CC BY
129
DOI: 10.23868/201812042
роль компонентов внеклеточного матрикса скелетной мышечной ткани в миогенезе
Т.В. Ступникова1, И.И. Еремин1, 2, В.Л. Зорин1, 3, П.Б. Копнин1' 4, И.Р. Гильмутдинова1' 5, И.Н. Сабурина1' 6, А.А. Пулин1' 2 6
1 Научно-исследовательский институт общей патологии и патофизиологии, Москва, Россия
2 АО «ГЕНЕРИУМ», Москва, Россия
3 ПАО «Институт Стволовых Клеток Человека», Москва, Россия
4 Национальный медицинский исследовательский центр онкологии им. Н.Н. Блохина, Москва, Россия
5 Национальный медицинский исследовательский центр реабилитации и курортологии, Москва, Россия
6 Российская медицинская академия непрерывного профессионального образования, Москва, Россия the role of skeletal muscle tissue extracellular matrix components in myogenesis
T.V. Stupnikova1, I.I. Eremin1' 2, V.L. Zorin1' 3, P.B. Kopnin1 4, I.R. Gilmutdinova1' 5, I.N. Saburina1' 6, A.A. Pulin1' 2 6
11nstitute of General Pathology and Pathophysiology, Moscow, Russia
2 JSC «Generium», Moscow, Russia
3 PJSC "Human Stem Cells Institute", Moscow, Russia
4 N.N. Blokhin National Medical Research Center of Oncology, Moscow, Russia
5 National Medical Research Center for Rehabilitation and Balneology, Moscow, Russia
6 Russian Medical Academy of Continuous Professional Education, Moscow, Russia
e-mail: andreYpulin@gmail.com
В настоящем обзоре представлены данные по строению и составу внеклеточного матрикса скелетной мышечной ткани. Рассмотрены функции его основных компонентов и их влияние на дифференцировку клеток в миогенном направлении.
ключевые слова: скелетная мышечная ткань, тканевая инженерия, внеклеточный матрикс, миогенная дифференцировка, матриксы-носители.
введение
Интенсивное развитие регенеративной медицины, в частности тканевой инженерии, обусловливает появление новых подходов к лечению заболеваний скелетной мускулатуры. В настоящее время установлено, что повреждения, сопряженные с объемной потерей поперечнополосатой скелетной мышечной ткани, не могут быть полностью восстановлены только за счет резидентных или трансплантированных клеток с высоким миогенным потенциалом (например, миосателлитоцитов) [1, 2]. В связи с этим, при помощи методов регенеративной медицины разрабатываются альтернативные стратегии индукции процессов репарации мышечной ткани, в частности с использованием тканеинженерных конструкций (ТИК), способных обеспечить эффективное замещение дефекта функциональной поперечнополосатой мышечной тканью [3]. Этот подход основан на получении и культивировании миогенных клеток, «заселении» ими природных или синтетических 313-каркасов, играющих роль внеклеточного матрикса (ВКМ). Кроме опорной функции, немаловажное значение таких каркасов заключается в регуляции различных процессов жизнедеятельности клеток, например, выживания, миграции, пролиферации и диффе-ренцировки [4, 5]. Все это требует не только понимания биологии стволовых и (или) прогениторных клеток, но и изучения состава ВКМ, а также механизмов регенерации скелетной мышечной ткани и взаимодействия между клетками и матриксом [3]. Свойства клеток с миогенным потенциалом, в том числе немышечного происхождения, и особенности их участия в миогенезе подробно изложены в многочисленных работах [1, 2]. В настоящем обзоре представлены данные по структуре и составу основных компонентов ВКМ скелетной мышечной ткани и их роли в миогенной дифференцировке клеток in vitro и in vivo.
This review summarizes data on the structure and composition of the extracellular matrix of skeletal muscle tissue. The functions of its main components and their influence on the differentiation of cells in the myogenic direction are considered.
Keywords: skeletal muscle tissue, tissue engineering, extracellular matrix, myogenic differentiation, scaffolds.
Внеклеточный матрикс (ВКМ)
ВКМ — это трехмерная сеть макромолекул, заполняющая пространство вокруг клеток в тканях и создающая механическую опору для них. Архитектоника и состав ВКМ, представляющего собой продукт секреции клеток, входящих в состав стромы, в каждой ткани являются уникальными, они же определяют функциональность этой ткани [6, 7]. Комплексная трехмерная организация каркаса ВКМ и его компонентов также зависит от ткани и является органоспецифичной [8, 9]. Тем не менее, структура и состав каждого конкретного белка ВКМ (коллагены различных типов, ламинин, фибронектин, эластин, гиалуроновая кислота), остаются неизменными у различных видов организмов и представлены в ВКМ большинства тканей [10].
В состав матрикса входят как структурные (коллагены, ламинин, эластин и др.), так и функциональные (матрикс-ные металлопротеиназы, матрилины, факторы роста и др.) молекулы, обеспечивающие межклеточную коммуникацию [11]. Его роль реализуется за счет модуляции многих клеточных функций различными способами, в том числе механической стимуляцией, которая достигается путем изменения степени жесткости матричных компонентов, непосредственно влияющих на дифференциров-ку клеток [11]. Помимо этого, компоненты ВКМ могут связывать и аккумулировать растворимые биологически активные факторы, тем самым регулируя их доступность и активность. Также белки ВКМ, взаимодействуя с молекулами адгезии, влияют на химическую и внутриклеточную сигнализацию, дифференцировку стволовых клеток [12]. Таким образом, ВКМ имеет ключевое значение в регуляции многих внутриклеточных процессов и межклеточного взаимодействия: пролиферации, адгезии, миграции, дифференцировки, экспрессии генов. Кроме
того, ВКМ принимает участие в программируемой гибели клеток, стимулируя нарушение взаимодействия клет-ка-матрикс [13]. Следует отметить, что состав и структура ВКМ подвергаются постоянному ремоделированию за счет активности матрикс-деградируемых ферментов, синтезируемых клетками стромы, в частности, катепси-нов, гепараназы, гиалуронидазы и металлопротеаз [14].
Основные элементы внеклеточного матрикса скелетной мышечной ткани и их функции. ВКМ скелетной мышечной ткани состоит из интерстициального матрикса и базальной мембраны. Интерстициальный ВКМ заполняет пространство между мышечными волокнами и их пучками, а также поддерживает механическую целостность в местах перехода в сухожилия.
В состав интерстициального ВКМ входит большое количество макромолекул, определяющих его свойства. Среди них выделяют белки, формирующие волокна, к типичным представителям которых относят коллаген, эластин, фибронектин, ламинин, и не формирующие волокон белки, такие как протеогликаны и гликозаминогликаны [6].
У млекопитающих репаративный гистогенез мышечной ткани в ответ на повреждение, как и в других тканях, состоит из нескольких последовательно сменяющих друг друга фаз [15-17]. На первом этапе происходит некроз клеток паренхимы, дегенерация стромы, образование гематомы, миграция клеток воспаления (макрофагов, преимущественно секреторного типа) в очаг повреждения и их активация [18]. В дальнейшем наблюдается активация покоящихся миогенных клеток-предшественниц — миосателлитоцитов [19, 20], которые вступают в клеточный цикл и мигрируют в область травмы. Впоследствии, в активированных сателлитных клетках запускается ми-огенная дифференцировка. Клетки-предшественницы сливаются с поврежденными волокнами или образуют новые миосимпласты. На этой стадии наблюдается локальная активация синтеза гиалуроновой кислоты, фибронектина и тенасцина. Однако окончательно неизвестно, насколько данные молекулы влияют на функциональную активность миогенных клеток и их участие в репаративных процессах. В заключительной фазе (ремоделировании) миосимпласты распределяются, дифференцируются в мышечные трубочки и волокна, приводя к восполнению дефекта и восстановлению целостности мышечного волокна [21].
Базальная мембрана скелетной мышечной ткани преимущественно состоит из коллагенов IV, VI типов и лами-нина [22]. При дегенерации мышц остатки поврежденной базальной мембраны служат в качестве подложки, направляя слияние миофибрилл. Восстановление ба-зальной мембраны обеспечивается клетками новообразованной мышцы [23]. Учитывая основную функцию базальной мембраны (поддержание структуры ткани), основные ее компоненты, являются предметом для изучения во многих исследованиях, посвященных восстановлению скелетной мышечной ткани [24].
Несмотря на то, что ремоделирование ВКМ признается ключевым условием нормальной регенерации, до конца не изучено, как меняется состав переходного матрикса во время восстановления мышечной ткани и какие сигналы подают компоненты ВКМ миогенным клеткам-предшественницам [25].
Основной фибриллярный белок ВКМ — коллаген, функция которого состоит в обеспечении прочности и упругости тканей. Синтез различных типов коллагена и его накопление в тканях в основном связано с активностью фибробластов [20]. Коллаген обладает способностью регулировать клеточную адгезию, хемотаксис
и миграцию [26]. В настоящее время выделяют 27 типов коллагенов, самыми распространенными из которых являются I, II, III и IV типы [27].
Ключевая роль коллагена в поддержании тканевого гомеостаза обуславливает его применение при создании ТИК. Показано, что коллаген, используемый как субстрат в исследованиях in vitro, поддерживает жизнеспособность и приводит к увеличению пролиферативной активности миогенных прогениторных клеток [28]. В серии работ на модели объемных дефектов мышечной ткани проводили трансплантацию ТИК на основе коллагеновых губок, витализированных миобластами. При этом отмечали минимальный воспалительный ответ и стимуляцию образования мышечной ткани в области повреждения не только за счет донорских клеток, но и за счет клеток реципиента [29]. В модели миодистрофии Дюшенна доказано повышение эффективности миогенных клеток, выражавшееся в активации синтеза дистрофина, при их трансплантации в составе ТИК, содержащего коллаген, по сравнению с инъекцией суспензии клеток [30].
Другой фибриллярный компонент ВКМ эластин — это нерастворимый белковый полимер, синтезирующийся из тропоэластина, линейного полипептида с молекулярной массой 60-70 кДа. В работах G. Ciofani с соавт. (2013) и Р. D'Andrea с соавт. (2015) было обнаружено, что использование эластина и эластиноподобных полимеров в качестве подложки для культивирования мио-бластов стимулировало их пролиферацию и дифферен-цировку, активацию синтеза тяжелых цепей миозина, а также слияние клеток и формирование многоядерных миотуб, и степень стимуляции пролиферации и диффе-ренцировки миобластов зависела от типа используемого эластиноподобного пептида[31, 32].
Фибронектин также является фибриллярным белком, который представлен в организме человека тремя изоформами:
— растворимой формой в кровеносном русле;
— олигомерами фибронектина на клеточной поверхности;
— нерастворимыми волокнами фибронектина в составе ВКМ.
Фибронектин — это димер, состоящий из двух мономеров, связанных парой дисульфидных связей, он присутствует в различных типах тканей и играет существенную роль в формировании ВКМ, адгезии клеток и выполнении ими определенных функций [20]. В эмбриогенезе фибронектин участвует в прикреплении и миграции клеток. Исследователями установлена способность фибро-нектина регулировать баланс между самообновлением и дифференцировкой сателлитных клеток за счет связывания сигнальных молекул Notch и Wnt. При первичном повреждении мышечной ткани секретируемый фибро-бластами фибронектин формирует фибриллярную структуру «суперфибронектина», которая приводит к активному хемотаксису клеток воспаления (макрофагов) [33].
Еще один фибриллярный белок ВКМ ламинин — высокомолекулярный гетеротример, состоящий из a-, ß-и у-цепей, каждая из которых кодируется отдельными генами [34]. Известно о существовании 16 функционально различных изоформ ламинина, одна из которых (LM-2/11) является наиболее распространенной изо-формой, содержащейся в мышечных тканях. Рядом авторов описана роль ламинина в миогенезе и связь некоторых заболеваний мышечной ткани с нарушением его синтеза. Так, исследования, направленные на установление этиологических факторов врожденных мышечных дистрофий, показали, что мутации гена LAMA2, локализованного в области хромосомы 6q22-23,
приводят к этим заболеваниям [34, 35]. В настоящее время известно о существовании более 80 мутаций гена LAMA2 и различных клинических форм аллельных вариантов мерозин-негативной врожденной мышечной дистрофии. Установлено, что ген LAMA2 кодирует а2-цепь белка ламинина, который является одним из ключевых компонентов базальной мембраны поперечнополосатых мышц, а также присутствует в периферических нервах и ЦНС. В соответствии с современными научными данными, основная роль этого белка заключается в сцеплении миофибрилл мышечных волокон с коллагеновыми структурами межклеточного пространства [35, 36].
Основу структуры ВКМ составляют протеогликаны, состоящие из белковой части и ковалентно связанных с ней полисахаридов (гликозаминогликанов), таких как хондроитинсульфат, дерматансульфат, кератансуль-фат или гиалуроновая кислота [6]. Роль протеогликанов в миогенезе описана в ряде современных работ [2, 37]. Установлено, что при заболеваниях, связанных с поражением скелетных мышц, наблюдается увеличение синтеза протеогликанов на фоне регенерации мышечной ткани [37]. Аналогичные результаты были получены при изучении регенеративных процессов в скелетных мышцах после их механического повреждения [38]. Имеются данные о том, что миогенез в ходе эмбрионального развития и при регенерации поврежденной мышцы сопровождается изменением спектра протеогликанов [38, 39]. Протеогликаны, входящие в состав ВКМ, оказывают не только регуляторное влияние на взаимодействие ми-областов с ВКМ, но и регулируют действие факторов роста (bFGF, HGF и TGFb), контролирующих пролиферацию и дифференцировку данных клеток [3, 39].
Протеогликаны могут взаимодействовать с другими молекулами ВКМ, а также с факторами роста, ци-токинами и хемокинами, участвуя в разных процессах жизнедеятельности клеток и, тем самым, способствуя сборке матрикса [6]. Установлено, что фибромодулин, принадлежащий к семейству протеогликанов, активно синтезируется во время миогенеза. Увеличение его концентрации во время мышечных повреждений имеет значение для компенсации ингибиторного эффекта миостатина и для регуляции экспрессии миогенных ре-гуляторных факторов, контролирующих пролиферацию. Кроме того, фибромодулин усиливает миграцию сател-литных клеток, ускоряя тем самым восстановление поврежденных волокон. Известно, что взаимодействие ми-областов с фибромодулином определяет их дальнейшую судьбу, обеспечивая выполнение программы миогенной дифференцировки [40].
Гиалуроновая кислота — один из основных компонентов ВКМ с высокой биологической активностью, она способна усиливать ангиогенез и предотвращать апоптоз. В исследовании С.А. Rossi с соавт. (2011) в модели мышечной атрофии изучались эффекты трансплантации сателлитных клеток и миобластов, помещенных в гидрогель на основе гиалуроновой кислоты [41]. Функциональное восстановление мышечной ткани, подтвержденное измерением сократительной силы, было связано авторами в первую очередь с формированием новой сосудистой сети и восстановлением иннервации [41]. В другой работе было обнаружено, что гиалуро-новая кислота обеспечивает необходимое внеклеточное микроокружение для возникновения и (или) поддержания пластины роста конечностей и суставов во время эмбрионального развития и регенерации мышечной ткани у взрослых [25]. Помимо этого, известно, что гиалуроно-вая кислота влияет на миграцию миобластов из поврежденной базальной мембраны в бластему in vivo, а также
может препятствовать их преждевременному слиянию и дифференцировке [25].
Другие гликозаминогликаны, помимо гиалуроновой кислоты, являющиеся не формирующими волокна белками ВКМ, также оказывают регуляторное воздействие на процессы регенерации, например, посредством связывания bFGF и других факторов роста [3, 42].
Необходимость взаимодействия различных компонентов ВКМ в процессах миогенеза подтверждена в работе S.B. Ronning с соавт. (2013) [43]. Авторы показали, что гликозаминогликаны и фибриллярные белки ВКМ влияют на миогенную дифференцировку бычьих проге-ниторных клеток только совместно.
Участие белков внеклеточного матрикса в миоген-ной дифференцировке. По данным современной литературы известно, что взаимодействие прогениторных клеток с матриксом обеспечивает поддержание их в недифференцированном состоянии. Например, мультипо-тентные мезенхимальные стромальные клетки (ММСК), культивируемые на компонентах ВКМ различного происхождения, дольше сохраняют пролиферативный и диф-ференцировочный потенциалы, чем при культивировании на пластике, и не подвергаются при этом спонтанной дифференцировке [44, 45]. В то же время при индукции дифференцировки ММСК in vitro в любом направлении наблюдаются строго специфичные изменения в составе и структуре их ВКМ [46].
Взаимодействие клеток с компонентами ВКМ происходит главным образом через интегрины, связывание которых с RGD-последовательностью в составе матрикс-ных белков запускает сигнальные пути, регулирующие выживание, миграцию, пролиферацию и дифференци-ровку [47]. Показано, что нарушение взаимодействия ММСК с коллагеном I типа, опосредованного интегрина-ми a2pi и all pi, ведет к гибели клеток [48]. В регуляции участвуют и другие механизмы взаимодействия клеток с матриксом. В частности, гликозаминогликаны ВКМ связывают факторы роста, оказывающие воздействие на клетки с миогенным потенциалом [3, 42].
В ряде исследований установлено, что на дифферен-цировку прогениторных клеток в миогенном направлении влияют белки, относящиеся к семейству матриксных металлопротеиназ (ММР). Семейство ММР — это группа родственных по структуре цинк-зависимых эндопепти-даз, участвующих в деградации базальной мембраны. Эти белки экспрессируются во всех тканях и на всех стадиях онтогенеза. Они секретируются в неактивной форме в межклеточное пространство, где активируются под действием других протеаз и функционируют в условиях тканевой перестройки. ММР участвуют в механизмах ангиогенеза и апоптоза. ММР единственные про-теолитические ферменты, способные денатуририровать фибриллярные коллагены. Коллагенолитическая активность матриксных протеиназ впервые была обнаружена в 1962 г. [49]. На сегодняшний день в семейство ММР входит 28 ферментов. ММР имеют нумерацию и в зависимости от структур и (или) субстратной специфичности выделяют 5 подсемейств: коллагеназы (ММР-1, ММР-8 и ММР-13), стромелизины (MMP-3 и ММР-10), матрилизины (MMP-7 и ММР-26), мембранный тип ММР (МТ-ММР, ММР-1 и ММР-8) и желатиназы (ММР-2 и ММР-9). Все матриксные металлопротеиназы обладают некоторыми сходными свойствами: они имеют общие участки аминокислотной последовательности, синтезируются в виде неактивных проферментов и нуждаются в цинке в качестве кофактора [50].
W. Wang с соавт. (2009) доказали, что матриксная металлопротеиназа-1 (MMP-1) может стимулировать
восстановление мышечной ткани путем активации диф-ференцировки и миграции миобластов [51]. Кроме того, в модели миодистрофии у мышей было установлено, что одновременное внутримышечное введение ММР-1 и миобластов значительно повышает эффективность регенерации. Этот же белок в экспериментах in vitro на культуре ММСК костного мозга человека Z. Zheng с соавт. (2012) использовали для дифференцировки клеток в миоген-ном направлении и показали, что количество мРНК и уровень выработки белков MyoD и десмина прямо пропорционально увеличиваются при добавлении ММР-1 [52].
MMP-1 принимает участие в деградации коллагенов I, II и III типов, расщепляет нематриксные компоненты и активирует факторы роста, киназы, цитокины, хемоки-ны, рецепторы мембран и протеогликаны. MMP-1 способствует дифференцировке ММСК костного мозга в мышечные клетки in vitro за счет модификации ВКМ, в том числе его нематриксных компонентов, что приводит к изменению прочности ВКМ и активации сигнальных путей [53].
В то же время группа ученых под руководством S.M. Hindi (2013) обнаружила эффект ММР-9, отличный от эффекта MMP-1: ингибирование ММР-9 увеличивало количество сателлитных клеток в скелетных мышцах mdx-мышей, запускало альтернативную активацию макрофагов (М2-фенотипа) и стимулировало Notch и классический Wnt сигнальные пути [54]. Достоверно известно, что Notch-сигнальный путь вовлечен в процесс активации миогенной дифференцировки мышечных про-гениторных клеток во время эмбриогенеза и постнаталь-ного миогенеза. Кроме того, этот сигнальный путь необходим для поддержания дифференцировки сателлитных клеток при регенерации мышц. Также было выявлено, что ингибирование ММР-9 значительно улучшает приживление донорских миобластов в мышцах mdx-мышей. Таким образом, был сделан вывод о том, что блокирование активности ММР-9 — один из наиболее значимых факторов в улучшении регенерации мышечных волокон при клеточной терапии [55].
Важной составляющей ВКМ являются матрилины, представляющие собой мультидоменные внеклеточные белки-адаптеры. Основная их функция в ВКМ — организация нитевидной околоклеточной сети, связанной с коллагеновыми фибриллами и протеогликанами. Матрилины представляют семейство олигомерных внеклеточных переходных белков, наибольшее содержание которых характерно для хрящевой ткани, однако они также присутствуют и в ВКМ других тканей. Матрилины связываются с различными типами коллагеновых фибрилл, с другими нековалентными белками и с аггреканом. Таким образом они поддерживают матричную сборку, соединяя фибриллярные компоненты, а также за счет взаимодействия с аггреканами. Связывающая авид-ность матрилина варьируется путем альтернативного сплайсинга, протеолитической обработки и образования гомо- и гетероолигомеров. Такие изменения в структуре матрилина могут приводить к модуляции сборки ВКМ. Некоторые матрилины слабо связываются с a1ß1-интегрином и протеогликанами клеточной поверхности, но, хотя матрилины играют определенную роль в меха-нотрансдукции, а матрилин-3 активирует экспрессию генов, связанных с развитием остеоартрита, в настоящее время физиологическая значимость взаимодействия матрилин-клетка не ясна. В экспериментах было показано, что у мышей, нокаутных по одному или нескольким генам матрилина, не проявляются выраженные изменения фенотипа. Этот факт указывает на наличие схожих изоформ внутри семейства матрилинов или других
функционально родственных белков. Например, у человека мутации в участке гена матрилина-3, кодирующем домен, подобный фактору фон Виллебранда А, приводят к удержанию белка в эндоплазматическом ретикулуме, что вызывает множественную эпифизарную дисплазию, инициируя клеточный стресс-ответ. Напротив, мутация в EGF-домене матририна-3, связанная с развитием осте-оартрита и дегенерацией диска, не мешает выходу белка из клетки и, более того, стимулирует внеклеточную сборку матричных структур [56].
Одним из наиболее распространенных белков данной группы в ВКМ является матрилин 2 типа (Mtn-2), который в различных количествах содержится практически в любой ткани организма. Повышение его экспрессии наблюдается во время миогенной дифференцировки клеток в условиях in vitro и во время регенерации скелетных мышц in vivo до тех пор, пока не начнется процесс созревания миоволокон [57]. В работе É. Korpos с соавт. (2015) было показано, что Mtn-2 играет ключевую роль в своевременном запуске программы регулирования ми-огенеза [58]. Mtn-2 выделяется миобластами и способен напрямую или косвенно (посредством взаимодействия с белками ВКМ) связываться с интегринами и(или) другими поверхностными рецепторами клеток для регулирования сигнальных путей, в частности пути TGF-p/BMP-7/ Smad. Внеклеточный сигнал, вызываемый Mtn-2, является решающим в индуцированииШ3и последующего Trf3/Taf3-зависимого переключения на заключительный этап мышечной дифференцировки. TGF-pi инги-бирует миогенную дифференцировку по крайней мере за счет частичного подавления экспрессии Mtn-2, следовательно ставит под угрозу Ш3-зависимую переходную регуляционную программу. В отсутствии Mtn-2 Trf3 не индуцируется, и хотя сигналы других белков ВКМ могут активировать MyoD и миогенный каскад на более низком уровне, это происходит с некоторым отставанием по сравнению с индукцией Trf3 и приводит к задержке миогенеза [58].
Тканеинженерные внеклеточные матриксы. Известно, что ВКМ может оказывать влияние не только на дифференцировку стволовых клеток in vivo, но и поддерживать их в недифференцированном состоянии, создавая микроокружение — «ниши», в которых находятся стволовые клетки [59]. После многолетних исследований роли ВКМ в регенерации поврежденных органов и тканей был сделан вывод о том, что взаимодействие ВКМ и клеток необходимо для усиления их пролиферактивной активности, дифференцировки, адгезии, миграции и приживаемости in vivo [60]. В связи с этим начали активно применяться методики тканевой инженерии — междисциплинарной области, совмещающей инженерный и биологический подходы, к воспроизводству ex vivo функциональных живых тканей, используя стволовые клетки, факторы роста и подходящие природные и(или) синтетические биоматериалы, имитирующие естественный ВКМ. Используемые биоматериалы должны воспроизводить биологические и механические свойства естественного клеточного микроокружения и создавать временную 3D-структуру, в которой клетки могут адгезировать, пролифериро-вать, дифференцироваться и организовываться в пространстве, тем самым формируя новую ткань [59].
Подход тканевой инженерии для восстановления дефектов скелетных мышц основан на двух классических стратегиях: in vitro и in vivo [61]. In vitro стратегия направлена на создание зрелых и функциональных структур искусственных мышц путем культивирования клеток с миогенным потенциалом на биомиметическом каркасе,
пока не будет получена мышечная ткань с правильной структурой, пригодная для трансплантации. In vivo стратегия заключается в трансплантации клеток отдельно или совместно с биоматериалом (каркасом, матриксом-но-сителем) для воспроизведения локальной ниши в месте повреждения, чтобы влиять на регенерацию и реконструкцию мышц. Более инновационная и перспективная стратегия развития тканевой инженерии скелетных мышц — это подход in situ, при котором регенерация поврежденной ткани происходит за счет резидентных про-гениторных клеток, а стимулирующее влияние оказывают используемые биоматериалы В целом, эти три стратегии, хотя и отличаются преимуществами и ограничениями, связаны необходимостью подбора новых биосовместимых матриксов, которые, как и ВКМ, должны поддерживать 3D-структуру, воспроизводить механические и физико-химические функции, содействующие процессам дифференцировки миогенных клеток, защищать их от повреждений, вызванных иммунным ответом и, наконец, стимулировать васкуляризацию и иннервацию [62].
Исходно трехмерные мышечные органоиды были получены на основе коллагеновых матриксов, которые даже удалось параллельно ориентировать с использованием статического растягивания [62].
В последнее время все более популярным и перспективным инструментом в тканевой инженерии становится нативный децеллюляризированный ВКМ, содержащий матричный белок и факторы роста, необходимые для регенерации тканей [63]. Такой ВКМ можно получить из тканей млекопитающих, удалив клетки и ДНК с помощью ферментов, физико-химических агентов, моющих средств или их комбинации. Однако воздействие этих средств может изменить биохимические, механические и структурные свойства ВКМ, поэтому важно оптимизировать и стандартизировать протоколы децеллюля-ризации ВКМ [64]. Децеллюляризированный ВКМ рассматривается как идеальный кандидат для применения в качестве матрицы (матрикса-носителя) с целью восстановления мышечной ткани, поскольку не только стимулируется образование новой мышечной ткани за счет активации резидентных клеток и обеспечения миграции миогенных клеток, но и происходит его иннервация в ре-ципиентном ложе. Ряд децеллюляризированных ВКМ, полученных из подслизистой оболочки тонкой кишки свиньи, дермы человека, быка и свиньи, мочевого пузыря свиньи, различных видов перикарда и сердечных клапанов свиней, уже одобрены FDA [65]. Мышечные трансплантаты на основе децеллюляризированного ВКМ показали обнадеживающие результаты в восстановлении дефектов мышечной ткани [63]. В работе B.M. Sicari с соавт. (2014) были протестированы мышечные импланты на основе ВКМ на пациентах с мышечным дефицитом, и в 60 % случаев были установлены функциональные улучшения [66]. В то же время было отмечено, что имплантация матриксов, содержащих в своем составе ВКМ, может вызывать иммунный ответ. Однако инфильтрация матрикса мононуклеарными клетками реципиента, приводящая к его деградации, оказывает положительное влияние на регенерацию тканей, поскольку вызывает выброс множества биологически активных молекул, таких как фактор роста эндотелия сосудов (VEGF), фактор роста гепатоцитов (HGF) и инсулиноподобный фактор роста (IGF), которые хемотаксически мобилизуют к месту имплантации матрикса различные типы клеток, в том числе способных к миогенезу [66]. Было показано, что эти факторы способствуют переключению макрофагов из провоспалительного фенотипа М1 в секреторный М2. Последнее в сочетании с секретируемыми
факторами активирует миосателлитоциты и другие про-гениторные клетки, которые стимулируют образование новых тканей, васкуляризацию и иннервацию [67].
В работе H. Yi с соавт. (2017) был продемонстрирован новый подход для усиления пролиферации и диф-ференцировки мышечных прогениторных клеток [68]. Он основан на одновременном использовании ВКМ скелетных мышц и модифицированного альгинатного гидрогеля, конъюгированного с желатином и гепарином в качестве субстрата. Такое сочетание субстрата с ВКМ скелетных мышц значительно увеличивало пролиферацию клеток, дифференцировку и созревание мышечных прогениторных клеток по сравнению с отдельно взятыми субстратами. Иммуноцитохимическим методом и вестерн-блот анализом было выявлено увеличение экспрессии маркеров скелетного миогенеза (фактора миогенной дифференцировки 1 (MyoD), миогенного фактора 5 (Myf5), миогенина, десмина и миозина) и образование мышечных трубочек [68].
X. Zhang с соавт. (2017) разработали систему культивирования для результативной дифференцировки в миогенном направлении прогениторных мышечных клеток [69]. На первом этапе был подобран метод де-целлюляризации тканей печени, почек и скелетных мышц свиньи для получения ВКМ. Далее бесклеточные матриксы гомогенизировали и растворяли в гидрогеле на основе гиалуроной кислоты с добавлением гепарина. Пролиферацию и дифференцировку прогениторных мышечных клеток человека оценивали при культивировании в 3 вариантах: на геле, децеллюляризованном ВКМ и на комбинированном субстрате ВКМ-гель-гепарин. Пролиферация клеток оказалась наивысшей в образцах, содержащих в качестве субстрата ВКМ-гель-гепарин. Также в этих образцах отмечали значительно большее количество дифференцированных мышечных трубочек и специфичных маркеров миогенных клеток (миозин, десмин, MyoD и Myf5). На основании полученных данных авторы выдвинули предположение, что такой субстрат обеспечивает наиболее оптимальное микроокружение клеток и является приближенным к условиям in vivo [69].
Естественные молекулы, используемые в тканевой инженерии для формирования ВКМ, не животного происхождения — хитозан (ракообразные), фиброин шелка (тутовый шелкопряд), альгинат и агароза (морские водоросли) — широко применяются в тканевой инженерии скелетных мышц, поскольку проявляют эндогенные биоактивные свойства и могут создавать комплексы с углеводами, образуя молекулы, способные связываться с факторами роста [6]. Например, альгинат с жесткостью между 13 и 45 кПа улучшает пролиферацию и дифференцировку миобластов, а также усиливает выработку различных факторов роста (VEGF и HGF), важных для регенерации скелетных мышц [70].
Еще один тип материалов, пригодных для воссоздания ВКМ, представлен большой группой синтетических матриксов. Преимущество синтетических материалов по сравнению с естественными — возможность с большой точностью адаптировать механические и структурные свойства получаемого продукта под индивидуальные требования.
Сополимер молочной и гликолевой кислот (полилактид-ко-гликолид (ПЛГ)) одобрен FDA и еще 30 лет назад использовался как шовный материал в медицине. Биоразлагаемый ПЛГ также является подходящим материалом для матриксов, он обеспечивает клеточную адгезию, пролиферацию и образование новых трехмерных тканей. Было показано, что пористые матриксы на основе ПЛГ стимулируют васкуляризацию
и клеточную инфильтрацию при имплантации in vivo. Эти результаты доказывают, что ПЛГ вполне подходит для тканевой инженерии [71].
Y. Shandalov с соавт. (2014) описал протокол получения тонкого васкуляризованного лоскута ткани для реконструкции полнослойного дефекта брюшной стенки у мышей [70]. Матрикс создавали путем смешивания поли-1_-молочной кислоты и ПЛГ. На поверхность лиофилизированных матриксов высевали эндотели-альные клетки, миобласты и фибробласты в матригеле в соотношении 1:1 и культивировали в течение 10 сут. in vitro, чтобы клетки смогли самоорганизоваться. Полученная ТИК была обернута и подшита вокруг бедренной артерии и вены на 7 сут. для васкуляризации. Затем васкуляризованный графт вместе с питающими его сосудами был пересажен в область полнослойного дефекта брюшной стенки. В результате была отмечена хорошая интеграция графта в окружающую его интакт-ную мышечную ткань, а также его устойчивость к механической нагрузке. Преимущества использования описанного материала заключаются в том, что матрик-су можно придать любую конфигурацию и геометрию (сетка, гидрогель, пена, пленка), а за счет химических модификаций можно создавать матриксы с заданными биологическими свойствами [70].
Использование композиций из разных материалов для создания ТИК также представляет интерес. В результате комбинации полиэтилегликоля с фибриногеном (ПЭГ-фибриноген) был получен инновационный гидрогель: ПЭГ позволяет контролировать качество материала, а фибриноген обеспечивает специфическую биоактивность (в частности, клеточную адгезию). Такой гидрогель активно применяют для трехмерного культивирования клеточных культур, в клеточной терапии кардиологических заболеваний и тканевой инженерии [62]. Возможность локализованного и контролируемого перехода жидкость-твердое состояние (желирование) в присутствии клеточной суспензии, которое может
ЛИТЕРАТУРА:
1. Зорин В.Л., Зорина А.И., Пулин А.А. и др. Перспективы использования клеток, обладающих миогенным потенциалом, в лечении заболеваний скелетных мышц: обзор исследований. Ч. 1. Сателлитные клетки. Патологическая физиология и экспериментальная терапия 2015; 59(2): 88-98.
2. Зорин В.Л., Зорина А.И., Пулин А.А. и др. Перспективы использования стволовых клеток, обладающих миогенным потенциалом, в лечении заболеваний скелетных мышц: обзор исследований. Ч. 2. Популяции стволовых клеток мышечного и немышечного происхождения. Патологическая физиология и экспериментальная терапия 2015; 59(3): 106-17.
3. Charge S.B., Rudnicki M.A. Cellular and molecular regulation of muscle regeneration. Physiol. Rev. 2004; 84: 209-38.
4. Droguett R., Cabello-Verrugio C., Riquelme C. et al. Extracellular proteoglycans modify TGF-beta bio-availability attenuating its signaling during skeletal muscle differentiation. Matrix Biol. 2006; 25: 332-41.
5. Kamiya N., Watanabe H., Habuchi H. et al. Versican/PG-M regulates chondrogenesis as an extracellular matrix molecular crucial for mesenchymal condensation. J. Biol. Chem. 2006; 281: 2390-400.
6. Theocharis A.D., Skandalis S.S., Gialeli C. et al. Extracellular matrix structure. Adv. Drug Deliv. Rev. 2016; 97: 4-27.
7. Hurd S.A., Bhatti N.M., Walker A.M. et al. Development of a biological scaffold engineered using the extracellular matrix secreted by skeletal muscle cells. Biomaterials 2015; 49: 9-17.
8. Gilbert T.W., Gilbert S., Madden M. et al. Morphologic assessment of extracellular matrix scaffolds for patch tracheoplasty in a canine model. Ann. Thorac. Surg. 2008; 86(3): 967-74.
9. Wang Z., _i Z., _i Z. et al. Cartilaginous extracellular matrix derived from decellularized chondrocyte sheets for the reconstruction of osteochondral defects in rabbits. Acta Biomater. 2018; 81: 129-45.
10. Qureshi O.S., Bon H., Twomey B. et al. An immunofluorescence assay for extracellular matrix components highlights the role of epithelial cells in producing a stable, fibrillar extracellular matrix. Biol. Open 2017; 6(10): 1423-33.
11. Badylak S.F., Freytes D.O., Gilbert T.W. Extracellular matrix as a biological scaffold material: structure and function. Acta Biomater. 2009; 5(1): 1-13.
происходить как in vitro, так и in vivo, например, внутри поврежденной мышцы, — одно из главных достоинств этого биоматериала. Так, была продемонстрирована способность ПЭГ-фибриногена в качестве носителя клеток направлять и усиливать терапевтический эффект при трансплантации донорских периваску-лярных миогенных предшественников (мезангиобла-стов) [59]. Более того, используя модифицированный ПЭГ-фибриноген для инкапсуляции мезангиобластов, удалось разработать «инъецируемую» мышцу [59]. В моделях как острого повреждения, так и хронической дистрофии скелетной мышечной ткани у мышей, было подтверждено, что инкапсулированные клетки эффективно дифференцировались в миогенном направлении и встраивались в область повреждения [59].
Заключение
Детальное представление о составе и функциях компонентов ВКМ является необходимым условием для создания эффективных и безопасных материалов и продуктов для медицинского применения. Понимая химические основы взаимодействия органических структурных соединений ВКМ, их влияние на дифференцировку клеток, пространственную организацию ткани, возможно создать максимально приближенный к нативному матрикс, на котором будут расти клетки, формируя трехмерную структуру ткани полностью биосовместимую и безопасную. Представленный в обзоре анализ современных представлений о ВКМ мышечной ткани, его происхождении, составе, функционировании в норме и патологии, механизмах деградации и дисплазии, в том числе генетически обусловленной, позволит исследователям и разработчикам оптимизировать свои технологии и приблизиться к их клиническому применению.
Благодарности
Исследование выполнено за счет гранта Российского научного фонда (проект № 17-75-30066).
12. Engin A.B., Nikitovic D., Neagu M. et al. Mechanistic understanding of nanoparticles' interactions with extracellular matrix: the cell and immune system. Part. Fibre Toxicol. 2017; 14(1): 22.
13. Krishnan P., Purushothaman K.R., Purushothaman M. et al. Enhanced neointimal fibroblast, myofibroblast content and altered extracellular matrix composition: Implications in the progression of human peripheral artery restenosis. Atherosclerosis 2016; 251: 226-33.
14. Louzao-Martinez _., Vink A., Harakalova M. et al. Characteristic adaptations of the extracellular matrix in dilated cardiomyopathy. Int. J. Cardiol. 2016; 220: 634-46.
15. Одинцова И.А., Данилов Р.К., Гололобов В.Г. и др. Особенности регенерационного гистогенеза при заживлении кожно-мышечных ран и костных переломов. Морфология 2016; 149(3): 153-4.
16. Найденова Ю.Г. Морфологическая характеристика скелетной мышечной ткани в регенерационном гистогенезе. Дисс. ...канд. мед. наук. Санкт-Петербург: Военно-мед. акад., 1997.
17. Volodina A.V., Pozdnyakov O.M. A comparative study of posttraumatic and prenatal angio- and myogenesis in mammals. Bull. Exp. Biol. Med. 1997; 124(4): 1025-30.
18. Sicari B.M., Dziki J._., Siu B.F. et al. The promotion of a constructive macrophage phenotype by solubilized extracellular matrix. Biomaterials 2014; 35(30): 8605-12.
19. Kelc R., Trapecar M., Gradisnik _. et al. Platelet-rich plasma, especially when combined with a TGF-p inhibitor promotes proliferation, viability and myogenic differentiation of myoblasts in vitro. P_oS One 2015; 10(2): 0117302.
20. Fry A.M., O'Regan _., Montgomery J. et al. EM_ proteins in microtubule regulation and human disease. Biochem. Soc. Trans. 2016; 44(5): 1281-8.
21. Oskarsson T., Orend G. Stem cells and matrix. Int. J. Biochem. Cell Biol. 2016; 81(A): 165.
22. Bildyug N.B., Voronkina I.V., Smagina _.V. et al. Matrix metallopro-teinases in primary culture of cardiomyocytes. Biochemistry (Mosc.) 2015; 80(10): 1318-26.
23. AbouIssa A., Mari W., Simman R. Clinical usage of an extracellular, collagen-rich matrix: a case series. Wounds 2015; 27(11): 313-8.
24. Mongiat M., Andreuzzi E., Tarticchio G. et al. Extracellular matrix, a hard player in angiogenesis. Int. J. Mol. Sci. 2016: 17(11): 1822.
25. Calve S., Odelberg S.J., Simon H.G. A transitional extracellular matrix instructs cell behavior during muscle regeneration. Dev. Biol. 2010; 44(1): 259-71.
26. Frantz C., Stewart K.M., Weaver V.M. The extracellular matrix at a glance. J. Cell Sci. 2010; 123(24): 4195-200.
27. Pataridis S., Eckhardt A., Mikulikova K. et al. Identification of collagen types in tissues using HPLC-MS/MS. J. Sep. Sci. 2008; 31(20): 3483-8.
28. Heckmann L., Fiedler J., Mattes T. et al. Interactive effects of growth factors and three-dimensional scaffolds on multipotent mesenchymal stromal cells. Biotechnol. Appl. Biochem. 2008; 49(3): 185-94.
29. Kroehne V., Heschel I., Schügner F. et al. Use of a novel collagen matrix with oriented pore structure for muscle cell differentiation in cell culture and in grafts. J. Cell. Mol. Med. 2008; 12(5A): 1640-8.
30. Carnio S., Serena E., Rossi C.A. et al. Three-dimensional porous scaffold allows long-term wild-type cell delivery in dystrophic muscle. J. Tissue Eng. Regen. Med. 2011; 5(1): 1-10.
31. Ciofani G., Genchi G.G., Liakos I. et al. Human recombinant elastin-like protein coatings for muscle cell proliferation and differentiation. Acta Biomater. 2013; 9: 5111-21.
32. D'Andrea P., Scaini D., Ulloa Severino L. et al. In vitro myogenesis induced by human recombinant elastin-like proteins. Biomaterials 2015; 67: 240-53.
33. Stanton M.M., Parrillo A., Thomas G.M. et al. Fibroblast extracellular matrix and adhesion on micro-textured polydimethylsiloxane (PDMS) scaffolds. J. Biomed. Mater. Res. B: Appl. Biomater. 2015; 103(4): 861-9.
34. Seeger T., Hart M., Patarroyo M. et al. Mesenchymal stromal cells for sphincter regeneration: role of laminin isoforms upon myogenic differentiation. PLoS One 2015; 10(9): 0137419.
35. Bushby K.M., Pollitt C., Johnson M.A. et al. Muscle pain as a prominent feature of facioscapulohumeral muscular dystrophy (FSHD): four illustrative case reports. Neuromuscul. Disord. 1998; 8(8): 574-9.
36. Parker F., White K., Phillips S. et al. Promoting differentiation of cultured myoblasts using biomimetic surfaces that present alpha-laminin-2 peptides. Cytotechnology 2016; 68(5): 2159-69.
37. Velleman S.G., Liu C., Coy C.S. et al. Effects of glypican-1 on turkey skeletal muscle cell proliferation, differentiation and fibroblast growth factor 2 responsiveness. Dev. Growth Differ. 2006; 48(4): 271-6.
38. Casar J.C., Cabello-Verrugio C., Olguin H. et al. Heparan sulfate proteoglycans are increased during skeletal muscle regeneration: requirement of syndecan-3 for successful fiber formation. J. Cell Sci. 2004; 117: 73-84.
39. Velleman S.G., Liu X., Eggen K.H. et al. Developmental regulation of proteoglycan synthesis and decorin expression during turkey embryonic skeletal muscle formation. Poult. Sci. 1999; 78(11): 1619-26.
40. Ahmad S., Jan A.T., Baig M.H. et al. Matrix gla protein: an extracellular matrix protein regulates myostatin expression in the muscle developmental program. Life Sci. 2017; 172: 55-63.
41. Rossi C.A., Flaibani M., Blaauw B. et al. In vivo tissue engineering of functional skeletal muscle by freshly isolated satellite cells embedded in a photopolymerizable hydrogel. FASEB J. 2011; 25(7): 2296-304.
42. Vlodavsky I., Bar-Shavit R., Ishai-Michaeli R. et al. Extracellular matrix-resident basic fibroblast growth factor: implication for the control of angiogenesis. Trends Biochem. Sci. 1991; 16(7): 268-71.
43. Ronning S.B., Pedersen M.E., Andersen P.V. et al. The combination of glycosaminoglycans and fibrous proteins improves cell proliferation and early differentiation of bovine primary skeletal muscle cells. Differentiation 2013; 86(1-2): 13-22.
44. Lai H.Y., Yang M.J., Wen K.C. et al. Mesenchymal stem cells negatively regulate dendritic lineage commitment of umbilical-cord-blood-derived hematopoietic stem cells: an unappreciated mechanism as immunomodulators. Tissue Eng. Part A 2010; 16(9): 2987-97.
45. Antoon R., Yeger H., Loai Y. et al. Impact of bladder-derived acellular matrix, growth factors, and extracellular matrix constituents on the survival and multipotency of marrow-derived mesenchymal stem cells. J. Biomed. Mater. Res. A 2012; 100(1): 72-83.
46. Assis-Ribas T., Forni M.F., Winnischofer S.M.B. et al. Extracellular matrix dynamics during mesenchymal stem cells differentiation. Dev. Biol. 2018; 437(2): 63-74.
47. Docheva D., Popov C., Mutschler W. et al. Human mesenchymal stem cells in contact with their environment: surface characteristics and the integrin system. J. Cell. Mol. Med. 2007; 11(1): 21-38.
48. Popov C., Radio T., Haasters F. et al. Integrlns a2ß1 and allßl regulate the survival of mesenchymal stem cells on collagen I. Cell Death Dis. 2011; 2: 186.
49. Gross J., Laplere C.M. Collagenolytlo activity in amphibian tissues: a tissue culture assay. PNAS USA 1962; 48: 1014-22.
50. Nagase H., Woessner J.F. Jr. Matrix metalloproteinases. J. Biol. Chem. 1999; 274(31): 21491-4.
51. Wang W., Pan H., Murray K. et al. Matrix metalloproteinase-1 promotes muscle cell migration and differentiation. Am. J. Pathol. 2009; 174(2): 541-9.
52. Zheng Z., Leng Y., Zhou C. et al. Effects of matrix metalloprotein-ase-1 on the myogenic differentiation of bone marrow-derived mesenchymal stem cells in vitro. Biochem. Biophys. Res. Commun. 2012; 428(2): 309-14.
53. Kar S., Subbaram S., Carrico P.M. et al. Redox-control of matrix me-talloproteinase-1: a critical link between free radicals, matrix remodeling and degenerative disease. Respir. Physiol. Neurobiol. 2010; 174(3): 299-306.
54. Hindi S.M., Shin J., Ogura Y. et al. Matrix metalloproteinase-9 inhibition improves proliferation and engraftment of myogenic cells in dystrophic muscle of mdx mice. PLoS One 2013; 8(8): 72121.
55. von Maltzahn J., Chang N.C., Bentzinger C.F. et al. Wnt signaling in myogenesis. Trends Cell Biol. 2012; 22(11): 602-9.
56. Klatt A.R., Becker A.K., Neacsu C.D. et al. The matrilins: modulators of extracellular matrix assembly. Int. J. Biochem. Cell Biol. 2011; 43(3): 320-30.
57. Deak F., Matés L., Korpos E. et al. Extracellular deposition of matri-lin-2 controls the timing of the myogenic program during muscle regeneration. J. Cell Sci. 2014; 127(15): 3240-56.
58. Korpos É., Deak F., Kiss I. Matrilin-2, an extracellular adaptor protein, is needed for the regeneration of muscle, nerve and other tissues. Neural Regen. Res. 2015; 10(6): 866-9.
59. Fuoco C., Salvatori M.L., Biondo A. et al. Injectable polyethylene glycol-fibrinogen hydrogel adjuvant improves survival and differentiation of transplanted mesoangioblasts in acute and chronic skeletal-muscle degeneration. Skelet. Muscle 2012; 2(1): 24.
60. Badylak S.F., Freytes D.O., Gilbert T.W. Reprint of: Extracellular matrix as a biological scaffold material: structure and function. Acta Biomater. 2015; 23: 17-26.
61. Корсаков И.Н., Самчук Д.П., Еремин И.И. и др. Тканеинженер-ные конструкции для восстановления скелетной мышечной ткани. Гены и Клетки 2017; 12(1): 34-7.
62. Qazi T.H., Mooney D.J., Pumberger M. et al. Biomaterials based strategies for skeletal muscle tissue engineering: existing technologies and future trends. Biomaterials 2015; 53: 502-21.
63. Badylak S.F., Dziki J.L., Sicari B.M. et al. Mechanisms by which acel-lular biologic scaffolds promote functional skeletal muscle restoration. Biomaterials 2016; 103: 128-36.
64. Самчук Д.П., Пулин А.А., Еремин И.И. и др. Методические подходы к созданию тканеинженерных мышечных графтов. Кремлевская медицина. Клинический вестник 2017; 2(4): 80-5.
65. Crapo P.M., Gilbert T.W., Badylak S.F. An overview of tissue and whole organ decellularization processes. Biomaterials 2011; 32(12): 3233-43.
66. Sicari B.M., Rubin J.P., Dearth C.L. et al. An acellular biologic scaffold promotes skeletal muscle formation in mice and humans with volumetric muscle loss. Sci. Transl. Med. 2014; 6(234): 58.
67. Fuoco C., Petrilli L.L., Cannata S. et al. Matrix scaffolding for stem cell guidance toward skeletal muscle tissue engineering. J. Orthop. Surg. Res. 2016; 11(1): 86.
68. Yi H., Forsythe S., He Y. et al. Tissue-specific extracellular matrix promotes myogenic differentiation of human muscle progenitor cells on gelatin and heparin conjugated alginate hydrogels. Acta Biomater. 2017; 62: 222-33.
69. Zhang X., Bendeck M.P., Simmons C.A. et al. Deriving vascular smooth muscle cells from mesenchymal stromal cells: Evolving differentiation strategies and current understanding of their mechanisms. Biomaterials 2017; 145: 9-22.
70. Shandalov Y., Egozi D., Koffler J. et al. An engineered muscle flap for reconstruction of large soft tissue defects. PNAS USA 2014; 111(16): 6010-5.
71. Smith C.M., Stone A.L., Parkhill R.L. et al. Three-dimensional bioas-sembly tool for generating viable tissue-engineered constructs. Tissue Eng. 2004; 10(9-10): 1566-76.
Поступила: 31.102018
