CC BY
4УДК 611-018:611.778:611.91+611.9 DOI: 10.29039/2224-6444-2022-12-3-35-40
СОДЕРЖАНИЕ СТВОЛОВЫХ КЛЕТОК В СТРУКТУРАХ БИОПТАТОВ РЕГЕНЕРИРУЮЩЕЙ ИШЕМИЗИРОВАННОЙ РАНЫ КОЖИ С ТРАНСПЛАНТИРОВАННЫМИ ГЕТЕРОФИБРОБЛАСТАМИ И ФИЛЛЕРОМ НИЗКОМОЛЕКУЛЯРНОЙ ГИАЛУРОНОВОЙ КИСЛОТОЙ ПОД ВЛИЯНИЕМ ВЫДЕЛЯЕМОГО ИХ КЛЕТКАМИ ХЕМОАТТРАКТАНТА SDF-1
Кузьминов В. И.1, Шаповалова Е. Ю.1, Миронов В. А.3, Барановский Ю. Г.2, Бойко Т. А.1, Барановский А. Г.2
'Кафедра гистологии и эмбриологии, 2кафедра хирургии №2, Институт «Медицинская академия имени С.И. Георгиевского» ФГАОУ ВО «Крымский федеральный университет имени В.И. Вернадского», 295051, бульвар Ленина 5/7, Симферополь, Россия
3ФГБУ «НМИЦ ТО им. Н.Н. Приорова» Минздрава России, 127299, ул. Приорова, д. 10, Москва, Россия
Для корреспонденции: Шаповалова Елена Юрьевна, профессор, зав. кафедрой гистологии и эмбриологии института «Медицинская академия имени С.И. Георгиевского» ФГАОУ ВО «КФУ им. В.И. Вернадского», e-mail: Shapovalova_L@mail.ru
For correspondence: Shapovalova Yelena Yur'evna, Professor, Head of the Department of Histology and Embryology, Institute «Medical Academy named after S.I. Georgievsky» of Vernadsky CFU, e-mail: Shapovalova_L@mail.ru
Information about authors:
Kuzminov D. N., http://orcid.org/0000-0002-3691-5531$ Shapovalova Ye. Yu., http:// orcid.org/0000-0003-2544-7696; Mironov V. A., http:// orcid.org/0000-0003-1229-2170; Baranovsky Y. G., http://orcid.org/0000-0002-7044-1122; Boyko T. A., http://orcid.org/0000-0002-9627-4051; Baranovsky A. G., http://orcid.org/ 0000-0001-6995-3975
РЕЗЮМЕ
Клетки поврежденных тканей секретируют Stromal-derived factor-1 (SDF-1), являющийся хемоаттрактантом для мезенхимных стволовых клеток (МСК) с рецептором CXCR4 на поверхности. Целью исследования было изучение экспрессии SDF-^ содержания CD34+ МСК в биоптатах регенерирующей модельной ишемизированной раны кожи после трансплантации низкомолекулярной гиалуроновой кислоты (НГК) и дермальных аллофибробластов. Исследование выполнено на 71 белой половозрелой мыши линии С57/В1 в возрасте 5-7 месяцев, которые были разделены на контрольную группу (КГ) и экспериментальную группу (ЭГ). В обеих группах формировали модельную ишемизированную рану. Для трансплантации использовали 2% НГК в сочетании с 1,33 млн клеток аллофибробластов. Наличие SDF-1 и CD34-положительных клеток определяли иммуногистохимическим методом. Получено, что в биоптатах на 4-е сутки после трансплантации тканеинженерной конструкции индекс SDF-1-позитивных клеток в эпидермисе и дерме выше по сравнению с контролем, что привлекает МСК. Однако индекс SDF-1+ клеток в дальнейшем растет медленнее, не достигая значений в КГ, и раньше начинает снижаться (к 12-м суткам в эпидермисе и 10-м суткам в грануляционной ткани). Аналогичную динамику демонстрирует индекс МСК. Присутствие ГК в межклеточном веществе свойственно не поврежденной ткани, это тормозит продукцию SDF-1, которая привлекает меньше МСК. Вероятно, трансплантированные фибробласты и вслед за ними эпидермоциты сами активно делятся без привлечения МСК и обеспечивают заживление раны на 16,94% раньше, чем в контроле.
Ключевые слова: регенеративная медицина, ишемизированная рана кожи, аллофибробласты, мезенхимные стволовые клетки, Stromal-derived factor-1, низкомолекулярная гиалуроновая кислота.
CONTENT OF STEM CELLS IN THE STRUCTURES OF BIOPTATES OF A REGENERATING ISCHEMISE SKIN WOUND WITH TRANSPLANTED HETEROFIBROBLASTS AND A LOW MOLECULAR HYALURONIC ACID FILLER UNDER THE INFLUENCE OF THE SDF-1 CHEMOATTRACTANT RELEASED BY THEIR CELLS
Kuzminov D. N.1, Shapovalova Ye. Yu.1, Mironov V. A.2, Baranovsky Y. G.1, Boyko T. A.1, Baranovsky A. G.1
'Institution «Medical Academy named after S.I. Georgievsky» of Vernadsky CFU, Simferopol, Russia 2Priorov CITO, Moscow, Russia
SUMMARY
Damaged tissue cells secrete Stromal-derived factor-1 (SDF-1), which is a chemoattractant for mesenchymal stem cells (MSCs) with the CXCR4 receptor on the surface. The aim of the study was to study the expression of SDF-1 and
the content of CD34+ MSCs in biopsy specimens of a regenerating model ischemic skin wound after transplantation of low molecular weight hyaluronic acid (LHA) and dermal allofibroblasts. The study was performed on 71 white mature mice of the C57/B1 line at the age of 5-7 months, which were divided into the control group (CG) and the experimental group (EG). In both groups, a model ischemic wound was formed. For transplantation, 2% NGK was used in combination with 1.33 million allofibroblast cells. The presence of SDF-1 and CD34-positive cells was determined by immuno-histochemistry. It was found that the index of SDF-1-positive cells in the epidermis and dermis in biopsy specimens on the 4th day after transplantation of the tissue-engineered construct is higher compared to the control, which attracts MSCs. However, the index of SDF-1 + cells subsequently grows more slowly, not reaching values in CG, and begins to decrease earlier (by day 12 in the epidermis and by day 10 in the granulation tissue). A similar trend is demonstrated by the MSC index. The presence of LHA in the intercellular substance is characteristic of intact tissue; this inhibits the production of SDF-1, which attracts fewer MSCs. It is likely that transplanted fibroblasts and, following them, epider-mocytes themselves actively divide without attracting MSCs and ensure wound healing 16.94% earlier than in control.
Key words: regenerative medicine, ischemic skin wound, allofibroblasts, mesenchymal stem cells, Stromal-derived factor-1, low molecular weight hyaluronic acid.
Хронические раны кожи у стареющего населения на фоне гемодинамических проблем, увеличения числа случаев, как сахарного диабета, так и ожирения становятся глобальной проблемой здравоохранения. Несмотря на возросшую распространенность, современные традиционные методы лечения имеют ограниченную эффективность для ускорения закрытия раны и содействия заживлению [1]. В случае повреждения кожи заживление ран происходит в три перекрывающиеся стадии: воспаление, пролиферация и ремоделирование [2]. При хронизации процесса заживления возможно одновременное присутствие признаков всех трех стадий. Клетки дермы кожи фибробласты имеют решающее значение во всех трех фазах, секрети-руя компоненты внеклеточного матрикса, ремо-делируя внеклеточный матрикс и сокращая рану
[3]. Фибробласты используются в регенеративной медицине, являясь основными клетками заменителей кожи, созданных на основе клеточных технологий. В основе заменителей кожи могут выступать компоненты межклеточного вещества, такие как низкомолекулярная гиалуроновая кислота (НГК), создающие микроокружение для фибробластов. Она представляет собой неразвет-вленный гликозаминогликан, состоящий из повторяющихся дисахаридных звеньев ^ацетил-D-глюкозамина и D-глюкуроновой кислоты и является несульфатированным гликозаминогли-каном межклеточного вещества соединительной ткани. НГК участвует во многих ключевых процессах, включая передачу сигналов клетками, репарацию ран, регенерацию тканей, морфогенез, организацию матрикса и обладает уникальными физико-химическими свойствами, такими как биосовместимость, биоразлагаемость, мукоад-гезивность, гигроскопичность и вязкоупругость
[4]. Молекулярная масса и обстоятельства синтеза / деградации являются ключевыми факторами, определяющими биологическое действие ГК [5]. Гиалуронан с высокой молекулярной массой и с низкой молекулярной массой демонстрируют противоположные эффекты [6].
Клетки кожных ран выделяют стромальный фактор-1 (SDF-1, также известный как СХ^12). являющийся одним из хемоатрактантов для ме-зенхимальных стволовых клеток (МСК), имеющих СХС хемокиновый рецептор 4 (CXCR4) на поверхности и связывающийся с SDF-1 [7]. МСК представляют собой важный источник для восстановления поврежденных тканей, как на животных моделях, так и в клинических испытаниях на людях [8]. Миграция МСК к целевому участку имеет решающее значение в регенеративной медицине [9]. Сведения об экспрессии клетками SDF-1, а также присутствии МСК в тканях регенерирующих кожных дефектов на фоне ишемии после трансплантации конструкта из НГК и дермальных аллофибробластов отсутствуют, тем самым обусловливая актуальность проведенного исследования.
Целью исследования было изучение экспрессии Stromal-derived factor-1 (SDF-1) и содержания МСК в тканях кожного дефекта в условиях недостаточности кровоснабжения и трансплантации тканеинженерной конструкции из НГК и аллогенных фибробластов.
МАТЕРИАЛ И МЕТОДЫ
В основу работы положено изучение заживления ишемизированной кожной раны у 87 особей взрослых молодых мышей линии С57/В1, родившихся и живущих в обычных условиях вивария Крымского федерального университета имени В.И. Вернадского. Работа выполнена в рамках протокола (номер 6 от 10 мая 2018 г.), утвержденного этической комиссией Крымского федерального университета. Грызуны были сгруппированы в контроль (К) и основную группу (ОГ). Распределение животных по срокам заживления кожного дефекта расписано в таблице 1 (таблица 1). Эксперименты проводились с учетом всех принципов гуманности, включенных в Директиву 2010/63/Еи, и в соответствии с руководящими принципами ICMR по исследованиям на животных (2006 г.).
Таблица 1
Распределение экспериментальных животных по дням иссечения биоптатов в контроле и опытной
группе
Количество дней после трансплантации Контроль (К) Опытная группа (ОГ)
4 4 4
7 5 6
10 4 6
12 6 7
15 5 7
19 6 8
23 4 6
26 3 5
Всего 39 48
Общее число прооперированных мышей - 87 особей
Операционным путем была сформирована ишемическая кожная рана в межлопаточной области контрольных и опытных животных. Для ОГ кожные гетерофибробласты выделяли с помощью ферментов комбинирования кол-лагеназы и диспазы и выращивали в культу-ральном медиуме DMEM/F12 (Lonza) [10]. Для трансплантации была использована 2% НГК биосинтетического происхождения «Hialuron 2», производитель: Toskani Cosmetics (Испания) в сочетании с 1,33 млн клеток гетерогенных фибробластов 2-3 пассажа с фенотипом CD44+CD90+CD105+CD73+CD 45+CD31-CD34-CD45- на ростовой среде DMEM/F12. Смесь вводили тоннельным способом с помощью игл 30G, 12 мм.
На 4-й, 7-й, 10-й, 12-й, 15-й, 19-й, 23-й и 26-й день после операции в обеих группах интрао-перационно иссекали биоптаты раны и фиксировали в 10% растворе формалина. Материал был залит в парафин и окрашен H&E. Изучение гистологических препаратов проводилось с помощью светооптического микроскопа OLIMPUS SX-31. Наличие SDF-1 и CD34-положительных клеток определяли иммуногистохимическим методом. Первичными антителами были SDF-1-поликлональные антитела (Gene Tex Inc., США) и CD34 - моноклональные (клон EP373Y) (Abcam, США) в разведении 1:100. В качестве вторичных применяли универсальные антитела (HiDef Detection™ HRP Polymer system, «Cell Marque», США), позволяющие выявлять мышиные и кроличьи первичные антитела, конъюги-рованные с ферментным комплексом на основе пероксидазы хрена. Срезы докрашивали гематоксилином Майера для визуализации ядер. Индекс SDF-1 и CD34-позитивных клеток опреде-
ляли путем подсчета их количества на 100 клеток во время микроскопического исследования (увеличение х 1350) с последующим вычислением среднего процента на основе результатов изученных срезов каждого образца биопсии в К и ОГ. Полученные в результате подсчёта данные обрабатывали с использованием компьютерной программы SPSS 7.5 for Windows statistical software package (IBM Analytics, США). При статистической обработке для оценки достоверности различий средних значений между группами использовались следующие непараметрические критерии: U-критерий Манна-Уитни (значение вероятности P = 0,05 считалось статистически значимым), Н-критерий Краскалла-Уоллеса.
РЕЗУЛЬТАТЫ И ОБСУЖДЕНИЕ
К 4-му послеоперационному дню эпидермиса в К и ОГ еще нет и оперативно сформированная рана кожи снаружи покрыта обширным слоем фибрина, экссудата с частично разрушенными клеточными элементами. В ОГ в этом слое также имеются эозинофильно тонированные островки, начиненные НГК. Основу содержимого кожного дефекта составляет гиподерма и тонкая прослойка грануляционной ткани с малочисленными капиллярами и коллагеновыми волокнами.
SDF-1 - позитивные клетки имеются в био-птатах обеих экспериментальных групп (таблица 2). В биоптатах КГ таких клеток непосредственно под струпом (условно названных эпидермисом) в 3 раза меньше, чем в глубоких слоях. В аналогичных слоях ЭГ индекс клеток с маркером SDF-1 на 71,18±0,18%, и 37,45±0,18% соответственно больше, чем в контроле. МСК, экспрессирующие маркер CD34, присутствуют только в глубоких слоях биоптатов ЭГ.
Таблица 2
Индекс клеток, секретирующих фактор SDF-1, и индекс клеток с экспрессией антигена CD34+ в био-
птатах контроля и основной группы
Сутки после операции Контроль Основная группа
Индекс SDF-1+ клеток в % Индекс CD34+ клеток в % Индекс SDF-1+ клеток в % Индекс CD34+ клеток в %
ЭП ГТ ЭП ГТ ЭП ГТ ЭП ГТ
4-е 3,21± 0,01 10,22± 0,07 0 0 11,14± 0,11* 16,34± 0,13* 0 6,15± 0,01*
7-е 12,41± 0,11** 14,41± 0,11** 0 0 18,28± 0,10* ** 27,41± 0,14* ** 0 13,27± 0,10* **
10-е 20,00± 0,12** 19,38± 0,11** 0 5,10± 0,01** 22,33± 0,12 ** 36,82± 0,15* ** 0 24,72± 0,11* **
12-е 70,67± 2,01** 26,51± 0,13** 1,23± 0,01** 12,18± 0,09** 113,42± 0,13* ** 29,56± 0,12** 6,24± 0,01* ** 19,33± 0,14* **
15-е 76,23± 0,22** 31,58± 0,18** 2,12± 0,01 19,16± 0,11** 5,04± 0,09* ** 12,27± 0,11* ** 2,51± 0,01** 10,47± 0,11* **
19-е 72,33± 0,22 29,27± 0,20** 2,12± 0,01 10,09± 0,05** 0* ** 3,17± 0,02* ** 0* ** 2,82± 0,05* **
23-и 39,15± 0,14** 16,10± 0,11** 0** 3,10± 0,02** 0* 0* ** 0 1,02± 0,01**
26-е 0** 0** 0 1,02± 0,01 0 0 0 0* **
Примечание: *Достоверность различия с контролем, Р = 0,05. ** Достоверность различия с предыдущим этапом исследования, Р = 0,05.
На 7-е сутки силиконовое кольцо, удерживающее края раны, по-прежнему плотно фиксировано. У мышей в К кожный дефект закрыт развивающимся эпителием, который в этот день насчитывает 1-2 ряда низких эпителиоцитов. Его внешняя поверхность закрыта слоем фибрина в сочетании с деструктурированными клеточными элементами. У животных ОГ поверхностный эпителий заметно более объемный за счет 3-х рядов эпителиальных клеток. Индекс SDF-1+ клеток не дифференцированной грануляционной ткани с 4-х по 7-е сутки увеличился на 25,64±0,20% в Г и на 40,39±0,15% в ОГ (см. табл. 2). При этом индекс таких клеток в ЭГ на 47,43±0,20%, больше. Присутствие МСК ^34-позитивные клетки) по-прежнему фиксируется только в грануляционной ткани ОГ.
На 10-е сутки у мышей ЭГ силиконовое кольцо отсутствует. Эпителизация раны и самопроизвольное отпадение кольца зафиксировано на 10,3±0,10 сутки после операции. В КГ кольцо по-прежнему пришито к краям кожного дефекта. Рана в обеих группах закрыта уменьшившимся в толщину струпом. Индекс SDF-1+ эпидермоцитов продолжил рост в К и ЭГ и составил 37,95±0,19% и 18Д4±0Д6% соответственно. Таких эпидермоцитов в ОГ на
10,43±0,17% больше, чем в контроле. На 10-е сутки репарации раны в эпидермисе обеих групп CD34-позитивные клетки так и не обнаружены. На 10-й день индекс SDF-1 секретиру-ющих клеток возрос на 25,64±0,20% в К и на 25,56±0,10% в ЭГ, оставаясь на 47,37±0,13%: больше, чем в контроле. В этом сроке в грануляционной ткани КГ впервые обнаруживались отдельные CD34-экспрессирующие клетки. В грануляционной ткани биоптатов ЭГ индекс МСК увеличился на 46,32±0,19% в сравнении с 7-ми сутками. Их индекс сильно превышает таковой в КГ (79,37±0,20%).
На 12-й день в К и ОГ вся поверхность модельной раны эпителизировалась. Струп присутствует над эпидермисом только в К. Количество эпидермоцитов с маркером SDF-1в биопта-тах КГ очень большое, увеличение их индекса с 10-х по 12-й день заживления раны составило 71,70±0,26%. Индекс SDF-1-позитивных эпидермоцитов в ОГ уменьшился на 85,74±0,23%, что сделало его на 81,01±0,06 % меньше, чем в контроле. В эпидермисе К и ОГ встречаются единичные МСК. Грануляционная ткань в ОГ выглядит более дифференцированной. В ее составе появились параллельно лежащие окрашенные в розовый цвет пучки коллагеновых
волокон. С 10-го по 12-й день индекс SDF-1+ клеток грануляционной ткани в К продолжил возрастать и увеличился на 26,90±0,22%. В био-птатах грануляционной ткани ОГ наблюдался противоположный процесс - индекс SDF-1+ клеток уменьшился на 19,72±0,19 %, что привело к тому, что индекс клеток с такой экспрессией в ЭГ стал на 10,32±0,05 %, меньше по сравнению с контролем. Индекс клеток с антигеном CD34 увеличился в К на 58,13±0,23%, а в ОГ уменьшился на 21,80±0,12 %. Это не привело к изменению соотношения индекса МСК в группах: в ЭГ их все равно было больше на 36,99±0,16%, чем в контроле.
На 15-й день модельный дефект кожи продолжает рубцеваться. В ОГ этот процесс продвинулся дальше и привел к потере сетчатой ориентации коллагеновой структуры, которая модифицировалась в параллельное эпидермису расположение тонких пучков коллагеновых волокон. Индекс SDF-1 - положительных клеток в КГ увеличился на 16,05±0,14% по сравнению с предыдущим сроком. В ЭГ индекс таких клеток грануляционной ткани уменьшился на 58,49±0,23%. В целом на 15-й день индекс SDF-1+ клеток в ЭГ меньше на 61,15±0,22 %, чем в контроле. Индекс МСК уменьшился в грануляционной ткани биоптатов обеих групп: в КГ на 47,34±0,33%, в ЭГ на 45,84±0,20%. На 15-й день индекс CD34 - положительных клеток в ЭГ меньше на 45,35±0,12 %, чем в контроле. В эпидермисе в этот срок индекс CD34 - положительных клеток в КГ и ЭГ одинаков, хотя в эпидермисе КГ он увеличился на 49,98±0,22 %, а в ЭГ уменьшился на 59,78±0,20%.
В последующий до 26 суток отрезок времени раневой процесс в биоптатах обеих групп находился на стадии формирования рубца. Наиболее активно этот процесс развивался в клетках биоптатов ЭГ, что сопровождалось прекращением секреции хемоаттрактанта МСК SDF-1 (см. табл. 2) и сохранением единичных МСК только в глубоких слоях рубцовой ткани. В КГ этот процесс запаздывает.
Кожные раны продуцируют множество хе-мокинов, например СХ^12 (SDF-1), которые могут служить хемоаттрактантами для МСК [11]. МСК - это взрослые стволовые клетки, обладающие терапевтическим эффектом для хронических ран и способные дифференцироваться в активные фибробласты [12]. Зафиксировано, что на 4-й день после трансплантации гетерофи-бробластов в коллаборации с НГК индекс SDF-1+ и CD34+ клеток выше, чем в ОГ. В дальнейшем индекс SDF-1+ клеток в К активно нарастает, а в ОГ увеличивается медленно, т.к. наличие НГК в экстрацеллюлярном матриксе свойствен-
но не поврежденной ткани и, видимо, это тормозит синтез и секрецию клетками фактора SDF-1. МСК в ОГ не привлекаются активно, поэтому их сравнительно мало, хотя рана заживает быстрее, чем в К. Вероятно, трансплантированные фи-бробласты сами активно делятся и формируют грануляционную ткань. Их пролиферативного потенциала достаточно и без привлечения МСК. В К создается высокая концентрация SDF-1, но приход МСК запаздывает и заживление раны растягивается на более длительный срок. Григорян А.С. [13] показал, что, несмотря на то, что клетки повреждённых тканей секретируют в большом объеме фактор SDF-1, его избыточное количество не только не привлекает МСК, но и отпугивает их. Также есть сведения, что среда в зоне повреждения, богата протеолитическими ферментами: сериновыми протеазами, катепси-ном G, эластазами и матриксными металлопро теиназами [14], которые разрушают хемоаттрак-танты, такие как SDF-1.
ЗАКЛЮЧЕНИЕ
Таким образом, нами получено, что в биопта-тах заживающей модельной ишемизированной кожной ране на 4-й день после внесения гете-рофибробластов в сочетании с НГК индекс SDF-1-секретирующих клеток в эпидермисе и дерме выше по сравнению с К, что привлекает МСК. В дальнейшем индекс SDF-1+ клеток увеличивается медленнее, не приближаясь вплотную к таковому в К, и раньше начинает уменьшаться (к 12-му дню в эпидермисе и 10-му дню в грануляционной ткани). Аналогичную динамику демонстрирует индекс МСК. Наличие НГК в экстрацеллюлярном матриксе свойственно не поврежденной ткани, что снижает синтез и секрецию клетками фактора SDF-1, который привлекает меньше МСК. По всей видимости, гете-рофибробласты в композиции с НГК и на таком фоне эпидермоциты пролиферируют без хемотаксиса МСК и приводят к устранению кожного дефекта на 16,94% раньше, чем в К.
Конфликт интересов. Авторы заявляют об отсутствии конфликта интересов.
Conflict of interest. The authors have no conflict of interests to declare.
ЛИТЕРАТУРА / REFERENCES
1. Hocking A. M. The Role of Chemokines in Mesenchymal Stem Cell Homing to Wounds. Adv Wound Care (New Rochelle). 2015;4(11):623-630. doi: 10.1089/wound.2014.0579.
2. Jardins-Park H. E., Foster D. S., Longaker M. T. Fibroblasts and wound healing: an update. Regenerative medicine. 2018;13(5):491-495. doi: 10.2217/rme-2018-0073.
3. Zielins E. R., Atashroo D. A., Maan Z.N. Wound healing: an update. Regen. Med. 2014;9(6):817-830. doi: 10.2217/rme.14.54.
4. Fallacara A., Baldini E., Manfredini S., Vertuan S. Hyaluronic Acid in the Third Millennium. Polymers (Basel). 2018;10(7):E701. doi: 10.3390/polym10070701.
5. Heldin P., Lin C.Y., Kolliopoulos K., Chen Y. H., Skandalis S. S. Regulation of hyaluronan biosynthesis and clinical impact of excessive hyaluronan production. Matrix Biol. 2018;7(9): 100-117. doi: 10.1016/j.matbio.2018.01.017.
6. Cyphert J. M., Trempus C. S., Garantziotis S. Size matters: Molecular weight specificity of hyaluronan effects in cell biology. Int. J. Cell Biol. 2015;563818. doi: 10.1155/2015/563818.
7. Ying J. W., Wen T. Y., Pei S. S., Su L. H., Ruan D. K.. Stromal cell-derived factor-1a promotes recruitment and differentiation of nucleus pulposus-derived stem cells. World J Stem Cells. 2019;11(3): 196-211. doi: 10.4252/wjsc.v11.i3.196.
8. Fu X., Liu G., Halim A., Ju Y., Luo Q., Song G. Mesenchymal Stem Cell Migration and Tissue Repair. Cells. 2019;8(8):784. doi. org/10.3390/cells8080784
9. Tebebi P.A., Burks S. R., Kim S. J. Cyclooxygenase-2 or tumor necrosis factor-alpha inhibitors attenuate the mechanotransductive effects of pulsed focused ultrasound to suppress mesenchymal stromal cell homing to healthy and dystrophic muscle. Stem Cells. 2015;33:1173-1186. doi.org/10.1002/stem.1927
10. Shapovalova E. Y., Boyko T.A., Baranovskiy Y. G., Morozova M. N., Barsukov N. P., Ilchenko F. N., Baranovskiy A. G. Effects of Fibroblast Transplantation on the Content of Macrophages and the Morphology of Regenerating Ischemic Cutaneous Wounds. International Journal of Biomedicine. 2017;7(4):302-306. doi:10.21103/ Article7(4)_OA6
11. Martins-Green M., Petreaca M., Wang L. Chemokines and their receptors are key players in the orchestra that regulates wound healing. Adv Wound Care. 2013;2:327-328. doi: 10.1089/ wound.2012.0380.
12. Frenette P. S., Pinho S., Lucas D., Scheiermann C. Mesenchymal stem cell: keystone of the hematopoietic stem cell niche and a stepping-stone for regenerative medicine. Annual Review of Immunology. 2013;31:285-316. doi: 10.1146/ annurev-immunol-032712-095919.
13. Grigorjan A. S. The role of directed migration of SDF-1-CXCR4 while homing cells-precursors in malignant dissemination. Genes & Cells. 2006;1(4):32-38. doi: 10.1016/j. yjmcc.2015.01.024
14. Seppanen E., Roy E., Ellis R., Bou-Gharios G., Fisk N. M., Khosrotehrani K. Distant mesenchymal progenitors contribute to skin wound healing and produce collagen: evidence from a murine fetal microchimerism model. PloS One. 2013;8:e62662. doi: 10.1371/journal.pone.0062662 doi: 10.1371/journal.pone.0062662
