CC BY
280
тттт
Обзоры
ОБЗОРЫ
і ■ і і і
Поверхностные маркеры, характеризующие мультипотентные мезенхимальные стромальные клетки (ММСК) костного мозга человека
А.А. Пулин, И.Н. Сабурина, B.C. Репин Лаборатория клеточной биологии и патологии развития, ГУ НИИ общей патологии и патофизиологии РАМН, Москва
Surfaces markers of human bone marrow multipotent mesecnhymal stromal cells
A.A. Pulin, I.N. Saburina, V.S. Repin
Institute of general pathology and pathophysiology RAMS, Moscow
Для идентификации клеток культуры мультипотентных мезенхимальных стромальных клеток (ММСК), выделенных из костного мозга человека, проведено большое количество исследований по определению профиля их специфичных поверхностных антигенов. Сделано несколько попыток разработки более стандартизирован-ных и точных процедур изоляции и определения характеристик ММСК, изучения их фенотипа и получения антител к их поверхностным молекулам. Каждая научная группа использует свой набор маркеров клеток при проведении экспериментов. В обзоре рассмотрены наиболее охарактеризованные и специфичные маркеры ММСК (в частности, коммерческие антитела к ним), которые можно использовать для изолирования, идентификации, определения характеристик и обогащения культуры ММСК
Ключевые слова: ММСК, поверхностные эпитопы ММСК, изолирование ММСК, идентификация ММСК.
There are a lot of research projects ongoing, devoted to identification of human bone marrow derived multipotent mesenchymal stromal cells (MMSCs) unique surface epitopes. However there are no defined antigens or their combination that would specifically characterize MMSCs. Each research group uses its own panel of antibodies to identificate and isolate these cells. Herein we review mostly described and widely used specific markers of MMSCs.
Key words: MMSCs, MMSCs surface epitopes, MMSCs isolation, MMSCs identification.
Среди негемопоэтических клеток, используемых для клеточной терапии, наибольший интерес для исследователей представляют стволовые или прогениторные клетки, выделенные из костного мозга. Изначально они были названы колониеобразующими единицами фибробластов (КОЕ-Ф) [1], позже - мезенхимальными стволовыми клетками [2], и сравнительно недавно - мультипотентными мезенхимальными стромальными клетками (ММСК) [3]. ММСК широко исследуются, поскольку их относительно легко выделить из аспирата костного мозга небольшого объема, они быстро образуют колонии [1, 4-8]. За 10 нед. культивирования происходит до 50 удвоений популяции клона, полученного из одной клетки [8]. Показана способность ММСК дифференцироваться в остеобласты, адипоциты,хондроциты [1, 4-7, 9-16], миоциты [12], астроциты, олигодендроциты и нейроны [17-20]. Благодаря вышеназванным свойствам ММСК активно применяют в клинических испытаниях, проходящих в настоящее время [21-26], хотя множество вопросов относительно получения, выращивания, феноти-пирования, судьбы клеток in vivo по-прежнему остаются нерешенными.
ММСК были описаны А.Я. Фриденштейном [1, 4], который выделил их из костного мозга за счет их способности к адгезии к поверхности лабораторного пластика. Впоследствии данный метод выделения стал использоваться большинством исследователей [27]. Клеточная популяция,
выделенная таким способом, достаточно гетерогенна. Ее клетки различаются по своим дифференцировочным и пролиферативным потенциям. Для более полной идентификации MMCK, изолированных из костного мозга человека, проведено большое количество исследований, направленных на определение профиля поверхностных антигенов клеток. Делано несколько попыток разработать более стандартизированные и точные процедуры изоляции и определения характеристик MMCK.
Известно, что MMCK не экспрессируют CD11b [маркер клеток миелопоэза), гликопорин-A [маркер клеток эритро-идной линии), CD14 [рецептор липополисахаридов), CD45 [маркер лейкоцитов). бедует отметить, что CD34 [маркер примитивных гемопоэтических клеток), в отличие от мышиных MMCK, редко экспрессируется MMCK человека. Белки CD31 [экспрессируется эндотелиальными и гемопоэтичес-кими клетками) и CD117 [маркер стволовых/прогениторных гемопоэтических клеток) практически всегда отсутствуют на поверхности MMCK [27, 28].
K настоящему времени обнаружено большое число позитивных маркеров MMCK. ^ждая научная группа использует свой набор маркеров для изоляции или очистки культуры MMCK. Без отличительного маркера исследования клеточной линии in vivo затруднительны. Ниже описаны наиболее охарактеризованные и специфичные позитивные маркеры MMCK.
Клеточная трансплантология и тканевая инженерия Том III, № 3, 2008
тттт
Первыми были открыты моноклональные антитела [IgM) к белку STRO-1. В исследованиях P.J. Simmons и B. Torok-Storb [29] показано, что этот белок экспрессировался конфлюэнтными культурами человеческих MMCK, использовавшимися в качестве фидерного слоя для гемопоэтических стволовых клеток. Также установлено, что популяция KOE-Ф, выделенная из костного мозга человека, представлена STRO-1-экспрессирующими клетками, которые дифференцировались в адипоциты, фибробласты, гладкомышечные клетки, остеобласты, хондроциты [30]. Белок не чувствителен к трипсинизации. Антитела к STRO-1 не связывались с предшественниками гемопоэтических клеток и клетками мононуклеарной фракции, выделенными из костного мозга, мононуклеарами периферической крови, лейкоцитами [29]. ^оме этого, по экспрессии STRO-1 можно разделить культуру MMCK на 2 популяции, которые различаются по хоу-мингу и способности к поддержке гемопоэтических клеток.
Тем не менее, STRO-1 не стал основным маркером MMCK по следующим причинам: не был найден аналог STRO-1 у мышиных клеток, белок экспрессируется не только MMCK и, наконец, экспрессия белка постепенно снижается при росте культуры [31]. Все вышеперечисленное ограничило использование STRO-1 для изоляции и/или идентификации MMCK на ранних пассажах. Поскольку функция STRO-1 до конца не известна, до сих пор не ясно, приводит ли снижение экспрессии белка к потере MMCK свойств, присущих стволовым клеткам.
В дальнейшем антитела к STRO-1 использовались в комбинации с другими антителами для определения и выделения MMCK [30-37]. В работе R.A. Carter и соавт. [38] показано, что CD10B [или VCAM-1) экспрессируется эндотелиальными клетками кровеносных сосудов, а также прилегающими к ним клетками, что подтверждает теорию о пе-риваскулярной локализации MMCK. Роль CD10B в клетке связана с процессами адгезии, хемотаксиса и передачей сигналов, что необходимо для выполнения MMCK их функций. Установлено, что при помощи антител к CD10B можно выделить 1,4% клеток из популяции STRO-1 позитивных MMCK. Изолированные клетки обладают большей способностью к колониеобразованию и пролиферации in vitro, отличаются высокой экспрессией STRO-1, обладают муль-типотентностью и экспрессируют теломеразу [31]. Таким образом, комбинация маркеров CD10B и STRO-1 более удобна для изоляции MMCK.
После описания STRO-1 была выявлена дополнительная серия антител к MMCK [39-42].
В исследованиях S.E. Haynesworth [39] идентифицированы три линии гибридом [SH-2, SH-3, SH-4), секретирующих антитела к поверхностным эпитопам MMCK. Антитела не реагируют с другими элементами костного мозга, включая гемопоэтические клетки. Также выявлено, что антитела реагируют с антигенами, специфичными для каждого из них, и не реагируют с клеточной поверхностью остеобластов и остеоцитов.
При детальном анализе пептидов при помощи масс-спектрометрии и секвенирования солюбилизированных мембран MMCK человека в работах F. Barry и соавт. [41, 43] определены антигены, с которыми реагировали вышеназванные антитела. SH-2 избирательно связывались с эндоглином [CD105) - рецептор TGF-pill, имеющийся у эндотелиальных клеток, синцитиотрофобласта, макрофагов и фибробластах соединительной ткани [43]. У MMCK эндоглин играет преимущественно сигнальную роль в процессах хон-дрогенной дифференцировки и участвует во взаимодействии MMCK и гемопоэтических клеток в костном мозге.
Антитела SH-3 и SH-4 связывались с экто-5’-нуклео-тидазой [CD73), имеющейся у клеток лимфоидной ткани [41].
CD73 - маркер созревания Т- и В-лимфоцитов, который играет роль в активации В-лимфоцитов и передаче сигналов в гемопоэтическом компартменте костного мозга [44]. Роль CD73 в дифференцировке MMCK и во взаимодействии стромальных компонентов к настоящему времени до конца не определена. При иммуноблоттинге в реакцию с очищенным бычьим CD73 вступали только антитела SH-4, что, возможно, связано с повреждением эпитопа SH-3 при денатурации белка. ^оме этого, оба типа антител имеют одинаковую молекулярную массу, связывание антител с поверхностью человеческих MMCK носит конкурентный характер. Все это свидетельствует о том, что антитела SH-3 и SH-4 связываются с различными эпитопами одной и той же молекулы на поверхности MMCK.
В работе H.J. Yoo [42] получены и охарактеризованы антитела YS08, YS14, YS18, которые связываются с антигенами на поверхности MMCK, отличными от ангигенов для антител SH-2, SH-3 и SH-4. MMCK, изолированные при помощи полученных антител были CD34- и CD4- негативны, а также экспрессировали CD70, CD73, CD105.
Eщe одним антигеном, широко используемым для фе-нотипирования MMCK стал CD90 или Thy-1 [дифферен-цировочный антиген Т-лимфоцитов). Изначально белок был описан как возможный маркер остеобластоподобных клеток [45]. Позднее было установлено, что CD90 экспрессируется при пролиферации клеток, но экспрессия его падает при добавлении в среду индукторов остеогенеза и начале дифференцировки - возрастании экспрессии коллагена I типа, остеонектина [27, 4B].
В работах C.J. Joyner и соавт. [47] над остеопрогенитор-ными клетками установлено, что антитела HOP-2B окрашивали недифференцированные клетки в культурах MMCK до начала выработки щелочной фосфатазы. Причем в начале культивирования HOP-2B экспрессировался клетками на низком уровне [<10%). Экспрессия белка достигала своего максимума на 3-и сут. культивирования пассажа [95%). При достижении клетками конфлюэнтного состояния количество позитивно окрашенных HOP-2B клеток значительно снижалось [на 28-е сут. количество антиген-экспрессирую-щих клеток - менее 1%). В дальнейшем было подтверждено предположение о том, что антитела HOP-2B связываются на поверхности MMCK с CDB3 - лизосомальным мембранным гликопротеином, принадлежащим к тетраспланинам или TMS4 [transmembrane 4 superfamily) [3B]. Белок CDB3 задействован в большом количестве клеточных функций, включая миграцию, адгезию [как межклеточную, так и клеток к матриксу), пролиферацию, дифференцировку и, возможно, влияет на способность клеток к образованию комплексов с интегринами [48-50]. У прикрепленных клеток комплексы интeгрин-TMS4 представляют собой особый тип адгезионной структуры и сосредоточены преимущественно на периферии клетки. Предполагается, что присутствие в комплексе TMS4 компонента модулирует сигнальную функцию, ком-партментализацию на клеточной поверхности, внутриклеточное движение и утилизацию интегрина [50]. Тем не менее, точная функция белков TMS4 до конца не изучена, а также до сих пор не найден солюбилизированный или мембранный белок, который можно рассматривать как их физиологический рецептор/лиганд.
S.P. Bruder и соавт. [40] получили антитела SB-10, селективно реагирующие с поверхностью MMCK человека. Этой же группой исследователей установлен антиген -CD1BB или ALCAM [activated leukocyte cell adhesion molecule). При выполнении проточной цитометрии показано, что CD1BB экспрессируется культурой недифференцированных MMCK. В культурах клеток, взятых от разных доноров, более 95% MMCK экспрессировали ALCAM in vitro. ^ основании
Клеточная трансплантология и тканевая инженерия Том III, № 3, 2008
■■■ I I I I I I
Ш
этого S.P. Bruder и соавт. было сделано предположение, что ММСК, культивированные в течение некоторого времени, представляют собой гомогенную популяцию. В работе K. Stewart и соавт. [36] показано, что данное предположение ошибочно, так как основано на анализе экспрессии только одного антигенного маркера.
При исследовании экспрессии молекул адгезии в первичных культурах ММСК, CD34+ нормальных гемопоэтических клеток человека и трансформированных (лейкозных) предшественников гемопоэза F. Deschaseaux и соавт. [51] обнаружили различия в экспрессии интегрина-а1 (CD49a). Белок интенсивно экспрессировался только ММСК. Способностью к колониеобразованию обладала только фракция интегрин-а1 экспрессирующих клеток. Исследование фенотипа ММСК, выделенных из фракции интегрин-а1 позитивных клеток и культивированных в течение длительного времени, показало, что они ничем не отличались от клеток первичной культуры. Отмечено раннее повышение экспрессии а4 и а2 субъединиц интегрина в культурах CD49a+ клеток с максимальной экспрессией на 10 день (26% и 51% соответственно) и постепенным снижением к 30 дню (4,5 и 12% соответственно). Исходя из полученных данных, сделано предположение о том, что а1 субъединица интегрина является маркером и клеток-предшественниц, и зрелых ММСК, а а2 и а4 субъединицы экспрессируются преимущественно незрелыми клетками.
Популяции клеток, выделенные при помощи антител к STRO-1, CD166, CD49a и НОР-26, сравнивали K. Stewart и соавт. [36]. Отмечено, что ММСК, изолированные из костного мозга разных доноров, значительно различаются по способности к пролиферации и дифференцировке, а также экспрессируют поверхностные маркеры (STRO-1, CD49a и НОР-26, но не CD166) на различном уровне. Причем выявленная зависимость не была связана с возрастом донора.
Также следует выделить следующие поверхностные эпитопы: CD10 - CALLA (common acute lymphocytic leukemia antigen), маркер ранних предшественников лимфоидной ткани человека [44], CD13 - аминопептидаза N, обнаружен на моноцитах и коммитированных предшественниках миелоидной линии [44], СD29 - интегрин-р1 [52] и CD44 - Pgp1 (phagocytic glycoprotein-1/hyaluronate receptor) [53], стойкая экспрессия которых недифференцированными ММСК костного мозга человека подтверждена в многочисленных исследованиях различными научными группами [29, 33, 35, 37, 54].
При фенотипировании ММСК кроме подбора новых антител исследователи стали использовать уже известные антитела, первоначально полученные для других типов клеток [55-58].
Сравнительно недавно обнаружены дополнительные поверхностные белки ММСК: SSEA-1 (stage specific embryonic antigen) и SSEA-4. Считалось, что данные белки являются специфичными маркерами человеческих эмбриональных стволовых клеток на ранних стадиях дробления бластоцисты.
При помощи SSEA-1 была идентифицирована, изолирована и описана малая субпопуляция примитивных прогени-торных клеток в костном мозге взрослых мышей. В работе F. Anjos-Afonso и соавт. [55] установлено, что популяция клеток, экспрессирующих эмбриональный антиген SSEA-1, может быть идентифицирована при помощи антител к SSEA-1 не только в культуре, но и непосредственно в костном мозге. Это подтверждает существование их in vivo. Также при культивировании SSEA-1 позитивных клеток отмечено, что они дают начало популяции SSEA-1- клеток, в то время как обратного явления не наблюдалось. Клетки, экспрессировавшие SSEA-1, имели большую способность к дифферен-цировке in vitro не только в механоцитарном направлении,
но и в неортодоксальные для ММСК типы клеток: астроцито-, гепатоцито- и эндотелиоподобные клетки, приобретая при этом некоторые их свойства. Кариотип клеток в то же время оставался нормальным. SSEA-1 позитивные клетки хорошо дифференцировались in vivo в мезенхимальные линии, включая гемопоэтические клетки. Таким образом, выделенная популяция SSEA-1 экспрессирующих клеток представляет собой скорее не «мезенхимальные клетки-предшественницы», а постнатальные «мезодермальные клетки-предшественницы», что указывает на возможное существование общего предшественника мезенхимальной и гемопоэтичес-кой линий. К сожалению, в настоящее время показана специфичность SSEA-1 только для ММСК мышей.
В отличие от SSEA-1 антитела к SSEA-4 позволяют выделить популяцию SSEA-4 позитивных клеток не только из ММСК мыши, но и из ММСК человека или из образца костного мозга человека [59]. Для данных клеток также показана способность к дифференцировке в адипоциты, хондроциты, остеобласты in vitro и в костную ткань in vivo. При дальнейшем изучении популяции клеток, экспрессирующих SSEA-4, установлено, что при культивировании их в бессывороточ-ной среде с добавлением bFGF на чашках Петри, покрытых желатином, уровень пролиферации увеличивается в 4-5 раз в сравнении со стандартными условиями культивирования [56]. Кроме этого, выращенные таким способом клетки усиливали экспрессию маркеров стволовых/прогениторных клеток на своей поверхности (SSEA-4, frizzled-9), усиливали экспрессию м-РНК (Oct-4, нестин), начинали экспрессию некоторых генов (Nanog-3). Показана дифференцировка клеток в адипоциты, остеобластоподобные клетки, глюкагон- и инсулин-продуцирующие панкреатоподобные клетки, а также клетки, экспрессирующие некоторые нейрональные маркеры.
Одним из последних описан белок GD2 (нейральный ган-глиозид, присутствует преимущественно у клеток нейрональной ткани) [58]. При помощи иммуноцитохимического исследования и проточной цитометрии установлено, что эпитоп экспрессируется как ММСК, выделенными из костного мозга, так и ММСК в культуре. Среди клеток костного мозга GD2 обнаружен только у ММСК. Показано, что нейральный ганглиозид участвует в адгезии клеток [60]. При культивировании ММСК в течение 8 пассажей экспрессия GD2 оставалась на прежнем уровне, то есть адгезия ММСК к пластику in vitro не приводила к изменению нормальной регуляции ганглиозида [58]. Клетки, изолированные из костного мозга при помощи антител к GD2, имели типичную для ММСК морфологию, способность адгезии к пластику, дифференцировались в остеобласты, адипоциты, хондробласты. GD2 -первый маркер ММСК, постоянно экспрессируемый всеми клетками данной популяции на высоком уровне. Иммунологическое распознавание ММСК, экспрессирующих GD2, в костном мозге может лежать в основе гемопоэтической супрессии, наблюдаемой при иммунотерапии нейробластомы антителами к GD2.
Хотя известные антитела к ММСК в настоящее время активно используются, ни один тип или комбинация антител не распознает фенотип, уникальный для ММСК, и не позволяет выделить культуру клеток, насыщенную ранними предшественниками и имеющую предсказуемый больший потенциал роста и дифференцировки, более высокую активность и обладающую максимальным терапевтическим эффектом. Кроме этого, в работах различных авторов при использовании одинаковых маркеров результаты значительно отличались [36]. Это можно объяснить использованием различных протоколов, методик или оборудования с различной чувствительностью для анализа (например, проточная цитометрия по сравнению с иммуноцитохимическими исследованиями;
Клеточная трансплантология и тканевая инженерия Том III, № 3, 2008
тттт
использование фиксированных клеток по сравнению с нативными), использованием различных клонов антител, разницей качества как донорского материала, так и культур ММСК. Поэтому на первичном этапе изоляции ММСК большинство исследователей по-прежнему используют свойство адгезии клеток к пластику.
Кроме поиска новых маркеров, экспрессирующихся исключительно ММСК, и антител к ним проводится дальнейшее изучение и описание уже известных поверхностных эпитопов. Было установлено, что на степень экспрессии маркеров оказывают сильное влияние не только состав питательной среды, но также и дополнительные факторы, такие как пространственное распределение клеток, компоненты внеклеточного матрикса, способ культивирования клеток [61]. Существует несколько методик культивирования ММСК. По одной из них, встречаемой в работах различных авторов, культивирование в конфлюэнтном состоянии является оптимальным и выгодным методом подготовки клеток к трансплантации, а также идеально подходит для большинства научных исследований на клетках in vitro. Но при этом происходит значительная потеря клеток-предшественников из-за того, что культуры ведутся с высокой плотностью [6, 8, 61-64]. Не менее важной проблемой является возрастание частоты смены набора экспрессируемых белков при данном методе ведения культуры. Другая методика культивирования - посев ММСК с низкой плотностью (50150 клеток/см2) [65]. Клетки, выращенные в таких условиях, представляют собой популяцию более ранних предшественников, из которых в дальнейшем можно получить набор субпопуляций, которые будут выполнять разные фунции in vivo после введения. В многочисленных исследованиях [6, 14, 15] показано, что такие культуры содержат как минимум 2 субпопуляции клеток, различных по морфологии: веретеновидные клетки и большие кубовидные или распластанные клетки. В последние годы в научной литературе появились сообщения о том, что только культуры клеток, культивируемые в низкой плотности, содержат третью субпопуляцию -мелкие быстро самореплицирующиеся клетки (RS-MSC) [6, 62, 65]. RS-клетки считаются наиболее ранними предшественниками в культурах ММСК, они обладают высокой репликативной активностью и способностью к дифференцировке
в нескольких направлениях [65]. Данная популяция ММСК проявляет характерные паттерны экспрессии генов, отличные от паттернов клеток конфлюэнтных культур [61 ], имеют гораздо больший потенциал к образованию моноклональных культур [65, 66] и характеризуются лучшей эффективностью при трансплантации [63]. Так, в исследовании R.H. Lee и соавт. при внутривенном введении ММСК взрослым нормальным мышам без предварительного облучения отмечали лучшее приживление RS-популяции клеток, выращенных в низкой плотности [63]. Исследователи объясняют это тем, что около 90% таких клеток находится в стадии митоза G0/G1. На примере гемопоэтических клеток показана такая же лучшая приживляемость клеток после трансплантации, если они находятся в стадии G0/G1 [67-70]. Хорошую приживаемость ММСК при трансплантации также частично объясняет экспрессия белков CXCR4 и CX3CR1, которые задействованы в гемопоэзе, кардио- и васкулогенезе, развитии нервной ткани, миграции иммунных клеток, мета-стазировании опухолей [71-73]. Доказана важная роль CXCR4 и связанных с ним рецепторов (таких как CX3R1, CXCR6, CCR1, CCR7) в движении и адгезии ММСК [74-76]. Однако данная теория требует дальнейшего изучения и подтверждения.
Таким образом, в данном обзоре мы собрали информацию только о наиболее распространенных и важных маркерах ММСК, используемых исследователями чаще всего. Сведения о маркерных молекулах, упомянутых в нашем обзоре, приведены в таблице. Существует большое количество менее известных поверхностных эпитопов, которые также могут быть использованы для изолирования, идентификации и определения характеристик ММСК. Тем не менее, до настоящего времени не обнаружен антиген, либо комбинация антигенов, которые специфически характеризуют только популяцию ММСК костного мозга человека. В связи с этим каждая научная группа использует свой набор антигенов, который считает наиболее специфичным, либо наиболее подходящим и удобным для поставленных целей. Поэтому поиск уникальных поверхностных эпитопов активно продолжается, и, по всей видимости, в ближайшее время следует ожидать появления в литературе описания новых специфичных маркеров клеток.
Поверхностные маркеры мультипотентных мезенхимальных стромальных клеток
Маркерная молекула Авторы Ссылка Функция молекулы Примечания
CD44 Miyake K., Medina K.L., Hayashi S. et al., 1990 [53] Pgp1 - фагоцитарный рецептор гликопротеина-1/гиалуроната Стойко экспрессируется недифференцированными ММСК
STRO-1 Simmons P.J., Torok-Storb B., 1991 [29] Не определена Первый относительно специфический маркер ММСК. Выявлен у человека, экспрессируется не только ММСК; уровень экспрессии падает по мере роста культуры
CD29 Wu X., Miyake K., Medina K.L. et al., 1994 [52] Интегрин-Р1 Стойко экспрессируется недифференцированными ММСК
CD166 или ALCAM Bruder S.P., Horowitz M.C., Mosca J.D., Haynesworth S.E., 1997 [40] ALCAM - молекула адгезии активированных лейкоцитов Экспрессируется недифференцированными ММСК
Клеточная трансплантология и тканевая инженерия Том III, № 3, 2008
■■■ I I I I I I
Ш
Окончание таблицы
Маркерная молекула Авторы Ссылка Функция молекулы Примечания
CD63 Joyner C.J. Bennett A., Triffitt J.T., 1997 [47] Лизосомальный мембранный гликопротеин суперсемейства тетраспланинов или ТМ^4; связывается с антителами НОР-26. Физиологический лиганд/рецептор не известен Участвует в миграции, адгезии, пролиферации, дифференцировке
CD105 или эндоглин Barry F., Boynton R., Murphy M. et al., 1999 [43] Рецептор TGF-p III; связывается с антителами SH-2 Сигнальная роль в процессах хондрогенной дифференцировки ММСК
CD90 или Thy-1 Chen X.D., Qian H.Y., Neff L. et al., 1999 [45] Дифференцировочный антиген Т-лимфоцитов Экспрессируется пролиферирующими ММСК, уровень экспрессии падает при начале остеогенной дифференцировки
CD10 Shipp M.A., Look A.T., 1999 [44] Нейральная эндопептидаза, маркер ранних предшественников лимфоидной ткани человека Стойко экспрессируется недифференцированными ММСК
CD13 Shipp M.A., Look A.T., 1999 [44] Аминопептидаза N экспрессируется моноцитами и коммитированными предшественниками миелоидной линии Стойко экспрессируется недифференцированными ММСК
CD73 или экто-5’- нуклеотидаза Barry F.P., Boynton R.E., Haynesworth S. et al., 2001 [41] Межклеточная сигнализация при лимфоцитопоэзе; связывается с антителами SH-3, SH-4 Роль у ММСК до конца не определена. SH-3 и SH-4 связываются с разными эпитопами одной и той же молекулы ММСК
SSEA-1 Anjos-Afonso F., Bonnet D., 2007 [55] Специфичный маркер человеческих эмбриональных стволовых клеток на ранних стадиях Экспрессируется только ММСК мыши
SSEA-4 Gang E.J., Bosnakovski D., Figueiredo C.A. et al., 2007 [59] Специфичный маркер человеческих эмбриональных стволовых клеток на ранних стадиях Экспрессируется ММСК мыши и человека
GD2 Martinez C., Horwitz E.M. et al., 2007 [58] Нейральный ганглиозид, экспрессируется клетками нейральных тканей В костном мозге экспрессируется только ММСК; участвует в процессах адгезии
flMTEPATyPA:
1. Friedenstein A.J., Chailakhjan R.K., Lalykina K.S. The development of fibroblast colonies in monolayer cultures of guinea-pig bone marrow and spleen cells. Cell Tissue Kinet. 1970; 3: 393-403.
2. Caplan A.I. Osteogenesis imperfecta, rehabilitation medicine, fundamental research and mesenchymal stem cells. Connect. Tissue Res. 1995; 31 Suppl: 9-14.
3. Dominici M., Le Blanc K., Mueller I. et al. Minimal criteria for defining multipotent mesenchymal stromal cells. The International Society for Cellular Therapy position statement. Cytotherapy 2006; 8: 315-7.
4. Owen M., Friedenstein A.J. Stromal stem cells: marrow-derived osteogenic precursors. Proceedings of a symposium held at the Ciba Foundation. London. Oct. 13-15, 1987. London: John Wiley & Sons. 1988; 136: 42-60.
5. Castro-Malaspina H., Gay R.E., Resnick G. et al. Characterization of human bone marrow fibroblast colony-forming cells (CFU-F) and their progeny. Blood 1980; 56: 289-301.
6. Mets T., Verdonk G. In vitro aging of human bone marrow derived stromal cells. Mech. Ageing Dev. 1981; 16: 81-9.
7. Piersma A.H., Brockbank K.G., Ploemacher R.E. et al. Characterization of fibroblastic stromal cells from murine bone marrow. Exp. Hematol. 1985; 13: 237-43.
8. Colter D., Class R., DiGirolamo C.M., Prockop D.J. Rapid expansion of recycling stem cells in cultures of plastic-adherent cells from human bone marrow. PNAS 2000; 97:3213-8.
9. Caplan A. I. Mesenchymal stem cells. J. Ortho. Res. 1991; 9(5): 641-50.
10. Clark B.R., Keating A. Biology of bone marrow stroma. Ann. N.Y. Acad. Sci. 1995; 770: 70-8.
11. Beresford N.N., Bennett J.H., Devlin C. et al. Evidence for an inverse relationship between the differentiation of adipocytic and osteogenic cells in rat marrow stromal cell cultures. J. Cell Sci. 1992; 102: 341-51.
12. Wakitani S., Saito T., Caplan A.I. Myogenic cells derived from rat bone marrow mesenchymal stem cells exposed to 5-azacytidine. Muscle Nerve. 1995; 18(12): 1417-26.
13. Pereira R.F., Halford K.W., O'Hara M.D. et al. Cultured adherent cells from marrow can serve as long-lasting precursor cells for bone, cartilage, and lung in irradiated mice. P NAS 1995; 92(11): 4857-61.
14. Kuznetsov S.A., Krebsbach P.H., Satomura K. et al. Single-colony derived strains of human marrow stromal fibroblasts form bone after transplantation in vivo. J. Bone Miner. Res. 1997; 12(9): 1335-47.
15. Bruder S.P., Jaiswal N., Haynesworth S.E. Growth kinetics, self-renewal, and the osteogenic potential of purified human mesenchymal stem cells during extensive subcultivation and following cryopreservation. J. Cell Biochem. 1997; 64(2): 278-94.
16. Prockop D.J. Marrow stromal cells as stem cells for nonhematopoietic tissues. Science 1997; 276: 711-74.
17. Azizi S.A., Stokes D.G., Augelli B.J. et al. Engraftment and migration of human bone marrow stromal cells implanted in the brains of albino rats-similarities to astrocyte grafts. PNAS 1998; 95(7): 3908-13.
Клеточная трансплантология и тканевая инженерия Том III, № 3, 2008
тттт
I ■ I
ш
18. Kopen G.C., Prockop D.J., Phinney D.G. Marrow stromal cells migrate throughout forebrain and cerebellum, and they differentiate into astrocytes after injection into neonatal mouse brains. PNAS 1999; 96(19): 10711-16.
19. Chopp M., Zhang X.H., Li Y. et al. Spinal cord injury in rat: treatment with bone marrow stromal cell transplantation. NeuroReport 2000; 11(13): 3001 -5.
20. Woodbury D., Schwarz E.J., Prockop D.J., Black I.B. Adult rat and human bone marrow stromal cells differentiate into neurons. J. Neurosci. Res. 2000; 61(4): 364-70.
21. Giordano A., Galderisi U., Marino I.R. From the laboratory bench to the patient's bedside: an update on clinical trials with mesenchymal stem cells. J. Cell Physiol. 2007; 211: 27-35.
22. Prockop D.J., Olson S.D. Clinical trials with adult stem/progenitor cells for tissue repair: let's not overlook some essential precautions. Blood 2007; 109: 3147-51.
23. Horwitz E.M., Prockop D.J., Fitzpatrick L.A. et al. Transplantability and therapeutic effects of bone marrow-derived mesenchymal cells in children with osteogenesis imperfecta. Nat. Med. 1999; 5: 309-13.
24. Horwitz E.M., Gordon P.L., Koo W.K. et al. Isolated allogeneic bone marrow-derived mesenchymal cells engraft and stimulate growth in children with osteogenesis imperfecta: Implications for cell therapy of bone. PNAS 2002; 99: 8932-7.
25. Koc O.N., Day J., Nieder M. et al. Allogeneic mesenchymal stem cell infusion for treatment of metachromatic leukodystrophy (MLD) and Hurler syndrome (MPS-IH). Bone Marrow Transplant. 2002; 30: 215-22.
26. Ringden O., Uzunel M., Rasmusson I. et al. Mesenchymal stem cells for treatment of therapy-resistant graft-versus-host disease. Transplant. 2006; 81: 1390-7.
27. Pittenger M.F., Mackay A.M., Beck S.C. et al. Multilineage potential of adult human mesenchymal stem cells. Science 1999; 284: 143-7.
28. Kolf C.M., Cho E., Tuan R.S. Biology of adult mesenchymal stem cells: regulation of niche, self-renewal and differentiation. Arthritis Research & Therapy. 2007; 9(1): 204.
29. Simmons P.J., Torok-Storb B. Identification of stromal cell precursors in human bone marrow by a novel monoclonal antibody, STRO-1. Blood 1991; 78: 55-62.
30. Dennis J.E., Carbillet J.P., Caplan A.I., Charbord P. The STRO-1 + marrow cell population is multipotential. Cells Tissues Organs 2002; 170: 73-82.
31. Gronthos S., Zannettino A.C., Hay S.J. et al. Molecular and cellular characterisation of highly purified stromal stem cells derived from human bone marrow. J. Cell Sci. 2003; 116: 1827-35.
32. Doherty M., Boot-Handford R.P., Grant M.E., Canfield A.E. Identification of genes expressed during the osteogenic differentiation of vascular pericytes in vitro. Biochem. Soc. Trans. 1998; 26(1): Suppl 4.
33. Gronthos S., Franklin D.M., Leddy H.A. et al. Characterization of surface protein expression on human adipose tissue-derived stromal cells. J. Cell. Physiol. 2001; 189: 54-63.
34. Walsh S., Jefferiss C., Stewart K. et al. Expression of the developmental markers STRO-1 and alkaline phosphatase in cultures of human marrow stromal cells: regulation by fibroblast growth factor (FGF)-2 and relationship to the expression of FGF receptors 1-4. Bone 2000; 27: 185-95.
35. Garcia-Pacheco J.M., Oliver C., Kimatrai M. et al. Human decidual stromal cells express CD34 and STRO-1 and are related to bone marrow stromal precursors. Mol. Hum. Reprod. 2001; 7: 1151-7.
36. Stewart K., Monk P., Walsh S. et al. STRO-1, HOP-26 (CD63), CD49a and SB-10 (CD166) as markers of primitive human marrow stromal cells and their more differentiated progeny: a comparative investigation in vitro. Cell Tissue Res. 2003; 313: 281-90.
37. Jones E.A., English A., Kinsey S.E. et al. Optimization of a flow cytometry-based protocol for detection and phenotypic characterization of multipotent mesenchymal stromal cells from human bone marrow. Cytometry B Clin. Cytom. 2006; 70(6): 391-9.
38. Carter R.A., Wicks I.P. Vascular cell adhesion molecule 1 (CD106): a multifaceted regulator of joint inflammation. Arthritis Rheum. 2001; 44: 985-94.
39. Haynesworth S.E., Baber M.A., Caplan A.I. Cell surface antigens on human marrow-derived mesenchymal cells are detected by monoclonal antibodies. Bone 1992; 13: 69-80.
40. Bruder S.P., Horowitz M.C., Mosca J.D., Haynesworth S.E. Monoclonal antibodies reactive with human osteogenic cell surface antigens. Bone 1997; 21: 225-35.
41. Barry F., Boynton R., Murphy M. et al. The SH-3 and SH-4 antibodies recognize distinct epitopes on CD73 from human mesenchymal stem cells. Biochem. Biophys. Res. Commun. 2001; 289: 519-24.
42. Yoo H.J., Yoon S.S., Park S. et al. Production and characterization of monoclonal antibodies to mesenchymal stem cells derived from human bone marrow. Hybridoma (Larchmt.) 2005; 24: 92-7.
43. Barry F.P., Boynton R.E., Haynesworth S. et al. The monoclonal antibody SH-2, raised against human mesenchymal stem cells, recognizes an epitope on endoglin (CD105). Biochem. Biophys. Res. Com. 1999; 265(1): 134-9.
44. Shipp M.A., Look A.T. Hematopoietic differentiation antigens that are membrane-associated enzymes: cutting is the key! Blood 1993; 82(4): 1052-
70.
45. Chen X.D., Qian H.Y., Neff L. et al. Thy-1 antigen expression by cells in the osteoblast lineage. J. Bone Miner. Res. 1999; 14: 362-75.
46. Wiesmann A., Bbhring H.J., Mentrup C., Wiesmann H.P. Decreased CD90 expression in human mesenchymal stem cells by applying mechanical stimulation. Head & Face Medicine 2006; 2: 8.
47. Joyner C.J., Bennett A., Triffitt J.T. Identification and enrichment of human
osteoprogenitor cells by using differentiation stage-specific monoclonal antibodies. Bone 1997; 21(1): 1-6.
48. Smith D.A., Monk P.A., Partridge L.J. Antibodies against human CD63 activate transfected rat basophilic leukemia (RBL-2H3) cells. Mol. Immunol. 1995; 32: 1339-44.
49. McCullough B., Peppa D., Monk P.N. et al. A role for CD63 in signal transduction. Immunol. 1996; 89 Suppl 1: OM114.
50. Berditchevski F. Complexes of tetraspanins with integrins: more than meets the eye. J. Cell Sci. 2001; 114:4143-4151.
51. Deschaseaux F., Charbord P. Human marrow stromal precursors are alpha 1 integrin subunit-positive. J. Cell Physiol. 2000; 184(3): 319-25.
52. Wu X., Miyake K., Medina K.L. et al. Recognition of murine integrin beta 1 by a rat anti-stromal cell monoclonal antibody. Hybridoma 1994; 13(5): 409-16.
53. Miyake K., Medina K.L., Hayashi S. et al. Monoclonal antibodies to Pgp-1/CD44 block lympho-hemopoiesis in long-term bone marrow cultures. J. Exp. Med. 1990; 171(2): 477-88.
54. Goodwin H.S., Bicknese A.R., Chien S.N. et al. Multilineage differentiation activity by cells isolated from umbilical cord blood: expression of bone, fat, and neural markers. Biol. Blood Marrow Transplant. 2001; 7(11): 581-8.
55. Anjos-Afonso F., Bonnet D. Nonhematopoietic/endothelial SSEA-1 + cells define the most primitive progenitors in the adult murine bone marrow mesenchymal compartment. Blood 2007; 109: 1298-306.
56. Battula V.L., Bareiss P.M., Treml S. et al. Human placenta and bone marrow derived MSC cultured in serum-free, b-FGF-containing medium express cell surface frizzled-9 and SSEA-4 and give rise to multilineage differentiation. Different. 2007; 75: 279-91.
57. Buhring H.J., Battula V.L., Treml S. et al. Novel markers for the prospective isolation of human MSC. Ann. N. Y. Acad. Sci. 2007; 1106: 262-71.
58. Martinez C., Hofmann T.J., Marino R. et al. Human bone marrow mesenchymal stromal cells express the neural ganglioside GD2: a novel surface marker for the identification of MSCs. Blood 2007; 109: 4245-8.
59. Gang E.J., Bosnakovski D., Figueiredo C.A. et al. SSEA-4 identifies mesenchymal stem cells from bone marrow. Blood 2007; 109(4): 1743-1751.
60. Jabbar A.A., Kazarian T., Hakobyan N., Valentino L.A. Gangliosides promote platelet adhesion and facilitate neuroblastoma cell adhesion under dynamic conditions simulating blood flow. Pediatr. Blood Cancer 2006; 46: 292-9.
61. Gregory C.A., Ylostalo J., Prockop D.J. Adult bone marrow stem/progenitor cells (MSCs) are preconditioned by microenvironmental «niches» in culture: a two-stage hypothesis for regulation of MSC fate. Sci. STKE. 2005; 2005 (294): pe37.
62. DiGirolamo C.M., Stokes D., Colter D. et al. Propagation and senescence of human marrow stromal cells in culture: a simple colony-forming assay identifies samples with the greatest potential to propagate and differentiate. Br. J. Haematol. 1999; 107: 275-81.
63. Lee R.H., Hsu S.C., Munoz J. et al. A subset of human rapidly self-renewing marrow stromal cells preferentially engraft in mice. Blood. 2006; 107: 2153-61.
64. Sekiya I., Larson B.L., Smith J.R. et al. Expansion of human adult stem cells from bone marrow stroma: conditions that maximize the yields of early progenitors and evaluate their quality. Stem Cells 2002; 20: 530-41.
65. Colter D.C., Sekiya I., Prockop D.J. Identification of a subpopulation of rapidly self-renewing and multipotential adult stem cells in colonies of human marrow stromal cells. PNAS 2001; 98: 7841-5.
66. Smith J.R., Pochampally R., Perry A. et al. Isolation of a highly clonogenic and multipotential subfraction of adult stem cells from bone marrow stroma. Stem Cells 2004; 22: 823-31.
67. Orschell-Traycoff C.M., Hiatt K., Dagher R.N. et al. Homing and engraftment potential of Sca-1(+)lin(-) cells fractionated on the basis of adhesion molecule expression and position in cell cycle. Blood 2000; 96: 1380-7.
68. Szilvassy S.J., Meyerrose T.E., Grimes B. Effects of cell cycle activation on the short-term engraftment properties of ex vivo expanded murine hematopoietic cells. Blood 2000; 95: 2829-37.
69. Glimm H., Eisterer W., Lee K. et al. Previously undetected human hematopoietic cell populations with short-term repopulating activity selectively engraft NOD/SCID-beta2 microglobulin-null mice. J. Clin. Invest. 2001; 107: 199-206.
70. Gothot A., van der Loo J.C., Clapp D.W., Srour E.F. Cell cycle-related changes in repopulating capacity of human mobilized peripheral blood CD34(+) cells in non-obese diabetic/severe combined immune- deficient mice. Blood 1998; 92: 2641-9.
71. Gazitt Y. Homing and mobilization of hematopoietic stem cells and hematopoietic cancer cells are mirror image processes, utilizing similar signaling pathways and occurring concurrently: circulating cancer cells constitute an ideal target for concurrent treatment with chemotherapy and antilineage-specific antibodies. Leukemia 2004; 18: 1-10.
72. Juarez J., Bendall L., Bradstock K. Chemokines and their receptors as therapeutic targets: the role of the SDF-1/CXCR4 axis. Curr. Pharm. Des. 2004; 10: 1245-59.
73. Urbich C., Dimmeler S. Endothelial progenitor cells: characterization and role in vascular biology. Circ. Res. 2004; 95: 343-53.
74. Ji J.F., He B.P., Dheen S.T., Tay S.S. Interactions of chemokines and chemokine receptors mediate the migration of mesenchymal stem cells to the impaired site in the brain after hypoglossal nerve injury. Stem Cells 2004; 22: 415-27.
75. Kucia M., Ratajczak J., Ratajczak M.Z. Bone marrow as a source of circulating CXCR4+ tissue-committed stem cells. Biol. Cell. 2005; 97: 133-46.
76. Sordi V., Malosio M.L., Marchesi F. et al. Bone marrow mesenchymal stem cells express a restricted set of functionally active chemokine receptors capable of promoting migration to pancreatic islets. Blood 2005; 106: 419-27.
Поступила 16.06.2008
Клеточная трансплантология и тканевая инженерия Том III, № 3, 2008
