CC BY
49
УДК 616.981.455:616-07
Н.А.Сырова, Н.Е.Терешкина, З.Л.Девдариани СОВРЕМЕННОЕ СОСТОЯНИЕ ИММУНОДИАГНОСТИКИ ТУЛЯРЕМИИ
ФГУЗ «Российский научно-исследовательский противочумный институт «Микроб», Саратов
Настоящий обзор посвящен анализу основных достижений российских и зарубежных ученых в области разработки иммунодиагностических методов обнаружения Егапсг^'вИа (и1агет!&' и специфических сывороточных антител. Обсуждаются наиболее важные вопросы, связанные с перспективами конструирования современных эффективных тест-систем для иммунодиагностики туляремии.
Ключевые слова: Егапа^еИа Ш1агет'1&\ иммунодиагностика, специфические антитела, иммунодиагностиче-ские препараты.
Крупные вспышки и спорадические случаи туляремии, относящейся к особо опасным возвращающимся инфекционным болезням, периодически регистрируются во многих странах мира, в том числе в России [3, 13, 30]. Сохранение эпизоотически активных природных очагов, вероятность применения Francisella tularensis при биотеррористических актах [24, 29], сложность постановки клинического диагноза обусловливают необходимость совершенствования лабораторной диагностики этой инфекции. Несмотря на многообразие разрабатываемых методов на практике предпочтение, как правило, отдается иммунодиагностическим, характеризующимся экс-прессностью, высокой специфичностью и чувствительностью, а также ввиду возможности их использования для исследования материала, непригодного для бактериологического анализа [8, 13, 19].
Иммунодиагностика туляремии складывается из индикации и идентификации возбудителя или его специфических антигенов и определения сывороточных антител у человека и восприимчивых животных.
Среди иммуносерологических методов, применяемых с целью обнаружения F. tularensis, следует в первую очередь упомянуть такие классические тесты как реакция агглютинации (РА) и реакция непрямой гемагглютинации (РНГА), для постановки которых в настоящее время в РФ выпускается ряд сертифицированных препаратов.
Идентификация туляремийного микроба в пробирочной РА и обнаружение его антигенов в реакции кольцепреципитации проводится с применением «Сыворотки диагностической туляремийной сухой для РА» (ФГУЗ Иркутский НИПЧИ Сибири и Дальнего Востока, Иркутск). Несмотря на невысокую чувствительность РА, возможность перекрестного реагирования с бруцеллами в низких разведениях сыворотки, спонтанной агглютинации, а также необходимость выделения чистой культуры туляремийного микроба, требующего значительных временных затрат, данный метод не утратил своего значения в лабораторной практике и продолжает совершенствоваться. Для постановки реакции суспензионной агглютинации (РСА) на стекле сконструирован антительный диагностикум на основе специальной матрицы с иммобилизован-
ными на ней туляремийными иммуноглобулинами. Чувствительность РСА с использованием полученного препарата составила 3,125-106 - 6,25-106 м.к./мл, продолжительность - 1-5 мин [7].
Феномен агглютинации микроорганизма специфическими антителами, иммобилизованными на полимерных микрочастицах, лежит в основе реакции агломерации объемной (РАО), для постановки которой используют сертифицированный препарат «Диагностикум туляремийный иммуноглобулиновый полимерный сухой для РАО», выпускаемый Ростовским-на-Дону НИПЧИ [19]. Данный тест рекомендуется для идентификации и индикации F Шагеп-sis и его антигенов в чистых культурах, полевом материале, объектах внешней среды; его чувствительность составляет 106 м.к./мл. Преимущество РАО перед РА заключается в большей чувствительности и наглядности первой, однако технически она немного сложнее, так как ставится микрометодом в планшетах для иммунологических реакций, а не на стекле.
К методам ускоренной детекции туляремийного микроба относятся РНГА и реакция нейтрализации антител (РНАт). Для выявления туляремийного антигена при исследовании органов животных, погадок птиц и помета хищных млекопитающих, субстрата гнезд, почвы и т.п. одной из наиболее эффективных и специфичных серологических реакций считают РНАт с туляремийным антигенным эритроцитарным диагностикумом [14, 19]. Последний выпускался в России в середине 90-х годов прошлого столетия, но в настоящее время снят с производства.
Альтернативным иммуносуспензионным методом обнаружения возбудителя туляремии и его антигенов является РНГА с применением «Диагностикума эри-троцитарного туляремийного иммуноглобулинового сухого» («48 ЦНИИ Минобороны России», Киров, ФГУЗ Ставропольский НИПЧИ, Ставрополь). В данной реакции можно выявлять F tularensis в концентрации 3,12-106 м.к./мл макрометодом и 6,25-106 м.к./ мл микрометодом. По данным М.Ф.Шмутера и др. [18], реакция пассивной (непрямой) гемагглютинации (РПГА) с туляремийным антительным эритро-цитарным диагностикумом не только пригодна для обнаружения специфического антигена в микробных
взвесях и суспензиях органов и тканей погибших от туляремии животных, но и позволяет косвенно судить о степени вирулентности исследуемых культур. Так, при тестировании убитых вирулентного Shu и авиру-лентного 21/400 штаммов F tularensis положительный результат в Р1IIА с первой культурой отмечался в дозе 105 м.к., тогда как со второй он был отрицательным даже в дозе 2-106 м.к. в 0,2 мл. Однако, несмотря на достоверность реакции гемагглютинации [18, 19], эритроцитарные диагностикумы имеют ограниченное применение из-за нестабильности входящих в их состав реагентов и меньшей чувствительности в сравнении с другими, более современными иммунодиагно-стическими тестами [9, 20].
Эффективным методом экспресс-индикации возбудителя туляремии является иммунофлуоресцент-ный, успешному применению которого посвящено большое количество публикаций. Он эффективен для детекции туляремийного микроба в материале от больных [1], в желточных мешках куриных эмбрионов [11], в органах экспериментально зараженных животных на разных этапах развития инфекции [5, 14]. В настоящее время предприятием «Медгамал» (Москва) выпускается сертифицированный препарат «Иммуноглобулины диагностические флуоресцирующие туляремийные сухие, лиофилизат для диагностических целей», официально рекомендованный для постановки реакции прямой иммунофлуоресценции при проведении эпизоотологического исследования на туляремию и при исследовании патологического материала от больных. Метод позволяет выявлять как живые, так и мертвые клетки F. tularensis в концентрации 109 м.к./мл [19]. Существенному повышению чувствительности иммунофлуоресцент-ного метода (до 103 м.к./мл) способствует применение магнитных сорбентов, представляющих собой модифицированную декстраном пирогенную форму диоксида кремния с включенным магнитным материалом, с иммобилизованными на их поверхности иммуноглобулинами, выделенными из гипериммун-ной туляремийной сыворотки [6]. Зарубежными исследователями предложен основанный на флуоресценции мультианалитический иммуносенсор для одновременного анализа нескольких образцов [31].
Одним из вариантов флуоресцентного метода является липосомальный иммуноанализ. Описан простой и чувствительный метод выявления туля-ремийного О-антигена и антител к нему с помощью гомогенной тест-системы на основе липосом, сенсибилизированных липополисахаридом (ЛПС) F. tularensis [15]. Авторами показана возможность применения МКА, направленных к эпитопам О-цепи ЛПС F. tularensis [17], для достижения комплементзави-симого лизиса липосом. При этом чувствительность метода при определении ЛПС составила 50-100 нг/ мл, а при введении в систему, содержащую МКА, антител-активаторов - 5-10 нг/мл [15].
Люминесцентно-серологический метод обнаружения возбудителей бактериальных инфекций, в
том числе туляремии, заслуженно пользуется широкой популярностью, так как обеспечивает быструю и точную детекцию специфического иммунного комплекса в исследуемом материале. Однако следует учитывать вероятность неспецифической, связанной с отложением флуоресцирующих конъюгатов на различных тканевых структурах, включением метки в другие сывороточные белки, или нежелательной специфической, обусловленной наличием в конъюгате перекрестно реагирующих антител, флуоресценции [8], и невозможность применения метода без соответствующего приборного обеспечения.
К наиболее информативным современным им-мунодиагностическим тестам для обнаружения F tularensis, относятся различные варианты иммунофер-ментного анализа (ИФА или ELISA, от англ. enzyme-linked immunosorbent assay), которые, будучи высокочувствительными, отличаются воспроизводимостью, простотой постановки и учета результатов [8]. Так, ELISA, разработанный российскими учеными в 1988 г. для обнаружения туляремийного антигена в бактериальных взвесях и органах зараженных животных, обладал чувствительностью 1 • 104 - 5 • 104 м.к./мл, что было на 1-2 порядка выше, чем у других используемых в то время методов, таких как реакция иммунофлуоресценции, РПГА и РНАт [12]. Для детекции антигена возбудителя туляремии в ELISA был предложен конъюгат иммуноглобулинов с пенициллиназой, техника приготовления которого проще чем пероксидаз-ного конъюгата. Тест достаточно чувствителен, особенно по отношению к препарату ЛПС F. tularensis, и позволяет выявлять 105 м.к. туляремийного микроба и 0,7-1,0 нг/мл ЛПС [10]. Благодаря использованию магнитного сорбента с иммобилизованными иммуноглобулинами из гипериммунной туляремийной сыворотки отечественными авторами был разработан им-муноферментный метод выявления корпускулярных антигенов туляремийного микроба, позволяющий обнаружить 102 м.к./мл в течение 2 ч [6]. Классический сэндвич-ELISA лежит в основе белкового чипа, разработанного для одновременной детекции множества опасных биоагентов, включая F. tularensis [27].
В конце 80-х годов XX века предприятием НИИЭМ им. Н.Ф.Гамалеи выпускалась тест-система иммуноферментная для определения туляремийного антигена, предназначенная для детекции возбудителя туляремии и выявления его ЛПС в количестве не менее 10 нг/мл в сэндвич-ELISA. Позднее выпуск ее был прекращен, и на сегодняшний день в России отсутствуют сертифицированные иммунофермент-ные тест-системы для обнаружения туляремийного микроба.
Весьма перспективным при конструировании иммуноферментных тест-систем представляется применение моноклональных антител (МКА). Так, получены диагностически значимые МКА к конфор-мационным эпитопам белков внешней мембраны F. tularensis, которые оказались строго специфичными в ELISA по отношению к соответствующему
микроорганизму [23]. Другой высокоспецифичный ELISA, основанный на МКА к ЛПС F. tula ren sis, обладает пределом чувствительности 103-104 м.к./мл и, по мнению авторов, может быть с успехом использован для диагностики туляремии [26].
Оригинальную разработку предложили A.H.Pe-ruski et al. [28]. Существующие ELISA-тесты для обнаружения туляремийного микроба и ряда бактериальных токсинов были конвертированы в соответствующие тесты флуориметрии с временным разрешением DELFIA. Чувствительность анализов за счет использования меченных европием антител-детекторов повышается до 4-20 пг/мл антигена, а продолжительность составляет чуть более 2 ч.
Выявление F. tularensis возможно также при использовании иммунохроматографических методов, хотя их чувствительность зачастую ниже, чем у ELISA [22, 26]. Туляремийный антиген в низких концентрациях может быть обнаружен при использовании хемилюминесцентного метода [34]. Для определения ЛПС возбудителя туляремии в тканях животных эффективно применяется иммуногистохи-мический анализ [25, 35].
Другое направление иммунодиагностики туляремии предполагает обнаружение специфических сывороточных антител и служит для установления диагноза у больного или переболевшего (ретроспективная диагностика) и оценки иммунологического статуса привитых [13, 19, 30]. Для этого наиболее часто применяется РА, которую обычно ставят объемным способом по общепринятой методике с использованием диагностикума туляремийного жидкого для объемной и кровяно-капельной реакции агглютинации производства НПО «Микроген» (г. Омск). РА бывает положительной в титре 1:100 и выше со 2-3-й недели от начала болезни и достигает на 4-6-й неделе титра 1:400 - 1:800, иногда выше, после чего титр начинает снижаться.
В отечественной практике также применялась РНГА с коммерческим туляремийным антигенным эритроцитарным диагностикумом (Одесса), выпуск которого прекращен в 1996 г. В РНГА гемагглюти-нины обнаруживаются уже в конце 1-й недели от начала заболевания, и через месяц гемагглютина-ционный титр может достигать 1:10000 - 1:40000 и выше, после чего постепенно снижается, сохраняясь на уровне 1:100 - 1:200 длительное время [3]. Продемонстрирована возможность применения ту-ляремийного антительного эритроцитарного диа-гностикума для выявления специфических антител в сыворотках больных, переболевших и вакцинированных людей и животных в РНАг [18].
Описанные реакции, несмотря на достаточную специфичность, обладают всеми упомянутыми выше недостатками иммуносуспензионных тестов, что обусловливает необходимость разработки альтернативных средств обнаружения антитуляремийных антител. Так, значительно большей информативностью обладают различные модификации ELISA и иммуно-
блоттинг, применяемые для определения специфических антител у животных и человека. К примеру, микроточечный иммуноферментный анализ на ни-троцеллюлозной мембране с визуальной индикацией результатов был с успехом использован для определения в поствакцинальный период у обезьян-гамадрилов [20]. В сравнительных экспериментах чувствительность данного метода не отличалась от чувствительности ИФА со спектрофотометрической детекцией результатов и превышала чувствительность РПГА в 10-20 раз, а реакции микроагглютинации - в 10-1000 раз. Дот-иммуноанализ на основе 8-ЛПС F. tularensis оказался эффективным в определении гомологичных антител у больных и иммунизированных людей и животных [2].
Для выявления специфических антител в сыворотках крови людей, вакцинированных против туляремии, методом БЕЬИА в качестве конъюгата применяли меченный европием белок А. Данный вариант иммуноанализа оказался в 10-40 раз более чувствительным, чем ИФА с пероксидазными конъюгатами, даже при условии использования авидин-биотиновой системы [4].
Весьма перспективным для серодиагностики туляремии и оценки эффективности вакцинации представляется метод флуоресцентного липосомно-го иммуноанализа (ФЛИА) на основе липосом, сенсибилизированных ЛПС или фрагментами внешних мембран клеточных стенок F. tularensis, с инкапсулированными маркерами флуоресцентной природы [16]. В эксперименте ФЛИА демонстрирует высокую чувствительность, в 4-160 раз превосходящую РПГА. Метод является экспрессным (продолжительность 15-60 мин) и воспроизводимым. В ходе анализа не требуется сепарации реагентов, что выгодно отличает его от гетерогенного ИФА.
Большое значение для мониторинга эпизоотий туляремии имеет определение сывороточных противоту-ляремийных антител у животных. Немецкими учеными показана информативность ЕЬКА на основе ЛПС и коммерческих наборов для иммуноблоттинга, предназначенных для детекции туляремийных антител, при исследовании сывороток кабанов [21]. Оригинальный подход для детекции анти-ЛПС антител в формате тюгоаггау разработали ученые из США. Ими был использован ЛПС F. tularensis, иммобилизованный на покрытых нитроцеллюлозой стеклянных пластинках, что позволяло сохранить доступность эпитопов для связывания с антителами. Порог чувствительности данного метода составил 10 нг/мл антител, что в 100 раз выше чувствительности традиционных иммуноф-луоресцентных анализов. При исследовании собачьих сывороток в положительных образцах регистрировался значительно более высокий уровень антител к ЛПС, чем в отрицательных [32]. Не менее эффективным при конструировании тюгоаггау-тест-систем оказалось использование для сенсибилизации покрытых нитроцеллюлозой стеклянных субстратов цельных бактериальных клеток [33].
Таким образом, к настоящему времени для диагностики туляремии отечественными и зарубежными учеными предложено множество эффективных иммунодиагностических тестов. Однако большая их часть - экспериментальные разработки. В нашей стране выпускаются лишь препараты старого поколения, тогда как новые тест-системы, отвечающие современным требованиям чувствительности и экспрессности, отсутствуют. Поэтому исследования, направленные на конструирование и совершенствование туляремийных иммунодиагностику-мов, не утрачивают своей актуальности. Наиболее перспективными в этой связи представляются дот-иммуноанализ, изготовление иммунохроматографи-ческих дипстиков на основе высокоспецифичных поли- и моноклональных антител, а также создание иммуночипов. Усилия разработчиков должны быть направлены на повышение порога чувствительности тест-систем, полное исключение неспецифических реакций, упрощение процедуры постановки и учета реакции и доведение экспериментальных разработок до выпуска сертифицированного препарата.
СПИСОК ЛИТЕРАТУРЫ
1. Ананова Е.В., Каменнова Л.С., Мещерякова И.С., Савельева Р.А. Обнаружение возбудителя туляремии у больных с помощью реакции иммунофлуоресценции. Журн. микробиол., эпидемиол. и иммунобиол. 1989; 4:46-9.
2. Аронова Н.В., Павлович Н.В. Использование препаратов липополисахарида Francisella tularensis в точечном твердофазном иммуноферментном анализе. Журн. микробиол., эпидемиол. и иммунобиол. 2000; 5:75-8.
3. Большая медицинская энциклопедия. Т. 25. Москва: Советская энциклопедия; 1985. С. 449-56.
4. Гузаева Т.В., Комаров А.М., Юров С.В., Пчелинцев С.Ю., Чудинов А.В., Афанасьев С.С., Завьялов В.П. Белок А Staphylococcus aureus, меченный европием, как реагент для определения специфических антител. Журн. микробиол., эпидемиол. и иммунобиол. 1994; 4:59-63.
5. Егорова Л.С., Дунаев Н.Б. Применение метода флюоресцирующих антител для обнаружения возбудителя туляремии в органах экспериментально зараженных животных. Журн. микробиол. 1973; 10:135-6.
6. Ефременко В.И. Магносорбенты в микробиологических исследованиях. Ставрополь: Ставрополье; 1996.
7. Жарникова И.В. Разработка суспензионного диагности-кума для выявления возбудителя туляремии. Журн. микробиол., эпидемиол. и иммунобиол. 2004; 1:67-9.
8. Иммунологические методы. Москва: Медицина; 1987.
9. Каральник Б.В. Эритроцитарные диагностикумы. М.: Медицина; 1976.
10. Куанбаев Д.Н., Чимиров О.Б., Темиралиева Г.А., Лухнова Л.Ю., Турсунов А.Н. Иммуноглобулиновый пенициллиназный конъюгат для выявления антигена возбудителя туляремии. Лаб. дело. 1990; 1:44-6.
11. Куделина Р.И., Ананова Е.В. Применение иммунофлуо-ресцентного метода с целью обнаружения возбудителя туляремии в развивающихся куриных эмбрионах. Журн. микробиол., эпидемиол. и иммунобиол. 1975; 10:18-22.
12. МещеряковаИ.С., УмноваН.С., ШаханинаК.Л., Павлова И. П. Использование иммуноферментного метода ELISA для выявления возбудителя туляремии. Журн. микробиол., эпидемиол. и иммунобиол. 1988; 2:109-12.
13. Никифоров В.В., Кареткина Г.Н. Туляремия:от открытия до наших дней. Инф. болезни. 2007; 5; 1:67-76.
14. Олсуфьев Н.Г., Ананова Е.В., Мещерякова И.С., Савельева Р.А. Обнаружение возбудителя туляремии в органах животных на ранних этапах развития инфекции. Журн. микро-биол., эпидемиол. и иммунобиол. 1975; 10:13-7.
15. Скопинская С.Н., Тамулевич Я.А., Ярков С.П., Злобин В.Н., Калинин Ю.Т. Высокочувствительный, гомогенный метод определения антител и антигенов с помощью липосом, моноклональных антител и комплемента. Журн. микробиол., эпидемиол. и иммунобиол. 1993; 1:77-82.
16. Скопинская С.Н., Ярков С.П., Храмов Е.Н. Применение флуоресцентного липосомного иммуноанализа для выявления
антител к возбудителям туляремии, холеры, брюшного тифа, сапа и мелиоидоза. Пробл. особо опасных инф. 2007; 2(94):67-71.
17. Хлебников В.С., Головлев И.Р., Тохтамышева Н.В., Аверин С.Ф., Кулевацкий Д.П., Гречко Г.К. и др. Определение антигенной детерминанты превентивных моноклональных антител, специфичных к липополисахариду Francisella tularensis. Журн. микробиол., эпидемиол. и иммунобиол. 1993; 1:83-8.
18. Шмутер М.Ф., Айкимбаев М.А., Елюбаева А.М., Брикман Д.И., Чарная Е. Ф. Эффективность использования ту-ляремийного антительного эритроцитарного диагностикума для выявления специфического антигена и антител к нему. Журн. микробиол. 1978; 2:61-4.
19. Эпидемиологический надзор за туляремией. Методические указания МУ 3.1.2007-05.
20. Юров С.В., Пчелинцев С.Ю., Афанасьев С.С., Воробьев А.А., Ураков Н.Н., Черенкова Г.В. и др. Использование микрото-чечного иммуноферментного анализа с визуальной индикацией для определения туляремийных антител. Журн. микробиол., эпидемиол. и иммунобиол. 1991; 3:61-4.
21. AlDahoukS., NocklerK., TomasoH.J., Splettstoesser W.D., Jungersen G., Riber U. et al. Seroprevalence of brucellosis, tularemia and yersiniosis in wild boars (Sus scrofa) from north-eastern Germany. Vet. Med. B. Infect. Dis. Vet. Public Health. 2005; 52(10):444-55.
22. Berdal B.P., Mehl R., Haaheim H., Loksa M., Grunow R., Morgan C., Meyer H. Field detection of Francisella tularensis. Scand. J. Infect. Dis. 2000; 32(3):287-91.
23. Bhatti A.R., Wong J.P., Woods D.E. Production and partial characterization of hybridoma clones secreting monoclonal antibodies against Francisella tularensis. Hybridoma. 1993; 12(2):197-202.
24. Broussard L.A. Biological agents: weapons of warfare and bioterrorism. Mol. Diagn. 2001; 6(4):323-33.
25. DeBey B.M., Andrews G.A., Chard-Bergstrom C., Cox L. Immunohistochemical demonstration of Francisella tularensis in lesions of cats with tularemia. J. Vet. Diagn. Invest. 2002; 14(2):162-4.
26. Grunow R., Splettstoesser W., McDonald S., Otterbein C., О^гієп T., Morgan C. et al. Detection of Francisella tularensis in biological specimens using a capture enzyme-linked immunosorbent assay, an immunochromatographic handheld assay, and a PSR. Clin. Diagn. Lab. Immunol. 2000; 7(1):86-90.
27. Huelseweh B., Ehricht R., Marschall H.J. A simple and rapid protein array based method for the simultaneous detection of biowarfare agents. Proteomics. 2006; 6(10):2972-81.
28. Peruski A.H., Johnson L.H. 3rd, Peruski L.F.Jr. Rapid and sensitive detection of biological warfare agents using time-resolved fluorescence assays. J. Immunol. Methods. 2002; 263(1-2):35-41.
29. Robinson-Dunn B. The microbiology laboratories role in response to bioterrorism Arch. Pathol. Lab. Med. 2002; 126(3):291-94.
30. Splettstoesser W.D., Tomaso H., Al Dahouk S., Heubauer H., Schuff-Werner P. Diagnostic procedures in tularemia with special focus on molecular and immunological techniques. J. Vet. Med. B. Infect. Dis. Vet. Public Health. 2005; 52(6):249-61.
31. Taitt C.R., Anderson G.P., Lingerfelt B.M., Feldstein M.J., Ligler F.S. Nine-analyte detection using an array-based biosensor. Anal. Chem. 2002; 74(23):6114-20.
32. Thirumalapura N.R., Morton R.J., Ramachandran A., Malayer J.R. Lipopolysaccharide microarrays for the detection of antibodies. J. Immunol. Methods. 2005; 298(1-2):73-81.
33. Thirumalapura N.R., Ramachandran A., Morton R.J., Malayer J.R. Bacterial cell microarrays for the detection and characterization of antibodies against surface antigens. J. Immunol. Methods. 2006; 309(1-2):48-54.
34. Vidziunaite R., Mikulskis P., Kulys J. Chemiluminescent immunoassay (CLIA) for the detection of brucellosis and tularemia antigens. J. Biolumin. Chemilumin. 1995; 10(4):199-203.
35. Zeidner N.S., Carter L.G., Monteneiri J.A., Petersen J.M., Schriefer M., Gage K.L. et al. An outbreak of Francisella tularen-sis in captive prairie dogs: an immunohistochemical analysis. J. Vet. Diagn. Invest. 2004; 16(2):150-2.
N.A.Syrova, N.E.Tereshkina, Z.L.Devdariani Current State of Tularemia Immunodiagnostics
Russian Anti-Plague Institute “Microbe", Saratov
This review is devoted to the analysis of the main achievements of the Russian and foreign scientists in the sphere of development of immunodiag-nostic methods for detection of Francisella tularensis and specific serum antibodies. The most important problems concerning perspectives of constructing of the modern effective test-systems for tularemia immunodiagnostics are discussed.
Key words: Francisella tularensis, immunodiagnostics, specific antibodies, immunodiagnostic preparations.
Поступила 30.04.08.
