CC BY
619
ОБЗОРЫ
Мезенхимальные стволовые клетки из различных тканей человека: биологические свойства, оценка качества и безопасности для клинического применения
Н.К. Шахпазян 1, Т.А. Астрелина 12, М.В. Яковлева 1
1 Банк стволовых клеток Департамента Здравоохранения г. Москвы, Москва
2 Федеральный научно-клинический центр детской гематологии, онкологии и иммунологии Росздрава, Москва
Mesenchymalstem cells from various human tissues: biological properties, assessment of quality and safetyfor clinical use
N.R. Shachpazyan 1, T.A. Astrelina 12, M.V. Yakovleva 1
1 Stem Cell Bank, Moscow
2 Research Centre of Pediatric Hematology, Oncology and Immunology, Moscow
Развивающимся направлением клеточной медицины является использование уникальных свойств прогенитор-ных клеток, обладающих высокой биологической активностью и потенциалом дифференцировки. Мультипотентные мезенхимные стромальные клетки (ММСК) являются по-липотентными клетками, обладающими рядом важных для клинического применения свойств. Применение ММСК, культивированных «ex vivo», открывает вопрос об оценке качества и безопасности культуры для клинического применения. Целью настоящего обзора являлась разработка программы культивирования и исследования значимых свойств человеческих ММСК для клинического применения. Приведена характеристика этапов оценки качества и безопасности ММСК, включая культивирование клеток «ex vivo», оценку иммунофенотипа, ростовых, иммуномодулирующих, регенеративных и прогениторных свойств, оценку генетической и микробиологической безопасности. Проведена оценка «in vitro» тестов для определения качества и безопасности ММСК. Подчёркивается, что выраженность свойств каждого отдельного образца различна и зависит от источника и условий культивирования клеток.
Ключевые слова: мультипотентные мезенхимные
стромальные клетки, биологические свойства, качество, биологическая безопасность.
Developing direction cellular medicine is the use of the unique properties of progenitor cells with high biological activity and potential for differentiation. Multipotent mesenchymal stromal cells (MMSC) are pluripotent stem cells, has several important properties for clinical use. The use of MMSC cultured «ex vivo» opens the question about the quality and safety culture for clinical use. The purpose of this review was to develop a program of cultivation and study of important properties of samples of human MMSC for clinical application. The review shows the characteristic phases of assessing the quality and safety of MMSC, including the cultivation of cells «ex vivo», immunological assessment, growth, immunomodulatory, and regenerative properties of the progenitor, an assessment of genetic and microbiological safety. Analyzed the assessment the quality and safety of MMSC «in vitro» tests. It is shown that the severity of the properties of each samples different and depends on the source and culture conditions MMSC.
Key words: multipotent mesenchymal stromal cells, biological properties, quality, biological safety.
Внедрение клеточных технологий в клиническую практику является актуальной задачей современной медицины. Использование уникальных свойств прогениторных клеток, обладающих высокой биологической активностью и потенциалом дифференцировки является развивающимся направлением клеточной медицины. В настоящее время считается, что теория стволовой клетки, выдвинутая в начале прошлого века
А.А. Максимовым в отношении клеток-пред-шественниц гемопоэза, в полной мере оправдалась в виде открытия этих и других полипотентных стволовых клеток. Один из типов полипотентных клеток — мультипотентные мезенхимные стромальные клетки (ММСК) — был открыт в 70-х гг. прошлого
e-mail: [email protected]
века [1]. В многочисленных экспериментальных исследованиях доказана их способность к остеогенной, хондрогенной и адипогенной дифференцировке, что к настоящему времени является одним из облигатных критериев ММСК. Кроме того, по ряду данных, они способны к дифференцировке в кардиомиоциты, клетки скелетной, мышечной и нервной тканей [2].
Остаётся открытым вопрос об оценке качества и безопасности ММСК, культивируемых для клинического применения. Очевидно, что каждый образец ММСК, который будет применён для лечения, должен быть оценен с позиции наличия у клеток необходимых в данной клинической ситуации полезных биологических свойств и безопасности для пациента.
Известно, что различные образцы ММСК, даже выделенные из близких по происхождению тканей, могут обладать разным потенциалом для клинического применения [3]. Становится очевидным, что при культивировании ММСК «ex vivo» необходимо проведение ряда исследований, касающихся оценки свойств полученных клеток. Во-первых, нужно оценить безопасность образцов ММСК. Во-вторых, подтвердить, что полученные в ходе культивирования клетки действительно относятся к ММСК. В-третьих, провести оценку терапевтического потенциала полученных клеток с позиции регенеративных, иммуномодулирующих свойств и способности создавать микроокружение для клеток, входящих в гемопоэти-ческий ряд (рис.).
• Выбор источника для выделения МСК
• Условия культивирования
• Экспансия ММСК с соблюдением норм GMP
• Иммунофенотипирование полученных ММСК
• Оценка пролиферативного потенциала полученных клеток:
- культуральные методы
- цитохимические методы определения старения клеток
- молекулярно-генетические методы (теломеры, теломераза)
• Оценка способности ММСК к дифференцировке:
- способность к дифференцировке в культуре
- экспрессия генов, участвующих в дифференцировке
• Оценка взаимодействия ММСК с другими клетками
(иммуномодулирующее воздействие, создание микроокружения для гемпоэтических клеток, трофическое, ангиопоэтическое, антиапоптотическое действие)
- контактное взаимодействие (определение культуральными методами)
- паракринный эффект (оценка экспрессии различных цитокинов)
• Оценка генетической стабильности и туморогенного потенциала ММСК:
- кариологическое исследование (обнаружение геномных и хромосомных аберраций)
- молекулярно-генетическое исследование (обнаружение мутаций генов-онкогенов и опухолевых супрессоров)
• Микробиологическая безопасность:
- бактериологическое исследование
- вирусологическое исследование
Этапы оценки качества и безопасности ММСК
Целью настоящего обзора литературы являлось определение основных этапов исследований индивидуальных значимых свойств образцов человеческих ММСК в процессе культивирования для клинического применения.
Источники получения ММСК
Доступные для клинического применения тканевые источники ММСК принято делить на взрослые и неонатальные [4]. К первым относят костный мозг (КМ) [5], периферическую кровь [6], жировую ткань
Экспансия ММСК «ex vivo»
► ............ i
Оценка чистоты полученной
культуры
культуры
Оценка биологических свойств и безопасности полученных ММСК «in vitro»
[7], также имеются сообщения об экспансии ММСК из лёгочной ткани и сердца [8, 9], фактически ММСК выделяются из всех источников, имеющих соединительнотканный компонент, порой эти источники весьма экзотичны [10].
К неонатальным источникам ММСК относят пуповинную кровь, амниотическую жидкость, плаценту, плодные оболочки, пупочный канатик, Вартонов студень [4].
Существенным преимуществом неонатальных тканей является их доступность, относительно неинвазивное получение. Кроме того, предполагается, что ММСК из неонатальных тканей могут обладать дополнительными свойствами по сравнению с ММСК взрослых тканевых источников такими, как большие пролиферативный потенциал, продолжительность жизни и дифференцировочные потенции [11, 12].
Например, ММСК из плаценты человека (ММСКпл) имеют больший пролиферативный потенциал и способность к приживлению, по сравнению с костномозговыми «аналогами» (ММСКкм) [13—15]. Следует отметить, что плацента состоит из клеток матери и плода, следовательно, требуется индивидуальная оценка функций каждого образца клеток.
Правило, согласно которому пролиферативный потенциал ММСК обратно пропорционален возрасту донора клеток, особенно актуально для взрослых тканевых источников [16]. То есть предпочтение в случае необходимости использования аллогенных ММСК следует отдавать материалу, полученному от молодых людей.
Очевидно, что эксплантация источников ММСК взрослого организма (костный мозг, жировая ткань) требуют инвазивного вмешательства, чреватого осложнениями. Неонатальные же источники ММСК могут быть получены без какого-либо значимого вмешательства в процесс родов.
Таким образом, контроль качества материала для экспансии ММСК должен включать комплекс медицинских, этических и правовых мероприятий, связанных с забором материала для экспансии, особенно связанного с инвазивными процедурами. Важен возраст донора в случае культивирования ММСК из взрослых тканей, в случае забора плацентарной ткани требуется оценка доли клеток фетального происхождения и доли материнских ММСК.
Условия культивирования ММСК
Впервые процесс культивирования ММСК на примере популяции костномозгового происхождения описал А.Я. Фриденштейн [1]. Классический метод культивирования ММСК заключается в инкубировании адгезионной культуры клеток в MEM средах с добавлением эмбриональной телячьей сыворотки (ЭТС).
Содержание ЭТС в среде для культивирования ММСК варьирует у разных исследователей от 2 до 20%. При этом выявлено, что процентное содержание сыворотки в среде влияет на иммуномодулирующие свойства полученных клеток [15].
В качестве альтернативы ЭТС предлагают использовать человеческую сыворотку, тромбин-активированный человеческий тромбоцитарный релизат и человеческий тромболизат [17, 18]. По данным нескольких авторов, человеческий тромбо-лизат, лишённый ксеногенности, по сравнению с
ЭТС, обладает лучшими ростовыми характеристиками [17, 19-21].
Тем не менее, как ЭТС, так и тромболизат являются компонентами биологического происхождения, точный состав которых не поддаётся стандартизации. Состав ЭТС и тромболизата, а следовательно, их ростовые характеристики, меняются от серии к серии и, как следствие, изменяются условия культивирования ММСК [21].
Отмечено, что физиологические условия для ММСК включают существенно сниженное по сравнению с внешней средой содержание кислорода (1-7%). Предполагается, что культивирование ММСК в условиях гипоксии приводит к активации HIF-1-зависимых механизмов, влияющих на рост и дифференцировку клеток. Гипоксия также вызывает увеличение экспрессии факторов адгезии и миграции ММСК [22], приводит к повышению проангио-генного потенциала за счёт увеличения экспрессии сосудистого эндотелиального фактора роста (VEGF), что важно для применения ММСК в лечении пациентов с сердечно-сосудистыми заболеваниями [23]. Имеются также данные, что культивирование в условиях гипоксии способно поддерживать хорошее качество культур ММСК, полученных из материала доноров возрастом вплоть до 58 лет [24].
Таким образом, различные условия культивирования ММСК существенно влияют на их свойства. Следовательно, изменяя условия культивирования образцов ММСК можно добиться улучшения их клинически значимых характеристик.
Оценка «чистоты» полученной
культуры ММСК
При экспансии in vitro происходит элиминация клеток, неспособных к адгезии к поверхности культурального пластика, что в итоге приводит к отчистке культуры от большинства посторонних клеток [25]. Считается, что чистая культура ММСК может быть получена на 2-3 пассаже [26]. Это особенно актуально для быстрорастущих культур из неонатальных тканей, требующих подтверждения принадлежности популяции клеток к ММСК. Для этих целей используются иммунофенотипирование и определение способности к основным направлениям дифференцировки — хондро-, адипо- и остеогенной [27].
При изучении свойств ММСК было обнаружено большое количество поверхностных кластеров диф-ференцировки, экспрессируемых клетками. Если взять все описанные для ММСК маркеры, использующиеся для идентификации или селекции ММСК, то их число превысит несколько десятков. Данные по экспрессии поверхностных маркеров ММСК представлены в таблице.
По данным разных авторов, существуют отличия в иммунофенотипе ММСК, выделенных из разных источников и при разных условиях культивирования. Например, CD271 экспрессируется на поверхности ММСКкм, и не определяется у ММСКпл [52], различаются данные по продукции STRO-1 [49, 51], сильно варьируют данные по экспрессии CD105 и особенно CD106 в зависимости от источника ММСК [53, 51].
В целях стандартизации, Международным обществом по клеточной терапии (International Society for Cellular Therapy) были предложены минимальные критерии идентификации человеческих ММСК:
адгезия к поверхности культурального пластика, экспрессия Сй105; Сй73 и Сй90 в сочетании с отсутствием Сй45/Сй34, Сй14 или Сй11Ь, Сй79а или Сй19/|-^А-йП, а также способность к дифференци-ровке в трех ортодоксальных направлениях — остео-, хондро- и адипогенном [52].
Иммунофенотип ММСК
Экспрессируются ММСК Не экспрессируются ММСК
CD9 (DRAP-27 MRP-1) [28] CD10 (neprilysin) [29] CD13 (Aminopeptidase N, APN) [29, 30] CD29 (Integrin pi chain) [31] CD44 (Hyaluronan receptor) [32] CD49 (Integrin a 1-6 chain) [28] CD54 (ICAM-1) [28] CD58 (Lymphocyte function-associated antigen 3, LFA-3) [28] CD59 (Protectin) [33] CD61 (Integrin p3 chain) [28] CD62L (L-selectin) [28] CD63 (granulophysin) [34] CD71 (Transferrin receptor) [28] CD73 (Ecto-5'-nucleotidase) [35] CD90 (Thy-1) [36] CD102 (ICAM-2) [28] CD104 (Integrin p4 chain) [28] CD105 (Endoglin) [37, 38] CD106 (VCAM-1) [28] CD109 (E123 7D1) [30] CDw119 (IFNyR): Рецептор [28] CD120a (TNFRI) [28] CD120b (TNFRII) [28] CD121a (type 1 IL-1R) [28] CD123 (IL-3RA) [28] CD124 (IL-4R) [28] CD126 (IL-6R) [28] CD127 (IL-7Ra) [28] CD140 (PDGF-R) [30] CD146 (S-endo, MUC18) [39] CD164 (MUC-24) [30] CD166 (ALCAM) [40] CD172a (SIRPA) [30] CD200 (OX2) [41] CD271 (LNGFR) [42] STR0-1 [43] SSEA-4 [44] GD2 [45] Calponin [46] Desmin [46] HLA I [4] Nestin [47] Vimentin [47] SSEA4 [48] CD11b (ITGAM) [49-50] CD14 (моноцитарный антиген) [49-51] CD19 (В4) [49-50] CD31 (PECAM-1) [49-50] CD34 (фактор клеточной адгезии) [49-51] CD45 (PTPRC) [49-51] CD79a (immunoglobulin-associated alpha) [49, 50] CD133 (PROM1) [49, 50] CD144 (VE-cadherin) [49, 50] HLA-DR [49, 50]
Оценка способности ММСК к дифференцировке
Способность ММСК к адипогенной, хондроген-ной и остеогенной дифференцировке не вызывает сомнений и, как уже было указано ранее, является неотъемлемым признаком ММСК [52, 54]. Диффе-ренцировочный потенциал может быть определен
при культивировании клеток в специальных условиях, с последующим выявлением специфических для того или иного направления дифференцировки изменений (морфологических, цитохимических, имму-нологическихи генетических).
Остеогенная дифференцировка ММСК предполагает способность данных клеток «развиваться» в остеобласты, что определяет перспективы применения ММСК для обеспечения репаративной регенерации костной ткани [55], в том числе для лечения несовершенного остеогенеза [56]. Для индукции остеогенной дифференцировки ММСК в культуральную среду добавляют дексаметазон, аскорбиновую кислоту и р-глицерофосфат [26]. Дифференцировка ММСК в остеобласты подтверждается экспрессией щелочной фосфатазы, наличием внеклеточных преципитатов солей кальция [57].
Показано, что остеогенный потенциал ММСК, полученных из разных тканевых источников, отличается. В частности, показаны более выраженные остеогенные свойства ММСК пуповины, по сравнению с ММСКкм [58]. В целом, отмечается, что способность к дифференцировке напрямую зависит от уровня пролиферативной активности клеток [55, 58].
Исследование P. Janickietal et al. (2011) показало, что ММСКкм разных доноров обладают различным остеогенным потенциалом [55]. Оценка остеогенных потенций осуществлялась методом определения щелочной фосфатазы в клеточном лизате культуры ММСК на 7, 14 и 21 день остеогенной индукции. Выявлена прямая связь уровня щелочной фосфата-зы клеточного лизата со способностью формировать кость in vivo. Было показано, что способность ММСК к остеогенной дифференцировке характеризуется высокой экспрессией генов CDC20, Runx2, ростом уровня трансформирующего фактора роста-p (TGFp), интерлейкина 11 (ИЛ11) и низкой экспрессией гена HIST2H2AA3 [55. 59. 60].
Хондрогенная дифференцировка ММСК открывает перспективы клинического применения клеток с целью восстановления хрящевой ткани, прежде всего суставных хрящей. Хондрогенную дифференцировку ММСК индуцируют in vitro, добавляя в культуральную среду основной фактор роста фибробластов (bFGF) и TGFp3 [57] или костный морфогенетический белок-2 (BMP-2) [61]. Процессы хондрогенеза in vitro могут быть подтверждены окрашиванием Сафранином О или алцианом синим [62], определением глюкозо-аминогликанов — основного компонента аморфного вещества хрящевого межклеточного матрикса [63].
Мониторинг хондрогенеза в культуре проводится по уровню экспрессии генов: агрекана (Aggrecan), фактора транскрипции Sox9 и коллагена второго типа (Col2a1) [61, 61] методами количественной ПЦР или иммуногистохимией. Следует учитывать, что хондрогенная дифференцировка сопровождается экспрессией HLA-DR [64].
В качестве критерия оценки хондрогенного потенциала ММСК может быть использовано определение специфических микро РНК (miR-140) и уровня экспрессии регулируемых mRNA генов Sox9 и Col2a1 [62].
Кардиомиогенная дифференцировка ММСК открывает перспективы использования клеток в регенеративной терапии сердечно-сосудистых заболеваний [65]. По результатам последних экспериментальноклинических данных, положительный эффект ММСК
на течение сердечно-сосудистых заболеваний связан с их паракринным действием - продукцией цитокинов и регуляторных miRNA, способствующих устойчивости кардиомиоцитов к гипоксии и апоптозу [66, 67].
Дифференцировка ММСК в кардиомиоци-ты in vitro достигается путём обработки культуры 5-азоцитидином. Морфологическим критерием прошедшей дифференцировки является наличие в культуре спонтанно сокращающихся «валиков» кардиоми-оцитов. Клетки экспрессируют гены GATA4, Nkx2,5, коннексин 43, тропонины T и I, кардиотрофин I [68]. Была выявлена экспрессия клетками предсердного и мозгового натрий-уритического пептидов (ANP и BNP) [68].
Нейроноподобная дифференцировка ММСК представляет интерес для лечения нейродегенеративных заболеваний и реабилитации больных с острыми и хроническими нарушениями кровообращения головного мозга [69, 70].
Дифференцировка ММСК в нейроноподобные клетки достигается путём культивирования с эпидермальным фактором роста (EGF), фактором роста ге-патоцитов (HGF), VEGF. Другим набором индукторов для нейроноподобной дифференцировки является смесь бутилат гидроксианизола (BHA), хлорида калия, вальпроевой кислоты, форсколина, гидрокортизона и инсулина [71]. Следует отметить, что существует мнение о том, что ММСК проходят только глиальную дифференцировку, что может отражать их роль в эмбриогенезе как предшественников глиальных клеток [72].
Морфологически нейроноподобные клетки, полученные из ММСК, выглядят как пирамидальные клетки с отростками [71]. Биохимическими маркерами нейроноподобных клеток являются: нейрон-специфическая енолаза (NSE), кислый протеин глиальных фирилл (GFAP), микротубулярные белки 2 (Map2), галактоцереброзид (Gal C), астроцит-специфический белок S100-p [71, 73]. Маркерами ранней нейроноподобной дифференцировки является экспрессия генов GFAP, NSE, Map2, NF-M, GAP-43, Gal C [71, 74].
Способность к нейроноподобной дифференци-ровке несколько отличается у ММСК, выделенных из разных тканевых источников. Отмечено, что при дифференцировке ММСКкм и ММСК пуповины экспрессируют ранние нейронные маркеры (нестин, musashi12 и A2B5) и дофамин-специфические маркеры (тирозингидроксилаза (TH) и белки связанные с ядерными рецепторами-1 (Nurr1)), но отличаются по продукции зрелых нейрональных белков ф-тубулин III и Map2ab) [74].
Печеночноклеточная дифференцировка ММСК. Обнаружено, что ММСК как неонатальные, так и полученные из взрослых источников способны дифференцироваться в гепатоцит-подобные клетки [75]. Исследуется возможность использования ММСК для гистотипического восстановления ткани печени [76, 77]. Существуют данные, что ММСК за счёт паракринного эффекта улучшают трофику гепатоци-тов и снижают уровень апоптоза [78]. In vitro ММСК дифференцируются в гепатоцитоподобные клетки при обработке HGF, онкостатином М, никотинами-дом, bFGF, трансферрином [79].
Признаками печеночноклеточной дифференци-ровки ММСК являются: продукция альбумина, накопление гликогена, секреция мочевины, поглощение
липопротеинов низкой плотности и индуцируемая фенобарбиталом активность цитохрома p450 [79, 80]. Также наблюдается экспрессия цитокератинов 19 и 20 (CK19, CK20), тубулина, мРНК генов FEM1B, PSMC2, дисульфид-изомеразы А3 (DPIA3) и GAPDH [79].
Дифференцировка в клетки островков поджелудочной железы. Способность дифференцироваться в клетки островков поджелудочной железы [81, 82] открывает перспективы использования ММСК в лечении пациентов с сахарным диабетом. Впрочем, возможен терапевтический эффект от трансплантации ММСК при аутоиммунном диабете I типа вследствие их иммуномодулирующих свойств [83].
Были описаны методы получения инсулин-продуцирующих клеток (ИПК) из ММСК в специальной индуцирующей среде, содержащей высокий уровень глюкозы (25 ммоль/л), никотинамид, активин А, Р-целлюлин [84]. ИПК были получены из ММСК разных источников: как взрослых [81, 82], так и неонатальных [85, 86] тканей человека.
ИПК идентифицируются по экспрессии следующих генов: инсулин I и II, GLUT2, глюкозокиназа, островковый амилоидный полипептид (isletamyloid-polypeptide), нестин, pancreaticduodenalhomoeobox 1 (PDX1), Pax6, а также по способности синтезировать С-пептид и инсулин [84].
Проведённые пилотные клинические исследования терапии сахарного диабета II типа показали, что трансплантация ММСК при данной патологии -«простой, безопасный и эффективный терапевтический метод» [87].
Таким образом, оценка дифференцировочного потенциала ММСК проводится в двух направлениях:
1) качественное, цель которого подтвердить способность данной культуры к дифференцировке;
2) количественное, с целью оценить клиническую ценность данного конкретного образца.
Однако, терапевтический эффект клеток проявляется, зачастую, за счёт обеспечения и улучшения выживаемости клеток реципиента, то есть благодаря паракринному действию ММСК, а не их непосредственной дифференцировкой в целевой тип клеток. Следует учитывать, что по мере дифференциров-ки аллогенные ММСК становятся иммуногенными и, в случае несовместимости по HLA, отторгаются [88, 89].
Определение пролиферативного потенциала
ММСК и старения клеток в культуре
Как уже упоминалось, образцы ММСК, полученные из разных источников, а также от разных доноров отличаются по пролиферативной активности [11—14, 16, 90], которая тесно связана со старением клеток в культуре и, как следствие, старением и апоптозом in vivo. Выявлено, что старение ММСК in vivo коррелирует со старением клеток in vitro [91], что подтверждает более высокий пролиферативный потенциал неонатальных ММСК по сравнению с клетками взрослых доноров.
Пролиферативную активность клеток можно определить по культуральным свойствам. Метод определения максимально возможного количества пассажей плохо воспроизводим, так как в различных лабораториях варьируют условия культивирования [92, 93]. Более точными являются методы определения кратности прироста клеток в процессе
экспансии, метод определения скорости удвоения популяции клеток [18, 94]. Также достаточно точным является метод определения колониеобразующей активности ММСК [95].
Отмечено, что ММСКкм на поздних пассажах экспрессируют на своей поверхности рецептор к леп-тину (CD295) [96], который принято считать маркером старения клеток. Уровень пролиферации может определяться количественно МТТ тестом, основанным на способности клеток восстанавливать 3-(4,5-диметилтиазол-2-ил)-2,5-дифенил-2Н-тетразола бромид (МТТ) с изменением интенсивности окраски [97]. Применяется и метод определения активности ассоциированной со старением р-галактозидазы (SA-p-gal) [98].
Показано, что в процессе культивирования ММСК с каждым следующим пассажем проявляются постепенно нарастающие изменения глобального профиля экспрессии генов. Этот вывод был сделан W. Wagner с соавт. (2008), которые проанализировали глобальный профиль экспрессии генов культуры ММСКкм от 2 до 11 пассажа [91]. При старении ММСК отмечается увеличение экспрессии таких генов, как PARG1, CDKN2B, andp16ink4a и снижение экспрессии MCM3, PTN, Bmi-1 [94, 99-101].
Важную роль для оценки пролиферативного потенциала и старения клеток придают определению длины теломер и активности теломеразы [102— 104]. Отмечается, что уровень теломеразы взрослых ММСК низкий, однако скорость укорочения те-ломер ниже, чем у специализированных клеток, таки как хондроциты [105].
Стоит отметить, что обычно при нормальном старении наблюдается обратная тенденция изменения экспрессии таких генов, как с-Myc, p16, p53 и тело-меразы по сравнению с туморогенным перерождением ММСК [95].
Взаимодействие ММСК
с другими клетками
Важнейшим свойством ММСК, которое является основой большинства случаев их клинического применения, является способность взаимодействовать с другими клетками как in vitro, так и in vivo. Взаимодействие с другими клетками реализуется как за счет непосредственных клеточных контактов, так и посредством продукции паракринных факторов.
Виды взаимодействия ММСК с другими клетками организма, определяющие клинический эффект, можно подразделить на:
— взаимодействие ММСК с клетками иммунной системы (иммуномодулирующий и противовоспалительный эффект);
— взаимодействие с клетками повреждённых тканей (трофический и антиапоптотический эффект);
— стимуляция ангиогенеза (улучшение васкуляри-зации тканей);
— формирование стромы для гемопоэтических предшественников (обеспечение гемопоэза).
Взаимодействие с клетками иммунной системы. Известно, что ММСК могут модулировать активность иммунокомпетентных клеток in vitro. Это касается ингибирующего эффекта ММСК на Т-клеточную пролиферацию и дифференцировку дендритных клеток, которые считаются ключевыми звеньями активации аутоиммунных заболеваний и реакции трансплантант против хозяина (РТПХ) [83].
В связи с тем, что ММСК не экспрессируют антигены MHC II, было высказано предположение об их «иммунной привилегированности» [ї06]. Однако было выяснено, что данное свойство клеток является нестабильным, теряется при дифференцировке клеток [ВВ, ВО].
В настоящее время принято считать, что алло-генные ММСК не являются иммунопривилегирован-ными клетками и принцип их действия на иммунную систему организма описывается как «дотронулся и ушёл» («touch and go») [їОУ]. Влияние ММСК на иммунную систему достигается как непосредственным контактом с иммунокомпетентными клетками, что может быть оценено in vitro при совместном культивировании, так и посредством паракринной функции с выделением цитокинов.
ММСК дозозависимо снижают Т-клеточную пролиферацию (СD8 и CD4 клетки — как клетки памяти, так и наивные) [їОВ] как контактно, так и с помощью растворимых факторов — TGFp, проста-гландина ЕЭ (PGES), индоламин Э,3-дезоксигеназы (IDO), HGF, ИЛїО, HLA-G, NO [їОО, їїО]. Кроме того, ММСК индуцируют пролиферацию CD8+/CD25+/ foxp+/Treg клеток [їїї]. Отмечено, что одним из механизмов иммуносупрессии Т-лимфоцитов ММСКкм и ММСКпл является экспрессия генов B7H4 и PDL] [їїг].
ММСК снижают пролиферацию и цитотоксиче-скую активность NK клеток контактным способом, а также с помощью факторов PGES, TGFp, IDO и путём снижения продукции интерферона-у (IF-y) [ВЗ].
ММСК снижают уровень пролиферации и дифференцировки B-клеток, останавливая их клеточный цикл, модулируют продукцию антител, хемокинов CXCR4/CXCL12, CXCRS/CXCL^ за счёт действия растворимых факторов [їїЗ].
Цитокины, выделяемые ММСК — ИЛ6, PGES, макрофагальный колоние-стимулирующий фактор (M-CSF) — ингибируют дифференцировку и созревание дендритных клеток (главным образом DCI типа) из моноцитов [її4-її6], что приводит к снижению экспрессии ими клеточных маркеров CDUc, CD83, синтеза TNF a, IF-y, ИЛїЗ и остановке клеточного цикла на стадии G^/G,,.
В последнее время важную роль придают активации разных типов TLR — рецепторов ММСК, позволяющих разделить популяцию клеток на два типа по иммуномодулирующей активности: ММСК-ї — провоспалительные; МСК-З — иммуносупрессивные [їїУ], что в совокупности позволяет определить общий эффект ММСК на иммунную систему термином «иммуномодулирующий».
Взаимодействие ММСК с клетками повреждённых тканей. В настоящее время считается, что регенераторный потенциал ММСК в большей части обусловлен их способностью к протекторному и трофическому действию на ткани в области повреждения [їїВ— їЗО]. Под протекторным и трофическим действием ММСК мы объединили такие эффекты, обусловленные гуморальным и контактным взаимодействием с другими клетками, как стимуляция ангиогенеза [їЗО], снижение уровня апоптоза клеток повреждённой ткани и трофическое действие на клетки [їЗї].
Известно, что положительный эффект воздействия ММСК на дегенеративные заболевания нервной системы объясняют экспрессией нейротрофиче-ских факторов, таких как b-NGF, NT-З, NT-4, BDNF
нейрорегулин-ї, а также IGF-ї и VEGF [їВЗ, їВ4]. Известно, что ММСК экспрессируют большое количество цитокинов (М-КСФ, ИЛ6, ИЛїї, ИЛ^, SCF, VEGF и др.) [їЗЗ], причём их экспрессия увеличивается при культивировании в условиях гипоксии [їЗЗ]. При использовании таких методов, как количественное определение уровня цитокинов в среде с ММСК, а также стимуляция in vitro макрофагов и эндотелиальных клеток было показано, что пара-кринная функция ММСК выше, чем у фибробластов кожи [їЗЗ]. Отмечаются некоторые отличия в экспрессии цитокинов ММСК из различных источников, таких как продукция SDF-ї ММСКкм и экспрессия sICAM-ї ММСКпл Иг4].
В силу многофункциональности, интерлейкины также принимают участие в ангиогенезе и регуляции метаболизма клеток. Отмечается экспрессия ММСК таких факторов роста, как TGF-p, VEGF, HGF, b-NGF, FGF, IGF [^S]. Все эти факторы являются анаболическими стимуляторами клеток и проангиогенными факторами, а с ростом сосудов микроциркуляторно-го русла восстанавливается снабжение кислородом и питательными веществами повреждённых тканей. Кроме того, протективный механизм действия ММСК заключается в активации циклоксигеназы-З (COX-З). Интерлейкины ИЛ6 и ИЛВ также обладают проангиогенными свойствами [їЗб].
Формирование стромы для гемопоэтических предшественников и обеспечение гемопоэза. Очевидно, что одним из основных свойств ММСК является формирование стромального микроокружения красного костного мозга. Выявлено, что ММСК ускоряют и улучшают приживление трансплантированных ГСК. Действие ММСК реализуется через экспрессию цитокинов, регулирующих хоуминг, приживление (SDFD, пролиферацию и дифференцировку ГСК (ГМ-КСФ, Г-КСФ, SCF, ИЛ6, EPOM^, їЗУ]. Поддержка кроветворения ММСК подтверждается также при совместном культивировании ММСК и ГСК [їЗВ].
Оценка генетической стабильности ММСК
Экспансия ММСК для получения дозы клеток, достаточной для клинического применения, проводится ex vivo, то есть в нефизиологических условиях. В связи с этим, весьма обоснованным является мнение, что в процессе культивирования может возникнуть генетическая нестабильность и мутации ММСК. Это предположение подтверждают результаты исследования генетической нестабильности мышиных и крысиных ММСК в культуре [їО, 95], в меньшей степени при исследовании человеческих ММСК с аналогичными выводами — культура клеток в результате длительного пассирования может приобрести туморогенный потенциал [^S, їЗО]. Однако результаты других исследований свидетльствуют о том, что ММСК из разных источников — как взрослых, так и фетальных — редко трансформируются в потенциально опасные клетки [О4, їЗО]. В связи с этим, важнейшей задачей является контроль генетической стабильности культивируемых ex vivo ММСК.
Одним из методов, который позволяет выявить клетки с нестабильным геномом, является карио-типирование. Однако кариотипирование не может выявить дуплекации или делеции небольших участков хромосом [їЗї]. По данным C.L. Louise с соавт. (ЗОїї), существенными являются нарушения в їЗ хромосоме, касающиеся локусов, в которых распо-
ложены гены, ассоциированные с полипотентностью (NANOG и NANOGP1), и в 20 хромосоме — гены-онкосупрессоры (BCL-2-L1) [132]. Однако авторы сделали вывод, что нарушения выражены в основном микроаберрациями, которые нельзя выявить с помощью обычных кариологических методов.
Другой метод тестирования стабильности генома ММСК — сравнительная геномная гибридизация (array comparative genomic hybridization (CGH)). Он более чувствителен, однако не способен выявить сбалансированные транслокации или минорные мутации [131].
Ряд авторов указывают, что одним из механизмов трансформации ММСК является нарушение функционирования генов-регуляторов клеточного цикла, таких как p14(Arf), p16INK4A, p21, p53, CDK-1, CDK-2, CDK-6, c-Myc, HGMA2, INK4A и RB [95, 129, 133].
Исследование уровня теломеразы (hTERT) и длины теломер также может помочь выявить трансформацию ММСК [134]. Исследование, проведенное
B.G. Jeon c соавт. (2011) показало, что ММСК в сравнении с опухолевыми клетками линий MDA-MB-231, U-87 MG и MCF-7 обладают большей длиной теломер, однако теломеразная активность опухолевых клеток достоверно выше [135].
А.С. Григорян с соавт. (2009) отмечают, что единичные культуры ММСКкм при стандартных условиях культивирования подвержены трансформации даже на ранних пассажах [130]. Этот феномен встречается примерно в одной из двухсот культур ММСКкм здоровых доноров. На 2—3 пассажах меняются морфологические характеристики клеток: они увеличиваются в размерах, становятся более отростчатыми, в ядрах выявляется 1—2 крупных ядрышка. Часть клеток, напротив, округляется, открепляется от культурального пластика и переходит в суспензию, где продолжает активно делиться. С каждым пассажем меняется иммунофенотип клеток — снижается экспрессия CD90 от 100% на первых пассажах до 10—15% к десятому пассажу. При анализе кариоти-па данных клеток было обнаружено, что от 5 до 23% клеток в культуре несут множественные количественные и структурные хромосомные аберрации. Q. Li с соавт. (2010) также отмечают снижение экспрессии CD90 культурой ММСКкм, трансформированных с помощью химического канцерогена, по сравнению с нормальными клетками [136].
Актуальность контроля туморогенного потенциала донорских ММСК подтверждает гипотеза о том, что генетические аберрации на ранних стадиях дифферен-цировки ММСКкм в связи с транслокациями участков хромосом могут давать начало злокачественным опухолям как костей, так и мягких тканей [136]. Существуют данные о том, что ММСКкм могут вести себя, как опухолевые стволовые клетки некоторых сарком [137-139], а in vitro способны давать начало как саркомам [129, 140], так и карциномам [141, 142].
Говоря о гипотезе происхождения сарком из ММСК, стоит упомянуть, что саркомы по типам генетических изменений делятся на две группы: первая группа характеризуется точечными мутациями и транслокациями [143], что сопровождает начало канцерогенеза, ко второй группе относят саркомы с выраженной кариологической нестабильностью и множеством грубых поломок генома [144].
Сообщается, что саркома Юинга, как и другие представители группы периферических примитив-
ных нейроэктодермальных опухолей (PPNT), может происходить из ММСКкм, что связывается со способностью ММСК к дифференцировке в глиальные клетки M4S]. В случае глиальной дифференцировки ММСК экспрессируют ряд нейрон-специфических маркеров, что также характерно для саркомы Юинга и других PPNT. В эксперименте на мышах установлено, что экспрессия EWS-FLI-ї гибридного белка, связанного с 85% случаев семейной саркомы Юинга, способна преобразовывать в саркома-подобные опухоли ММСКкм [ї46].
Некоторые исследователи приводят данные о том, что ММСК являются опухолевыми стволовыми клетками для остеосарком [ї4О], то же можно сказать о лейомиосаркоме [ї4У], генез которой связывают с инактивацией гена Pten. Получены экспериментальные данные о перерождении эмбриональных фибро-бластов в липосаркому у трансгенных мышей [ї4В].
Имеются данные о происхождении опухоли Вильмса из ММСК почечной ткани вследствие мутации гена CTNNB1 и активации Wnt-сигнального пути [ї4О]. Исследование показало, что большинство клеточных линий опухоли Вильмса обладали стабильным кариотипом по крайней мере до SS пассажа, а также сопровождались потерей гетерозигот-ности хромосомы Up из-за митотической рекомбинации їїрїї [ї4О].
Исходя из данных литературы, можно сделать вывод, что оценка генетической стабильности ММСК является неотъемлемой частью системы контроля качества культивируемых ex vivo клеток. Однако литературные источники говорят, что большинство нарушений, выявляемых в трансформированных ММСК, проявляются на генном уровне и лишь в ходе опухолевой прогрессии начинают проявляться грубые поломки генома.
Следует добавить, что исследования генетической стабильности ММСК важны не только для реципиента ММСК, но и для донора. Вероятно, наличие генетических поломок в культуре ММСК является неблагоприятным прогностическим признаком в плане возможного возникновения онкологических заболеваний у донора в будущем.
Микробиологическая безопасность
культуры ММСК
Не нуждается в комментариях то, что ММСК, полученные для клинического применения, должны быть безопасны в плане отсутствия контаминации микрофлорой. Бактериологическая безопасность образцов ММСК достигается путём соблюдения ряда правил и норм асептики и антисептики, касающихся всего процесса экспансии ММСК — от забора материала до выдачи готовой к применению культуры. Более интересным и неисследованным является вопрос о вирусологической безопасности ММСК, так как возможен перенос вирусов как вне клеток вследствие загрязнения материала, полученного от донора — носителя вируса, так и внутри самих ММСК при наличии тропизма вируса к клеткам.
Исследование D. Gibellini с соавт. (ЗОїї), подтвержденном другими исследователями, позволяет предположить, что вирус иммунодефицита человека ї типа способен внедряться в геном ММСК и, таким образом, клетки могут быть резервуаром ВИЧ [^О, їбї].
Исследования не подтвердили способность вируса гепатита B инфицировать ММСК, даже после
печёночно-клеточной дифференцировки MSS, ^З], однако отмечается, что ММСКкм больных гепатитом B обладают пониженной пролиферативной активностью, к тому же изначально контаминированный вирусом материал может быть источником заражения после экспансии ММСК.
Было показано, что ММСК могут являться резервуаром для парвовируса B19, способного заражать ГСК MS4, ^S]. Исследователи подчёркивают необходимость тестировать ММСК на парвовирус B^ MS4]. Также ММСК экспрессируют на своей поверхности CD46 — рецептор к вирусу герпеса б типа, что делает возможным заражение ММСК вирусами герпеса б и У типов MSS]. Возможно заражение ММСК вирусом варицелла зостер, цитомегаловирусом и вирусом простого герпеса ї типа MSS, ^7].
Существуют опасения, что благодаря иммуносу-прессивным эффектам, ММСК могут подавлять механизмы антимикробной резистентности, повышая тем самым риск инфицирования MS7]. Однако, по последним данным, этот эффект не характерен для ММСК человека, более того, человеческие клетки, благодаря экспрессии индоламин З,З-диоксигеназы и цитокинов, стимулируют противомикробные механизмы защиты организма [^В].
Из приведённых данных следует вывод, что вирусологическое исследование образца ММСК должно включать как обследование самого донора, так и тестирование культуры ММСК на наличие в ней генома вирусов, тропных к ММСК.
Заключение
Таким образом, на основании анализа данных литературы можно привести основные этапы исследования клинически значимых свойств образцов ММСК. Контроль качества ММСК можно разделить на:
1. Общий контроль качества — безопасность полученных клеток и их общебиологических свойств, включающий:
а) оценку микробиологической безопасности:
— бактериологическое исследование среды, в которой культивировались клетки;
— серологическое исследование донорской сыворотки на антитела и антигены ВИЧ, гемотрансмис-сивных гепатитов, парвовируса, цитомегаловируса, ВПГї и герпеса б типа;
— ПЦР исследование МСК с целью выявления вирусов: парвовирус, цитомегаловирус, ВПГ ї, герпес б типа;
б) иммунофенотипирование полученных ММСК — иммунологический минимум для подтверждения принадлежности к ММСК: определение экспрессии CD105, CD73 и CD90 в сочетании с отсутствием экспрессии CD4S, CD34; CDM или CDUb; CD79a или CD19 и HLA-DR;
в) оценка пролиферативных свойств и темпа старения ММСК в культуре — определение кумуля-
ЛИТЕРАТУРА:
ї. Friedenstein A.J., Petrakova K.V., Kurolesova A.I. et al. Heterotypic transplants of bone marrow: analysis of precursor cells for osteogenic and hematopoietic tissues. Transplant. їОбВ; б: гЗО-47.
З. Rastegar F., Shenaq D., Huang J. et al. Mesenchymal stem cells: Molecular characteristics and clinical applications. World J. Stem Cells гОїО; г(4): б7—ВО.
З. Secco M., Moreira Y.B., Zucconi E. et al. Gene expression profile of mesenchymal stem cells from paired umbilical cord units: cord is different from blood. Stem Cell Rev. ЗООО; St4): ЗВ7—4Ої.
тивного времени удвоения популяции, определение относительного количества КОЕ-Ф, МТТ-тест, качественная или количественная оценка активности ассоциированной со старением р-галактозидазы, оценка длины теломер;
г) качественная оценка способности к дифферен-цировке в остеогенном, хондрогенном и адипогенном направлении — с целью подтверждения принадлежности культуры к ММСК — культивирование в соответствующих дифференцировочных средах.
2. Специальный контроль качества — набор лабораторных тестов (в зависимости от поставленной конкретной клинической задачи):
а) оценка генетической стабильности включает:
— кариотипирование, выявление транслокаций и делеций участков 12, 20 и других хромосом, сравнительная геномная гибридизация (CGH);
— определение экспрессии генов p14, c-Myc, p21, p53, CDK-1, CDK-2, CDK-6, c-Myc, HGMA2, INK4A и RB;
— определение длины теломер и активности тело-меразы;
б) количественная оценка способности к остеогенной и хондрогенной дифференцировке — с целью оценки активности образца ММСК в перспективе дальнейшего приживления in vivo и замещения дефектов целевых тканей. Остеогенная дифференци-ровка может быть определена по экспрессии генов CDC20, HIST2H2AA3, Runx2, ИЛ11, количественной оценке уровня щелочной фосфатазы, глюкозоами-ногликанов. Хондрогенная дифференцировка может быть оценена по экспрессии генов агрекана Aggrecan, Sox9, Col2a1, можно дополнительно определять уровень miR-140;
в) оценка иммуномодулирующих свойств ММСК — способность подавлять в культуре пролиферацию NK клеток и Т-лимфоцитов, уровень экспрессии цитокинов TGFp, ИЛ6, ИЛ10, ИЛ12, TNF-a, простагландина Е2, индоламин 2,3-дезоксигеназы, HGF;
г) оценка поддержки ГСК — определение уровня цитокинов SDF1, ГМ-КСФ, Г-КСФ, SCF, ИЛ6, EPO;
д) оценка паракринной функции — определение уровня цитокинов b-NGF, NT-3, NT-4, BDNF нейрорегулин-1, IGF-1, VEGF, М-КСФ, ИЛ6, ИЛ11, ИЛ 15, SCF, SDF-1 ,sICAM-1, TGF-b, HGF, FGFIGF, имеющих помимо всего прочего нейротрофическое, ангиогенное и противоапоптотическое действие;
е) проведение HLA-типирования в случае, если клинический эффект предполагает приживление и дифференцировку аллогенных ММСК.
Указанный перечень, сформулированный нами на основе анализа значительного объема экспериментально-клинических данных, является обобщенным — для каждой конкретной ситуации, в зависимости от цели клинического применения культуры ММСК из приведенного списка должны быть выполнены отдельные, наиболее значимые пункты.
4. Hass R., Kasper C., Bohm S. et al Different populations and sources of human mesenchymal stem cells tMSC): A comparison of adult and neonatal tissue-derived MSC. Cell Commun. Signal. 2011; 9: 12.
5. Friedenstein A.J., Gorskaja J.F., Kulagina N.N. Fibroblast precursors in normal and irradiated mouse hematopoietic organs. Exp. Hematol. 1976; 4: 267-74.
6. Cao C., Dong Y. Study on culture and in vitro osteogenesis of blood-derived human mesenchymal stem cells. Zhon. Xiu Fu Chong Jian Wai Ke Za Zhi. 2005; 19: 642-7.
7. Fraser J.K., Wulur I., Alfonso Z. et al. Fat tissue: an underappreciated source of stem cells for biotechnology. Trends Biotechnol. 2006; 24: 150-4.
8. Griffiths M.J., Bonnet D., Janes S.M. Stem cells of the alveolar epithelium. Lancet 2005; 366: 249-60.
9. Beltrami A.P., Barlucchi L., Torella D. et al. Adult cardiac stem cells are multipotent and support myocardial regeneration. Cell 2003, 114: 763-76.
10. Josse C., Schoemans R., Niessen N.A. et al. Systematic chromosomal aberrations found in murine bone marrow-derived mesenchymal stem cells. Stem Cells Dev. 2010; 19(8): 1167-73.
11. Semenov O.V., Koestenbauer S., Riegel M. et al. Multipotent mesenchymal stem cells from human placenta: critical parameters for isolation and maintenance of stemness after isolation. Am. J. Obstet. Gynecol. 2010; 202(2): 193.
12. Fong C.Y., Subramanian A., Biswas A. et al. Derivation efficiency, cell proliferation, freeze-thaw survival, stem-cell properties and differentiation of human Wharton's jelly stem cells. Reprod. Biomed. Online. 2010; 21(3): 391-401.
13. In 't Anker P.S., Scherjon S.A., Keur C.K. et al. Isolation of mesenchymal stem cells of fetal or maternal origin from human placenta. Stem Cells 2004; 22: 1338-45.
14. Brooke G., Tong H., Levesque J.P. et al. Molecular trafficking mechanisms of multipotent mesenchymal stem cells derived from human bone marrow and placenta. Stem Cells Dev. 2008; 17: 929-40.
15. Saka Y., Furuhashi K., Katsuno T. et al. Adipose-derived stromal cells cultured in a low-serum medium, but not bone marrow-derived stromal cells, impede xenoantibody production. Xenotransplantation 2011; 18(3): 196-208.
16. Wagner W., Bork S., Horn P. et al. Aging and replicative senescence have related effects on human stem and progenitor cells. PLoS One 2009; 4(6): e5846.
17. Xia W., Li H., Wang Z. et al. Human platelet lysate supports ex vivo expansion and enhances osteogenic differentiation of human bone marrow-derived mesenchymal stem cells. Cell Biol. Int. 2011; 35(6): 639-43.
18. Bieback K., Hecker A., Kocaomer A. et al. Human alternatives to fetal bovine serum for the expansion of mesenchymal stromal cells from bone marrow. Stem Cells 2009; 27(9): 2331-41.
19. Jenhani F., Durand V., Ben Azouna N. et al. Human cytokine expression profile in various conditioned media for in vitro expansion bone marrow and umbilical cord blood immunophenotyped mesenchymal stem cells. Transplant. Proc. 2011; 43(2): 639-43.
20. Castegnaro S., Chieregato K., Maddalena M. et al. Effect of platelet lysate on the functional and molecular characteristics of mesenchymal stem cells isolated from adipose tissue. Curr. Stem Cell Res. Ther. 2011; 6(2): 105-14.
21. Horn P., Bokermann G., Cholewa D. et al. Impact of individual platelet lysates on isolation and growth of human mesenchymal stromal cells. Cytotherapy 2010; 12(7): 888-98.
22. Liu H., Xue W., Ge G. et al. Hypoxic preconditioning advances CXCR4 and CXCR7 expression by activating HIF-1a in MSCs. Biochem. Biophys. Res. Commun. 2010; 401(4): 509-15.
23. Rasmussen J.G., Frobert O., Pilgaard L. et al. Prolonged hypoxic culture and trypsinization increase the pro-angiogenic potential of human adipose tissue-derived stem cells. Cytotherapy 2011; 13(3): 318-28.
24. Lund T.C., Kobs A., Blazar B.R. et al. Mesenchymal stromal cells from donors varying widely in age are of equal cellular fitness after in vitro expansion under hypoxic conditions. Cytotherapy 2010; 12(8): 971-81.
25. Tondreau T., Lagneaux L., Dejeneffe M. et al. Isolation of BM mesenchymal stem cells by plastic adhesion or negative selection: phenotype, proliferation kinetics and differentiation potential. Cytotherapy 2004; 6(4): 372-9.
26. Kern S., Eichler H., Stoeve J. et al.Comparative analysis of mesenchymal stem cells from bone marrow, umbilical cord blood, or adipose tissue. Stem Cells 2006; 24(5): 1294-301.
27. Mitchell J.B., McIntosh K., Zvonic S. et al. Immunophenotype of human adipose-derived cells: temporal changes in stromal-associated and stem cell-associated markers. Stem Cells 2006; 24(2): 376-85.
28. Pittenger M.F., Mackay A.M., Beck S.C. et al. Multilineage potential of adult human mesenchymal stem cells. Science 1999; 284: 143-7.
29. Shipp M.A., Look A.T. Hematopoietic differentiation antigens that are membrane-associated enzymes: cutting is the key! Blood 1993; 82(4): 1052-70.
30. Vogel W., Grunebach F., Messam C.A. et al. Heterogeneity among human bone marrow-derived mesenchymal stem cells and neural progenitor cells. Haematologica 2003; 88: 126-33.
31. Wu X., Miyake K., Medina K.L. et al. Recognition of murine integrin beta 1 by a rat anti-stromal cell monoclonal antibody. Hybridoma 1994; 13(5): 409-16.
32. Miyake K., Medina K.L., Hayashi S. et al. Monoclonal antibodies to Pgp-1/CD44 block lympho-hemopoiesis in long-term bone marrow cultures. J. Exp. Med. 1990; 171(2): 477-88.
33. Zhou D.H., Huang S.L., Wu Y.F. et al. The expansion and biological characteristics of human mesenchymal stem cells. Zhon. Er Ke Za Zhi. 2003; 41(8): 607-10.
34. Joyner C.J., Bennett A., Triffitt J.T. Identification and enrichment of human osteoprogenitor cells by using differentiation stage-specific monoclonal antibodies. Bone 1997; 21(1): 1-6.
35. Barry F., Boynton R., Murphy M. et al. The SH-3 and SH-4 antibodies recognize distinct epitopes on CD73 from human mesenchymal stem cells. Biochem. Biophys. Res. Commun. 2001; 289: 519-24.
36. Chen X.D., Qian H.Y., Neff L. et al. Thy-1 antigen expression by cells in the osteoblast lineage. J. Bone Miner. Res. 1999; 14: 362-75.
37. Haynesworth S.E., Baber M.A., Caplan A.I. Cell surface antigens on human marrow-derived mesenchymal cells are detected by monoclonal antibodies. Bone 1992; 13: 69-80.
38. Barry F.P., Boynton R.E., Haynesworth S. et al. The monoclonal antibody SH-2, raised against human mesenchymal stem cells, recognizes an epitope on endoglin (CD105). Biochem. Biophys. Res. Com. 1999; 265(1): 134-9.
39. Verfaillie C.M. In. Hoffman R., Strauss M. et al. Hematology -basic principles and practice. Anatomy and physiology of hematopoiesis. 3rd. Philadelphia: Churchill-Livingstone, 2000.
40. Bruder S.P., Horowitz M.C., Mosca J.D. et al. Monoclonal antibodies reactive with human osteogenic cell surface antigens. Bone 1997; 21: 225-35.
41. Delorme B., Ringe J., Gallay N. et al. Specific plasma membrane protein phenotype of culture-amplified and native human bone marrow mesenchymal stem cells. Blood 2008; 111: 2631-5.
42. Tran T.C., Kimura K., Nagano M. et al. Identification of human placenta-derived mesenchymal stem cells involved in re-endothelialization. J. Cell. Physiol. 2011; 226(1): 224-35.
43. Simmons P.J., Torok-Storb B. Identification of stromal cell precursors in human bone marrow by a novel monoclonal antibody, STRO-1. Blood 1991; 78: 55-62.
44. Gang E.J., Bosnakovski D., Figueiredo C.A. et al. SSEA-4 identifies mesenchymal stem cells from bone marrow. Blood 2007; 109(4): 1743-51.
45. Martinez C., Hofmann T.J., Marino R. et al. Human bone marrow mesenchymal stromal cells express the neural ganglioside GD2: a novel surface marker for the identification of MSCs. Blood 2007; 109: 4245-8.
46. Hegner B., Weber M., Dragun D. et al. Differential regulation of smooth muscle markers in human bone marrow-derived mesenchymal stem cells. J. Hypertens. 2005; 23: 1191-202.
47. Aleksandrova M.A., Sukhikh G.T., Chailakhyan R.K. et al. Comparative analysis of differentiation and behavior of human neural and mesenchymal stem cells in vitro and in vivo. Bull. Exp. Biol. Med. 2006; 141: 152-60.
48. Gang E.J., Bosnakovski D., Figueiredo C.A. et al. SSEA-4 identifies mesenchymal stem cells from bone marrow. Blood 2007. 109: 1743-51.
49. Schaffler A., Buchler C. Concise review: adipose tissue-derived stromal cells-basic and clinical implications for novel cell-based therapies. Stem Cells 2007; 25: 818-27.
50. Zuk P.A., Zhu M., Ashjian P. et al. Human adipose tissue is a source of multipotent stem cells. Mol. Biol. Cell. 2002; 13: 4279-95.
51. De Ugarte D.A., Alfonso Z., Zuk P.A. et al. Differential expression of stem cell mobilizationassociated molecules on multilineage cells from adipose tissue and bone marrow. Immunol. Lett. 2003; 89: 267-70.
52. Dominici M., Le Blanc K., Mueller I. et al. Minimal criteria for defining multipotent mesenchymal stromal cells. The International Society for Cellular Therapy position statement. Cytotherapy 2006; 8(4): 315-7.
53. Kern S., Eichler H., Stoeve J. et al. Comparative analysis of mesenchymal stem cells from bone marrow, umbilical cord blood, or adipose tissue. Stem Cells 2006; 24(5): 1294-301.
54. Jiang Y., Jahagirdar B.N., Reinhardt R.L. et al. Pluripotency of mesenchymal stem cells derived from adult marrow. Nature 2002; 418: 41-9.
55. Janicki P., Boeuf S., Steck E. et al. Prediction of in vivo bone forming potency of bone marrow-derived human mesenchymal stem cells. Eur. Cell Mater. 2011; 21: 488-507.
56. Horwitz E.M., Gordon P.L., Koo W.K. et al. Isolated allogeneic bone marrow-derived mesenchymal cells engraft and stimulate growth in children with osteogenesis imperfecta: Implications for cell therapy of bone. PNAS 2002; 99: 8932
57. Sarraf C.E., Otto W.R., Eastwood M. In vitro mesenchymal stem cell differentiation after mechanical stimulation. Cell Prolif. 2011; 44(1): 99-108.
58. Baksh D., Yao R., Tuan R.S. Comparison of proliferative and multilineage differentiation potential of human mesenchymal stem cells derived from umbilical cord and bone marrow. Stem Cells 2007; 25(6): 1384-92.
59. Fujita T., Azuma Y., Fukuyama R. et al. Runx2 induces osteoblast and chondrocyte differentiation and enhances their migration by coupling with PI3K-Akt signaling. Cell Biol. 2004; 166: 85—95.
60. Enomoto H., Furuichi T., Zanma A. et al. Runx2 deficiency in chondrocytes causes adipogenic changes in vitro. Cell Sci. 2004; 117: 417—25.
61. Ronziere M.C., Perrier E., Mallein-Gerin F. et al. Chondrogenic potential of bone marrow- and adipose tissue-derived adult human mesenchymal stem cells. Biomed. Mater Eng. 2010; 20(3): 145—58.
62. Miyaki S., Nakasa T., Otsuki S. et al. MicroRNA-140 is expressed in differentiated human articular chondrocytes and modulates interleukin-1 responses. Arthritis Rheum. 2009; 60(9): 2723—30.
63. Giovannini S., Diaz-Romero J., Aigner T. et al. Micromass co-culture of human articular chondrocytes and human bone marrow mesenchymal stem cells to investigate stable neocartilage tissue formation in vitro. Eur. Cell Mater. 2010; 20: 245—59.
64. Technau A., Froelich K., Hagen R. et al. Adipose tissue-derived
stem cells show both immunogenic and immunosuppressive properties after chondrogenic differentiation. Cytotherapy 2011; 13(3):
310—7.
65. Соколова И.Б., Павличенко Н.Н. Механизмы воздействия экзогенных мезенхимальных стволовых клеток на ишемизированную ткань при сердечно-сосудистых заболеваниях. Цитология 2010; 52(11): 911—7.
66. Chen T.S., Lai R.C., Lee M.M. et al. Mesenchymal stem cell secretes microparticles enriched in pre-microRNAs. Nucleic Acids Res. 2010; 38(1): 215—24.
67. Li Q., Turdi S., Thomas D.P. et al. Intra-myocardial delivery of mesenchymal stem cells ameliorates left ventricular and cardiomyocyte contractile dysfunction following myocardial infarction. Toxicol. Lett. 2010; 195(2-3): 119-26.
68. Fukuda K. Development of regenerative cardiomyocytes from mesenchymal stem cells for cardiovascular tissue engineering. Artif. Organs. 2001; 25(3): 187—93.
69. Perasso L., Cogo C.E., Giunti D. et al. Systemic administration of mesenchymal stem cells increases neuron survival after global cerebral ischemia in vivo (2VO). Neural. Plast. 2010; 2010: 534925.
70. Cai S., Shea G.K., Tsui A.Y. et al. Derivation of clinically applicable schwann cells from bone marrow stromal cells for neural repair and regeneration. CNS Neurol. Disord. Drug. Targets. 2011; 10(4): 500—8.
71. Bae K.S., Park J.B., Kim H.S. et al. Neuron-like differentiation of bone marrow-derived mesenchymal stem cells. Yonsei. Med. J. 2011; 52(3): 401—12.
72. Kopen G., Prockop J., Phinney D. Marrow stromal cells migrate throughout forebrain and cerebellum, and they differentiate into astrocytes after injection into neonatal mouse brains. Cell Biol. 1999; 96: 10711—16.
73. Deng J., Petersen A., Steindler D. et al. Mesenchymal stem cells spontaneously express neural proteins in culture and are neurogenic after transplantation. Stem Cells 2006; 24: 1054—64.
74. Datta I., Mishra S., Mohanty L. et al. Neuronal plasticity of human Wharton's jelly mesenchymal stromal cells to the dopaminergic cell type compared with human bone marrow mesenchymal stromal cells. Cytotherapy 2011; 45: 8.
75. Puglisi M.A., Saulnier N., Piscaglia A.C. et al. Adipose tissue-derived mesenchymal stem cells and hepatic differentiation: old concepts and future perspectives. Eur. Rev. Med. Pharmacol. Sci. 2011; 15(4): 355-64.
76. Kuo T.K., Hung S.P., Chuang C.H. et al. Stem cell therapy for liver disease: Parameters governing the success of using bone marrow mesenchymal stem cells. Gastroenterology 2008; 134: 2111—21.
77. Aurich I., Mueller L.P., Aurich H. et al. Functional integration of hepatocytes derived from human mesenchymal stem cells into mouse livers. Gut. 2007; 56: 405—15.
78. Kanazawa H., Fujimoto Y., Teratani T. et al. Bone marrow-derived mesenchymal stem cells ameliorate hepatic ischemia reperfusion injury in a rat model. PLoS One 2011; 6(4): e19195.
79. Leelawat K., Narong S., Chaijan S. et al. Proteomic profiles of mesenchymal stem cells induced by a liver differentiation protocol. Int. J. Mol. Sci. 2010; 11(12): 4905—15.
80. Lee K.D., Kuo T.K., Whang-Peng J. et al. In vitro hepatic differentiation of human mesenchymal stem cells. Hepatology 2004; 40(6): 1275—84.
81. Timper K., Seboek D., Eberhardt M. et al. Human adipose tissue-derived mesenchymal stem cells differentiate into insulin, somatostatin, and glucagons-expressing cells. Biochem. Biophys. Res. Commun. 2006; 341: 1135—40.
82. Sun Y., Chen L., Hou X.G. et al.Differentiation of bone marrow-derived mesenchymal stem cells from diabetic patients into insulin-producing cells in vitro. Chin. Med. J. (Engl). 2007; 120: 771—6.
83. Vija L., Farge D., Gautier J.F. et al. Mesenchymal stem cells: Stem cell therapy perspectives for type 1 diabetes. Diabetes Metab. 2009; 35(2): 85—93.
84. Tang D.Q., Cao L.Z., Burkhardt B.R. et al. In vivo and in vitro characterization of insulin-producing cells obtained from murine bone
marrow. Diabetes 2004; 53 : 1721-32.
85. Kern S., Eichler H., Stoeve J. et al. Comparative analysis of mesenchymal stem cells from bone marrow, umbilical cord blood, or adipose tissue. Stem Cells 2006; 24: 1294-301.
86. Chao C.K., Chao F.K., Fu Y.S. et al. Islet-like clusters derived from mesenchymal stem cells in Wharton's jelly of the human umbilical cord for transplantation to control type 1 diabetes. PLoS ONE 2008; 3: e1451.
87. Jiang R., Han Z., Zhuo G. et al. Transplantation of placenta-derived mesenchymal stem cells in type 2 diabetes: a pilot study. Front Med. 2011; 5(1): 94-100.
88. Huang X.P., Sun Z., Miyagi Y. et al. Differentiation of allogeneic mesenchymal stem cells induces immunogenicity and limits their longterm benefits for myocardial repair. Circulation 2010; 122: 2419-
29.
89. Niemeyer P., Vohrer J., Schmal H. et al. Survival of human mesenchymal stromal cells from bone marrow and adipose tissue after xenogenic transplantation in immunocompetent mice. Cytotherapy 2008; 10(8): 784-95.
90. Barlow S., Brooke G., Chatterjee K. et al. Comparison of human placenta- and bone marrow-derived multipotent mesenchymal stem cells. Stem Cells Dev. 2008, 17: 1095-107.
91. Wagner W., Horn P., Castoldi M. et al. Replicative senescence of mesenchymal stem cells - a continuous and organized process. PLoS ONE 2008; 5: e2213.
92. Larson B.L., Ylostalo J., Prockop D.J. Human multipotent stromal cells undergo sharp transition from division to development in culture. Stem Cells 2008; 26: 193-201.
93. Bartmann C., Rohde E., Schallmoser K. et al. Two steps to functional mesenchymal stromal cells for clinical application. Transfusion 2007; 47: 1426-35.
94. Wagner W., Bork S., Lepperdinger G. et al. How to track cellular aging of mesenchymal stromal cells? Aging (Albany NY). 2010; 2(4): 224-30.
95. Rodriguez R., Rubio R., Masip M., et al. Loss of p53 induces tumorigenesis in p21-deficient mesenchymal stem cells. Neoplasia 2009; 11(4): 397-407.
96. Laschober G.T., Brunauer R., Jamnig A. et al. Leptin receptor/ CD295 is upregulated on primary human mesenchymal stem cells of advancing biological age and distinctly marks the subpopulation of dying cells. Exp Gerontol. 2009; 44: 57-62.
97. Liang X., So Y.H., Cui J. et al. The Low-dose Ionizing Radiation Stimulates Cell Proliferation via Activation of the MAPK/ERK Pathway in Rat Cultured Mesenchymal Stem Cells. J. Radiat. Res. 2011; 52(3): 380-6.
98. Wei W., Sedivy J.M. Differentiation between senescence (M1) and crisis (M2) in human fibroblast cultures. Exp. Cell Res. 1999; 253: 519-22.
99. Wagner W., Horn P., Castoldi M. et al. Replicative Senescence of Mesenchymal Stem Cells - a Continuous and Organized Process. PLoS ONE. 2008; 5: e2213.
100. Schallmoser K., Bartmann C., Rohde E. et al. Replicative senescence-associated gene expression changes in mesenchymal stromal cells are similar under different culture conditions. Haematologica 2010; 95(6): 867-74.
101. Mehrazarin S., Oh J.E., Chung C.L. et al. Impaired odontogenic differentiation of senescent dental mesenchymal stem cells is associated with loss of Bmi-1 expression. J. Endod. 2011; 37(5): 662-6.
102. Shay J.W., Zou Y., Hiyama E., Wright W.E. Telomerase and cancer. Hum. Mol. Genet. 2001; 10: 677-85.
103. Harley C.B., Futcher A.B., Greider C.W. Telomeres shorten during ageing of human fibroblasts. Nature 1990; 345: 458-60.
104. Jeon B.G., Kang E.J., Mohana K.B. et al. Comparative analysis of telomere length, telomerase and reverse transcriptase activity in human dental stem cells. Cell Transplant. 2011. Epub ahead of print.
105. Parsch D., Fellenberg J., Brummendorf T.H. et al. Telomere length and telomerase activity during expansion and differentiation of human mesenchymal stem cells and chondrocytes. J. Mol. Med. 2004; 82(1): 49-55.
106. Bartholomew A., Sturgeon C., Siatskas M. et al. Mesenchymal stem cells suppress lymphocyte proliferation in vitro and prolong skin graft survival in vivo. Experimental hematology 2002; 30: 42-8.
107. Menard C., Tarte K. Immunosuppression and mesenchymal stem cells: back to the future. Med. Sci. 2011; 27(3): 269-74.
108. Di Nicola M., Carlo-Stella C., Magni M. et al. Human bone marrow stromal cells suppress T lymphocyte proliferation induced by cellular or non-specific mitogenic stimuli. Blood 2002; 99: 3838-43.
109. Nauta A.J., Fibbe W.E. Immunomodulatory properties of mesenchymal stromal cells. Blood 2007; 110: 3499-506.
110. Sato K., Ozaki K., Oh I. et al. Nitric oxide plays a critical role in suppression of T-cell proliferation by mesenchymal stem cells. Blood 2007; 109(1): 228-34.
111. Djouad F., Plence P., Bony C. et al. Immunosuppressive effect of mesenchymal stem cells favors tumour growth in allogeneic animals. Blood 2003; 102: 3837-44.
112. Luan X.Y., Liu X.B. Comparison the inhibitory effects of human bone marrow mesenchymal stem cells and human placenta mesenchymal stem cells on T cell proliferation. Xi Bao Yu Fen Zi Mian Yi Xue Za Zhi. 2010; 26(9): 849—51.
113. Corcione A., Benvenuto F., Ferretti E. et al. Human mesenchymal stem cells modulate B-cell functions. Blood 2006; 107: 367—72.
114. Le Blanc K., Ringden O. Immunomodulation by mesenchymal stem cells and clinical experience. J. Intern. Med. 2007; 262: 509—
25.
115. Jiang X.X., Zhang Y., Liu B. et al. Human mesenchymal stem cells inhibit differentiation and function of monocyte-derived dendritic cells. Blood 2005; 105: 4120—26.
116. Aggarwal S., Pittenger M.F. Human mesenchymal stem cells modulate allogeneic immune cell responses. Blood 2005; 105: 1815—8.
117. Waterman R.S., Tomchuck S.L., Henkle S.L., Betancourt A.M. A new mesenchymal stem cell (MSC) paradigm: polarization into a pro-inflammatory MSC1 or an Immunosuppressive MSC2 phenotype. PLoS One 2010; 5(4): e10088.
118. Yagi H., Soto-Gutierrez A., Parekkadan B. et al. Mesenchymal stem cells: Mechanisms of immunomodulation and homing. Cell Transplant. 2010; 19(6): 667-79.
119. Wen Z., Zheng S., Zhou C. et al. Repair mechanisms of bone marrow mesenchymal stem cells in myocardial infarction. J. Cell. Mol. Med. 2011; 15(5): 1032—43.
120. Perl L., Weissler A., Mekori Y.A., Mor A. Cellular therapy in 2010: focus on autoimmune and cardiac diseases. Isr. Med. Assoc. J. 2010; 12(2): 110—5.
121. 121 Hirouchi M., Ukai Y. Current state on development of neuroprotective agents for cerebral ischemia. Nippon Yakurigaku Zasshi. 2002; 120(2): 107—13.
122. Caplan A.I., Dennis J.E. Mesenchymal stem cells as trophic mediators. J. Cell Biochem. 2006; 98: 1076-84.
123. Chen L., Tredget E.E., Wu P.Y., Wu Y. Paracrine factors of mesenchymal stem cells recruit macrophages and endothelial lineage cells and enhance wound healing. PLoS One 2008; 3(4): e1886.
124. Hwang J.H., Shim S.S., Seok O.S. et al. Comparison of cytokine expression in mesenchymal stem cells from human placenta, cord blood, and bone marrow. J. Korean Med. Sci. 2009; 24(4): 547—54.
125. Rosland G.V., Svendsen A., Torsvik A. et al. Long-term cultures of bone marrow-derived human mesenchymal stem cells frequently undergo spontaneous malignant transformation. Cancer Res. 2009; 69: 5331—9.
126. Hirouchi M., Ukai Y. Current state on development of neuroprotective agents for cerebral ischemia. Nippon Yakurigaku Zasshi. 2002; 120(2): 107—13.
127. Владимирская Е.Б. Мезенхимальные стволовые клетки (МСК) в клеточной терапии. Онкогематология 2007; 1: 4—16.
128. Andrade P.Z., dos Santos F., Almeida-Porada G. et al. Systematic delineation of optimal cytokine concentrations to expand hematopoietic stem/progenitor cells in co-culture with mesenchymal stem cells. Mol. Biosyst. 2010; 6(7): 1207—15.
129. Rubio D., Garcia-Castro J., Martin M.C. et al. Spontaneous human adult stem cell transformation. Cancer Res. 2005; 65: 3035—39.
130. Григорян А.С., Кругляков П.В., Таминкина Ю.А. и др. Спонтанное изменение фенотипа и кариотипа мезенхимных стволовых клеток человека в культуре. Материалы Всероссийской научной школы-конференции для молодежи: 21 — 26 сентября 2009 г. — М.: МАКС Пресс, 2009. — С. 23—4.
131. Bieback K., Kern S., Kluter H. et al. Critical parameters for the isolation of mesenchymal stem cells from umbilical cord blood. Stem Cells 2004; 22: 625—34.
132. Laurent L.C., Ulitsky I., Slavin I. et al. Dynamic changes in the copy number of pluripotency and cell proliferation genes in human ESCs and iPSCs during reprogramming and time in culture. Cell Stem Cell 2011; 8(1): 106—18.
133. Markowski D.N., Winter N., Meyer F. et al. p14(Arf) acts as an antagonist of HMGA2 in senescence of mesenchymal stem cells-implications for benign tumorigenesis. Genes Chromosomes Cancer 2011; 50(7): 489—98.
134. Rubio D., Garcia S., Paz M.F. et al. Molecular characterization of spontaneous mesenchymal stem cell transformation. PLoS ONE 2008; 3: e1398.
135. Jeon B.G., Kumar B.M., Kang E.J. et al. Characterization and comparison of telomere length, telomerase and reverse transcriptase activity and gene expression in human mesenchymal stem cells
and cancer cells of various origins. Cell Tissue Res. 2011; 345(1): 149-61.
136. Li Q., Hisha H., Takaki T. et al. Transformation potential of bone marrow stromal cells into undifferentiated high-grade pleomorphic sarcoma. J. Cancer Res. Clin. Oncol. 2010; 136(6): 829-38.
137. Matushansky I., Hernando E., Socci N.D. et al. Derivation of sarcomas from mesenchymal stem cells via inactivation of the Wnt pathway. J Clin. Invest. 2007; 117: 3248-57.
138. Riggi N., Cironi L., Provero P. et al. Expression of the FUS-CHOP fusion protein in primary mesenchymal progenitor cells gives rise to a model of myxoid liposarcoma. Cancer Res. 2006; 66: 7016-23.
139. Tirode F., Laud-Duval K., Prieur A. et al. Mesenchymal stem cell features of Ewing tumors. Cancer Cell 2007; 11: 421-29.
140. Li N., Yang R., Zhang W. et al. Genetically transforming human mesenchymal stem cells to sarcomas: changes in cellular phenotype and multilineage differentiation potential. Cancer 2009; 115(20): 4795-806.
141. Liu C., Chen Z., Chen Z. et al. Multiple tumor types may originate from bone marrow-derived cells. Neoplasia 2006; 8: 716-24.
142. Rubio D., Garcia S., De la Cueva T. et al. Human mesenchymal stem cell transformation is associated with a mesenchymal-epithelial transition. Exp. Cell Res. 2008; 314: 691-8.
143. Ladanyi M., Bridge J.A. Contribution of molecular genetic data to the classification of sarcomas. Hum. Pathol. 2000; 31: 532-8.
144. Borden E.C., Baker L.H., Bell R.S. et al. Soft tissue sarcomas of adults: state of the translational science. Clin. Cancer. Res. 2003; 9: 1941-56.
145. Blondheim N.R., Levy Y.S., Ben-Zur T. et al. Human mesenchymal stem cells express neural genes, suggesting a neural predisposition. Stem Cells Dev. 2006; 15: 141-64.
146. Riggi N., Cironi L., Provero P. et al. Development of Ewing's sarcoma from primary bone marrow-derived mesenchymal progenitor cells. Cancer Res. 2005; 65: 11459-68.
147. Thompson L., Chang B., Barsky S.H. Monoclonal origins of malignant mixed tumors (carcinosarcomas). Evidence for a divergent histogenesis. Am. J. Surg. Pathol. 1996; 20: 277-85.
148. Perez-Mancera P.A., Perez-Losada J., Sanchez-Martin M. et al. Expression of the FUS domain restores liposarcoma development in CHOP transgenic mice. Oncogene 2002; 21: 1679-84.
149. Royer-Pokora B., Busch M., Beier M. et al. Wilms tumor cells with WT1 mutations have characteristic features of mesenchymal stem cells and express molecular markers of paraxial mesoderm. Hum Mol Genet. 2010; 19(9): 1651-68.
150. Gibellini D., Alviano F., Miserocchi A. et al. HIV-1 and recombinant gp120 affect the survival and differentiation of human vessel wall-derived mesenchymal stem cells. Retrovirology 2011; 8: 40.
151. Cotter E.J., Chew N., Powderly W.G., Doran P.P. HIV type 1 alters mesenchymal stem cell differentiation potential and cell phenotype ex vivo. AIDS Res. Hum. Retroviruses. 2011; 27(2): 187-99.
152. Zhong Y.S., Lin N., Deng M.H. et al. Deficient proliferation of bone marrow-derived mesenchymal stem cells in patients with chronic hepatitis B viral infections and cirrhosis of the liver. Dig. Dis. Sci. 2010; 55(2): 438-45.
153. Xie C., Zheng Y.B., Zhu H.P. et al. Human bone marrow mesenchymal stem cells are resistant to HBV infection during differentiation into hepatocytes in vivo and in vitro. Cell Biol. Int. 2009; 33(4): 493-500.
154. Sundin M., Lindblom A., Orvell C. et al. Persistence of human parvovirus B19 in multipotent mesenchymal stromal cells expressing the erythrocyte P antigen: implications for transplantation. Biol. Blood Marrow Transplant. 2008; 14(10): 1172-9.
155. Rollin R., Alvarez-Lafuente R., Marco F. et al. Human parvovirus B19,varicella zoster virus, and human herpesvirus-6 in mesenchymal stem cells of patients with osteoarthritis: analysis with quantitative real-time polymerase chain reaction. Osteoarthritis Cartilage 2007; 15(4): 475-8.
156. Pessina A., Bonomi A., Cocce V. et al. Assessment of human herpesvirus-6 infection in mesenchymal stromal cells ex vivo expanded for clinical use. Transpl. Infect. Dis. 2009; 11(6): 491-6.
157. Sundin M., Orvell C., Rasmusson I. et al. Mesenchymal stem cells are susceptible to human herpesviruses, but viral DNA cannot be detected in the healthy seropositive individual. Bone Marrow Transplant. 2006; 37(11): 1051-9.
158. Meisel R., Brockers S., Heseler K. et al. Human but not murine multipotent mesenchymal stromal cells exhibit broad-spectrum antimicrobial effector function mediated by indoleamine 2,3-dioxygenase. Leukemia 2011; 25(4): 648-54.
Поступила 15.07.2011
