CC BY
51
А. В. Струц, М. Ф. Браун
СТРУКТУРНАЯ ДИНАМИКА РЕТИНАЛЯ В ПРОЦЕССЕ АКТИВАЦИИ РОДОПСИНА*
Введение. Родопсин, ответственный за сумеречное зрение позвоночных, является представителем класса мембранных белков, так называемых рецепторов, сопряжённых с G-белком (англ. G protein-coupled receptors, GPCRs), регулирующих множество важнейших функций организма. Более трети лекарств, разрабатываемых в настоящее время, направлены на лечение заболеваний, связанных с нарушениями работы данных белков. Структура большинства GPCRs сегодня неизвестна. Это связано со сложностью их кристаллизации для рентгеноструктурного анализа и плохой растворимостью в воде вследствие наличия значительной гидрофобной поверхности, что затрудняет структурный анализ методами ЯМР высокого разрешения. Несмотря на последние результаты рентгеноструктурного анализа родопсина в активном состоянии (мета II) [1, 2], механизм активации рецептора остаётся невыясненным, что обусловлено, в частности, противоречивостью полученных структурных данных. В представляемой работе показано, как спектроскопия ядерного магнитного резонанса на дейтерии (ЯМР-2Щ позволяет исследовать локальную трёхмерную структуру, а также динамику родопсина и тем самым предоставляет данные, дополняющие результаты рентгеноструктурного анализа и необходимые для понимания активации рецептора.
В работе исследовали родопсин, регенерированный с ретиналем, селективно дейте-рированным по метильным группам в позициях С5, С9 и С13 (рис. 1, а). Затем белок был рекомбинирован с фосфолипидными мембранами, которые ориентировали на ультратонких стеклянных пластинах. Для приготовления темнового состояния и метародопсина I применяли 1-пальмитоил-2-олеоил-sn-глицеро-3-фосфохолин (POPC) в молярном соотношении белок — липиды 1:50 [3]. Для метародопсина II использовали смесь из 25 % POPC и 75 % 1,2-диолеоил^п-глицеро-3-фосфатидилэтаноламина (DOPE)
а б
Рис. 1. Определение структуры и динамики лиганда ретиналя родопсина с использованием селективно дейтерированных метильных групп: а — химическая структура ретиналя с нумерованными атомами углерода; б — преобразование систем координат для тензора квадрупольных взаимодействий при расчёте теоретических спектров ЯМР-2Н и времени релаксации
* Работа выполнена при поддержке Американского национального института здоровья (иЯ ШН), гранты № ЕУ012049 и ЕУ018891.
© А. В. Струц, М. Ф. Браун, 2011
50 0 50 50 0 50 50 0 50 50 0 50 50 0 50 50 0 50
Рис. 2. Спектры ЯМР-2Н ретиналя в связывающем кармане родопсина в темновом (а) и мета I (б) состоянии родопсина и структуры ретиналя, рассчитанные из спектров ЯМР-2Н в темновом состоянии (в) и метародопсине I (г): спектры получены при ориентации мембранной нормали параллельно по отношению к магнитному полю при температурах —150 и —100 °С для родопсина и метародопсина I соответственно
в соотношении 1:75 с фосфолипидами [4]. Использование различного липидного состава мембран, а также pH и температур позволило стабилизировать предактивное (мета I) и активное (мета II) состояния рецептора. В результате анализа спектров ЯМР-^ определена структура лиганда ретиналя в темновом состоянии родопсина и метародопсине I. Измерение времени ЯМР-релаксации выявило динамику ретиналя во всех трёх исследованных состояниях: темновом, мета I и мета II.
Расчёт структуры ретиналя в родопсине из формы линий ЯМР-2^ Использование ориентированных мембран, содержащих родопсин, позволяет определить ориентацию тензора квадрупольных взаимодействий ядер дейтерия относительно нормали к поверхности мембраны (вектор по на рис. 1, б). Для дейтерированных ме-тильных групп, испытывающих быструю переориентацию (вращение) вокруг их оси симметрии, направление этого тензора совпадает с осью вращения (осью симметрии) метильной группы М, т. е. определяется среднее значение угла О.мо(^) между векторами М и по. На рис. 2, а, б представлены спектры ЯМР-^ родопсина и метародопсина I, полученные для образцов с различными дейтерированными метильными группами.
При расчёте теоретических спектров ЯМР-^ и их подгонке к экспериментальным спектрам варьируются следующие параметры: ориентация связи метильной
группы, ширина распределения локальных мембранных нормалей по ориентациям, остаточные квадрупольные взаимодействия ядер дейтерия и уширение линии ЯМР. Распределение мембранных нормалей по ориентациям, учитывающее неполное (несовершенное) ориентирование мембран на стеклянных пластинках, моделировалось распределением Гаусса. Уменьшение квадрупольных взаимодействий ядер дейтерия ме-тильной группы с градиентом электрического поля в молекуле происходит за счёт быстрого вращения метильных групп и их переориентации. В расчёте также учитывается осевая симметрия распределения молекул родопсина относительно их собственной длинной оси, которая совпадает с направлением нормали к поверхности мембраны. Форма линий ЯМР-^ была получена путём случайной генерации угла поворота
частота, кГц в ___________,
частота, кГц
Lys
родопсина вокруг длинной оси и угла отклонения локальной мембранной нормали от среднего значения в соответствии с их функциями распределения и последующего усреднения спектров по ориентациям. Ранее такая методика применялась для определения ориентации молекулярных групп в бактериородопсине в пурпурных мембранах, а также ориентированных нитях ДНК [5]. В результате анализа спектров ЯМР-2Н получены следующие ориентации метильных групп по отношению к длинной оси родопсина: 70, 52 и 68° в темновом состоянии и 72, 53 и 59° в метародопсине I для позиций С5, С9 и С13 соответственно (см. рис. 1) [3, 6].
Моделирование структуры ретиналя проводилось в рамках модели с тремя плоскостями А, В и С (см. рис. 2, в, г), в пределах которых отклонениями торсионных углов связей от идеальной транс-конфигурации пренебрегали (т. е. полиеновая цепочка считалась плоской в рамках плоскостей), и рассчитывались торсионные углы только для связей на границах плоскостей. Как показало последующее сравнение с кристаллографическими данными для темнового состояния, такая модель хорошо соответствует реальной структуре ретиналя в связывающем кармане родопсина. Следует заметить, что ориентации самих метильных групп никак не связаны с использованной моделью ретиналя, а получаются непосредственно из спектров ЯМР и могут быть сопоставлены с результатами рентгеноструктурного анализа [3]. Сравнение показывает, что данные ЯМР хорошо согласуются с большинством кристаллографических данных. Особенно хорошее совпадение (в пределах погрешности измерений) получено с последней наиболее точной кристаллографической структурой родопсина, определённой с разрешением 2,2 А [7], что указывает на крайне высокую точность определения ориентации метильных групп в мембранных белках с помощью использованной методики, во многих случаях превосходящей точность, достигаемую рентгеноструктурным анализом. Три плоскости, применяемые для анализа конформации ретиналя, заключали в себе в-ионное кольцо (плоскость А) и полиеновые цепочки, включающее атомы углерода по обе стороны связи С12-С13 (плоскости В и С). Ориентации метильных групп, полученные в результате расчётов спектров ЯМР-2Н, позволяют рассчитать двугранные углы между плоскостями, а также определить ориентацию самого лиганда ретиналя относительно родопсина.
Ориентация плоскостей А, В и С относительно нормали к мембране определяется ориентацией двух произвольных векторов, лежащих в каждой плоскости (не параллельных друг другу), и может быть задана двумя угловыми параметрами (которым соответствуют две степени свободы). В общей сложности для определения структуры ретиналя необходимо 4 независимых параметра, соответствующих четырём степеням свободы: по два на каждую плоскость (3 х 2 = 6) и минус два из-за наличия у каждой пары сопряжённых плоскостей (А-В и В-С) общей связи. Для модели с тремя торсионными углами (см. рис. 2, в) требуется на один параметр больше. В качестве трёх угловых параметров использовались ориентации метильных групп С5, С9 и С13, в качестве четвёртого — ориентация переходного дипольного момента молекулы ретиналя, известная из литературы [8-10]. В модели с тремя торсионными углами дополнительный геометрический параметр определялся подгонкой расстояний между атомами углерода С10-С20 и С11-С20, также известных из литературы [11]. В результате получается несколько решений для двугранных углов между плоскостями А, В, С в ретинале, которые соответствуют экспериментальным ориентациям метильных групп.
В общей сложности возможны 64 комбинации для относительных ориентаций плоскостей А, В, С и 128 конфигураций и ориентаций ретиналя. Большинство из этих конфигураций может быть отброшено, поскольку они не удовлетворяют ЯМР-данным
по расстояниям между атомами углерода С8-С18, С8-С16/С17, С10-С20 и С11-С20 [11, 12], а также знакам торсионных углов в молекуле ретиналя, полученным методом кругового дихроизма [13, 14]. В результате имеем структуру ретиналя в темновом состоянии, изображённую на рис. 2, в. Одной из её особенностей является кручение молекулы вокруг связи С11=С12. Отметим, что попытка рассчитать конфигурацию ретиналя без такого кручения оказалась безуспешной: молекула ретиналя не укладывалась в связывающую полость. Таким образом оказалось, что молекула ретиналя является предварительно скрученной в темновом состоянии в направлении фотоизомеризации. В противоположном направлении изомеризация невозможна из-за стерических ограничений. По-видимому, этим и объясняется крайне быстрая изомеризация ретиналя. Вышеуказанное скручивание также наблюдается в кристаллографической структуре ретиналя, определённой с разрешением 2,2 А [7]. В целом конфигурация ретиналя, рассчитанная из спектров ЯМР, и его ориентация в связывающем кармане родопсина очень хорошо согласуются с данными рентгеноструктурного анализа, что свидетельствует о перспективности использования методики для исследования мембранных белков, где спектроскопия ЯМР высокого разрешения не может быть применена.
Структура ретиналя в метародопсине I. При сравнении метародопсина I и тем-нового состояния наибольшие различия в спектрах ЯМР-2Н были найдены для метильной группы С9-Ме (рис. 2, б), а наибольшее изменение в ориентации — для группы С13-Ме. Такое несогласование обусловлено неодинаковой степенью ориентирования мембран в различных образцах. В состоянии мета I возможные решения для ориентации в-ионного кольца (плоскости А) к плоскости В ±32 и ±57°, а для угла между плоскостями В и С ±173°. Итого — 8 возможных комбинаций и структур. Встраивание лиганда со структурой, полученной с помощью ЯМР-2Н в состоянии мета I, в структуру родопсина в темновом состоянии показывает, что большинство возможных конформаций ретиналя можно отбросить из-за неправильного положения в-ионного кольца в связывающем кармане, так как, по данным криоэлектронной микроскопии, в-ионное кольцо в мета I находится в том же положении, что и в темновом состоянии [15]. Исключение составили две структуры: первая с углами между плоскостями А-В и В-С -32 и 173° соответственно, как показано на рис. 2, г, и вторая, полученная из неё при зеркальном отражении в вертикальной плоскости с углами 32 и -173°. Если форма связывающего кармана в мета I почти такая же, как и в темновом состоянии, что опять находится в соответствии с результатами криоэлектронной микроскопии [15], не обнаружившей существенных различий в расположении трансмембранных спиралей в темновом и мета I состояниях, то первая структура является наиболее вероятной, потому что встраивается в связывающую полость лишь с одним тесным стерическим контактом полиеновой цепочки ретиналя с боковой цепью Тгр265. С другой стороны, зеркальная ей структура имеет многочисленные стерические столкновения с боковыми цепями аминокислот, и её можно считать маловероятной.
Основными изменениями структуры ретиналя в состоянии мета I являются поворот части полиеновой цепи с метильной группой С13-Ме вокруг оси молекулы по направлению к метильной группе С9-Ме, выпрямление полиеновой цепи и, как результат, смещение в-ионного кольца вдоль оси ретиналя.
Динамика ретиналя в родопсине. Дополнительные возможности для исследования механизма активации родопсина предоставляет метод ЯМР-релаксации, позволяющий получать информацию о характере молекулярного движения в белке и внутримолекулярных взаимодействиях. Методом ЯМР-2Н-релаксации была исследована динамика метильных групп ретиналя в темновом, мета I и мета II состояниях родопсина.
37 0
50
100
150
С
37 0 50 100 150
б
в = в
■ ■ 12 ОС
* Т 1е
300
100
30
10
103 К/Т
Рис. 3. Температурные зависимости времени ЯМР-2Н-релаксации зеемановского (зашрихованные символы) и квадрупольного (пустые символы) порядка для метильных групп С5-Ме (а, б), С9-Ме (в) и С13-Ме (г) ретиналя в темновом состоянии родопсина:
теоретические зависимости представлены сплошными и пунктирными линиями, экспериментальные — символами
Температурные зависимости времени ЯМР-2Н-релаксации зеемановского Tlz и квадрупольного Т^ порядка приведены на рис. 3.
Время зеемановской (спин-спиновой) релаксации Tlz определяется спектральными плотностями тепловых флуктуаций 3^ (г = 1, 2) тензора квадрупольных взаимодействий вблизи частоты резонанса:
3
1/Т1г — - Х<э[^1(шо) + 472(2ш0)],
(1)
где ю0 — частота ларморовской прецессии ядер дейтерия и — константа ядерных квадрупольных взаимодействий. Для времени релаксации квадрупольного порядка Т^ справедливо выражение
9
1/^14 - т Х<з^1(шо)-
(2)
Для интерпретации температурных зависимостей Tlz и Т^ были применены две модели описания вращательной динамики метильных групп ретиналя. Первая модель
соответствует быстрым (мгновенным) скачкам вокруг оси симметрии третьего порядка (константа скорости вращательной переориентации к). В этой модели изменение ориентации оси симметрии метильной группы отсутствует. Вторая модель соответствует непрерывной диффузии с коэффициенами диффузии Дци D± для осевого вращения и переориентации оси симметрии метильных групп. В принципе измерение T\z ориентированных образцов при различных ориентациях или неориентированных на различных частотах позволяет определить механизм вращательной подвижности. Модель переориентации посредством случайных прыжков предсказывает 20 %-ное изменение в угловой зависимости T\z, в то же время в модели аксиальной диффузии ЯМР-релаксация не зависит от ориентации. В эксперименте с неориентированными образцами мы измеряли Tiz для спектральных пиков, которые соответствуют 90° ориентации метильных групп по отношению к магнитному полю Во, а ориентированные образцы исследовались при ориентации 0° к Во. Мы не обнаружили различий во времени релаксации для разных ориентаций, что свидетельствует в поддержку вращательной диффузии.
Однако точность измерения не позволяет сделать однозначный вывод о механизме переориентации. Поэтому мы использовали обе модели для анализа экспериментальных данных. В темновом, мета I и мета II состояниях родопсина теоретические зависимости Tiz можно подогнать к экспериментальным в пределах погрешности измерений как для модели сказкообразных переориентаций, так и для непрерывной диффузии, причём получено хорошее совпадение с экспериментальными данными для любого соотношения D^/D\\ в интервале от 0 до 1. Но одновременная подгонка температурных зависимостей T\z и Тщ показала, что совпадение с экспериментальными результатами достигается только для модели аксиальной диффузии с D± = 0. Таким образом, измерение релаксации зеемановского и квадрупольного порядка позволяет получать информацию об анизотропии молекулярного движения.
Время корреляции вращательной подвижности находится в диапазоне от 2-12 пс при 30 °С и 3-45 пс при —60 °С. Наклон температурных зависимостей Tiz и Тщ соответствует энергии активации вращательной подвижности, определяемой высотой потенциальных барьеров метильных групп. Следовательно, время ЯМР-релаксации является инструментом изучения внутримолекулярных взаимодействий. В таблице приведены значения энергии активации Ea вращательной подвижности метильных групп ретиналя, рассчитанные из времён ЯМР-2Н-релаксации. Анализ экспериментальных данных показывает, что динамика метильных групп определяется в основном их взаимодействиями с ближайшими атомами водорода внутри молекулы ретиналя. В этой связи очень низкая энергия активации для группы С9-Ме обусловлена компенсацией взаимодействий с атомами водорода в позициях 7 и 11 (см. рис. 1), так как потенциалы этих взаимодействий сдвинуты по фазе на 180° относительно друг друга. Более высокие энергии активации для групп С5-Ме и С13-Ме являются результатом взаимодействий этих метильных групп с водородами в позициях 8 и 10 соответственно. При этом относительно высокая энергия активации для группы С5-Ме свидетельствует о 6-s-цис-конформации в-ионного кольца. Вклад во взаимодействие метильных групп с боковыми цепями аминокислот в сайте связывания ретиналя представляется незначительным в силу их удалённости от метильных групп на 4 A и более (рис. 4).
Динамика ретиналя в метародопсине I и метародопсине II. Значительные различия в динамике метильных групп ретиналя наблюдаются в состояниях мета I и II после фотоизомеризации. Наибольшие светоиндуцированные изменения происходят в метильной группе C9-Me, которая имеет определяющее значение для процесса активации родопсина. Энергия активации вращательной подвижности Ea для метильной
4. Изменение конфигурации ретина-ля в процессе активации родопсина по данным спектроскопии ЯМР 2Н:
ретиналь в состоянии мета I представлен как более светлая структура в связывающем кармане родопсина в темновом состоянии
>гии активации (кДж/моль) вращательной подвижности метильных групп ретиналя в различных состояниях родопсина для моделей случайных аксиальных прыжков и вращательной диффузии с = 0
Метильная группа Темновое Мета I Мета II
С5-Ме 11,4 ±0,3 10,0 ±0,3 15,0 ±0,4 10,3 ±0,3
С9-Ме 1,4 ±0,1 3,7 ±0,1 4,3 ±0,1
С13-Ме 7,3 ± 0,2 4,6 ±0,2 2,8 ±0,1
группы С9-Ме заметно возрастает от темнового состояния до мета II. В то же время значение Еа для метильной группы С13-Ме уменьшилось в мета I и мета II состояниях, и значения Еа и TlZ метильных групп С9-Ме и С13-Ме становятся близкими. Это логично, поскольку после изомеризации эти метильные группы находятся на той же стороне молекулы ретиналя и имеют аналогичный потенциал взаимодействия с протонами внутри лиганда, как это очевидно из пространственной структуры транс-ретиналя. Сокращение энергии активации метильной группы С13-Ме в мета II состоянии объясняется компенсацией находящихся в противофазе потенциалов (1, 6) взаимодействий внутри ретиналя между С13-Ме и водородами Н11 и Н15. Существенное ограничение подвижности для метильной группы С9 после изомеризации может быть связанно с большей плотностью окружения, например из-за ван-дер-ваальсовых взаимодействий с Туг268, в результате поворота метильной группы С9-Ме к фенильному кольцу тирозина в ходе изомеризации.
Для метильной группы С5-Ме заметные изменения наблюдаются в температурной зависимости времени релаксации в мета I состоянии. Полученные экспериментальные данные свидетельствуют о наличии двух компонент молекулярного движения с разными энергиями активации Еа. Две компоненты могут соответствовать, например, либо вращению метильной группы С5-Ме и её переориентации, либо наличию двух б-Б-'Ц'ис-конформеров ретиналя с положительными и отрицательными углами кручения для связи С6-С7. В целом энергия активации С5-Ме мало меняется при переходе от темнового к активному состоянию, что позволяет сделать вывод об отсутствии существенных изменений для р-ионного кольца в процессе активации.
Комбинируя данные ЯМР-релаксации и ранее полученные результаты структурных и биохимических исследований [1-4, 7, 11-15], можно предложить следующий механизм активации родопсина. После изомеризации метильная группа С13-Ме поворачивается по направлению к р4-шпильке на внутридисковой петле Е2, при этом вращение метильной группы С9-Ме и центральной части полиенной цепочки в противоположном
Рис.
направлении блокируется Tyr268. В результате стерических взаимодействий C13-Me и в4 происходит разрыв водородных связей вокруг петли Е2, стабилизирующих тем-новое состояние, и смещение Е2 к внутридисковой поверхности мембраны. Вращение C13-Me также дестабилизирует ионную связь между протоном основания Шиффа и его противоионом Glu113, следствием чего являются разрыв данной ионной связи, депротонирование основания и переход протона к Glu113. Этот переход способствует образованию активного состояния. Выпрямление молекулы ретиналя после изомеризации приводит, с одной строны, к стерическому столкновению с Trp265, а с другой — в результате стерического взаимодействия между метильной группой С5 и Glu122 к разрыву старой и образованию новой водородной связи между Glu122 на Н3 и His211 на Н5. Последнее наряду со смещением Е2 «освобождает» спираль Н5 и позволяет её ци-топлазменному концу приблизиться к спирали Н6, что дестабилизирует ионную связь между спиралями Н3 и Н6. В результате происходит поворот Н6, формирующий центр для связывания трансдуцина.
Заключение. Физико-химические особенности сопряжённых с G-белком рецепторов (сложность кристаллизации, нерастворимость в воде) требуют комплексного подхода к их изучению. Очевидно, что ни один метод в отдельности не позволяет сделать однозначных выводов об их структуре и механизме действия. Это, в частности, подтверждается противоречивостью последних данных о структуре родопсина в активном состоянии [1, 2]. Как показано в нашей работе, методы ЯМР являются необходимым дополнением к рентгеноструктурному анализу. Они не только позволяют подтвердить или опровергнуть структурные данные, поскольку исследуют белки в естественном мембранном окружении, но, кроме того, предоставляют дополнительную информацию о структуре и динамике мембранных белков, недоступную другими методами.
Литература
1. ChoeH. W., Kim Y. J., Park J. H. et al. Crystal structure of metarhodopsin II // Nature. 2011. Vol. 471. P. 651-656.
2. Standfuss J., Edwards P. C., D’AntonaA. et al. The structural basis of agonist-induced activation in constitutively active rhodopsin // Nature. 2011. Vol. 471. P. 656-660.
3. Struts A. V., Salgado G. F J., Tanaka K. et al. Structural analysis and dynamics of retinal chromophore in dark and Meta I states of rhodopsin from 2H NMR of aligned membranes // J. Mol. Biol. 2007. Vol. 372. Iss. 1. P. 50-66.
4. Struts A. V., Salgado G. F J., Martinez-Mayorga K., Brown MF. Retinal dynamics underlie its switch from inverse agonist to agonist during rhodopsin activation // Nat. Struct. Mol. Biol. 2011. Vol. 18. Iss. 3. P. 392-394.
5. Nevzorov A. A., MoltkeS., HeynM. P., Brown M. F., Solid-state NMR line shapes of uniaxially oriented immobile systems // J. Am. Chem. Soc. 1999. Vol. 121. P. 7636-7643.
6. Salgado G. F J., Struts A. V., Tanaka K. et al. Solid-State 2H NMR Structure of Retinal in Metarhodopsin I // J. Am. Chem. Soc. 2006. Vol. 128. P. 11067-11071.
7. Okada T., SugiharaM., Bondar A. -N. et al. The retinal conformation and its environment in rhodopsin in light of a new 2.2 A crystal structure // J. Mol. Biol. 2004. Vol. 342. P. 571-583.
8. Michel-Villaz M., Roche C., Chabre M. Orientational changes of the absorbing dipole of retinal upon the conversion of rhodopsin to bathorhodopsin, lumirhodopsin, and isorhodopsin // Biophys. J. 1982. Vol. 37. P. 603-616.
9. Jager T., Lewis J. W., Zvyaga T. A. et al. Chromophore structural changes in rhodopsin from nanoseconds to microseconds following pigment photolysis // Proc. Natl Acad. Sci. USA. 1997. Vol. 94. P. 8557-8562.
10. Chabre M, Breton J. The orientation of the chromophore of vertebrate rhodopsin in the “meta” intermediate states and the reversibility of the meta II-meta III transition // Vision Res. 1979. Vol. 19. P. 100б-1018.
11. Verdegem P. J. E., Bovee-Geurts P. H. M., de Grip W. J. et al. Retinylidene ligand structure in bovine rhodopsin, metarhodopsin-I, and 10-methylrhodopsin from internuclear distance measurements using 13C-labeling and 1-D rotational resonance MAS NMR // Biochemistry. 1999. Vol. 38. P. 1131б-11324.
12. Spooner P. J. R., Sharples J. M., Verhoeven M. A. et al. Relative orientation between the в-ionone ring and the polyene chain for the chromophore of rhodopsin in native membranes // Biochemistry. 2002. Vol. 41. P. 7б49-7ббб.
13. Fujimoto Y., Sharples J. M., Verhoeven M. A. et al. On the bioactive conformation of the rhodopsin chromophore: absolute sense of twist around the б-s-cis bond // Chem. Eur. J. 2002. Vol. 7. P. 4198-4204.
14. Fujimoto Y., FishkinN., Pescitelli G. et al. Solution and biologically relevant conformations of enantiomeric 11-cis-locked cyclopropyl retinals // J. Am. Chem. Soc. 2002. Vol. 124. P. 7294-7302.
1б. Ruprecht J. J. MielkeT., Vogel R. et al. Electron crystallography reveals the structure of metarhodopsin I // EMBO J. 2004. Vol. 23. P. 3б09-3б20.
Статья поступила в редакцию 28 июня 2011 г.
