеличения суммарного дыхания на величину Ra (адаптационная составляющая дыхания), причем эта величина более значительна у менее устойчивых к данному конкретному стрессу вида растений [7]. Новое соотношение R/Pg, согласно принципу энергетического минимума [89], имеет минимально возможное в данных условиях значение.
СТРЕССОВЫИ ФАКТОР
-О
А.
.........
%
о
/
Изменение
интенсивности
фотосинтеза
Изменение
интенсивности
дыхания
V
ЭТЦ фотосинтеза
С истема ферредоксин-тиоредоксин-регуляции
Изменение активности ферментов цикла Кальвина
Дисболіїнс
R / Pg
Ш
Хлоропласты
Пероксисомы
Митохондрии
АФК
(окислительный взрыв)
Дисбалсшс
про/сттиоксидсттной
системы
Аскорбат-глутатионовый цикл
№:
Фотодыхание
(пероксиредоксин)
Изменение редокс баланса НАДФН/НАДФ
У I %..............:
ОПФП Ц И Т О П^П А З М А
Система НАДФН-тиоредоксин-регуляции
/у
¿7
&
Система НАДФН-тиоредоксин-регуляции
і
Ротеноннечувствеительнье
дегидрогеназы
Фотодыхание
it*.
Изменение
активности
альтернативной
оксидазы
Усmaновление нового бaлaнсa j R/Pg
Рис. 3 Гипотетическая схема механизма регуляции энергетического баланса.
Согласно предложенной схеме возможны следующие события: действия стрессора приводят к изменениям интенсивности фотосинтеза и дыхания и соответственно нарушается баланс между этими процессами. В ЭТЦ хлоропластов и митохондрий АФК генерируются и в нормальных условиях, но благодаря сбалансированной системе образования и ликвидации активных радикалов их содержание сохраняется на определенном уровне. При стрессе возникает сверхэкспрессия АФК (окислительный взрыв), включаются механизмы диссипации невостребованной поглощенной энергии. В хлоропластах и митохондриях существуют многоуровневые системы нейтрализации «опасных» молекул [23]. Это биохимические и физиологические механизмы (аскорбат-глутатионовый цикл, реакция Мелера, фотодыхание, альтернативные пути дыхания) (табл.). Дисбаланс про/антиоксиданной системы в свою очередь вызывает изменения в редокс-гомеостазе и как следствие нарушение баланса НАДФН/НАДФ [10, 12], который в стационарных условиях стремится к константным соотношениям [28]. В стрессовых условиях при участии редокс-регуляции активируется НАДФН-глутатион-аскорбат система [12], а также тиоредоксин-связанные системы [29], которые в хлоропластах вызывают изменения активности ферментов цикла Кальвина [12] и фотосинтетической ЭТЦ [27], а в митохондриях активизируют альтернативные оксидазу и НАДФН-дегидрогеназы [12], и в результате устанавливается новое соотношение энергетического баланса. При этом особая роль принадлежит фотодыханию [10], которое обеспечивают координацию данной регуляторной системы, через пероксисомы, осуществляет связь и взаимодействие между хлоропластами и митохондриями, участвует в формировании редокс-гомеостаза, про/антиоксидантного и энергетического балансов, т.е. контролирует всю цепь процессов.
Итак, метаболические пути - это биохимический каркас целостной организации клетки и организма. Организация метаболических путей в растениях характеризуется наличием двух различных отсеков (компартментов), генерирующих восстановительные эквиваленты и АТФ: хлоропластов и митохондрий, тогда как в животных клетках данные процессы протекают только в митохондриях. Взаимодействие этих двух противоположных по функциям типов энергетических органелл в растительной клетке предусматривает организацию потоков метаболитов, в целостную регулируемую систему, специфичную именно для растительного организма. При этом энергетические особенности растительной клетки заключаются в том, что многие окислительные процессы не сопровождаются запасанием энергии и даже характеризуются ее рассеиванием в виде тепла [13]. К ним относятся реакции, которые регулируют окислительновосстановительный баланс клетки и обусловливают сопряжение процессов, протекающих в различных
клеточных компартментах, в частности в хлоропластах и митохондриях. Эта регуляторная система имеет сложную многоуровневую организацию, обеспечивающую устойчивость и надежность энергетического обмена и в конечном итоге определяет процессы роста, развития и функционирования растительного организма в различных условиях окружающей среды.
ЛИТЕРАТУРА
1. Мурей И. А., Рахманкулова З. Ф. // Физиология растений. 1990а. Т. 37. С. 468-475.
2. Мурей И. А., Рахманкулова З. Ф. // Физиология растений. 19906. Т. 37. №3. С. 462-467.
3. Головко Т. К. Дыхание растений. СПб.: Наука, 1999. С. 204.
4. Чиков В. И. // Физиология растений. 2008. Т. 55. №1.
С. 140-154.
5. Amthor J. S. Annals of Botany, 2000. 86. P. 1-20.
6. Рахаманкулова З. Ф., Рамазанова Г. А., Усманов И. Ю. //
Физиология растений. 2001. Т. 48. №1. С. 75-80.
7. Рахаманкулова З. Ф., Рамазанова Г. А., Мустафина А. Р., Усманов. И. Ю. // Физиология растений. 2001. Т. 48. №5. С. 753-759.
8. Рахманкулова З. Ф. // Журнал общей биологии. 2002. Т. 63. №3. С. 44-53.
9. Cannell M. G. R., Thornley J. H. M. // Annals of Botany, 2000.
85. P. 45-54.
10. Hurry V., Igamberdiev A. U., Keerberg J., Parnik T., Atkin O., Zaragoza-Castells J., Gardestrom P. // Plant Respiration 2005. P. 43-61.
11. Noguchi K // Plant Respiration. Springer. Printed in The Netherlands. 2005. P. 63-83.
12. Foyer C. H., Noctor G. // Antioxidants and Redox Signaling V. 11. №4. 2009. P. 851-900.
13. Игамбердиев А. У. // Соросовский образовательный журнал. 2000. Т. 6. №12. С. 20-26.
14. Grabelnych O. I. // Journal of Stress Physiology & Biochemistry. 2005. V. 1. №1. P. 38-49.
15. Озернюк Н. Д. // Журнал общей биологии. 1988. Т. XLIX. №4. С. 552-561.
16. Тооминг Х. Г. // Физиология растений. 1982. Т. 29. Вып.5. С. 964-971.
17. Raven J. A, Farquhar G. D. // New Phytol. 1990. 116. P. 505-529.
18. Keerberg O., Ivanova H., Keerberg H., Parnik T. // Phytosfere 99. Highlight in European Plant Biotechnology. Elsevier. Amsterdam. 1999. P. 215-219.
19. Цветков В. Д. // Электронный медико-биологический журнал «Математическая морфология». 2000. Т. 3. Вып.4.
С. 1-12.
20. Урманцев Ю. А. Симметрия природы и природа симметрии. М.: Мысль, 1974. 229 с.
21. Рахманкулова З. Ф., Усманов И. Ю. // Физиология растений. 2000. Т. 47. С. 608-613.
22. Ермаков И. П. Физиология растений М.: Academa. 2005. 640 c.
23. Полесская О. Г. Растительная клетка и активные формы кислорода: учебное пособие. М.: КДУ, 2007. 140 с.
24. Noctor G. // Plant, Cell and Environment. 2006. 29. P. 409-425.
25. Fey V., Wagner R., Bratigam K., Pfannschmidt T. // Journal of Experimental Botany. 2005. 56. P. 1491-1498.
26. Foyer C. H., Noctor G. // Plant Cell. 2005. 17. P. 1866-1875.
27. Hald S., Nandha B., Gallois P.,Giles N. // Biochivica et Bio-physica Acta. 2008. V. 1777. №5. P. 433-440.
28. Kasimova M., Grigiene J, Krab K., Hagedom P., Flyvbjerg H., Anderson P., Moller I. // Plant Cell. 2006. V. 18 P. 688-698.
29. Balmer Y., Vensel W., Tanaka C., Hurkman W.,Gelhaye E., Rouhier N., Jacquot J., Manieri W., Schurmann P., Droux V., Buchanan B. // PNAS. 2006. V.101. №8. P. 2642-2647.
30. Moller I. // Annu. Rev. Plant. Physiol. Plant. Mol. Biol. 2001. V. 52. P. 561-591.
31. Alonco R., Elvira S., Castillo F., Gimeno B. // Plant, Cell and Environment. 2001. V. 24. P. 905-916.
32. Fu J., Huang B. // Environm. And Experimen. Botany. 2001. V. 45. P. 105-114.
33. Aroca R., Irigoyen J. J., Sanchez-Diaz M. // Plant Science. V. 161. 2001. P. 719-726.
34. Рахманкулова З. Ф., Гильванова И. Р., Еникеев А. Р., Степанов С. Ю. // Физиология растений (статья в печати).
35. Рахманкулова З. Ф., Федяев В. В., Рахматуллина С. Р. // Вестник Башкирского университета. 2006. Т. 11. №4. C. 41-43.
36. Рахманкулова З. Ф., Рахматуллина С. Р., Талипов Р. Ф., Федяев В. В. // Агрохимия. 2007. №5. C. 42-48
37. Рахманкулова З. Ф., Федяев В. В., Абдуллина О. А., Усманов И. Ю. // Вестник Башкирского университета. 2008. Т. 13. №1. C. 43-46.
38. Alscher R. G., Erturk N., Heath L. S. // Journal of Experimental Botany. 2002.V. 53. P. 1331-1341.
39. Asada K. // Annu. Rev. Plant Physiol. Plant Mol. Biol. 1999. V. 50. P. 601-639.
40. Mittler R. // Trends in Plant Science. 2002. V. 7(9). P. 405-410.
41. Sweetlove L. J., Heazlewood J. L., Herald V., Holtzapffel R., Day D. A. // The Plant Journal. 2002. V. 32. P. 891-904.
42. Robson C. A., Vanlerberghe G. C. // Plant Physiol. 2002. V. 129(4). P. 1908-1920.
43. Smirnoff N. // Current Opinion in Plant Biology. 2000. V. 3. P. 229-235.
44. Apel К., Hirt H. // Annu. Rev. Plant Biol. 2004.V. 55. P. 373-399.
45. Taylor N. L., Day D. A., Millar A. H. // Journal of Experimental Botany. 2004.V. 55(394). P. 1-10.
46. Corpas F. J., Barroso J. В., del Rio L. A. // Trends in Plant Science. 2001. V. 6(4). P. 145-150.
47. del Rio L. A., Sandalio L. M., Corpas F. J., Raima J. M., Barroso J. B. // Plant Physiology. 2006. V. 141. P. 330-335.
48. Тарчевский И. А. Сигнальные системы клеток растений. М.: Наука. 2002. 294 с.
49. Neill S. J., Desikan R., Hancock J. T. // New Phytologist. 2003. V. 159. P. 11-35.
50. Wendehenne D., Lamotte O., Pugin A. // Trends in Plant Science. 2003. V. 8(10). P. 465-468.
51. Haramathy E., Leshem Y. Y. // Biology and biotechbology of the plant hormone ethylene. Dordrecht: Kluwer, 1997. P. 253-258.
52. Huang J. S., Knopp J. A. // Bacterial wilt disease: Molecular and ecological aspects. В.: INRA and Springer, 1998. P. 218-224.
53. Foissner I., Wendehenne D., Langebartels C, Durner J. // Plant J. 2000. V. 23. №6. P. 817-824.
54. Durner G., Wendehenne D., Klessing D. F. // Proc. Nat. Acad. Sci. USA. 1998. V. 95. №17. P. 10328-10333.
55. Hausladen A., Stamler J. S. // Proc. Nat. Acad. Sci. USA. 1998. V. 95. №18. P. 10345-10347.
56. McDowell J. M., Dangl J. L. // Trends Biochem. Sci. 2000. V. 25. №2. P. 79-82.
57. Kumar D., Klessig D. F. // Mol. Plant Microbe Interact. 2000. V. 13. №3. P. 347-351.
58. Klessig D. F., Durner J., Noad R., Navarre D. A., Wendehenne
D., Kumar D., Zhou J. M., Shah J., Zhang S., Kachroo P., Trifa Y., Pontier D., Lam E., Silva H. // Proc. Nat. Acad. Sci. USA.
2000. V. 97. №16. P. 8849-8855.
59. Кээрберг О., Дроздова И. С., Пярник Т. Р., Кээрберг Х. Р., Воскресенская Н. П. // Физиология растений. 1989. 36. С. 642-652.
60. Ogren W. L. // Annu Rev Plant Physiol .1984. 35. P. 415-442.
61. Parnik T., Keerberg О. // J Exp Bot. 1995. 46. P. 1439-1447.
62. Расулов Б. Х., Лайск А. Х., Асроров К. А. // Физиология растений. 1983. Т. 30. С. 616-645.
63. Siedow J. N., Umbach A T. // Plant Cell. 1995. 7. P. 821-831.
64. Affourtit С., Albury. M. S., Crichton P. G., Moore A. L. // FEES Lett., 2001. 510. P. 121-126.
65. Mcintosh L., Kichler. Г., Gray G., Maxwell G., Nickels R., Wang Y. // Biochim. Biophvs. Acta. 1998. 1365. P. 278-284.
66. Меденцев Л. Г., Аринбасарова А. Ю., Акименко В. К. // Биохимия. 1999. 64(11). C. 1457-1472.
67. Considini M. J., Hollzapffel R. C., Day D. A., Whelan J., Millar A. M. // Plant Physiol. 2002. 129. P. 949-953.
68. Vanlerberghe G. C., Yip J. Y. H., Parsons H. L. // Plant Physiol. 1999. 121. P. 793-803.
69. Siedow J. N., Umbach A. L. // Biochim. Biophys. Acta. 2000. P. 432-439.
70. Millenaar F. F., Ganzalez-Meler M. A., Fiorani F., Welschen R., Ribas-Carbo M., Siedow J. N., Wagner A. M., Lambers H. // Plant Physiol. 2003. 126. P. 376-387.
71. Umbach А. L., Siedow J. N. // Plant Physiol. 1993. 103. P. 845-854.
72. Millar A. H., Wiskich J. T., Whelan J., Day D. A. // FEBS Lett. 1993. 329. P. 259-262.
73. Day D. A., Millar A. H., Wiskich J. T., Whelan. J. // Plant Physiol. 1994.106. P. 1421-1426.
74. Maxwell D. P., Wang Y., McIntosh L. // Proc. Natl. Acad. Sci. USA.1999. 96. P. 8271-8276.
75. Szal В., Jolivet Y., Hazenfratz-Sauder M. P., Dizengremel P., Rychter A. M. // Physiol. Plant. 2003. 119. P. 494-502.
76. Polidoros A. N, Mylona. P. V., Pasentsis K., Scandalios J. G.,
Tsaltaris A. S. // Redox. Rep. 2005. 10. P. 71-78.
77. Maxwell D. P., Nickels R., McIntosh L. // Plant J. 2002. 29.
P. 269-279.
78. Simons В. H., Miilenaar F. F., Mulder L., Van loon L. C.,
Lambers H. // Plant. Phyiol. 1999. 120. P. 529-538.
79. Purvis A. C., Shewfelt R. I. // Physiol. Plant. 1993. 88. P. 712-718.
80. Kolesnichenko A., Grabelnych O., Zykova V., Koroleva N., Pobezhimova Т., Konstantinov Yu., Voinikov V. // BMC Plant Biology. 2001. 1. P. 1-6.
81. Vanlerberghe G. C., Robson С. A., Yip J. Y. H. // Plant Physiol. 2002. 129. P. 1829-1842.
82. Day D. A., Wiskich J. T. // Bioenerg. Biomernbr. 1995. 27. P. 379-385.
83. Рахманкулова З. Ф., Федяев В. В., Подашевка О. А., Усманов И. Ю. // Физиология растений. 2003. Т. 50. .№2. С. 231-237.
84. Rasmusson. A. О., Soole K. E., Elthon Т. Е. // Annu Rev Plant Biol. 2004. 55. P. 23-39.
85. Moller I. M. // Physiol. Planlarum. 1997. 100. P. 85-90.
86. Moller I. M. // Anmi. Rev. Plant Physiol. Plant Mol. Biol. 2001. 52. P. 561-591.
87. Zottini M., Mandolino G., Zannoni I. // Plant Physiol. 1993.102. P. 579-585.
88. Michalecka A. M., Agius S. C., Moller I. M., Rasmusson A. G. // Plant. 2004. 37. P. 415-425.
89. Agius S. C., Bykova N. V., Igamberdiev A. U., Moller I. M. // Physiologia Plantarum. 1998. 104. P. 329-336.
90. Усманов И. Ю., Кулагин А. Ю., Рахманкулова З. Ф. Экологическая физиология растений. Учебник. М.: Логос.
2001. 224 с.
Поступила в редакцию 19.10.2009 г.
