CC BY
31
УДК 577. 152.192.3
РОЛЬ ИОНОВ ДВУХВАЛЕНТНОГО МАРГАНЦА В ФУНКЦИОНИРОВАНИИ ЛИГНИНОЛИТИЧЕСКИХ ФЕРМЕНТОВ БАЗИДИАЛЬНОГО ГРИБА TRAMETES PUBESCENS
О.В. Никитина1, С.В. Шлеев1, Е.С. Горшина2, Т.В. Русинова2, А.И. Ярополов1
(Институт биохимии им. А. Я Баха РАН V e-mail: [email protected]; Московский государственный университет инженерной экологии1; e-mail: [email protected])
В работе предложена схема взаимодействия лигнинолитических ферментов базиди-ального гриба Trameies pubescens - лакказы, лигнинпероксидазы и марганецперокси-дазы. Показана роль ферментативного окисления ионов двухвалентного марганца, катализируемого лакказой базидиомицета Т. pubescens в присутствии хелатирующих агентов (ионов тартрата и оксалата) в функционировании ферментов лигнинолити-ческого комплекса.
Способность к глубокому разложению и усвоению лигнина описана для грибов различных таксономических групп, в частности аскомицетов и бази-диомицетов. Внеклеточные ферментные системы этих грибов построены наиболее сложно и включают спектр множественных форм оксидоредуктаз (гем-содержащих, флавинсодержащих и медьсодержащих ферментов).
Лигнинолитический комплекс базидиального гриба Тгате1еБ (СогШш) риЪезсет представлен следующими ферментами: лакказа (Ьс) [1, 2], лигнинперокси-даза (1лР) и марганецпероксидаза (МпР) [2], а также целлобиозодегидрогеназа (СБН) [3].
Лакказа (л-дифенол:кислород оксидоредуктаза, КФ 1.10.3.2), многоядерная медьсодержащая оксидаза, является одним из самых распространенных представителей ферментов, способных трансформировать ароматические субстраты. Основная каталитическая функция Ьс - окисление широкого круга органических и неорганических субстратов молекулярным кислородом. При каталитическом процессе происходит координированное взаимодействие четырех ионов меди трех различных типов, входящих в активный центр фермента. В результате осуществляется внутримолекулярный перенос четырех электронов от субстрата-донора на дикислород, восстанавливающийся до воды.
Физиологическая роль и механизм действия Ьсб окончательно не выяснены. Известно, что этот фермент играет важную роль в процессах развития и морфогенеза грибов и растений, детоксификации, образовании и деградации лигнина, гумификации
органических остатков [4-6]. Lc является одним из важнейших компонентов лигнинолитического ферментного комплекса дереворазрушающих грибов, однако до последнего времени считалось, что ее роль сводится лишь к окислению фенольных подструктур лигнина. Современные исследования бази-диальных грибов в этой области показали, что Lc в сочетании с МпР и (или) LiP при деградации лигнина может выполнять существенно более значимые функции, чем окисление его фенольных подструктур [7, 8]. Для ряда лигнинразрушающих грибов характерно образование алифатических дикарбоновых кислот, таких как щавелевая [9], малоновая и фума-ровая [10].
Марганец в микроколичествах присутствует в различных лигноцеллюлозных материалах. Ионы трехвалентного марганца (Мп3+) являются сильным окислителем и способны непосредственно окислять нефе-нольные подструктуры лигнина. Они образуются при
ферментативном окислении из ионов двухвалентного
2+
марганца (Мп ), являющегося основным субстратом МпР, и играют значительную роль в катализе LiP [11]. Дикарбоновые или а-оксикарбоновые кислоты являются оптимальными комплексонами Мп2+ и Мп3+ и одновременно обеспечивают необходимый рН среды благодаря своим буферным свойствам [12].
Ранее было показано, что лакказа из базидиомице-
2+
та Trametes versicolor катализирует окисление Мп до Мп3+ в присутствии хелатирующего агента - Na-пирофосфата [7]. Использование оксалата и малоната в качестве комплексующих агентов ионов Мп3+ ведет к образованию супероксиданион радикала с последу-
ющим его превращением в пероксид водорода [8]. В этой связи важным представляется выявление возможности протекания этих реакций с Les из других источников для установления роли этого фермента при функционировании лигнинолитического комплекса дереворазрушающих грибов.
Цель настоящей работы - изучение процесса каталитического окисления Мп2+ до Мп3+ в присутствии хелатирующих агентов, катализируемого Le базиди-ального гриба Trametes pubescens, а также выяснение физиологической роли данной реакции в функционировании основных ферментов лигнинолитического комплекса - Le, LiP и МпР.
Методы исследования
Организм и условия культивирования. Культу-ральную жидкость с высоким содержанием Le получали путем глубинного культивирования штамма продуцента внеклеточной Le гриба Trametes pubescens (Schumach) Pilât (Syn.: Coriolus pubescens (Schum. ex Fr.) Quél.J ВСБ 923-2, которое проводили в тридцатилитровом ферментационном аппарате ("Marubishi Япония) с рабочим объемом 20 л, при избыточном давлении 0,4 атм. Аэрация воздухом в стерильных условиях составляла 1 л/1 л в мин при механическом перемешивании (250 об/мин) мешалкой турбинного типа на среде следующего состава (г/л): глюкоза -20,0; (NH4)2S04 - 2,5; КН2Р04 - 1,2; мочевина -0,7; кукурузный экстракт сгущенный - 10; вода водопроводная. Процесс культивирования проводили в условиях рН-статирования при рН 3,5 и температуре 26°С. Посевной материал в количестве 10% от объема среды в ферментере выращивали в колбах объемом 750 мл с заполнением средой до 150 мл на круговой качалке (180 об/мин) при температуре 26°С. Продолжительность культивирования составила 114 ч, что соответствовало стационарной фазе, начавшейся на шестидесятом часу роста через 12 ч после максимума оксидазной активности. Биомассу отделяли путем фильтрования через полиамидный материал.
Культуральную жидкость с высоким содержанием МпР и LiP получали путем глубинного культивирования того же штамма гриба T. pubescens в колбах на круговой качалке (200 об/мин, 28°С) без рН-статиро-вания. Процесс культивирования проводили на среде того же состава. Продолжительность культивирования составляла 86 ч.
Выделение и очистка ферментов. Выделение и очистку препарата Le проводили в соответствии со
следующей схемой: осаждение белков из культураль-ной жидкости сульфатом аммония в диапазоне насыщения 0-90%; ионообменная хроматография низкого давления на носителях Сервацел DEAE 52 и Toyopearl DEAE 650М; ВЖХ (гель-фильтрация) с использованием колонки Bio Sep-SEC-S 2000 ("PhenomenexСША); ионообменная хроматография с использованием колонки TSK DEAE-2SW ("Pharmacia LKB Biotechnology Швеция).
Выделение и очистку МпР и LiP проводили по следующей схеме: осаждение белков из культураль-ной жидкости сульфатом аммония в диапазоне насыщения 0-90%; ионообменная хроматография низкого давления на носителе Сервацел DEAE 52; гидрофобная хроматография среднего давления на колонке Phenyl-Superose FPLC ( "Pharmacia LKB BiotechnologyШвеция).
Определение молекулярной массы и изоэлектро-фокусирование. Молекулярную массу определяли методом градиентного Ds-Na-ПААГ-электрофореза с использованием метода, описанного в работе [13]. Изо-электрофокусирование проводили по методу [14] с использованием амфолинов широкого диапазона рН (3,8-9,3) ("Pharmacia LKB BiotechnologyШвеция)" и ячейки для ИЭФ Model 111 Mini IEF Cell ("BIO-RAD'\ США).
Спектральные исследования. Для спектрофото-метрических исследований использовали спектрофотометр "Hitachi-557" (Япония).
Контроль активности ферментов в процессе выделения и очистки осуществляли спектрофотометричес-кими методами: Lc [15, 16], используя в качестве хромогенного субстрата 10 мМ раствор пирокатехина (X = 410 нм; в = 740 М"1 см"1) в 0,1 М Ыа-цитрат-фосфатном буфере рН 4,5; LiP [17] в присутствии 8 мМ раствора 2,2'-азинобис-(3-этилбензтиазолин-6-сульфоната) (АБТС) (X = 436 нм; 8 = 36000 М"1 см"1) и 1 мМ раствора Н202 в 0,1 М Ыа-ацетатном буфере рН 4,5; МпР [18], используя в качестве субстрата Мп2+ при 238 нм (е = 6500 М"1 см"1) в 0,1 М Na-Tap-тратном буфере рН 5,0 в присутствии 0,1 мМ раствора Н202; CDH [19] в присутствии целлобиозы по восстановлению дихлорфенолиндофенола (X = 520 нм; 8 = 6300 М-1 см"1). Регистрацию окисления Мп2+ до Мп3\ катализируемого Lc, проводили в 0,1 М Na-тартратном буфере (рН 5,0) с использованием метода, описанного в работе [18], и в 0,1 М Ыа-оксалатном буфере (рН 5,0) по методу [8] в присутствии 0,1 мМ MnS04. Продукт реакции (Мп3+) образует малостабильные комплексы с анионами тартрата и оксалата,
имеющие характерные пики поглощения при 238 нм и 270 нм соответственно.
Образование пероксида водорода в системе, содержащей Le, Мп2* и хелатор, регистрировали с помощью LiP по окислению АБТС. Для этого реакционную смесь, содержащую 2'10~7М Le и 0,1 мМ MnS04 в 0,1 М Ыа-тартратном или Na-оксалатном буферном растворе (рН 5,0), инкубировали в течение 120 мин при комнатной температуре, а затем подвергали ультрафильтрации через мембранные фильтры с диаметром пор 12 кД путем центрифугирования в течение 30 мин при 10000 об/мин для удаления Le. Концентрацию Н202 определяли по увеличению оптической плотности в реакции окисления АБТС, катализируемой LiP. Образование су-пероксиданион-радикала регистрировали по восстановлению нитросинего тетразолия (концентрация 0,2 мМ) при 560 нм [20].
Измерение рН-зависимости реакции окисления гваякола, катализируемое Le, проводили в 0,1 М цитрат-фосфатном буфере (рН 4,5; Я = 436 нм), используя молярный коэффициент поглощения продукта окисления, равный 25500 М"1 см"1. Белок определяли спектрофотометрическим методом, описанным в работе [21].
Электрохимические эксперименты проводили на вольтамперометрическом анализаторе "CV-50W" ("BAS", США), используя трехэлектродную электрохимическую ячейку. В качестве рабочего электрода использовали стеклоуглеродный электрод ("BAS", США), электродом сравнения служил хлорсеребря-ный электрод той же фирмы (+210 мВ относительно нормального водородного электрода), а вспомогательным - платиновая проволока диаметром 1 мм. Все потенциалы в данной работе приведены относительно нормального водородного электрода. Перед проведением экспериментов поверхность рабочего электрода полировали алюминиевой пастой (А1203), а затем многократно промывали деионизированной водой.
Циклические вольтамперограммы записывали в 0,1 М Ыа-тартратном буферном растворе (рН 5,0) на обновленной поверхности электрода в интервале потенциалов 0-1200 мВ при варьировании скорости сканирования потенциалов от 10 до 100 мВ.
Реактивы, использованные в работе: Toyopearl DEAE 650М ("Tosoh", Япония); 2-меркаптоэтанол ("Ferak", Германия); кумасси голубой R-250, наборы белков-метчиков для электрофореза ("Serva", Германия); трис, глицин, акриламид, КДЯ-метиленбисакри-
ламид, аммоний надсернокислый ("ICN", США); сервацел ДЕАЕ 52 ("Reanal", Венгрия); пирокатехин ("Sigma", США); ^HPC^ ("Merck", Германия); глицерин, метанол, НС1, Н3Р04, КН2Р04, (NH4)2S04, NaOH, MgS04, MnS04, C^Na^, нитросиний тетразо-лий, винная кислота, лимонная кислота, глюкоза, мочевина - отечественные препараты ("ос.ч." и "х.ч"). Все растворы, за исключением растворов для ферментации, готовили с использованием деионизированной воды, полученной на установке "Milli Q" ( "Millipore США).
Результаты и обсуждение
Для выполнения поставленных задач из культу-ральной жидкости базидиального гриба Т. pubescens выделены гомогенные по данным градиентного SDS-электрофореза препараты Lc, LiP и МпР. Основные биохимические характеристики ферментов представлены в таблице. Показано, что в описанных условиях культивирования в культуральной жидкости базидио-мицета Т. pubescens преобладала либо оксидазная, либо пероксидазная активности, в то время как цел-лобиозодегидрогеназная активность была незначительна или вовсе отсутствовала.
Из литературных данных известно, что двухвалентный марганец, являясь основным субстратом МпР, играет значительную роль в каталитическим цикле LiP [И]. Нас интересовала возможность окисления ионов Мп2+ дикислородом в присутствии Lc. Одним из основных параметров, от которого зависит скорость окисления субстратов лакказы, является различие в потенциалах донора и первичного акцептора электронов фермента (Т1-центр). Известно, что ре-
Основные биохимические характеристики ферментов лигнинолитического комплекса базидиомицета Т. pubescens
Фермент Удельная активность (мкмоль/мин на мг белка) MW (кД) pi
Lc 66,7 67 5,3
LiP 15,5 45 4,2
МпР 40,0 54 -
Примечание. Результаты рассчитаны как среднее значение по трем измерениям.
1200 1000 800 600 400 200 Потенциал, мВ (vs. NHE)
Рис. 1. Циклические вольтамперограммы, записанные с помощью стеклоуглеродного электрода в 0,1 М Ыа-тартратном буфере, рН 5,0, в присутствии (У) и в отсутствие (2) 0,2 мМ Мп804 (скорость развертки потенциала 50 мВ/с; начальный потенциал 0,0 мВ)
комплекса и ионами металла, хелатированными тарт-рат-анионами, и только последние могут принимать участие в ферментативной реакции. При этом равновесие смещено в сторону водного комплекса ионов марганца. Таким образом, полученное экспериментальным путем значение редокс-потециала тартрат-ных комплексов Мп2+ указывает на термодинамическую возможность их медленного окисления высокопотенциальными Les базидиальных грибов. Для проверки данного предположения была изучена реакция ферментативного окисления Мп2+, катализируемая Le гриба T. pubescens в присутствии хелатирующих агентов (тартрата и оксалата).
На рис. 2, а приведены спектры образования Мп3+-тартратного комплекса, измеренные через определенные интервалы времени в процессе ферментативного окисления Мп2+. На присутствие Мп3+-тарт-
докс-потенциалы Т1-центров высокопотенциальных Les базидиальных грибов (например, Trametes hirsuta, Trametes ochracea, Coriolopsis fuhocinerea и Cerrería maxima) находятся в области 750-800 мВ [22], в то время как редокс-потенциал пары Мп2+/Мп3+ (аква-комплекс) составляет 1510 мВ [23], что существенно превышает потенциал первичного акцептора фермента. Однако образование комплексов марганца с хела-тирующими агентами значительно снижает редокс-потенциал комплекса по сравнению с потенциалом пары Мп2+/Мп3+.
На рис. 1 представлена циклическая вольтамперог-рамма, записанная с помощью стеклоуглеродного электрода в 0,1 M Na-тартратном буферном растворе, содержащем 0,2 мМ Мп2+. При сканировании потенциала в область положительных значений на анодной ветви кривой наблюдался процесс окисления при потенциале максимума тока (£ра), равном 990 мВ. На катодной ветви кривой также присутствует максимум тока (£рС) при потенциале 890 мВ. Разность потенциалов между пиками окисления и восстановления (АЕ) соответствует 100 мВ, что свидетельствует о протекании на электроде квазиобратимого процесса окисления-восстановления хелатированных ионов Мп. При этом рассчитанный потенциал средней точки, равный 930 мВ, приблизительно соответствует окислительно-восстановительному потенциалу тартратных 2+
комплексов пары Мп /Мп . При более положительных потенциалах наблюдается некоторое необратимое окисление аквакомплекса ионов Мп2+ вплоть до потенциала 1510 мВ. По-видимому, существует равновесие между ионами марганца в составе водного
Длина волны, нм
Рис. 2. а - Изменение спектров поглощения во времени (ч) при образовании Мп3+-тартратного комплекса в результате ферментативного окисления Мп2+ лакказой Т. риЬезсеги: 1 - начальный момент времени; 2 - 2; 3 - 4; 4 - 6 (11О"7М Ьс, 0,1 мМ Мп804,0,1 М Ыа-тартратный буфер рН 5,0); б - зависимость скорости образования Мп3+-тартратного комплекса от времени при ферментативном окислении Мп2+ лакказой Т. риЬеБсет (М0~7М Ьс, 0,1 мМ Мп804, 0,1 М Ыа-тартратный буфер рН 5,0)
о ю
2
I
а
е
Рис. 3. рН-Зависимость реакций окисления гваякола (а) и Мп + (б) лакказой базидиомицета Т. риЬеБсепз (10 мМ гваякол, 610"9 М Ьс, 0,1 М Ыа-цитрат-фосфатный буфер рН 4,5; 2мМ Мп804, 4,8 10"8 М Ьс, 0,1 М Ыа-тартратный
буфер рН 5,0; 20°С)
ратного комплекса указывает специфический максимум поглощения при 238 нм [18]. Скорость ферментативного окисления ионов Мп2+ невелика, поэтому реакцию проводили в течение длительного времени. Зависимость увеличения оптического поглощения продукта реакции от времени представлена на рис. 2, б. С увеличением времени реакции наблюдается отклонение от линейной зависимости, что можно объяснить нестабильностью образующегося продукта ферментативной реакции - комплекса трехвалентного марганца с тартрат-ионами. Аналогичные зависимости наблюдались и при использовании высоко редокс-потенциальной Le базидиомицета Т. hirsuta со значением редокс-потенциала Т1-центра 780 мВ [22].
Исследование зависимости начальной скорости гомогенной каталитической реакции от концентрации Мп2+ в стационарных условиях показало, что кинетика реакции хорошо описывается классическим уравнением Михаэлиса-Ментен. Однако эффективность ферментативного процесса (kKJKM = 0,043 mM'V1) при окислении Мп2+ в присутствии татрата существенно ниже, чем при окислении традиционных субстратов лакказ: сирингалдазина, АБТС, пирокатехина и K3Fe(CN)6 [1].
Исследованы рН-зависимости окисления Le базидиомицета Т. pubescens органического (гваякол) и неорганического (Мп2+) субстратов. Необходимо отметить, что оптимум рН окисления гваякола расположен в более кислой области рН (3-3,5), в то время как оптимум рН окисления Мп2+ до Мп3+ сдвинут в нейтральную область и находится в интервале рН 5,5 - 6,0
(рис. 3). При этом скорость окисления гваякола, который является типичным фенольным субстратом лакка-зы, почти на четыре порядка выше скорости окисления Мп2+ - нетрадиционного субстрата грибных Les.
Было установлено, что ферментативное окисление Мп2+ в присутствии Le из Т. pubescens и оксалата или тартрата в качестве хелатирующих агентов сопровождалось образованием пероксида водорода. Об этом свидетельствует реакция окисления АБТС, катализируемая LiP из того же базидиального гриба после удаления Le из реакционной смеси в результате ультрафильтрации. Кроме того, удалось обнаружить присутствие супероксиданион радикала по восстановлению нитросинего тетразолия в системе, содержащей Le, Na-оксалатный или Ыа-тартратный буфер и ионы Мп2+. Участие супероксиданион радикала во вторичных химических реакциях приводит к образованию пероксида водорода.
2+
В реакционной смеси, содержащей Le, МпР, Мп и хелатор (тартрат) без добавления Н202, наблюдалось резкое увеличение скорости образования комплекса Мп3+ с тартрат анионом (рис. 4, кривая I). В отсутствие Le эта реакция не протекает (рис. 4, кривая 3). Таким образом, Le действительно является инициатором МпР- и LiP-реакций.
В результате проведенных исследований изучена реакция окисления ионов Мп2+, катализируемая Le базидиомицета Т. pubescens в присутствии хелатирующих агентов (тартрата и оксалата). Аналогичные результаты были получены с использованием Le из другого базидиального гриба Т hirsuta. Можно пред-
Время, мин
Рис. 4. Типичные кинетические кривые ферментативного образования Мп3+-тартратного комплекса от времени при ферментативном окислении Мп2+ в реакционной смеси: 1 - ПО"7 М Ьс + 410'5 М МпР; 2 -110"7 М Ьс; 3 -2,5 10"7 М МпР (1 мМ Мп2+, 0,1 М Ыа-тартратный буфер, рН 5,0)
положить, что указанная реакция характерна для большинства Ьсб базидиальных грибов. Показано, что образование Мп3+-тартратного или оксалатного комплекса в ходе ферментативного окисления запускает цепь реакций, ведущих в конечном итоге к образованию пероксида водорода, который в свою
очередь может инициировать пероксидазные реакции. Указанный путь является одним из возможных процессов образования внеклеточного пероксида водорода.
На основании выше описанных результатов можно предложить следующую схему кооперации основных ферментов лигнинолитического комплекса базидиаль-ного гриба Т. риЬеБсет (схема). Ьс катализирует окисление Мп2+ дикислородом в присутствии анионов органических кислот. В результате реакции образуется хелатный комплекс Мп3+, который участвует в серии неферментативных процессов, ведущих к образованию пероксида водорода. Последний в свою очередь является окислительным субстратом для ЫР и МпР.
Таким образом, полученные данные позволяют предположить существенно более важную роль Ьсб в составе лигнинолитического комплекса при разрушении древесины, чем только лишь окисление концевых ароматических колец, имеющих свободные фе-нольные гидроксилы в нативном лигнине, как предполагалось ранее. Возможно, Ьс участвует в новом типе кооперации лигнинолитических ферментов при деградации лигнина и ксенобиотиков: Ьс / Ь\Р / МпР.
Предполагаемая схема взаимодействия основных ферментов лигнинолитического комплекса базидиомицета Т. риЪезсепБ и роли ионов марганца
Мп2+ + тартрат °2 > Lc -> Мп3+-тартрат
н2о2 ^
LiP/MnP-> 2Мп3+-тартрат +
^ 2Нг°
2Мп2+ + тартрат + 2Н+
Работа выполнена при поддержке ФЦНТП «Исследования и разработки по приоритетным направлениям развития науки и техники» в рамках приоритетного направления «Живые системы», ЛОТ № 18 и грантом
РФФИ № 03-04-48937.
СПИСОК ЛИТЕРАТУРЫ
1. Galhaup С, Goller S, Peterbauer С., Strauss J., Haltrich D. //
Microbiology. 2002. 148. P. 2159.
2. Galhaup С., Haltrich D. //Appl. Microbiol. Biotechnol. 2001. 56.
P. 225.
3. Ludwig Я, Salomon A., Varga J., Zamocky M., Peterbauer C.K.,
Kulbe K.D., Haltrich D. //Appl. Microbiol. Biotechnol. 2004. 64. P. 213.
4. Call HP. Миске I. //J. Biotechnol. 1997. 53. P. 163.
5. Bourbonnais R., Paice M.G. //FEBS Lett. 1990. 267. P. 99.
6. Eggert C., Temp U., Dean J.ED., Eriksson K.-E.L. //FEBS Lett.
1996. 391. P. 144.
I. Hofer C, Schlosser a //FEBS Lett. 1999. 451. P. 186.
8. Hofer C., Schlosser D. //Appl. Environ. Microbiol. 2002. 68. P.
3514.
9. M. V., Evans CS. //Can. J. Microbiol. 1996. 42. P. 881.
10. TakaoS. //Eur. J. Appl. Microbiol. 1965. 13. P. 732.
II. Popp J.L., Kalyanaraman B., Kirk T.K // Biochemistry. 1990. 29. P. 10475.
12. Kuan l.-C, Johnson KA., Tien M. //J. Biol. Chem. 1993. 268. P. 20064.
13. Tombs M.P., Akroy D.P. //Shandon Instr. Appl. 1967. 18. P. 1.
14. Vesterberg O., Svensson H. //Acta Chem. Scand. 1966. 20. P. 820.
15. Schneider P., Caspersen M.B., MondorfK, Halkier T, Skol LK, OstergaardPR., Brown K.M., Brown K.M., Xu E //Enz. Microb. Technol. 1999. 25. P. 502.
16. Королева О.В., Явметдинов И.С., Шлеев С.В., Степанова Е.В., Гаврилова В.П. //Биохимия. 2001. 66. С. 618.
17. Tien М., Kirk Т.К., Bull С., FeelJ.A. //J. Biol. Chem. 1986.261. P. 1687.
18. Paszczynski A., Grawford R.L., Huynh V.-B. / Methods Enzymol. 161 (Eds. W.A. Wood and S.T. Kellogg). N.Y., 1988. P. 264.
19. Henriksson G.t Johansson G., Pettersson G. //J. Biotechnol. 2000. 78. P. 93.
20. Bielski B.H., Shiue G.G., BajukS. //J. Phys. Chem. 1980. 364. P. 233.
21. Ehresmann В., Imbault P., WellJ.H. //Anal. Biochem. 1973. 54. P. 454.
22. Shleev S.V., Morozova O.V., Nikitina O.V., Gorshina E.S., Rusinova T.V., Serezhenkov V.A., Burbaev D.Sh., Gazaryan I.G., Yaropolov A.I. //Biochimie. 2004. 86. P. 693.
23. Лурье Ю.Ю. Справочник по аналитической химии. М., 1979. С. 480.
Поступила в редакцию 26.05.05
A ROLE OF MN2+ IN THE FUNCTIONING OF LIGNINOLYTIC ENZYMES FROM TRAMETES PUBESCENS BASIDIOMYCETE
O.V. Nikitina, S.V. Shleev , E.S. Gorshina, T.V. Rusinova, A.I. Yaropolov
(A.N. Bach Institute of Biochemistry, Russian Academy of Sciences)
In this work a scheme of the interaction between ligninolytic enzymes (laccases, lignin peroxidase, and manganese peroxidase) from basidiomycete Trametes pubescens was suggested. A role of the enzymatic oxidation of bivalent manganese ions catalyzed by Trametes pubescens laccase in the presence of chelating agents (tartrate and oxalate) in the functioning of the enzymes of ligninolytic complex was shown.
