CC BY
85
DOI: 10.23868/201703004
тканеинженерные конструкции для восстановления скелетной мышечной ткани
И.Н. Корсаков 12, Д.П. Самчук1, И.И. Еремин 12,ВЛ. Зорин13, РВ. Деев 134, А.А. Пулин12
1 Центральная клиническая больница с поликлиникой Управления делами Президента Российской Федерации, Москва, Россия
2 Центральная государственная медицинская академия Управления делами Президента Российской Федерации, Москва, Россия
3 Институт стволовых клеток человека, Москва, Россия
4 Рязанский государственный медицинский университет им. акад. И.П. Павлова, Рязань, Россия
Tissue-engineered constructions for skeletal muscle tissue repair.
I.N. Korsakov12, DP. Samchuk1, I.I. Eremin 12, V.L. Zorin 13, R.V. Deev134, AA. Pulin 12
1 Central Clinical Hospital with Outpatient Health Center, Moscow, Russia
2 Central State Medical Academy, Moscow, Russia
3 Human Stem Cells Institute, Moscow, Russia
4 I.P. Pavlov Ryazan State Medical University, Ryazan, Russia
В настоящем обзоре представлены данные по различным типам тканеинженерных конструкций, используемых для замещения дефектов мышечной ткани. Рассмотрены основные способы получения децеллюляризированных мышечных каркасов, механизмы их действия, а также результаты применения в экспериментальных моделях.
Ключевые слова: мышцы, скаффолды, децеллюляри-зация, тканевая инженерия мышечной ткани.
введение
Скелетная мышечная ткань (СМТ) составляет в среднем 40% массы тела взрослого человека. Скелетная мускулатура обеспечивает локомоцию, функцию внешнего дыхания, механическую поддержку внутренних органов и играет ключевую роль в гоме-остазе энергии. Поражения скелетной мускулатуры приводят к существенному снижению качества жизни, развитию жизнеугрожающих состояний, связанных с нарушением естественной вентиляции легких, и к серьезным метаболическим нарушениям. Скелетная мышечная ткань обладает выраженной способностью к регенерации и небольшие повреждения полностью восстанавливаются. Однако регенерация мышечной ткани после значительных повреждений неполная и сопровождается, как правило, формированием соединительнотканного рубца, что нарушает нормальную функцию мышцы [1].
В настоящее время известны различные способы стимуляции регенерации скелетной мышечной ткани, включая применение клеточных препаратов, факторов роста, специфических нутриентов, физического воздействия и т.п. [1]. Эффективность стандартных методов терапевтического воздействия недостаточна для адекватной регенерации при повреждениях, сопровождающихся разрушением и (или) потерей значительного объема мышечной ткани, например, в результате оперативного вмешательства или травмы [2, 3]. До недавнего времени наиболее перспективным подходом к лечению объемных дефектов мышечной ткани считалось использование стволовых/прогениторных клеток, но по ряду причин они оказались не способными эффективно восстанавливать функциональную мышечную ткань после объемных повреждений. Одной из причин является низкая способность трансплантированных клеток к интеграции (приживлению) в зоне патологического процесса [4—6]. Сегодня для замещения объемных
e-mail: [email protected]
Present review covers different types of tissue engineered constructions used for substitution of muscle tissue defects. Main methods of manufacturing of decellularized muscle scaffolds, mechanisms of action and results of their application in experiments in vivo are reviewed.
Keywords: muscles, scaffolds, decellularization, tissue engineering of muscle tissue.
дефектов мышечной ткани все чаще рассматриваются матриксы (подложки) из материалов природного или синтетического происхождения, а также ткане-инженерные конструкции, состоящие из каркасов на основе внеклеточного матрикса (ВКМ-каркасов), стволовых/прогениторных клеток и факторов роста.
Матриксы на основе синтетических
материалов
Синтетические материалы для изготовления ма-триксов обладают как преимуществами, так и недостатками по сравнению с материалами природного происхождения. С одной стороны, имеется широкий выбор этих материалов, они доступны, их состав точно известен, а его вариабельность от партии к партии минимальна. Возможность использования для оптимизации регенерации мышечной ткани исследовалась для полипропилена, полиэфиров и полиуретанов [6]. С другой стороны, синтетические материалы более подвержены бактериальной колонизации по сравнению с ВКМ-каркасами и способны вызывать воспалительную реакцию на инородное тело, которая не только затрудняет ремоделирова-ние поврежденного участка, но может оказывать негативное влияние на близлежащие неповрежденные ткани [7—9].
Матриксы на основе материалов природного
происхождения
Из материалов природного происхождения в качестве филера для замещения объемных дефектов мышечной ткани применяют алло- и ксеногенный де-целлюляризированный ВКМ, а также некоторые материалы, полученные из тканей немлекопитающих, таких как хитозан, фиброин шелка, агароза и другие [10]. Наибольшее внимание исследователей в настоящее время привлекают матриксы, полученные путем децеллюлязиризации тканей млекопитающих.
Децеллюляризированный внеклеточный матрикс
ВКМ не только обеспечивает структурную поддержку клеточных компонентов тканей, но и оказывает существенное влияние на основные процессы гистогенеза (пролиферацию, адгезию, миграцию и дифференцировку клеток) и поддержание гомео-стаза [11]. Среди основных компонентов ВКМ мышечной ткани можно выделить следующие: коллаген I и III типов, а также коллаген VI типа, являющийся критическим элементом ниши миосателлитов [12], ламинины, располагающиеся в базальной мембране и необходимые для формирования миотуб [13], фибронектин, связывающий коллаген с ламининами и влияющий на адгезию, миграцию и дифференци-ровку миобластов. Установлено значение протеогли-канов и гликозаминогликанов ВКМ в дифференци-ровке миобластов, регенерации мышечной ткани, формировании нейромышечных соединений [14]. Таким образом, учитывая важную роль, которую выполняют компоненты ВКМ в процессе жизнедеятельности клеток, их сохранение при децеллюляризации нативной ткани имеет ключевое значение.
Способы получения децеллюляризированных ВКМ-каркасов. Децеллюляризированный ВКМ получают под воздействием на нативную мышечную ткань физических и химических факторов (в том числе детергентов), биологических агентов (ферментов), а также их комбинаций [15].
Методы, основанные на физическом воздействии, включают применение неизотонических растворов, повышенного гидростатического давления и электропорации [15], замораживание тканей с их последующим размораживанием [16, 17]. Гипертонические растворы вызывают диссоциацию ДНК [18], гипотонические — лизис клеток за счет осмотического эффекта [19]. Как правило, при децеллюляризации проводят неоднократную последовательную обработку ткани гипо- и гипертоническим растворами, что не только позволяет усилить осмотический эффект, но и удалить разрушенные клетки из матрикса [15].
Использование химических агентов (кислоты, щелочи, детергенты, спирты, хелаторы металлов) для децеллюляризации тканей имеет как положительные стороны, так и отрицательные. Например, применение кислот (надуксусная и уксусная) и щелочей ограничено в связи с повреждающим воздействием на компоненты ВКМ [20, 21]. Детергенты, с одной стороны, способны эффективно удалить клеточный материал из тканей путем солюбилизации клеточных мембран и разрушения комплексов «ДНК — белок» [18, 22], а с другой стороны могут приводить к повреждению и распаду белков ВКМ [17, 23]. Кроме того, неполное вымывание детергентов из материалов обусловливает цитотоксичность таких матриксов [24]. Спирты вызывают дегидратацию и лизис клеток и, являясь неполярными растворителями, эффективно вымывают жиры. Однако спирты должны применяться с осторожностью в связи с потенциальной возможностью преципитации белков и повреждения внеклеточного матрикса [25, 26]. Хелаторы металлов, такие как ЭДТА, нарушают прикрепление клеток к матриксу, но не способны полностью отмыть ткань [27]. В связи с этим хелаторы металлов не рассматриваются в качестве единственного децеллюляризирующего агента, а входят в состав сложных протоколов в сочетании с детергентами или ферментами [15].
Использование биологических агентов — ферментов (нуклеазы, трипсин, коллагеназа, липаза, диспа-за, термолизин и альфа-галактозидаза) — обеспечивает высокую специфичность при удалении остатков клеточного материала и нежелательных компонентов ВКМ. Вместе с этим, обработка мышечной ткани только ферментами не позволяет достичь необходимой степени децеллюляризации. Также не отмытые полностью ферменты, содержащиеся в материале, будут препятствовать его рецеллюляризации или приводить к нежелательной иммунной реакции [15]. Трипсин и особенно коллагеназа могут вызвать значительное разрушение коллагена и, вследствие этого, изменение свойств матрикса [25, 28].
Высокой эффективностью обладает комбинация различных методов воздействия. Например, показана способность токсина биологического происхождения — латрункулина — в сочетании с ДНКазой и неизотоническими растворами эффективно удалять ДНК и внутриклеточные белки из мышечной ткани, обеспечивая высокую степень сохранности гликозаминогликанов и механических свойств матрикса [29].
В ряде случаев признается целесообразным добавление к децеллюляризирующим растворам ингибиторов протеаз для снижения повреждения ВКМ внутриклеточными протеазами, высвобождающимися при разрушении клеток в процессе децеллюляриза-ции [30, 31].
Источниками биоматериала для получения ВКМ-каркасов, разрешенными в настоящее время к применению в клинической практике, являются подсли-зистый слой кишечника, кожа и перикард человека, свиней и крупного рогатого скота [32]. Кроме того, в доклинических исследованиях используются под-слизистый слой мочевого пузыря [33], мышечная [34] и другие ткани.
Механизмы действия ВКМ-каркасов. Предполагается, что регенеративные эффекты материалов на основе внеклеточного матрикса связаны с их способностью изменять раневое микроокружение с уменьшением выраженности фиброза и образования рубцовой ткани, а также стимуляции репарации мышечной ткани [35]. Известно, что ВКМ-каркасы могут изменять поляризацию макрофагов, высвобождать связанные факторы роста и продукты деградации матрикса, являющиеся хемоаттрактантами [35—37].
После имплантации биоматериала он инфильтрируется клетками реципиента, преимущественно макрофагами, которые, выделяя широкий спектр протеаз, вызывают деградацию макромолекул матрикса, сопровождающуюся образованием значительного количества биологически активных соединений. Характер первичной иммунной реакции на имплантацию ма-трикса в значительной степени зависит от его свойств, в частности, количества остаточного клеточного материала и наличия химических поперечных сшивок. При содержании остатков ДНК менее 50 нг на 1 мг внеклеточного матрикса, а также в случае отсутствия химической модификации последнего, доминантным фенотипом макрофагов является М2, и, следовательно, происходит ремоделирование поврежденного участка с замещением дефекта более функциональной тканью [38, 39]. Поляризация макрофагов в провоспали-тельном направлении М1, происходящая при наличии в матриксе значительной массы остаточного клеточного материала или использование поперечно-сшитых матриксов, напротив, обусловливает развитие выраженного фиброза с замещением дефекта соединительно-
тканным рубцом [35] Показано, что имплантация бесклеточных матриксов вызывает более выраженную поляризацию макрофагов в направлении М2, чем даже имплантация аутогенных графтов [39, 40]. Вместе с тем, только поляризация макрофагов не может в полной мере объяснить конструктивное ремоделиро-вание мышечной ткани в результате имплантации бесклеточных матриксов. Другим механизмом стимуляции регенерации мышечной ткани считается высвобождение факторов роста из структуры самого материала. Установлено, что внеклеточный матрикс способен сорбировать факторы роста, которые в зависимости от метода обработки нативного материала могут сохраняться в децеллюляризированном матриксе. Особого внимания среди факторов роста, сорбируемых ВКМ, заслуживают основной фактор роста фибробластов (bFGF) и сосудистый эндотелиальный фактор роста (VEGF) [21]. Продукты деградации ВКМ, как было установлено, оказывают ряд биологических эффектов на прогениторные клетки мышечной ткани, включая хемоаттрактантный и митогенный [41].
Эффективность использования ВКМ-каркасов при повреждениях мышечной ткани. Результаты доклинических исследований применения бесклеточных ВКМ-каркасов для замещения дефектов СМТ достаточно противоречивы: в некоторых работах показана способность матриксов стимулировать замещение дефектов скелетных мышц относительно функциональной тканью, обладающей сократительной активностью, и улучшать функцию поврежденной мышцы [34]. Однако в других работах подобные свойства бесклеточных ВКМ-каркасов не подтвердились. Так, при имплантации ксеногенного ВКМ-каркаса в дефект четырехглавой мышцы бедра не происходило замещения дефекта функциональной мышечной ткани у собак [42]. В работе K. Garg и соавт. (2014) замещение дефекта передней большеберцовой мышцы у крыс децеллюляризиро-ванным матриксом, полученным из мышечной ткани, также не вызывало образования мышечной ткани, а, напротив, приводило к развитию фиброза [43].
Тем не менее, ВКМ-каркасы начали оцениваться в клинических исследованиях: например, описан случай имплантации ксеногенного бесклеточного матрикса в дефект четырехглавой мышцы с получением положительного результата [36]. В другом клиническом исследовании был выявлен положительный функциональный эффект имплантации ксеногенного бесклеточного ВКМ-каркаса у трех из пяти принявших участие в исследовании пациентов с объемной потерей мышечной ткани, а также получены данные, свидетельствующие о безопасности использования таких матриксов [10].
Эффективность использования ВКМ-каркасов, заселенных клетками. Известно, что выживаемость и способность миогенных клеток к миграции после имплантации обеспечивается микроокружением [9, 11, 44]. В частности, клетки, совмещенные с матриксом, могут длительное время (более двух месяцев in vivo) сохранять жизнеспособность и участвовать в формировании миофибрилл [45]. Помимо миобластов, для заселения тканеинженерных конструкций, предназначенных для замещения дефектов мышечной ткани, использовались миосателлиты, мультипотентные ме-зенхимальные стромальные клетки (ММСК), мезан-гиобласты и др. [6].
Способность заселенных миобластами [46], ММСК костного мозга [47] или жировой ткани [45] матриксов стимулировать замещение дефектов мышц
относительно функциональной мышечной тканью доказана в ряде работ [46—48]. Кроме того, в экспериментах на мышах обнаружено, что использование матрикса, заселенного ксеногенными (крысиными) миобластами, вызывало более значимое восстановление сократительной активности поврежденной мышцы по сравнению с имплантацией незаселенного клетками носителя [49]. Вместе с тем, в указанном исследовании получены данные, свидетельствующие о негативном влиянии бесклеточных матриксов на регенерацию СМТ после ее повреждения. В дальнейших работах, выполненных этим же научным коллективом, также были получены крайне неоднозначные данные о влиянии заселенных клетками матриксов на регенерацию мышечной ткани [33].
Кроме ВКМ-каркасов, содержащих один тип клеток, разработаны способы получения тканеинженер-ных конструкций, заселенных разными типами клеток путем их со-культивирования на матриксах. Например, со-культивирование миобластов и эндотелиаль-ных клеток пуповинной крови на фибриновом матрик-се приводило к формированию эндотелиальной сети, окружающей миофибриллы, сформировавшиеся в материале [50]. Аналогичные результаты получены при со-культивировании миобластов, эндотелиальных клеток пуповинной крови и фибробластов на ВКМ-каркасе [51].
В работе S. Carosio с соавт. (2013) продемонстрирована принципиально новая технология создания трехмерных аналогов тканей без использования децеллюляризированных материалов, когда ВМК синтезируется in vitro фибробластами, входящими в состав тканеинженерной конструкции [52]. Подобные аналоги в наибольшей степени воспроизводят структуру СМТ, а результаты доклинических исследований свидетельствуют о положительном эффекте их применения на моделях объемного поражения мышечной ткани у мелких животных [51, 52]. В то же время перспективы клинического применения таких тканеинженерных конструкций представляются более чем сомнительными в связи с очевидной невозможностью достаточно быстрого обеспечения кровоснабжения значительной по объему конструкции после трансплантации и, следовательно, неизбежного некроза клеток в ее центральной части.
Заключение
Результаты применения бесклеточных и заселенных клетками матриксов крайне противоречивы, в доступной литературе отсутствуют убедительные данные, подтверждающие их способность существенным образом улучшать регенерацию поврежденной скелетной мышечной ткани, что может объясняться как различиями в способах получения матриксов, низкой статистической мощностью большинства проведенных к настоящему времени исследований, так и возможными методическими погрешностями. Вместе с тем, имеющихся данных достаточно для обоснования целесообразности продолжения экспериментальных работ, посвященных данной проблеме. Инициирование клинических исследований, однако, представляется преждевременным.
Благодарности
Исследование выполнено за счет гранта Российского научного фонда (проект № 14-25-00166).
ЛИТЕРАТУРА:
1. Laumonier T., Menetrey J. Muscle injuries and strategies for improving their repair. J. Exp. Orthop. 2016; 3(1): 15.
2. Corona B.T., Rivera J.C., Owenset J.G. et al. Volumetric muscle loss leads to permanent disability following extremity trauma. J. Rehabil. Res. Dev. 2015; 52(7): 785-92.
3. Grogan B.F., Hsu J.R. Skeletal trauma research consortium. Volumetric muscle loss. J. Am. Acad. Orthop. Surg. 2011; 19 Suppl 1: 35-7.
4. Fan Y., Maley M., Beilharz M. et al. Rapid death of injected myoblasts in myoblast transfer therapy. Muscle Nerve 1996; 19(7): 853-60.
5. Guerette B., Asselin D., Skuk D. et al. Control of inflammatory damage by anty-LFA-1: increase success of myoblast transfer therapy. Cell Transplant. 1996; 6(2): 101-7.
6. Wolf M.T., Dearth C.L., Sonnenberg S.B. et al. Naturally derived and synthetic scaffolds for skeletal muscle reconstruction. Adv. Drug. Deliv. Rev. 2015; 84: 208-21.
7. Klinge U., Klosterhalfen B., Müller M. et al. Foreign body reaction to meshes used for the repair of abdominal wall hernias. Eur. J. Surg. 1999; 165(7): 665-73.
8. Taylor S.G., O'Dwyer P.J. Chronic groin sepsis following tensionfree inguinal hernioplasty. Br. J. Surg. 1999; 86(4): 562-5.
9. Tolino M.J., Tripoloni D.E., Ratto R. et al. Infections associated with prosthetic repairs of abdominal wall hernias: pathology, management and results. Hernia 2009; 13(6): 631-7.
10. Sicari B.M., Rubin J.P., Dearth C.L. An acellular biologic scaffold promotes skeletal muscle formation in mice and humans with volumetric muscle loss. Sci. Transl. Med. 2014; 6(234): 234ra58.
11. Theocharis A.D., Skandalis S.S., Gialeli C. et al. Extracellular matrix structure. Adv. Drug. Deliv. Rev. 2016; 97: 4-27
12. Urciuolo A., Quarta M., Morbidoni V. Collagen VI regulates satellite cell self-renewal and muscle regeneration. Nat. Commun. 2013; 4: 1964.
13. Chaturvedi V., Dye D.E., Kinnear B.F. Interactions between Skeletal muscle myoblasts and their extracellular matrix revealed by a serum free culture system. PLoS One 2015; 10(6): e0127675.
14. Brandan E., Gutierrez J. Role of skeletal muscle proteoglycans during myogenesis. Matrix Biol. 2013; 32(6): 289-97.
15. Crapo P.M., Gilbert T.W., Badylak S.F. An overview of tissue and whole organ decellularization processes. Biomaterials 2011; 32(12): 3233-43.
16. Lehr E.J., Rayat G.R., Chiu B. et al. Decellularization reduces immunogenicity of sheep pulmonary artery vascular patches. J. Thorac. Cardiovasc. Surg. 2011; 141(4): 1056-62.
17. Patel N., Solanki E., Picciani R. Strategies to recover proteins from ocular tissues for proteomics. Proteomics 2008; 8(5): 1055-70.
18. Cox B., Emili A. Tissue subcellular fractionation and protein extraction for use in mass-spectrometry-based proteomics. Nat. Protoc. 2006; 1(4): 1872-8.
19. Xu C.C., Chan R.W., Tirunagari N. A biodegradable, acellular xenogeneic scaffold for regeneration of the vocal fold lamina propria. Tissue Eng. 2007; 13(3): 551-66.
20. Dong X., Wei X., Yi W. et al. RGD-modified acellular bovine pericardium as a bioprosthetic scaffold for tissue engineering. J. Mater. Sci. Mater. Med. 2009; 20(11): 2327-36.
21. Reing J.E., Brown B.N., Daly K.A. The effects of processing methods upon mechanical and biologic properties of porcine dermal extracellular matrix scaffolds. Biomaterials 2010; 31(33): 8626-33.
22. Giusti S., Bogetti M.E., Bonafina A. et al. An improved method to obtain a soluble nuclear fraction from embryonic brain tissue. Neurochem. Res. 2009; 34(11): 2022-9.
23. Alhamdani M.S., Schröder C., Werner J. et al. Single-step procedure for the isolation of proteins at near-native conditions from mammalian tissue for proteomic analysis on antibody microarrays. J. Proteome Res. 2010; 9(2): 963-71.
24. Cebotari S., Tudorache I., Jaekel T. et al. Detergent decellularization of heart valves for tissue engineering: toxicological effects of residual detergents on human endothelial cells. Artif. Organs 2010; 34(3): 206-10.
25. Brown B.N., Freund J.M., Han L. et al. Comparison of three methods for the derivation of a biologic scaffold composed of adipose tissue extracellular matrix. Tissue Eng. Part C Methods 2011; 7(4): 411-21.
26. Prasertsung I., Kanokpanont S., Bunaprasert T. Development of acellular dermis from porcine skin using periodic pressurized technique. J. Biomed. Mater. Res. B: Appl. Biomater. 2008; 85(1): 210-9.
27. Hopkinson A., Shanmuganathan V.A., Gray T. et al. Optimization of amniotic membrane (AM) denuding for tissue engineering. Tissue Eng. Part C Methods 2008; 14(4): 371-81.
28. Waldrop F.S., Puchtler H., Meloan S.N. et al. Histochemical investigations of different types of collagen. Acta Histochem. Suppl. 1980; 21: 23-31.
29. Gillies A.R., Smith L.R., Lieber R.L. et al. Method for decellularizing skeletal muscle without detergents or proteolytic enzymes. Tissue Eng. Part C Methods 2011; 17(4): 383-9.
30. Cartmell J.S., Dunn M.G. Effect of chemical treatments on tendon cellularity and mechanical properties. J. Biomed. Mater. Res. 2000; 49(1): 134-40.
31. Courtman D.W., Pereira C.A., Kashef V. et al. Development of a pericardial acellular matrix biomaterial: biochemical and mechanical effects of cell extraction. J. Biomed. Mater. Res. 1994; 28(6): 655-66.
32. Badylak S.F. Decellularized allogenic and xenogenic tissue as bioscaffold for regenerative medicine: factors that influence the host response. Annals of biomedical engineering 2014; 42(7): 1517-27.
33. Corona B.T., Ward C.L., Baker H.B. et al. Implantation of in vitro tissue engineered muscle repair constructs and bladder acellular matrices partially restore in vivo skeletal muscle function in a rat model of volumetric muscle loss injury. Tissue Eng. Part A 2014; 20(3-4): 705-15.
34. Chen X.K., Walters T.J. Muscle-derived decellularised extracellular matrix improves functional recovery in a rat latissimus dorsi muscle defect model. J. Plast. Reconstr. Aesthet. Surg. 2013; 66(12): 1750-8.
35. Turner N.J., Badylak J.S. Biologic scaffolds for musculotendinous tissue repair. Eur. Cell Mater. 2013; 25: 130-43.
36. Mase Jr. V.J., Hsu J.R., Wolf S.E. et al. Clinical application of an acellular biologic scaffold for surgical repair of a large, traumatic quadriceps femoris muscle defect. Orthopedics 2010; 33(7): 511.
37. Merritt E.K., Hammers D.W., Tierney M. et al. Functional assessment of skeletal muscle regeneration utilizing homologous extracellular matrix as scaffolding. Tissue Eng. Part A 2010; 16(4): 1395-405.
38. Keane T.J., Londono R., Turner N.J. et al. Consequences of ineffective decellularization of biologic scaffolds on the host response. Biomaterials 2012; 33(6): 1771-81.
39. Valentin J.E., Stewart-Akers A.M., Gilbert T.W. Macrophage participation in the degradation and remodeling of extracellular matrix scaffolds. Tissue Eng. Part A 2009; 15(7): 1687-94.
40. Badylak S.F., Valentin J.E., Ravindra A.K. et al. Macrophage phenotype as a determinant of biologic scaffold remodeling. Tissue Eng. Part A 2008; 14(11): 1835-42.
41. Vorotnikova E., McIntosh D., Dewilde A. Extracellular matrix-derived products modulate endothelial and progenitor cell migration and proliferation in vitro and stimulate regenerative healing in vivo. Matrix Biol. 2010; 29(8): 690-700.
42. Turner N.J., Badylak J.S., Weber D.J. et al. Biologic scaffold remodeling in a dog model of complex musculoskeletal injury. J. Surg. Res. 2012; 176(2): 490-502.
43. Garg K., Ward C.L., Rathbone C.R. et al. Transplantation of devitalized muscle scaffolds is insufficient for appreciable de novo muscle fiber regeneration after volumetric muscle loss injury. Cell Tissue Res. 2014; 358(3): 857-73.
44. Hill E., Boontheekul T., Mooney D.J. Designing scaffolds to enhance transplanted myoblast survival and migration. Tissue Eng. 2006; 12(5): 1295-304.
45. Kesireddy V. Evaluation of adipose-derived stem cells for tissue-engineered muscle repair construct-mediated repair of a murine model of volumetric muscle loss injury. Int. J. Nanomedicine 2016; 11: 1461-73.
46. Conconi M.T., De Coppi P., Bellini S. et al. Homologous muscle acellular matrix seeded with autologous myoblasts as a tissue-engineering approach to abdominal wall-defect repair. Biomaterials 2005; 26(15): 2567-74.
47. Merritt E.K., Cannon M.V., Hammers D.W. et al. Repair of traumatic skeletal muscle injury with bone-marrow-derived mesenchymal stem cells seeded on extracellular matrix. Tissue Eng. Part A 2010; 16(9): 2871-81.
48. Fuoco C., Petrilli L.L., Cannata S. et al. Matrix scaffolding for stem cell guidance toward skeletal muscle tissue engineering. J. Orthop. Surg. Res. 2016; 11(1): 86.
49. Machingal M.A., Corona B.T., Walters T.J. et al. A tissue-engineered muscle repair construct for functional restoration of an irrecoverable muscle injury in a murine model. Tissue Eng. Part A 2011; 17(17-18): 2291-303.
50. Gholobova D., Decroix L., Van Muylder V. et al. Endothelial network formation within human tissue-engineered skeletal muscle. Tissue Eng. Part A 2015; 21(19-20): 2548-58.
51. Koffler J., Kaufman-Francis K., Shandalov Y. et al. Improved vascular organization enhances functional integration of engineered skeletal muscle grafts. PNAS USA 2011; 108(36): 14789-94.
52. Carosio S., Barberi L., Rizzuto E. Generation of eX vivo-vascularized Muscle Engineered Tissue (X-MET). Sci. Rep. 2013; 3: 1420.
Поступила: 12.12.2016
