CC BY
88
УДК 571.27
РОЛЬ ЭНДОФИТНОЙ БАКТЕРИИ BACILLUS SUBTILIS 26Д И
ЖАСМОНОВОЙ КИСЛОТЫ В РЕГУЛЯЦИИ ТРАНСКРИПЦИОННОЙ АКТИВНОСТИ ГЕНОВ PR-БЕЛКОВ В ИНФИЦИРОВАННЫХ SEPTORIA NODORUM BERK. РАСТЕНИЯХ ПШЕНИЦЫ
© С. В. Веселова*, Г. Ф. Бурханова, Т. В. Нужная, И. В. Максимов
Институт биохимии и генетики Уфимского научного центра РАН Россия, Республика Башкортостан, 450054 г. Уфа, пр. Октября 71.
*Email: [email protected]
Изучено влияние последовательной обработки жасмоновой кислотой и эндофитной бактерией Bacillus subtilis 26Д на транскрипционную активность генов PR-белков в листьях растений пшеницы инфицированных гемибиотрофным грибом Septoria nodorum Berk. Повышение устойчивости растений пшеницы к септориозу под влиянием Bacillus subtilis 26Д и ЖК сопровождалось накоплением транскриптов генов PR-2, PR-3, PR-9, а интерференция защитного ответа растений пшеницы к возбудителю септориоза под влиянием совместной обработки B. subtilis 26Д и ЖК зависела от подбора концентрации этой сигнальной молекулы.
Ключевые слова: Triticum aestivum L., Septoria nodorum Berk., жасмоновая кислота, Bacillus subtilis, PR-белки.
Введение
Применение стимулирующих рост растений микроорганизмов (СРРМ) в качестве экологически безопасных биопрепаратов представляется привлекательным, так как в дополнение к их ростстиму-лирующей активности, эти микроорганизмы способны, активизируя различные стороны метаболизма, обеспечивать высокий иммунный статус растений и повышать их неспецифическую устойчивость к широкому спектру патогенов, т.е. запускать так называемую системную индуцированную устойчивость (СИУ) [1—3].
Формирование СИУ предполагает индукцию экспрессии ряда генов защитных PR-белков (pathogenesis related-proteins) [2, 4], принимающих участие в предотвращении развития и распространения патогена. К их числу относятся протеазы, хитина-зы, глюканазы, пероксидазы, антимикробные вещества, тионины, дефенсины и др. [5]. Есть мнение, что обработка СРРМ подготавливает растения к атаке патогенов и создает условия для более быстрой и сильной активации защитных механизмов [6]. Так ризосферная бактерия Pseudomonas putida LSW17S способствовала более раннему и сильному накоплению транскриптов генов РЯ-1, РЯ-2, РЯ-5 и РЯ-12 в растениях арабидопсиса, инокулированных патогенной бактерией P. siringae DC3000 [7]. Однако до сих пор нет точного объяснения механизма запуска СРР микроорганизмами защитной системы растений-хозяев.
Экспрессия генов PR-белков в растениях, индуцируется различными патогенами и находится под контролем гормонов, ответственных за развитие защитных реакций — салициловой кислоты (СК), жасмоновой кислоты (ЖК) и этилена [4]. СИУ опосредованная СРР микроорганизмами развивается в основном по ЖК/этиленовому пути [7]. ЖК участвует в активации транскрипции генов ферментов фе-нольного метаболизма, ряда пероксидаз, ингибито-
ров протеиназ и др. [8]. Однако информация о роли ЖК в этих процессах не полна и противоречива, особенно по однодольным растениям.
В нашей работе было изучено влияние последовательной обработки ЖК и эндофитной бактерией Bacillus subtilis (штамм 26Д) на активность транскрипции генов PR-белков, кодирующих ß-1.3-глюканазу (PR-2), хитиназу (PR-3) и анионную пе-роксидазу (PR-9).
Материалы и методы
Объектом исследований служили 10-суточные проростки мягкой яровой пшеницы, восприимчивого к S. nodorum, сорта Жница, выращенные в лабораторных условиях на водной культуре (16-часовой световой день, 10 клюкс при 20/24 °С ночь/день). Перед посадкой семена замачивали на 2 часа в растворах ЖК разных концентраций (10-7М и 10-12М), контроль замачивали в воде. За 3 дня до инфицирования половину всех растений опрыскивали суспензией спор эндофитного штамма бактерии Bacillus subtilis 26Д в концентрации 108 кл/мл, другую половину обрабатывали дистиллированной водой. Срезанные первые листья проростков всех вариантов обработок помещали в чашки Петри на влажную вату с добавлением бензимидазола (40 мг/л). Через 24 ч листья инфицировали суспензией пик-носпор агрессивного штамма гриба S. nodorum (105 спор/мл) из коллекции лаборатории.
Выделение общей РНК проводили с использованием тризола (TRI Reagent), согласно протоколу фирмы-поставщика ("Sigma-Aldrich", США), из листьев пшеницы, зафиксированных в жидком азоте через 24 и 72 ч после инокуляции. Для получения кДНК на основе мРНК изучаемых образцов проводили реакцию обратной транскрипции с использованием M-MuLV обратной транскриптазы согласно протоколу фирмы-поставщика («Синтол», Россия). Полимеразно-цепную реакцию (ОТ-ПЦР) проводили в 20 мкл общего объема смеси с реакти-
88
БИОЛОГИЯ
вами ("Sileks", Россия) в амплификаторе типа ТП4-ПЦР-01 -Терцик ("ДНК-Технология", Россия) с использованием соответствующих праймеров к генам анионной пероксидазы [9], PR-2 и PR-3 белков [10]. В качестве положительного контроля использовали реакцию амплификации конститутивно экспрессирующегося гена, кодирующего белок подобный ингибитору РНКазы-L пшеницы (RNase L inhibitor-like protein) RLI(a) [11]. Данные активности транскрипции изученных генов нормализованы против активности транскрипции гена RLI(a) и представлены в % от контроля. Площадь зоны поражения измеряли с помощью компьютерной программы ImageJ (rsbweb.nih.gov/ij/download.html). Все опыты проводили в 3 биологических и 3 аналитических повторностях. При обработке результатов использовали компьютерные программы Statistica 6.0 ("StatSoft", Россия). В табл. и на рис. приведены средние значения биологических повторов и их стандартные ошибки.
Результаты и обсуждение
В данной работе был проведен анализ развития болезни, который показал, что, в инфицированных растениях, обработанных ЖК (10-7М) или B. subtilis 26Д наблюдалось многократное торможение развития болезни по сравнению с необработанными растениями, что предполагает их иммунизирующий эффект (табл. 1). Однако, совместное применение ЖК (10-7М) и бактерии приводило к снижению защитного эффекта и более сильному развитию инфекции (табл. 1). Можно предположить, что при совместном применении ЖК и B. subtilis 26Д на отрезках листьев пшеницы происходит интерференция индивидуально запускаемых ими сигнальных путей, формирующих устойчивость к патогену, подобно тому, как это показано при совместном использовании СК и ЖК на растениях пшеницы [12].
Таблица 1
Влияние жасмоновой кислоты и B. subtilis 26Д на развитие септориоза в листьях растений пшеницы через 7 сут после инфицирования
Варианты
Площадь пора-
2
жения, мм2
Контроль B. subtilis 26Д
ЖК 10-7М B. subtilis 26Д+ ЖК 10 7М ЖК 10-12М B. subtilis 26Д+ ЖК 10 12М
42.1±3.1 12.0±0.6 15.3±0.8
38.6±1.6
17.2±0.5
9.1±1. 1
Предобработка растений ЖК 10-12М, также как и ЖК 10-7М приводила к торможению симптомов развития болезни у инфицированных Б. nodorum растений по сравнению с контролем (табл. 1), подтверждая положительное влияние этих двух концентраций ЖК на метаболизм растений пшеницы [13]. Интересно, что при совместной
обработке растений B. subtilis 26Д+ЖК 10-12М симптомы болезни проявлялись в меньшей степени, чем у растений, обработанных только B. subtilis 26Д или только ЖК (табл. 1). Эти данные говорят о том, что именно низкая концентрация ЖК (1012 М) в комбинации с B. subtilis 26Д не давала эффекта интерференции на защитную реакцию растений.
Развитие защитных реакций, несомненно, связано с индукцией транскрипционной активности генов, кодирующих определенные защитные белки [4, 5]. При разрушении клеточной стенки патогенного гриба важную роль играют гидролитические ферменты растений Р-1.3-глюканазы (PR-2) и эндо-хитиназы (PR-3), которые часто действуют синер-гично [5, 14]. Растительные пероксидазы (PR-9) играют ключевую роль в защите растений от патогенов, принимая участие в синтезе антимикробных соединений и укреплении клеточной стенки растения путем формирования лигнина, что коррелирует с их устойчивостью [15].
Наибольшее количество транскриптов гена PR-2 наблюдалось через 72 ч после инфицирования гемибиотроным грибом S. nodorum в растениях пшеницы, обработанных ЖК (10-7М), B. subtilis 26Д и при совместном применении ЖК (1012М) с бактерией (рис. 1Б), что совпадало с повышением устойчивости растений в этих вариантах обработки. Устойчивые генотипы томатов, зараженные Alternaría solani, показали более высокую экспрессию Р-1.3-глюканаз, по сравнению с восприимчивыми генотипами [16]. На основании литературных и наших данных можно предположить, что регуляция транскрипции данного гена осуществляется как ЖК [17], так и бактерией [3, 7]. В то же время, при совместном применении ЖК (10-7М) и B. subtilis 26Д обнаружено снижение содержания транскрип-тов этого гена в течение всего эксперимента (рис. 1А, Б), что может быть одним из проявлений интерференции сигнальных путей, снижения устойчивости у таких растений.
Максимальное накопление транскриптов гена PR-3 наблюдалось через 24 ч после инфицирования в растениях предобработанных чистым штаммом B. subtilis 26Д и бактерией совместно с ЖК (10-12М), но не ЖК (10-7М), что также совпадало с повышенной устойчивостью данных растений, а в варианте с ЖК (10-7М) накопление транскриптов этого гена наблюдалось только через 72 ч после инфицирования (рис. 1В, Г). Такая более ранняя активация транскрипции генов защитных белков характерна для инфицированных растений, обработанных СРРМ [7].
Индукция экспрессии гена анионной пероксидазы Apx в растениях пшеницы инфицированных S. nodorum положительно коррелировала с устойчивостью этих растений к септориозу. Так наибольшее содержание транскриптов этого гена в наших экспериментах наблюдалось в вариантах с обработкой ЖК (10-7М), B. subtilis 26Д, ЖК (10-12М) совместно с
400
200
А
Ii i
600
400
IJ
J 200 " 0 Л
Б
I I I I
1 2
5 6
Рис. 1. Влияние жасмоновой кислоты и B. subtilis 26Д на накопление транскриптов генов, кодирующих ß-1.3-глюканазу (PR-2) (А, Б), хитиназу (PR-3) (В, Г) и анионную пероксидазу (Apx) (Д, Е) в листьях пшеницы через 24 (А, В, Д) и 72 (Б, Г, Е) часа после инифицирования S. nodorum: 1 - вода, 2 - B. subtilis, 3 - ЖК 10 7М, 4 - B. subtilis+ЖК 10-7М, 5 - ЖК 10 12М, 6 -
B. subtilis+ЖК 10 12М; I - контроль, II - инфицирование.
бактерией (рис. 1Д, Е), из чего можно предположить, что регуляция транскрипции гена анионной перок-сидазы находиться не только под контролем ЖК [18], но и бактерии рода Bacillus [1, 19]. Однако в варианте ЖК (10-7М)+бактерия наблюдалось снижение уровня транскриптов данного гена (рис. 1Д, Е), что являлось еще одним проявлением интерференции сигнальных путей и коррелировало с понижением устойчивости этих растений.
Таким образом, наши данные показывают, что как предобработка растений бактериальной суспензией B. subtilis 26Д, так и ЖК способствует активизации защитных реакций в растениях пшеницы, связанных с повышением транскрипционной активности генов PR-белков. Однако обращают на себя внимание данные, полученные при совместной обработке растений ЖК в различных концентрациях с B. subtilis 26Д, показывающие концентрационную зависимость антагонистического влияния бак-
терии и сигнальной молекулы друг на друга, как это было показано на примере СК и ЖК [20].
Работа выполена при финансовой поддержке РФФИ (грант №14-04-97079) и ФЦП (Госконтракт № 14.ВВВ.21.0063).
ЛИТЕРАТУРА
1. Bargabus R. L., Zidack N. K., Sherwood J. W., Jacobsen B. J. Characterization of systemic resistance in sugar beet elicited by a non-pathogenic, phyllosphere-colonizing Bacillus my-coides, biological control agent // Physiol. Mol. Plant Pathol. 2002. Vol. 61. P. 289-298.
2. Van Loon L. C. Plant responses to plant growth-promoting rhizobacteria // Eur. J. Plant Pathol. 2007. Vol. 119. P. 243-254.
3. Hyakumachi M., Nishimura M., Arakawa T., Asano S., Yoshida S., Tsushima S., Takahashi H. Bacillus thuringiensis suppresses bacterial wilt disease caused by Ralstonia solanacearum with systemic induction of defense-related gene expression in tomato // Microbes Environ. 2013. Vol. 28(1). P. 128-134.
4. Pieterse C. M., Leon-Reyes A., Van Ent S., Van Wees S. Networking by small-molecules hormones in plant immunity // Nat. Chem. Biol. 2009. Vol. 5. P. 308-316.
0
1
2
3
4
5
6
4
90
БИОЛОГИЯ
5. Van. Loon L., Rep M., Pieterse C. M. Significance of Inducible defense-related proteins in infected plants // Annu. Rev. Phytopathol. 2006. Vol. 44. P. 135-162.
6. Ahn I. P., Lee S., Kim M. G., Park S. R., Hwang D. Priming by rhizobacterium protects tomato plants from biotrophic and necrotrophic pathogen infections through multiple defense mechanisms // Mol Cells. 2011. Vol. 32(1). P. 7-14.
7. Ahn I. P., Lee S. W., Suh S. C. Rhizobacteria-induced priming in Arabidopsis is dependent on ethylene, jasmonic acid, and NPR1 // Mol Plant Microbe Interact. 2007. Vol. 20(7). P. 759-768.
8. Сорокань А. В., Бурханова Г. Ф., Максимов И. В. Взаимодействие салицилат- и жасмонат-индуцируемых сигнальных путей в развитии устойчивости картофеля к фитофторозу с участием гена пероксидазы М21334 // Физиол. растений. 2014. Т. 61(4). С. 522-528.
9. Бурханова Г. Ф., Яруллина Л. Г., Максимов И. В. Пути регуляции хитоолигосахаридами защитных реакций в растениях пшеницы при инфицировании Bipolaris sorokiniana // Физиология растений. 2007. Т. 54. С. 119-126.
10. Chen L., Zhang Z. Y., Liang H. X., Liu H. X., Du L. P., Xu H., Xin Z. // J. Exp. Bot. 2008. Vol. 59(15). Р. 4195-4204.
11. Giménez M. J., Pistón F., Atienza S. G. Identification of suitable reference genes for normalization of qPCR data in comparative transcriptomics analyses in the Triticeae // Planta. 2011. Vol. 233(1). P. 163-173.
12. Яруллина Л. Г., Трошина Н. Б., Черепанова Е. А., Заикина Е. А., Максимов И. В. Салициловая и жасмоновая кислоты в регуляции про-/антиоксидантного статуса пшеницы при инфицировании грибом Septoria nodorum Berk. // Прикл. биохимия и микробиология. 2011. Т. 47. №5. С. 602-608.
13. Сахабутдинова А. Р., Ласточкина О. В., Шакирова Ф. М. Влияние метилжасмоната на рост и гормональный статус
проростков пшеницы // Агрохимия. 2009. №7. С. 48-53.
14. Balasubramanian V., Vashisht D., Cletus J., Sakthivel N. Plant p-1,3-glucanases: their biological functions and transgenic expression against phytopathogenic fungi // Biotechnol Lett. 2012. Vol. 34. Р. 1983-1990.
15. Almagro L., Gomez Ros L. V., Belchi-Navarro S., Bru R., Ros Barcello A., Pedreno M. A. Class III peroxidases in plant defence reactions // J. Exp. Botany. 2009. Vol. 60. P. 377-390.
16. Salim A., Saminaidu K., Marimuthu M., Perumal Y., Rethinasamy V., Palanisami J. Defense responses in tomato landrace and wild genotypes to early blight pathogen Alternaría solani infection and accumulation of pathogenesis-related proteins // Arch. Phytopathol. Plant. Prot. 2011. Vol. 44. P. 1147-1164.
17. Seo S, Seto H, Yamakawa H, Ohashi Y. Transient accumulation of jasmonic acid during the synchronized hypersensitive cell death in Tobacco mosaic virus-infected tobacco leaves // Mol. Plant-Microbe Interact. 2001. Vol. 14. P. 261-264.
18. Kumari G. J., Reddi A. M., Naik S. T., Kumar S. G., Prasanthni J. Jasmonic acid induced changes in protein pattern, antioxida-tive enzyme activities and peroxidase isozymes in peanut seedlings // Biologia plantarum. 2006. No. 50. P. 219-226.
19. Максимов И. В., Абизгильдина Р. Р., Сорокань А. В., Бур-ханова Г. Ф. Регуляция пероксидазной активности под влиянием сигнальных молекул и Bacillus subtilis 26Д в инфицированных Phytophthora infestans растениях картофеля // Прикладная биохимия и микробиология. 2014. Т. 50(2). С. 197-202.
20. Leon-Reyes A., Spoel S. H., De Lange E., Abe H., Kobayashi M., Tsuda S., Millenaar F., Welschen R., Ritsema T., Pieterse C. M. Ethylene modulates the role of nonexpressor of pathogene-sis-related genes1 in cross talk between salicylate and jasmonate signaling // Plant Physiol. 2009. Vol. 149(4). P. 1797-1809.
Поступила в редакцию 05.12.2014 г.
ISSN 1998-4812
BecTHHK BamKHpcKoro yHHBepcureTa. 2015. T. 20. №1
91
INVOLEMENT OF ENDOPHYTIC BACTERIA BACILLUS SUBTILIS 26D AND JASMONIC ACID IN THE CONTROL OF GENES EXPRESSION OF PATHOGENESIS RELATED PROTEINS IN WHEAT PLANTS INFECTED WITH SEPTORIA NODORUM BERK
© S. V. Veselova*, G F. Burkhanova, T. V. Nuzhnaya, I. V. Maksimov
Institute of Biochemistry and Genetics, Ufa Research Centre, RAS 71 Oktyabrya Ave., 450054 Ufa, Republic of Bashkortostan, Russia.
*Email: [email protected]
We studied the effect of successive treatment with jasmonic acid (JA) and endophytic bacteria Bacillus subtilis 26D on development of disease and gene expression of PR-proteins in wheat plants infected with Septoria nodorum Berk. Treating plants with only jasmonic acid (JA) or endophytic bacteria enhanced the resistance of wheat to Septoria nodorum Berk. paralleled by an increase in the transcript level of PR-2, PR-3, PR-9 in infected plants. In the present study, we observed a decrease in resistance of infected plants treated simultaneously with JA at a concentration of 10-7 M and Bacillus subtilis 26D, while it increased in infected plants treated simultaneously with JA at a concentration of 10-12 M and Bacillus subtilis 26D. Both the increase and decrease in resistance to the pathogen was accompanied by changes in the transcript level of studied genes. We conclude that interference of defense response of wheat plants against hemibiotrophic infection under combined treatment with Bacillus subtilis 26D and JA depends on concentration of this signaling molecule.
Keywords: Triticum aestivum L., Septoria nodorum Berk., Bacillus subtilis, jasmonic acid, PR-proteins.
Published in Russian. Do not hesitate to contact us at [email protected] if you need translation of the article.
REFERENCES
1. Bargabus R. L., Zidack N. K., Sherwood J. W., Jacobsen B. J. Physiol. Mol. Plant Pathol. 2002. Vol. 61. Pp. 289-298.
2. Van Loon L. C. Eur. J. Plant Pathol. 2007. Vol. 119. Pp. 243-254.
3. Hyakumachi M., Nishimura M., Arakawa T., Asano S., Yoshida S., Tsushima S., Takahashi H. Microbes Environ. 2013. Vol. 28(1). Pp. 128-134.
4. Pieterse C. M., Leon-Reyes A., Van Ent S., Van Wees S. Nat. Chem. Biol. 2009. Vol. 5. Pp. 308-316.
5. Van. Loon L., Rep M., Pieterse C. M. Annu. Rev. Phytopathol. 2006. Vol. 44. Pp. 135-162.
6. Ahn I. P., Lee S., Kim M. G., Park S. R., Hwang D. Mol Cells. 2011. Vol. 32(1). Pp. 7-14.
7. Ahn I. P., Lee S. W., Suh S. C. Mol Plant Microbe Interact. 2007. Vol. 20(7). Pp. 759-768.
8. Sorokan' A. V, Burkhanova G. F., Maksimov I. V. Fiziol. rastenii. 2014. Vol. 61(4). Pp. 522-528.
9. Burkhanova G F., Yarullina L. G., Maksimov I. V. Fiziologiya rastenii. 2007. Vol. 54. Pp. 119-126.
10. Chen L., Zhang Z. Y, Liang H. X., Liu H. X., Du L. P., Xu H., Xin Z. J. Exp. Bot. 2008. Vol. 59(15). Pp. 4195-4204.
11. Giménez M. J., Pistón F., Atienza S. G. Planta. 2011. Vol. 233(1). Pp. 163-173.
12. Yarullina L. G., Troshina N. B., Cherepanova E. A., Zaikina E. A., Maksimov I. V Prikl. biokhimiya i mikrobiologiya. 2011. Vol. 47. No. 5. Pp. 602-608.
13. Sakhabutdinova A. R., Lastochkina O. V, Shakirova F. M. Agrokhimiya. 2009. No. 7. Pp. 48-53.
14. Balasubramanian V., Vashisht D., Cletus J., Sakthivel N. Biotechnol Lett. 2012. Vol. 34. Pp. 1983-1990.
15. Almagro L., Gomez Ros L. V. J. Exp. Botany. 2009. Vol. 60. Pp. 377-390.
16. Salim A., Saminaidu K., Marimuthu M., Perumal Y, Rethinasamy V., Palanisami J. Arch. Phytopathol. Plant. Prot. 2011. Vol. 44. Pp. 1147-1164.
17. Seo S, Seto H, Yamakawa H, Ohashi Y Mol. Plant-Microbe Interact. 2001. Vol. 14. Pp. 261-264.
18. Kumari G. J., Reddi A. M., Naik S. T., Kumar S. G., Prasanthni J. Biologia plantarum. 2006. No. 50. Pp. 219-226.
19. Maksimov I. V., Abizgil'dina R. R., Sorokan' A. V, Burkhanova G. F. Prikladnaya biokhimiya i mikrobiologiya. 2014. Vol. 50(2). Pp. 197-202.
20. Leon-Reyes A., Spoel S. H., De Lange E., Abe H., Kobayashi M., Tsuda S., Millenaar F., Welschen R., Ritsema T., Pieterse C. M. Plant Physiol. 2009. Vol. 149(4). Pp. 1797-1809.
Received 05.12.2014.
