CC BY
48
I I I I I
I ■ Я I I I
Новости клеточных технологий. Новые технологии
эмбриона после ПЯСК может иметь значение для изучения цитоплазматического наследования и причин развития дефектов в постимплантационном периоде и после рождения жизнеспособных клонов. Только 20% клонированных бла-стоцист (и 50% бластоцист, полученных путём оплодотворения) приматов имеет хорошую внутреннюю клеточную массу, из которой можно выделить жизнеспособные линии ЭСК. Тем не менее, именно эти технологии можно исполь-
зовать для выделения иммуносовместимых ЭСК для клеточной терапии. До сих пор так и не удалось получить по-стимплантационный жизнеспособный эмбрион приматов методом клонирования. Все попытки переноса бластоцист в матку не заканчивались беременностью. Можно предположить, что аналогичные проблемы будут возникать и при попытках репродуктивного клонирования человека.
36
Рис. 1. Бластоциста примата, полученная методом переноса ядра соматической клетки. Из Dev Biol 2004; 276; 2: 237-52 с изменениями.
*hSCNT х Bovine JT's/DNA
Рис. 2. Аномалии развития микротрубочек хромосомного веретена деления при внутривидовом ПЯСК (а). Нормальная картина при внутривидовом переносе ядра клетки примата в ооцит телёнка (б). Окраска микротрубочек (зелёный) и ДНК ядра (синий). Из Dev Biol 2004; 276; 2: 237-52 с изменениями.
Рис. 3. Картина аномального первого митоза в эмбрионе примата, созданного методом ПЯСК (а). Нормальная метафаза (б) и телофаза (в) митоза контрольного партеногенетически развитого эмбриона. Окраска микротрубочек (красный), ядра (синий) и белка Eg5 центросом (зелёный). Из Dev Biol 2004; 276; 2: 237-52 с изменениями.
ЛИТЕРАТУРА:
1. Hwang Y.J. et al. Evidence of a pluripotent human embryonic stem cell line derived from a cloned blastocyst. Science 2004; 303: 1669-74.
2. Wakayama T., Perry A.C. Cloning of mice. In: Cibelli JB, Lanza RP, Campbell KH (West MD, ed.). Principles of Cloning. San Diego: Academic Press, 2002. Р. 301-41.
3. Schatten G., Prather R., Wilmut I. Cloning claim is science fiction, not science. Science 2003; 299: 344.
4. Meng L. et al. Rhesus monkeys produced by nuclear transfer. Biol Reprod 1997; 57: 454-9.
5. Chan A.W. et al. Clonal propagation of primate offspring by embryo splitting. Science 2000; 287: 317-19.
6. Simerly C. et al. Molecular correlates of primate nuclear transfer failures. Science 2003; 300: 297.
7. Mitalipov S.M. et al. Rhesus monkey embryos produced by nuclear transfer from embryonic blastomeres or somatic cells. Biol Reprod 2002; 66: 1367-73.
Подготовил А.В. Берсенев; по материалам Dev Biol 2004; 276; 2: 237-52.
Поиск оптимального «гестационного окна» для ксенотрансплантации эмбриональных тканей
В условиях острого дефицита донорских органов для трансплантации внимание исследователей все чаще обращается к технологиям органогенеза, заключающимся в создании «мини-органов» или тканей de novo, способных временно или длительно заменить (или поддержать) функцию повреждённых собственных. В качестве источника рядом исследователей рассматриваются и ксеногенные ткани. Первые эксперименты по органогенезу были выполнены Hammerman M.R. с почкой. Как сообщалось ранее, в эксперименте на мышах была показана возможность использования метанефроса 15-тидневных эмбрионов мышей для
создания полноценной почки in vivo, которая смогла бы продлить жизнь животных с острой почечной недостаточностью [1, 2]. В клинической практике также предпринимались попытки применения эмбриональной поджелудочной железы 80 суток гестации. Однако были получены неоднозначные клинические результаты, что приостановило широкое внедрение этой методики [6]. Известно, что алло- или ксеногенный эмбриональный материал, предназначенный для трансплантации взрослому реципиенту, должен находиться в пределах «гестационного коридора», ограниченного, с одной стороны, достаточной (для поддержания фун-
Клеточная трансплантология и тканевая инженерия № 1, 2005
■ мм
ш
Новости клеточных технологий. Новые технологии
37
кции) дифференцировкой тканей, а с - другой отсутствием экспрессии видоспецифичных антигенов на поверхности клеточных мембран [1-3]. В случаях трансплантации недостаточно зрелой ткани возрастает риск образования опухолей [4], тогда как дифференцированные клетки органа могут стать мишенью иммунной системы с последующим их отторжением. Этот коридор получил название «гестаци-онного окна». Он специфичен для каждого вида животных. Так, например, гестационное окно для метанефроса у человека и свиньи составляет 7-8 и 4 недели гестации соответственно [5]. Поскольку использование человеческих эмбрионов с целью получения из них функционирующих тканей для трансплантации запрещено во многих странах, то альтернативой могут стать эмбриональные ткани биологически близких к человеку свиней. В журнале PNAS появилась интересная публикация израильских ученых, установивших «гестационное окно» для печени, поджелудочной железы и легкого свиньи, как потенциальных источников для ксенотрансплантации в клинической практике. Срок беременности свиньи, который составляет около 4 мес, для удобства был разделен на гестационные этапы, обозначаемые условными единицами, равными одному дню (например, 21Е - это 21 день гестации). Эмбриональные ткани печени, поджелудочной железы и легкого были получены на следующих гестационных сроках: 21Е, 24Е, 28Е, 56Е, 80Е, 100Е. Из органов эмбрионов механически выделяли клетки и небольшие фрагменты ткани. Затем выполняли эксперименты по трансплантации этих тканей под капсулу почки и в селезенку NOD/SCID-мышей. Спустя 6-8 недель мыши выводились из эксперимента. У мышей, которым были трансплантированы ткани печени в срок 21Е и 24Е, спустя 6 недель развились тератомы, тогда как от 28Е-тканей при гистологическом исследовании определялась нормальная структура печени с желчными протоками и печеночными балками. При анализе белков крови в этот срок определялся значительный уровень альбуминов свиньи. При трансплантации тканей на более поздних сроках дифференцировки наблюдали постепенную регрессию трансплантата и снижение концентрации свиного альбумина в плазме крови. Таким образом, гестационное окно для тканей печени свиньи составило 28Е.
Подобный эксперимент был проведен для ткани поджелудочной железы. Выяснилось, что при её трансплантации, даже на самых ранних сроках беременности (21Е и 24Е), тератомы не образовывались, а признаки наибольшей функциональной активности железы были выявлены спустя 6 недель после трансплантации 42-56Е тканей. В крови мышей также определяли достаточно высокий титр свиного инсулина, а железистый ксеноэпителий экспрессировал СК 20 и MNF-116, т.е сохранял тканеспецифичность, обусловленную дифференцировкой прогениторных клеток in vivo. При трансплантации зачатков легкого от эмбрионов 21Е, 24Е и 28Е под капсулу почки и в селезенку мышей не было обнаружено тератом, однако легочная ткань не развивалась и подвергалась фиброзу. Четкая тканеспецифическая дифференцировка наблюдалась лишь в гестационном окне в 56Е.
Рис. Внешний вид легкого свиньи на поверхности мышиной почки через 6 недель после трансплантации эмбриональной 56Е ткани. Из РЫЛБ 2005; 102: 2928-33 с изменениями.
Таким образом, результаты исследования указывают на точные сроки взятия эмбриональных тканей свиньи (определённые «гестационным окном») для ксенотрансплантации. «Гестационные окна» обеспечат наилучшую приживаемость ксенотрансплантатов и минимизируют риск образования тератом. Как оказалось, различные ткани эмбриона обладают совершенно различными «гестационны-ми окнами». Так, для печени характерно более раннее (28Е), а для лёгочной ткани - более позднее (56Е) «гестационное окно». Способность эмбриональных клеток образовывать тератомы зависела не только от срока гестации, но и от тканеспецифичности. Очень важным, в своё время, было бы определение «гестационных окон» для эмбрионов человека. Однако применение эмбриональных тканей человека в клинике запретили в большинстве стран мира. Возможно, что неточное определение «гестационных окон» раньше ограничивало ксенотрансплантацию островковых клеток для лечения сахарного диабета в клинике. Хотя ксенотрансп-лантация остаётся «технологией резерва» клинической медицины, авторы исследования надеются, что данные технологии в ближайшем будущем могут облегчить страдания тысячам пациентов с циррозом печени, сахарным диабетом и фиброзом легких.
ЛИТЕРАТУРА:
1. Rogers S., Hammerman M.R. Prolongation of life in anephric rats following de novo enal organogenesis. Organogenesis 2004; 1; 1: 22-5.
2. Qiu L. et al. Promotes selective expansion of the nephrogenic mesenchyme during kidney organogenesis. Organogenesis 2004; 1; 1: 14-21.
3. Hammerman M.R. Pancreas and kidney transplantation using embryonic donor organs. Organogenesis 2004; 1; 1: 3-13.
Schuldiner M., Itskovitz-Eldor J., Benvenisty N.V. Selective ablation of human embryonic stem cells expressing a «suicide» gene. Stem Cells 2003; 21; 3: 257-65.
Dekel B. et al. Human and porcine early kidney precursors as a new source for transplantation. Nat Med 2003; 9; 1: 53-60. Groth C.G. et al. Transplantation of porcine fetal pancreas to diabetic patients. Lancet 1994; 344; 8934: 1402-4.
Подготовил А.В. Волков; по материалам PNAS 2005; 102: 2928-33.
Клеточная трансплантология и тканевая инженерия № 1, 2005
4
6.
