Получение и исследование свойств катепсинов мышечной ткани прудовых рыб Текст научной статьи по специальности «Промышленные биотехнологии»

АКВАКУЛЬТУРА

УДК 597.554

Доцент О.П. Дворянинова

(Воронеж, гос. ун-т инж. технол.) кафедра технологии продуктов животного происхождения, тел. (473) 255-27-65 E-mail: olga-dvor@yandex.ru

Associate Professor О.P. Dvoiyaninova

(Voronezh state university of engineering technologies) chair of technology of products of an animal origin, tel. (473) 255-27-65 E-mail: olga-dvor@yandex.ru

Получение и исследование свойств катепсинов мышечной ткани прудовых рыб

Obtaining and study of the properties of cathepsins muscle tissue pond fish

Реферат. Для изучения протеолитической активности (ПА) ферментной системы мышечной ткани прудовых видов рыб была проведена серия экспериментов по определению константы автопротеолиза мышечной ткани и внутренних органов. Активность катепсинов мышечной ткани определяли по методике Л.В. Антиповой, И.А. Глотовой, А.И. Рогова (2001), активность ферментной системы внутренних органов - по методике Г.Т. Некрасовой (1978). Константа автопротеолиза [2] определена по содержанию тирозина в подготовленной пробе до и после термостатирования при температуре 40 °С продолжительностью 1 ч. Для выделения ферментного комплекса использовали схему: получение гомогената, фракционирование (NH^SCU, гель-фильтрация на колонке Сефадекс G-25, ионно-обменная хроматография, гель-фильтрация на колонке с Сефадексом G-150. Доказано, что катепсины мышечной ткани большинства прудовых рыб имеют кислый характер и проявляют максимальную активность при рН 4,5-5,0. Полученные данные о субстратной специфичности выделенного комплекса позволяют обосновать дальнейшее направление его использования в различных отраслях АПК. Ввиду ярко выраженного сродства к гидролизу водо- и солераствори-мых белковых фракций перспективно использование ферментного комплекса в технологии рыбных продуктов для сокращения времени созревания и улучшения органолептических показателей продукта.

Summary. The methods of selection and investigated the properties of cathepsins muscle tissue of fish. It is established that the efficiency of enzymatic processes is closely linked to the physico-chemical characteristics of enzymes and, above all, with the assessment of the conditions of their activity and stability. It is proved that cathepsins muscle tissue most pond fish are acidic in nature and exhibit maximum activity at pH 4.5 to 5.0. The obtained data on the substrate specificity of the selected set allows to prove the future direction of its use in various sectors of agriculture. Due to the pronounced affinity for the hydrolysis of water and co-nerastvorim protein fractions very promising application of the enzyme complex is its

©Дворянинова О.П., 2014

application in the technology of fish products, an important step in the production of which, is the Ambassador, in particular, to reduce the time of ripening and improve organoleptic characteristics of the product.

Ключевые слова: биоресурсы, прудовые рыбы, мышечная ткань, ферментная система, внутренности, катепсины, протеолитическая активность, субстратная специфичность, термостабильность.

Keywords: bioresources, pond fish, muscle tissue, the enzyme system, intestines, cathepsins, proteolytic activity, substrate specificity, thermostability.

В прижизненный период рыбы в ее мышечной ткани важную роль играют внутриклеточные протеолитические ферменты [www.production.zefbio.ru ].

Учеными Kasuhiro и др.(1985); Mclay (1980); Normata (1985); Folko (1989); Нага и др. (1987); Göll и др. (1983) в мышечной ткани рыб идентифицирован ряд ферментов - катепсины Bi, Д, Н, L и G и экзопептидазные А, Вз и С, кальцийзависимая нейтральная протеаза - кальпаин, щелочная сериновая протеаза, аминопептидаза. За исключением щелочной сериновой протеазы и кальпаина эти ферменты имеют лизосомальную локализацию. Различными способами установлено, что pH среды ли-зосом равен 4,5, и поэтому все лизосомальные ферменты имеют pH-оптимум, близкий к этой величине [1].

Для изучения протеолитической активности (ПА) ферментной системы мышечной ткани прудовых видов рыб была проведена серия экспериментов по определению константы автопротеолиза мышечной ткани и внутренних органов. Активность катепсинов мышечной ткани определяли по методике A.B. Антиповой, И.А. Глотовой, А.И. Рогова (2001), активность ферментной системы внутренних органов - по методике Г.Т. Некрасовой (1978).

Константа автопротеолиза [2] определена по содержанию тирозина в подготовленной пробе до и после термостатирования при температуре 40 °С продолжительностью 1 ч (табл. 1). Выявлено, что наиболее активная ферментная система у толстолобика.

Таблица 1

Константы автопротеолиза мышечной ткани и внутренних органов прудовых рыб

Вид рыб Константа автопротеолиза, (мг/100 г)/ч

мышечной ткани внутренних органов

Карп (Cyprinus carpió) 84,80 213,56

Толстолобик (Hypophthalmichthys) 112,40 258,15

Белый амур (Ctenopharyngodon) 72,26 189,50

Щука (Esox lucius) 79,10 160,40

Сазан (Cyprinus carpió) 84,50 187,90

Протеолитическая активность катепсинов мышечной ткани названных прудовых рыб была определена по вышеуказанной методике при естественном значении рН, равном 6,0-6,5.

Сущность метода заключается в получении экстракта катепсинов мышечной ткани и определении ПА катепсинов фотометрическим методом (Антипова, 2011).

Как видно из рис. 1, ПА катепсинов мышечной ткани карпа, толстолобика, белого амура, шуки и сазана при рН мышечного сока 6,0-6,5 имеет низкие значения и составляет 0,038-0,068 ед./г.

0,07

0,06

0,05

и

> 0,04

< 0,03

с

0,02

0,01

0

Карп ТолстолобикБелый амур Щука Сазан

Рис. 1. Протеолитическая активность катепсинов мышечной ткани при рН б,0-6,5

прудовых рыб

На следующем этапе ферментные препараты получали из внутренностей прудовых рыб по технологической схеме, разработанной в научно-исследовательской лаборатории «Пищевая биотехнология и БАВ» Астраханского государственного технического университета. Ферментные препараты были получены размораживанием внутренностей исследуемых видов прудовых рыб, их измельчением, смешиванием с 50 % воды (к массе измельченной), подкислением смеси соляной кислотой до рН 1,5-2,5, ферментацией при температуре 38-40 °С в течение 4-5 ч и центрифугированием с частотой вращения ротора 3 ООО мин-1 в течение 20 мин. Полученные ферментные препараты были названы комплексом кислым протеиназ [3, 4]. Выход полученных жидких препаратов достигал 41-56 % к исходной массе используемого сырья в зависимости от степени его свежести и количества жировых отложений во внутренних органах указанных видов рыб.

Анализ данных табл. 2 показывает, что ПА внутренностей прудовых рыб значительно больше, чем ПА ферментов их мышечной ткани (рис. 1). Активность ферментных препаратов из внутренностей снижается незначительно в процессе выделения. Степень снижения ПА ферментных препаратов при получении из внутренностей исследуемых видов рыб составляет 97,4-99,6 %, причем максимум отмечен у толстолобика (99,6%). Ферментные препараты, полученные из внутренностей белого амура, карпа, толстолобика, шуки и сазана и имеющие активность 2,052,79 ед./г, могут быть использованы для ускорения процессов созревания продукции.

Таблица 2

Сравнительная характеристика ПА внутренностей и ферментных препаратов, выделенных из них

Вид рыб ПА, ед./г Степень ПА полученного препарата по отношению к ПА внутренностей, %

внутренностей ферментного препарата из внутренностей

Карп 2,50 2,45 98,00

Толстолобик 2,80 2,79 99,60

Белый амур 2,42 2,39 98,70

Щука 2,10 2,05 97,60

Сазан 2,30 2,24 97,40

Катепсины мышц рыб особенно отличаются от соответствующих ферментов млекопитающих оптимальной температурой их действия. Ферменты рыб замедляют свою активность как только температура системы падает ниже 20 °С. Катепсины тканей млекопитающих имеют температурный оптимум действия выше.

Активность катепсинов мышечной ткани рыб в 5-10 раз выше, чем у млекопитающих. При этом катепсины тканей рыб обладают строгой специфичностью действия по сравнению с катепсинами млекопитающих.

По аналогии с результатами исследований на тканях млекопитающих (Кудря-шов, 1992) можно полагать, что в лизосомах рыб катепсины связаны с другими компонентами, и благодаря этим связям в живом организме автолиза не происходит. После смерти в рыбе происходит нарушение этих лабильных связей ферментов под влиянием посмертных изменений, замораживания и других факторов.

В результате действия катепсинов на белки мышечной ткани прудовых рыб при правильном развитии автолитических процессов мясо становится нежным, сочным, приобретает специфический вкус и аромат. Характер и глубина автолитических превращений в мясе рыбы оказывают существенное влияние на его качество и пищевую ценность.

Ферментами, действующими в процессе превращения продуктов разложения белков мяса рыбы, являются также карбоксилаза (декарбоксилаза), катализирующая реакции отщепления ССЬ; аминогидролазы, гидролитически отщепляющие аммиак амидов; оксидоредуктазы (дегидрогеназы) аминокислот, производящие дез-аминирование путем отщепления водорода, а также оксидоредуктазы (оксидазы), катализирующие кислотное дезаминирование.

При посмертных изменениях рыбы ферментативные реакции, ускоряющие распад небелковых азотистых веществ, могут протекать под влиянием уреазы, триметиламиноксидазы (ТМАОазы), аргиназы, ансериназы.

Однако состав комплексов протеолитических ферментов на сегодняшний день изучен не полностью, лишь некоторые ферменты рыбного сырья выделены в кристаллическом состоянии и изучены их индивидуальные свойства [5].

Ферменты способны осуществлять каталитические функции вне клетки и вне организма, поэтому для практических целей представляет большой интерес выделение ферментов и их использование в пищевой, легкой, медицинской и некоторых других отраслях промышленности, на предприятиях общественного питания. Применение ферментов позволяет в большинстве случаев интенсифицировать технологические процессы, повышать качество готового продукта, улучшать его товарный вид, снижать себестоимость производства, расширять сырьевые ресурсы.

Так как автолиз - это ферментативный процесс, а механизм его применительно к прудовым рыбам мало известен, для того чтобы управлять этими процессами в технологическом аспекте необходимо учитывать характеристику их ферментных комплексов, которые представлены тканевыми и пищеварительными системами. И те и другие влияют на свойства рыбы как объекта для получения пищевых продуктов.

Практика применения ферментных препаратов показывает, что не все ферменты, обладающие высокой протеолитической активностью, при обработке мяса дают должный эффект. Некоторые из них, интенсивно катализируя гидролиз белков мышечных волокон, слабо воздействуют на белки соединительной ткани, которые обусловливают жесткость мяса рыбы. При этом для обработки мяса рыбы имеет большое значение оптимум действия ферментов, природа их активаторов и ингибиторов, специфичность к разрыву пептидных связей при гидролизе животных белков.

На рис. 2-5 представлены результаты анализа активности катепсинов мышечной ткани рыб внутренних водоемов в зависимости от времени хранения при различных реакциях среды. Доказано, что катепсины мышечной ткани большинства

прудовых рыб имеют кислый характер и проявляют максимальную активность при рН 4,5-5,0.

а о

<С С

5

^ ч

12

24

—э— Карп —в—Толстолобик —Белый амур —*— Сазан —Щука Рис. 2. Протеолитическая активность катепсинов мышечной ткани рыб при рН=3

5

^ ч

12

24

—э— Карп —н— Толстолобик —а— Белый амур —Сазан —Щука Рис. 3. Протеолитическая активность катепсинов мышечной ткани рыб при рН = 4

Ход кривых, показанных на рис. 2-5, говорит о том, что закономерности изменения активности ферментов в процессе хранения рыб имеют аналогичную зависимость и по характеру совпадают с известными данными (Антонов, 1991). Максимум накопления ПА для всех исследуемых объектов приходится на 24 ч хранения при рН 5. Для белого амура ПА = 124,58 ед./г, для карпа - 118,99 ед./г, толстолобика - 120,32 ед./г, сазана - 117,93 ед./г и шуки - 112,1 ед./г. Это хорошо

согласуется с микроструктурной характеристикой мышечной ткани рыб и состоянием их биополимерных систем.

с*

о <?

С

5

1, ч

12

24

—•—Карп —н— Толстолобик а Белый амур —*— Сазан —*—Щука Рис. 4. Протеолитическая активность катепсинов мышечной ткани рыб при рН = 5

и

к <

С

120

100

80

60

40

20

12

1:, час

■Карп в Толстолобик а Белый амур —»«—Сазан —*—Щука

Рис. 5. Протеолитическая активность катепсинов мышечной ткани рыб при рН =6

Заметим, что в настоящее время в литературе отсутствует информация о свойствах лизосомальных ферментов прудовых рыб, знания о которых позволят управлять автолитическими превращениями, а следовательно, качеством рыбопродуктов.

Поскольку состав протеолитических ферментов рыб изучен не полностью, и лишь некоторые выделены в кристаллическом виде и изучены их индивидуальные свойства, одним из наиболее важных этапов выполненных работ было выделение ферментного комплекса катепсинов мышечной ткани карпа и исследование его свойств.

Для выделения ферментного комплекса использовали схему: получение гомо-гената, фракционирование (NH^aSCU, гель-фильтрация на колонке Сефадекс G-25, ионно-обменная хроматография, гель-фильтрация на колонке с Сефадексом G-150. Очистку проводили при 0-4 °С в несколько стадий:

- получение гомогената в среде выделения (50 ммоль трис-HCI буфер, pH 7,88,0; 3 ммоль MgCls, 1 ммоль ЭДТА, 3;

- фракционирование (NH^sSCU: в ферментную вытяжку добавляли сухой (NH4)2S04 и перемешивали в течение 15 мин. Количество добавляемого (NH^sSCU на объем вытяжки рассчитывали по таблице Гродзинского (Ивентьев А.Н., Попов В.Н., Епринцев А.Т., Пузырев А.Б., 2005). В процессе высаливания осуществляли постоянный контроль pH среды путем добавления 1 M раствора NaOH. Осадок отделяли центрифугированием в течение 40 мин при 8000 мин4и растворяли в 10 ммоль трис-HCI буфере (pH 7,8), содержащем 1 ммоль дитиотрейтола (ДТТ) [1, 4, 5];

- гель-фильтрация на Сефадексе G-25 (medium) (Pharmacia, Sweden), который набухал не менее трех часов в 5 ммоль трис-HCI буфере, pH 7,5. Колонки хранили в холодильнике при температуре 2 °С с добавлением 0,5 ммоль азида натрия;

- ионно-обменная хроматография на ДЭАЭ-фрактогеле: раствор комплекса ферментов наносили на колонку из ДЭАЭ-фрактогеля (1x20 см), уравновешенную тем же буфером и элюировали фермент линейным градиентом KCl (от 0 до 200 ммоль). Скорость элюции составила 0,3 мл/мин;

- для проведения процесса гель-фильтрации полученную фракцию наносили на колонку с G-150 (1,5Х25 см) для очистки от высокомолекулярных примесей и элюировали со скоростью 0,5 мл/мин 10 ммоль трис-HCI буфером, содержащим 1 ммоль ДТТ.

Для определения фракционного состава полученного ферментного комплекса, выделенного из мышечной ткани карпа, были проведены электрофоретические исследования (рис. 6).

Protein bends (molecular weight, kDa): 116,0 - Cellulase;

66,2 - BSA (Bovine Serum Albumin); 45,0 - Ovalbumin; 35,0 - Carbonic anhydrase; 25,0 - Trypsin inhibitor; 18,2 - Lysozime.

Protein (molecular weight, kDa): Catepsins

Рис. б. Электрофореграмжы белков ферментного комплекса

В качестве опытного образа использовали полученный ферментный комплекс, выделенный из мышечной ткани карпа.

На электрофореграммах белков ферментного комплекса было идентифицировано 5 фракций, молекулярная масса которых находилась в интервале от 35 до 95 кДа, одна из которых (2) количественно преобладала над остальными и лежала в пределах 45-66,2 кДа, что весьма близко к кислым и нейтральным протеиназам (Антипова, Алехина, 2010).

Наличие дополнительных полос в спектре комплекса можно объяснить несколькими причинами. Во-первых, ферментный комплекс часто представляет собой гетерогенную систему, сочетает в своем составе несколько компонентов, обладающих различным спектром активности. Во-вторых, в процессе хранения возможно образование различных минорных компонентов, дополняющих спектр препарата (Антипова, Кравцова, Алехина, 2010).

Отметим, что при выделении комплекса катепсинов и освобождении от балластных веществ, в том числе белков, на каждой стадии очистки наблюдали повышение удельной активности ферментного комплекса (на грамм белка), при этом степень очистки на последней стадии составила 21.

Определение молекулярной массы исследуемого ферментного комплекса предполагает необходимость калибровки геля по молекулярным массам. Калибруют гель относительно молекулярных масс белков-маркеров, которые разделяют параллельно с исследуемым образцом. Смеси маркерных белков доступны в различном интервале масс. Калибрование предполагает построения зависимости относительной элек-трофоретической подвижности (И^ каждого из маркерных белков от десятичного логарифма их молекулярной массы. Обычно зависимость имеет вид сигмообразной кривой. Расчет молекулярной массы исследуемого белка осуществляют относительно его используя при этом метод регрессионного анализа. Достоверными результаты считаются, в случае если длина пробега белков-маркеров составляет не менее 80 % длины разделяющего геля, а зависимость их от логарифма молекулярной массы является линейной (И2> 0,95). То есть для расчетов используют лишь тот участок калибровочной кривой, который покрывает электрофоретическую подвижность исследуемого белка.

Параметр характеризующий подвижность полипептидов в геле, определяли как частное расстояний, пройденных анализируемыми полипептидами и фронтом (рис. 7).

Результаты исследования протеолитической активности ферментного комплекса приведены на рис. 8.

0 0.1 0,2 0.3 0,4 0.5 0.6 0,7 0.8

Относительная подвижность полнпепшдов, К£

Рис. 7. Калибровочная кривая для определения молекулярной массы опытного образца в полиакриламидном геле

135

134,5

^

® 134

С

С

133,5

133

Рис. 8. Протеолитическая активность ферментного комплекса катепсинов из мышечной ткани карпа

Влияние концентрации водородных ионов на каталитическую активность ферментного комплекса катепсинов состоит в воздействии ее на активный центр. При разных значениях рН в реакционной среде активный центр может быть слабее или сильнее ионизирован, больше или меньше экранирован соседними с ним фрагментами полипептидной цепи белковой части фермента и т.п. Кроме того, рН среды влияет на степень ионизации субстрата, фермент-субстратного комплекса и продуктов реакции, оказывает большое влияние на состояние фермента, определяя соотношение в нем катионных и анионных центров, что сказывается на третичной структуре белковой молекулы. Последнее обстоятельство заслуживает особого внимания, так как определенная третичная структура белка-фермента необходима для образования фермент-субстратного комплекса.

Исследование влияния концентрации водородных ионов на протеолитическую активность ферментного комплекса проводили в интервале от 3,0 до 7,0, в результате чего выявили, что рабочей областью рН для исследуемого ферментного комплекса является диапазон от 4,5 до 6,5. Как показано на рис 8, максимальную ПА (134 ед./г) ферментный комплекс имеет при рН 5.

Так как эффективность ферментных процессов тесно связана с физико-химической характеристикой ферментов [3] и, прежде всего, с оценкой условий их активности и стабильности, наши предположения были доказаны исследованием влияния температуры и рН на ферментативную активность катепсинов рыб, проведенным на субстратах водо- и солерастворимых белков, являющихся основой всех пищевых систем (рис. 9, 10).

рН

°с

—•— Солерастворимые белки — *— Водорастворимые белки

Рис. 9. Влияние температуры на протеолитическую активность катепсинов на разных субстратах

На рис. 9 видно, что экстремальные кривые имеют колоколообразную форму с четко выраженным максимумом. Это объясняется высокой скоростью термоинактивации ферментного комплекса катепсинов, которая носит лавинообразный характер [6]. Установили, что максимальная активность комплекса катепсинов находилась в интервале температур от 40 до 75 С. При температуре более 75 С фермент инактивирует полностью.

Исследование влияния рН на активность ферментного комплекса проводили в диапазоне от 2,0 до 11 на различных субстратах при оптимальной температуре. Доказали, что рабочей областью рН для выделенного из мышечной ткани карпа ферментного комплекса следует считать интервал от 5,0 до 7,5 (рис. 10), что совпадает с рН тузлука при традиционном посоле рыбы.

Следует отметить, что влияние концентрации водородных ионов на каталитическую активность ферментного комплекса катепсинов состоит в воздействии ее на активный центр. При разных значениях рН в реакционной среде активный центр может быть слабее или сильнее ионизирован, больше или меньше экранирован соседними с ним фрагментами полипептидной цепи белковой части фермента и т.п. Кроме того, рН среды влияет на степень ионизации субстрата, фермент-субстратного комплекса и продуктов реакции, оказывает большое влияние на состояние фермента, определяя соотношение в нем катионных и анионных центров, что сказывается на третичной структуре белковой молекулы. Последнее обстоятельство заслуживает особого внимания, так как определенная третичная структура белка-фермента необходима для образования фермент-субстратного комплекса.

Солерастворимые белки —*— Водорастворимые белки

Рис. 10. Влияние концентрации водородных ионов на активность ферментного комплекса на разных субстратах

На рис. 11 видно, что исследуемый ферментный комплекс при температурном режиме 4 С (температура при посоле) имеет термостабильность не менее 83 % (для водорастворимой фракции ПА = 116,6 ед./г, для солерастворимой -ПА = 112,5 ед./г) от первоначальной активности (ПА = 134 ед./г).

При температуре свыше 100 С, т.е. температура, при которой продукт достигает кулинарной готовности, ферментный комплекс полностью инактивирует (рис. 12), что является следствием изменения конформационного состояния молекулы [1, 6].

140 135 ,130 ¡125

—

--X--*■ — -К

10 20 30 40 50 60 70 80

Время, мин

■ С олерастворимая фракция --И - Водорастворимая фракция

Рис. 11. Термостабилъностъ ферментного комплекса катепсинов из мышечной ткани карпа при температуре 4 °С

В результате определения остатков аминокислот в исследуемом ферментном комплексе было установлено значительное содержание аспарагиновой (5,34 г/100 г белка) и глутаминовой кислот (9,25 г/100 г белка), что указывает на принадлежность ферментов к кислым протеиназам.

I Е

е 5

6 I

я н

га

^ Я

9 5

е. о

с 3

к ^

н -

о и

о &

140

120 100 80 60 40 20 0

I, МИН

■ Солерастворимая фракция

■ Водорастворимая фракция

Рис. 12. Термостабильность ферментного комплекса катепсинов из мышечной ткани карпа при температуре 100 °С

Таким образом, полученный ферментный комплекс можно использовать для мягчения рыбы и рыбных изделий, что облегчает и ускоряет обработку продуктов, повышает их качество.

Важнейшее биологическое свойство ферментов - специфичность, которая характеризует их способность катализировать определенные типы превращений тех или иных субстратов. Показателем специфичности ферментов является значение константы Михаэлиса-Ментен [1]. Для определения КМ использовали графоаналитический метод Лайнуивера-Бэрка.

Подготовку проб и проведение опыта вели согласно рекомендациям [1, 2], графическая интерпретация данных представлена на рис. 13, а его преобразование по Лайнуиверу-Бэрку - на рис. 14.

о |

0.09 0.08 0.07 0.06 0.05 0.04 0.03 0.02 0.01 0

0.2 0.4 0.6 0.8

1.2 1.4

/ Г

/

/ --- \- 1 1----

/ //

>>> У

//

/

г !

1.6 1.8 2

8, мкмоль/дмЗ

Рис. 13. Зависимость субстрата [Б]

Соевый белок марки Супро 780 —л— Сывороточный альбумин Солерастворимые белки Водорастворимые белки

скорости ферментативной реакции V

от концентрации

Для исследования субстратной специфичности в качестве субстратов были использованы: сывороточный альбумин, соевый белок марки Супро 780, водо- и соле-растворимая фракции белков мяса рыб. В качестве эталона был взят 2 %-ный раствор казеината натрия.

ITS]

Рис. 14. Графоаналитическое определение константы скорости ферментативной реакции по Лайнуиверу-Бэрку

Зависимость начальной скорости ферментативной реакции от концентрации субстрата показывает, что при низких концентрациях субстрата наблюдается отчетливое влияние на скорость реакции. При увеличении концентрации субстрата скорость ферментативной реакции возрастает только до определенного значения, определяемого количеством фермента, связанного в комплексе (Антипова, Алехина, 2011) (табл. 3).

Таблица 3

Расчетные величины КМ для различных субстратов

Субстрат КМ, мкмоль

Сывороточный альбумин 0,011

Соевый белок марки Супро 780 1,431

Водорастворимая фракция белков 0,040

Солерастворимая фракция белков 0,038

Полученные данные о субстратной специфичности выделенного комплекса позволяют обосновать дальнейшее направление его использования в различных отраслях АПК. Ввиду ярко выраженного сродства к гидролизу водо- и солераствори-мых белковых фракций перспективно использование ферментного комплекса в технологии рыбных продуктов для сокращения времени созревания и улучшения органолептических показателей продукта.

ЛИТЕРАТУРА

1. Грачева, И.М. Технология ферментных препаратов [Текст] : учеб. пособ. / И.М. Грачева, А.Ю. Кривова. - М. : Элевар, 2000. - 512 с.

2. Рыбоводство. Основы разведения, вылова и переработки рыб в искусственных водоемах [Текст] : учеб. пособие / Л.В. Антипова, О.П. Дворянинова, О.А. Василенко [и др.] - СПб. : ГИОРД, 2009. - 472 с.

3. Дворянинова, О.П. Аквакультурные биоресурсы: научные основы и инновационные решения [Текст]: монография / О.П. Дворянинова, Л.В. Антипова. - Воронеж: ВГУИТ, 2012. - 420 с.

4. Мукатова, М.Д. Влияние вида и дозы ферментных препаратов на физико-химические показатели хитозана [Текст] / М.Д. Мукатова, Алаа Эльдин Мухаммед Юнее // Вестник АГТУ,- 2009. - № 1. - С. 141-144.

5. Буй, С.Д. Разработка технологии производства пресервов из объектов аква-культуры на основе биотехнологических приемов [Текст] : автореферат дис. ... канд. техн. наук : 05.18.07 / Буй Суан Донг; [Место защиты: Воронеж, гос. ун-т инжен. технологий].- Воронеж, 2011.- 23 с.

6. Дворянинова, О.П. Получение и исследование свойств ферментного комплекса мяса пресноводного карпа [Текст] / О.П. Дворянинова, А.В. Алехина, С.А. Сто-рублевцев // Известия вузов. Пищевая технология. - 2010. - № 4. - С. 13-15.

REFERENCES

1. Grachev, I.M. Technology of enzyme preparations [Text] : textbook, manual. / I.M. Grachev, A.Y. Krivova. - M. : Elevar, 2000. - 512 p.

2. Fish farming. The basics of breeding, you are catching and processing of fish in artificial ponds [Text] : textbook, manual / L.V. Antipova, O.P. Dvoryaninova, O.A. Va-silenko, etc. - SPb. : GIORD, 2009. - 472 p.

3. Dvoryaninova, O.P. Aquaculture biological resources: scientific fundamentals and innovative green solutions [Text]: monograph / O.P. Dvoryaninova, L.V. Antipova. - Voronezh: VSUET, 2012. - 420 p.

4. Mukatova, M.D. The influence of the type and dose of enzyme preparations on the physico-chemical properties of chitosan [Text] / M.D. Mukatova, Alaa Eldin Mohammed Younes // Bulletin of ASTU.- 2009. №. 1. - P. 141-144.

5. Bui, C.D. Development of technology for production of preserves from aquaculture facilities on the basis of biotechnological techniques [Text] : abstract of thesis. ... candles, technology. Sciences : 05.18.07 / Bui Xuan Dong; [Place of protection: Voronezh. state University of ingen. technologies].- Voronezh, 2011.- 23 p.

6. Dvoryaninova, O.P. The receipt and investigation of the properties of the enzyme complex meat freshwater carp [Text] / O.P. Dvoryaninova, A.C. Alekhina, S.A. Sto-rublevtsev / / Izvestiya vuzov. Food technology. - 2010. № 4. - P. 13-15.