ПОЧЕМУ KLEBSIELLA PNEUMONIAE СТАНОВИТСЯ ЛИДИРУЮЩИМ ОППОРТУНИСТИЧЕСКИМ ПАТОГЕНОМ Текст научной статьи по специальности «Фундаментальная медицина»

RM'AiX

www.cmac-journal.ru

КЛИНИЧЕСКАЯ МИКРОБИОЛОГИЯ И АНТИМИКРОБНАЯ ХИМИОТЕРАПИЯ

Тол 22 N°1

2020

DOI: 10.36488/cmac.2020.1.4-19

Обзорная статья

Почему Klebsiella pneumoniae становится лидирующим оппортунистическим патогеном

Чеботарь И.В.1, Бочарова Ю.А.1, Подопригора И.В.2, Шагин Д.А.13

1 ФГБОУ ВО «Российский национальный исследовательский медицинский университет им. Н.И. Пирогова» Минздрава России, Москва, Россия

2 ФГАОУ ВО «Российский университет дружбы народов», Москва, Россия

3 ФБУН «ЦНИИ эпидемиологии» Роспотребнадзора, Москва, Россия

Контактный адрес:

Игорь Викторович Чеботарь

Эл. почта: nizarnn@yandex.ru

Ключевые слова: клебсиеллы, Klebsiella pneumoniae, вирулентность, антибиотикорезистентность.

Конфликт интересов: авторы заявляют об отсутствии конфликтов интересов.

В настоящем обзоре рассматриваются причины, которые привели к тому, что Klebsiella pneumoniae становится самым опасным оппортунистическим патогеном для человека. Кратко описаны история открытия K. pneumoniae и ее микробиологические свойства. Перечислены формы патологии, которые может вызывать K. pneumoniae. Детально проанализированы молекулярно-генетические основы вирулентности и антибиотикорезистентности K. pneumoniae. Сделан вывод о том, что главной причиной опасности клебсиелл является их способность формировать устойчивость к представителям всех классов антибиотиков.

Review

The reasons why Klebsiella pneumoniae becomes a leading opportunistic pathogen

Chebotar I.V.1, Bocharova Yu.A.1, Podoprigora I.V.2, Shagin D.A.13

1 Pirogov Russian National Research Medical University, Moscow, Russia

2 RUDN University, Moscow, Russia

3 Central Research Institute of Epidemiology, Moscow, Russia

Contacts:

Igor V. Chebotar

E-mail: nizarnn@yandex.ru

Key words: Klebsiella pneumoniae, virulence, antimicrobial resistance.

Conflicts of interest: all authors report no conflicts of interest relevant to this article.

This review provides an analysis of causes why Klebsiella pneumoniae takes a leading place among opportunistic human bacteria. The review includes the history of K. pneumoniae studies, microbiological properties and various Klebsiella-associated types of infections. The molecular and genetic mechanisms of K. pneumoniae virulence and antimicrobial resistance are described in detail. It's concluded that the main underline cause of K. pneumoniae threat is the potential for developing resistance to all antimicrobial classes.

Введение

Стратегический успех любого бактериального возбудителя зависит от его способности быстро адаптироваться к агрессивному действию эффекторов иммунной системы и антимикробных препаратов (АМП). С этих позиций можно выделить 6 наиболее успешных таксонов микроорганизмов, которые получили название ESKAPE-патогены [1]. Именно бактерии этой группы, включающей Enterococcus spp., Staphylococcus aureus, Klebsiella pneumoniae, Acinetobacter baumannii, Pseudomonas

aeruginosa и Enterobacter spp., рассматриваются международными экспертами как глобальная угроза для человечества [2]. Лидерство внутри группы ESKAPE определяется многими факторами: особенностями социального портрета населения, профилем стационара, спецификой национальных стандартов лечения, эффективностью работы эпидемиологических служб, практикой использования антибиотиков в национальном масштабе. Статистика последних лет показывает устойчивую тен-

Чеботарь И.В. и соавт.

денцию: во многих регионах мира самыми опасными из оппортунистических патогенов становятся госпитальные штаммы K. pneumoniae с признаками резистентности к антибиотикам. В 2014 г. в США K. pneumoniae была причиной примерно 10% всех зарегистрированных инфекций [3]. Заболевания, вызванные клебсиеллами, характеризуются тяжелым течением. При инфекциях кровотока в течение месяца погибает 20% больных [4]. Прогноз нозо-комиальных пневмоний, связанных с K. pneumoniae, еще более пессимистичен: летальность достигает 50% [5].

В настоящем обзоре представлен анализ свойств K. pneumoniae, которые определяют ее особую клиническую значимость среди госпитальных микробов-оппортунистов.

История изучения K. pneumoniae

Считается, что впервые K. pneumoniae была описана Карлом Фридлендером в 1882 г. при изучении ау-топсийного материала из легких пациента, умершего от пневмонии [6]. Уже тогда Фридлендер в качестве одного из характерных атрибутов нового микроба определил капсулу, которая впоследствии стала рассматриваться в качестве главного фактора патогенности и основы для серотипирования. До 1886 г. обнаруженная бактерия именовалась палочкой Фридлендера (Friedlander's bacillus), затем получила современное название - Klebsiella pneumoniae, родовой эпитет был утвержден в честь немецкого бактериолога Эдвина Клебса. Впрочем, термин «палочка Фридлендера» продолжал устойчиво использоваться до середины ХХ в.

Если следовать современной таксономии, которая объединяет в один вид три подвида (K. pneumoniae subsp. pneumoniae, K. pneumoniae subsp. rhinoscleromatis, K. pneumoniae subsp. ozaenae), то необходимо вспомнить также историю изучения клебсиелл как возбудителей риносклеромы и атрофического ринита (озены). В 1882 г. австрийский уролог Антон Риттер фон Фриш выделил капсульную бактерию от больного риноскле-ромой и выдвинул гипотезу о ее этиологическом значении в развитии риносклеромы [7]. До 1887 г. эту бактерию называли бацилла Фриша (Frisch bacillus), позднее она была отнесена к роду Klebsiella и получила название Klebsiella rhinoscleromatis. В 1970-х гг. возбудитель риносклеромы был реклассифицирован в подвид K. pneumoniae и сейчас называется K. pneumoniae subsp. rhinoscleromatis. В 1983 г. Рудольф Абель (Rudolf Abel) описал в качестве возбудителя атрофического ринита (озены) Bacillus ozenae (Bacillus mucosus ozenae, Klebsiella ozaenae), которую стали рассматривать как самостоятельный вид [8]. Тогда же на этиологию озены существовали альтернативные взгляды. Perez, а позднее Horn и Victors считали, что возбудителями озены являются бактерии Coccobacillus foetidus ozenae [9]. Описанные Perez коккобациллы, вероятнее всего, тоже были клебсиеллами. Однако в этом нет твердой уверенности, потому что озена является полиэтиологичным заболеванием, возбудители которого принадлежат к разным таксономическим группам. В 1970-х гг. возбудитель озены был реклассифицирован в подвид K. pneumoniae и сейчас называется K. pneumoniae subsp. ozaenae.

Чеботарь И.В. и соавт.

Микробиологические свойства

Микробиологические свойства K. pneumoniae во многом типичны для семейства Enterobacteriaceae и рода Klebsiella [10]. K. pneumoniae - грамотрицательные прямые палочковидные бактерии (длина тела бактерии -от 0,6 до 6,0 мкм, диаметр - от 0,3 до 1,0 мкм), которые располагаются одиночно, парами или собраны в короткие цепи. Имеют выраженную капсулу, неподвижны. Являются факультативными анаэробами, неприхотливы в культивировании, оксидазонегативные. Ферментируют арабинозу, инозитол, лактозу, манни-тол, рамнозу, сахарозу, глюкозу, раффинозу, сорбитол, цитрат, являются уреазоположительными. Глюкозу ферментируют с образованием кислоты и газа (СО2 и незначительное количество Н2). Признаки видовой идентификации описаны ниже. Продуцируют ряд ферментов, которые могут участвовать в патогенезе инфекционного процесса. Клебсиеллы обладают очень интересным свойством: в анаэробных условиях в качестве источника азота они могут утилизировать атмосферный N2 [11]. Подвиды K. pneumoniae - K. pneumoniae subsp. pneumoniae, K. pneumoniae subsp. ozaenae и K. pneumoniae subsp. rhinoscleromatis - отличаются по биохимическим, серологическим и патогенетическим характеристикам.

Внутривидовое типирование K. pneumoniae проводится на основе серологических, генетических и про-теомных методов. Серологическое типирование, основанное на определении капсульных антигенов (К-антигенов), установило наличие 82 антигенных детерминант [12]. В рутинной практике используется стандартная международная схема, которая позволяет определить 77 серотипов K. pneumoniae. Технология ти-пирования K. pneumoniae на основе О-антигенов является методически более сложной, что связанно с экранированием О-антигенов термостабильной капсулой [12]. Мнения экспертов о количестве серотипов различаются: согласно разным критериям, их насчитывают от 8 до 9 [12, 13]. Из-за субъективности учета результатов и низкой «разрешающей способности» серотипи-рование вытесняется молекулярно-генетическими методами типирования, к которым относится мультилокусное сиквенс-типирование (MLST) и полногеномное секвени-рование. Фаготипирование и типирование на основе бактериоцинов практически не применяются в современной клинической микробиологии. Эффективность клебсиеллезных бактериофагов, используемых для диагностических и лечебных процедур, может быть сомнительной по двум важным причинам. Во-первых, используемые в России бактериофаги не стандартизованы при помощи молекулярно-генетических методов, что не позволяет говорить об их генетической однородности в разных сериях препаратов. Во-вторых, клебсиеллы, как и другие энтеробактерии, могут быстро приобретать резистентность к бактериофагам [14].

Экология и эпидемиология

K. pneumoniae - симбионт человека и животных, который способен выживать в подходящих условиях окружающей среды. Более чем у трети здоровых людей (до 35%),

не связанных с медицинскими учреждениями, кишечник колонизирован K. pneumoniae [15]. До 6% здоровых людей являются носителями клебсиеллы на слизистой оболочке верхних дыхательных путей, преимущественно в носоглотке [15, 16]. Реже K. pneumoniae может присутствовать на коже, а также на наружных или близких к поверхности участках мочеполовой системы здорового человека. Жизнеспособные клетки K. pneumoniae часто обнаруживаются в естественных водоемах, в почве, на культурных и дикорастущих растениях [17, 18]. Высокая концентрация K. pneumoniae определяется в сточных водах, навозе и других образцах из окружающей среды животноводческих предприятий. Принципиальное различие между изолятами от человека и штаммами, полученными из окружающей среды, заключается в особенностях строения капсулы [19]. Считается, что капсула является важнейшим адаптивным инструментом для выживания в организме человека.

Клебсиеллы могут выдерживать пересыхание и сохранять жизнеспособность на искусственных поверхностях, что является одной из основ развития нозокомиальных инфекций, вызванных K. pneumoniae. Передача инфекции осуществляется преимущественно при помощи контактного механизма, который реализуется «от человека к человеку» через руки, электронные устройства (телефоны, клавиатуры компьютеров и др.), предметы быта, медицинские инструменты [20-23]. Возможна передача K. pneumoniae при помощи аэрогенного и фекально-орального механизмов. Описаны случаи заражения пациентов клебсиеллами через инфузионные устройства [16]. Необычная локализация K. pneumoniae, ставшая причиной крупной вспышки клебсиеллезной инфекции в отделении интенсивной терапии новорожденных, была обнаружена на накладных ногтях одной из сотрудниц отделения [24]. Возможным источником инфекции могут являться сельскохозяйственные животные, при этом передача клебсиелл человеку может происходить через продукты животноводства [25]. K. pneumoniae - микроорганизм, который требует особого внимания из-за его способности вызывать внутрибольничные вспышки с возможностью неблагоприятных исходов, количество которых коррелирует с профилем антибиотикорезистентности штамма возбудителя [26]. Официальная статистика говорит о том, что от 3% до 9% всех внутрибольничных эпидемических вспышек вызваны K. pneumoniae [27, 28].

Факторы вирулентности

K. pneumoniae обладает немногочисленными, но эффективными факторами вирулентности, обеспечивающими развитие всех стадий инфекционного процесса, включая адгезию и колонизацию, инвазию и защиту от иммунных эффекторов. Основные вирулентные свойства реализуются за счет капсулы, липополисахарида (ЛПС), пилей, сидерофоров, колибактина и белков наружной мембраны. В геноме некоторых штаммов клебсиелл обнаруживались гены и других потенциальных факторов вирулентности, таких как протеаза HtrA и фосфолипаза D [29, 30].

Капсула (К-антиген) - это структура, состоящая из полисахаридов и уроновых кислот. Полисахариды пред-

ставлены повторяющимися блоками из 2-7 моносахаров (обычно D-глюкозы, D-маннозы, D-галактозы). Капсула крепится к наружной мембране и массивным слоем покрывает микробную клетку [31]. Гены, кодирующие ферменты синтеза капсулы, занимают особое место в геноме K. pneumoniae - локус cps (от англ. capsule polysaccharide synthesis - синтез полисахаридов капсулы). В его составе выделяют 19 генов, среди которых основное значение имеет ген wzi. Он кодирует поверхностный белок, участвующий в сборке капсулы на наружной мембране клетки, и присутствует у всех капсульных штаммов K. pneumoniae [32, 33]. Строение гена wzi определяет принадлежность клебсиеллы к капсульному серологическому типу или K-серотипу, что легло в основу wzi-типирования - генетического метода определения капсульного серотипа. Набор других генов в локусе cps отличается у разных изолятов и не зависит от K-серотипа. На сегодняшний день известно 77 K-серотипов и 135 соответствующих им wzi-типов [34]. Отдельно выделяют серотипы K1 и K2, представители которых наиболее распространены в клинической практике и часто обладают гипермукоидным фенотипом [35]. Считается, что гипермукоидные штаммы, которые обладают способностью продуцировать избыточное количество слизи, ассоциированы с особо тяжелым и даже фатальным течением клебсиеллез-ной инфекции, поэтому они получили название гипервирулентных [36]. Если вспомнить, что бактериальная слизь является результатом сброса капсульного материала во внеклеточную среду, то мукоидность штамма напрямую связана с уровнем продукции капсульных полисахаридов. Гиперпродукция капсульных полисахаридов возникает под действием положительных регуляторов экспрессии локуса cps - генов rmpA, rcsB - или при наличии особой аллели гена wzy-полимеразы - wzy_K1 (magA) [37-40]. Ген rmpA (от англ. regulator of mucoid phenotype A - регулятор мукоидного фенотипа A) входит в состав плазмиды pLVPK (от англ. large virulence plasmid of K. pneumoniae - большая плазмида K. pneumoniae, ассоциированная с вирулентностью), то есть rmpA-зави-симая гиперпродукция капсульных полисахаридов определяется наличием данной плазмиды у конкретного изо-лята [37]. Ген rcsB - хромосомный ген двухкомпонентной регуляторной системы Rcs, экспрессия которого увеличивается под действием внешних стимулов, таких как воздействие лизоцима, оксидативный стресс, повреждение пептидогликана клеточной стенки и др. [41].

Повышенная вирулентность гипермукоидных изоля-тов доказана на инфекционных моделях. Напротив, изо-ляты со сниженной продукцией капсульных полисахаридов (например, изоляты, не несущие ген rmpA) обладали слабой вирулентностью, что указывает на особое значение капсулы в развитии инфекционного процесса [42].

Наличие капсулы обеспечивает способность K. pneu-moniae ускользать от иммунного ответа макроорганизма, включая защиту от фагоцитоза, катионных антимикробных пептидов (КАП), системы комплемента. Капсула может нарушать процесс фагоцитоза на двух стадиях: хемотаксиса и адгезии. В исследовании Regueiro V. и со-авт. показано, что капсульные штаммы слабо стимулируют выработку молекул ИЛ-8 и ICAM-1, вследствие

Чеботарь И.В. и соавт.

чего замедляется миграция нейтрофилов в очаг воспаления [43]. Кроме того, в результате нарушения активации системы комплемента снижается концентрация хе-моаттрактантов, в том числе компонентов комплемента C3a и C5a. Капсула маскирует поверхностные структуры клебсиелл (ЛПС, порины), необходимые для прямой и опсонин-зависимой адгезии фагоцитов [44, 45]. Протеины легочного сурфактанта (SP) являются опсо-нинами, активирующими макрофагальный фагоцитоз. Однако капсула гипервирулентных серотипов нарушает SP-опосредованную опсонизацию K. pneumoniae. Kabha K. и соавт. показали, что один из типов SP (SP-A) не влияет на фагоцитоз гипервирулентных бактерий серотипа K2, однако усиливает фагоцитоз легочными макрофагами представителей других серотипов [46]. Другой тип SP (SP-D) не активен в отношении любых капсульных серотипов и связывает только бескапсульные штаммы [47]. Капсульные полисахариды, покрывая поверхность бактериальной клетки, нейтрализуют отрицательный заряд наружной мембраны и таким образом ограничивают электростатическое взаимодействие КАП с клеточной стенкой. Доказано, что капсула препятствует бактерицидному действию таких КАП, как альфа- и бета-дефен-зин 1, протамина сульфат [48].

Капсула нарушает активацию системы комплемента путем экранирования поверхностных структур - активаторов комплемента (эпитопов антигенов, необходимых для антителозависимого связывания компонента комплемента C1q, и белка наружной мембраны OmpK36, способного связывать компонент C1q без участия антител) [49, 50]. В конечном счете это приводит к снижению антимикробной активности комплемента и подавлению комплемент-зависимого фагоцитоза. Однако К-антиген некоторых изолятов K. pneumoniae (серотипы K2, K21a, K36, K50) может непосредственно активировать систему комплемента по лектиновому пути за счет наличия в их составе дисахаридов, состоящих из остатков маннозы или рамнозы [51].

Молекула ЛПС - неотъемлемая часть наружной мембраны всех грамотрицательных бактерий, включая K. pneumoniae, - состоит из трех частей. Первая часть -липид A - гидрофобное соединение, закрепленное на наружной мембране бактерии. Вторая - олигосахарид-ное ядро - соединяет липид А с третьей частью - по-лисахаридной цепочкой (O-полисахарид, O-антиген). Липид А и олигосахаридное ядро имеют консервативное строение, их химическую основу составляют липид-ассо-циированные глюкозамины и олигосахариды (8-15 моносахаридов) соответственно. Полисахаридная цепочка обладает антигенными свойствами, имеет высоковариабельное строение и служит признаком для разделения K. pneumoniae на O-серотипы [52, 53]. Серотипы O1, O2 и O3 являются наиболее распространенными и выявляются в 80% случаев инфекций, вызванных K. pneumoniae [5]. Полисахаридные цепочки серотипов O1 и O2 по химическому строению представляют собой D-галактан I, основой O-полисахарида серотипа O3 служит полимер маннозы [54].

Ферменты синтеза липида A, олигосахаридного ядра и O-полисахарида кодируются генами локусов lpx, waa и wb (rfb) соответственно. Структура локуса lpx явля-

Чеботарь И.В. и соавт.

ется консервативной [53, 55]. Группы генов rfb и waa различаются у разных штаммов K. pneumoniae, однако корреляции между структурой данных локусов и O-серотипом не обнаружено [55]. Локус rfb наиболее подробно описан у штаммов, содержащих D-галактан I в составе ЛПС. Он включает 6 генов, разделяемых на три группы в зависимости от функции кодируемых ими ферментов: 1) ген glf (ферменты синтеза моносахаров), 2) гены wbbM, wbbN и wbbO (ферменты синтеза субъединиц полисахаридов), 3) гены wzm и wzt (ферменты сборки и транспорта полисахарида через мембрану) [55]. Локус waa имеет два типа строения, различающихся по двум генам: тип 1 несет гены wabI и wabJ, тип 2 - гены wabK и wabM, при этом штаммы с локусом waa типа 2 обладают большей вирулентностью [56].

Наряду со своей основной функцией - стабилизацией наружной мембраны бактериальной клетки - ЛПС защищает бактерию от эффекторов иммунитета (система комплемента, фагоциты, КАП) за счет модификации своей химической структуры, а в свободной форме (при разрушении мембраны) оказывает токсическое воздействие на клетки макроорганизма [57, 58]. Дикие штаммы K. pneumoniae, несущие полноразмерный ЛПС c O-полисахаридом («smooth LPS», S-форма), устойчивы к бактерицидному действию системы комплемента, так как мембраноатакующий комплекс даже при отсутствии капсулы формируется на большом расстоянии от наружной мембраны и не может осуществлять лизис бактерии [44, 45]. Однако «smooth LPS» не защищает от комплемент-зависимого фагоцитоза. У штаммов с мутациями в генах ферментов синтеза ЛПС (ген гликозилтрансфе-разы I - waaC, гены ацетилтрансфераз - lpxL, lpxM, lpxP и др.) формируется «rough LPS» (R-форма) - ЛПС без полиса-харидной цепи или с укороченной полисахаридной цепью

[59]. Связывание компонентов комплемента с «rough LPS» ведет к формированию мембраноатакующего комплекса на наружной мембране и лизису бактерии [44, 45].

Основной ЛПС-опосредованный механизм защиты K. pneumoniae от иммунных эффекторов заключается в модификации липида А. Существует несколько вариантов модификации: присоединение пальмиата, амино-арабинозы, фосфоэтаноламина или гидроксимиристата

[60]. Присоединение пальмиата происходит при участии ацетилтрансферазы PagP, гидроксимиристата - ди-оксигеназы LpxO и трансферазы LpxL2. Присоединение аминоарабинозы и фосфоэтаноламина осуществляется трансферазами ArnT (кодируется геном опе-рона pmrF) и EptA (кодируется геном pmrC) соответственно. Активация экспрессии гена lpxO происходит под действием двухкомпонентной регуляторной системы PhoP/Q, работа которой заторможена у диких штаммов негативным регулятором MgrB. Экспрессия pagP, pmrF и pmrC регулируется на трех уровнях: усиливается под влиянием двухкомпонентной регуляторной системы PmrA/B (BasS/R), которая активируется MgrB-зависимой системой PhoP/Q [60-62]. Дополнительными внешними стимулами для активации PmrA/B служит снижение концентрации Fe3+, для активации PhoP/Q - снижение концентрации двухвалентных катионов. Интересно, что опе-рон pmrF и ген ацетилтрансферазы PagP активируются при экспозиции K. pneumoniae с полимиксином В [63].

При модификации липида A изменяется заряд наружной мембраны K. pneumoniae, что препятствует бактерицидному действию КАП [64]. Модификация липида А приводит к нарушению запуска системного иммунного ответа через TLR4-рецептор фагоцитов, который обычно активируется нативным ЛПС. TLR4-завимая активация иммунного ответа заключается в образовании комплекса «нативный ЛПС + ЛПС-связывающий протеин + растворимая форма CD-14 + TLR4». Это приводит к стимуляции фагоцитов и продукции активных форм кислорода и медиаторов воспаления (тромбок-сан А2, лейкотриен С4, простагландин E2, ИЛ-8, ИЛ-12, ИЛ-15). Данная реакция, направленная на элиминацию бактерий, может приобретать неконтролируемое развитие и приводить к генерализации воспалительного процесса вплоть до тромбогеморрагического синдрома и полиорганной недостаточности [57]. При гибели бактерий и разрушении наружной мембраны высвобождается большое количество ЛПС в молекулярной форме. Свободный ЛПС обладает пирогенным действием, а на молекулярном уровне проявляет мембранотоксический эффект: вызывает дестабилизацию клеточной мембраны и образование пор в билипидном слое [58].

Для адгезии на слизистых оболочках макроорганизма клебсиеллы используют пили (фимбрии) - фила-ментозные структуры длиной 10 мкм и диаметром от 1 до 11 нм. У K. pneumoniae обнаружено два типа пилей: тип 1 кодируется геном fim, тип 3 - генным кластером mrk. Пили типа 1 являются основным фактором адгезии; главная функция пилей типа 3 - участие в формировании биопленки [65]. По данным Alcantar-Curiel M. и со-авт., пили типа 1 экспрессируются практически у всех изолятов K. pneumoniae, пили типа 3 - только у 57% штаммов [66]. Наиболее интенсивное биопленкообра-зование при этом демонстрируют гипервирулентные изоляты серотипа K1 [67]. Способность к биопленко-образованию - одно из основных вирулентных свойств K. pneumoniae, так как в составе биопленки бактерии становятся «недосягаемыми» для факторов иммунитета макроорганизма (фагоцитов, системы комплемента, антимикробных пептидов) [68]. Внеклеточный матрикс биопленок K. pneumoniae характеризуется высокой концентрацией экзополисахаридов (полимеров, включающих остатки глюкозы, галактозы, рамнозы, глюкуроно-вые кислоты и глюкозамины), небольшим содержанием нуклеиновых кислот и целлюлозы. Содержание белков в матриксе составляет в среднем 30% [69, 70]. Процесс биопленкообразования находится под контролем вторичного мессенджера c-di-GMP (циклический димер гуанозинмонофосфата), который регулирует экспрессию генов кластера mrc, взаимодействуя с регулятором MrkH [71, 72]. Это приводит к активации ферментов Bcs (целлюлозо-синтаз) и стимуляции продукции внеклеточного матрикса. Формирование биопленок усиливается при действии на K. pneumoniae некоторых АМП - ген-тамицина, амикацина, тетрациклина. Воздействие лево-флоксацина и ципрофлоксацина, напротив, уменьшает биопленкообразование[73].

Важными факторами патогенеза инфекции являются сидерофоры - низкомолекулярные соединения, секре-тируемые бактериями для связывания ионов железа и

их доставки в бактериальную клетку через специальные рецепторы. Бактериальные сидерофоры лишают клетки человека ионов железа, что приводит к метаболическим нарушениям вплоть до клеточной гибели [74]. Уровень экспрессии сидерофоров зависит от концентрации железа в бактериальной клетке. При перенасыщении бактерии железом ионы Fe2+ связывается с репрессором Fur (от англ. Ferric uptake regulator - регулятор поглощения железа). Образовавшийся комплекс, взаимодействуя с консенсусной последовательностью в области промотора, снижает транскрипцию генов сидерофоров [75]. Следует отметить, что помимо регуляции синтеза сиде-рофоров, Fur участвует в снижении уровня экспрессии rmpA и генов синтеза колибактина.

Сидерофоры K. pneumoniae представлены энтеро-бактином, иерсинобактином, сальмохелином и аэро-бактином. Энтеробактин кодируется генным кластером entABCDEF и является наиболее распространенным си-дерофором клинических штаммов K. pneumoniae [76]. Особенность энтеробактина заключается в том, что он может инактивироваться липокалином 2 - белком, секре-тируемым нейтрофилами и эпителиальными клетками дыхательных путей. В исследовании Bachman M. и соавт. показано, что энтеробактинопродуцирующие штаммы K. pneumoniae были авирулентны в дыхательных путях мышей, в организме которых секретировался липокалин 2. Однако штаммы, продуцирующие два вида сидерофо-ров - энтеробактин и иерсинобактин (сидерофор, кодируемый геном irp), - не теряли способности вызывать развитие инфекционного процесса [77, 78]. Иерсинобактин, в отличие от энтеробактина, связывается плазменным белком трансферрином, поэтому иерсинобактинопро-дуцирующие штаммы K. pneumoniae, не секретирующие других сидерофоров, не способны к диссеминации [79]. Клебсиеллы способны продуцировать гликозилирован-ную форму энтеробактина, которая получила название сальмохелин. Сальмохелин кодируется генным кластером iroA и обнаруживается у 2% клинических штаммов K. pneumoniae [77]. Продукция аэробактина определяется наличием генного кластера iucABCDiutA, входящего в состав плазмиды pLVPK [80]. Сальмохелин и аэробактин не связываются тканевыми белками, поэтому они являются более «выгодными» сидерофорами для выживания в организме человека, чем энтеробактин и иерсинобак-тин. Считается, что у гипервирулентных штаммов чаще встречаются сальмохелин или аэробактин.

Колибактин - экзотоксин из группы цикломодули-нов - способен вызывать повреждения ДНК, возникновение анафазных мостов и хромосомных аберраций в эукариотических клетках [81, 82]. Ферменты синтеза колибактина - пептидсинтазы и поликетидсинтазы -кодируются геномным островом pks, содержащим 19 генов (clbA - clbS) [82]. Внешними стимулами для повышения продукции генов pks являются факторы химического и физического стресса. В частности, снижение концентрации ионов железа в среде стимулирует транскрипцию clbA через регулятор Fur и регуляторную РНК RyhB [83, 84]. Наличие pks более характерно для гипервирулентных штаммов серотипа K1 и регистрируется у 78,8% из них [85].

Порины наружной мембраны обеспечивают трансЧеботарь И.В. и соавт.

порт питательных веществ в бактериальную клетку. Большое значение поринов в развитии инфекционного процесса доказано многочисленными исследованиями. Например, в работе Tsai Y. и соавт. показано, что штаммы, несущие порины OmpK35 и OmpK36, менее чувствительны к фагоцитозу нейтрофилами и более вирулентны в инфекционных моделях, чем мутант-ные AompK35/36 штаммы [86]. Уровень экспрессии поринов зависит от осмотических характеристик среды: при высокой осмолярности активно экспрессируется OmpK36, при низкой осмолярности экспрессируются оба порина - OmpK35 и OmpK36 [87].

В целом K. pneumoniae не имеет каких-то особенных факторов вирулентности, аналоги которых не существовали бы у других оппортунистических бактерий. Более того, вирулентность некоторых других оппортунистов выглядит более угрожающей. Например, P. aeruginosa может не только иметь гипермукоидный фенотип, но и продуцировать целый набор экзотоксинов. Это ставит под сомнение гипотезу о том, что вирулентные свойства способны быть главной причиной оппортунистического успеха клебсиелл.

Устойчивость к антибиотикам

Главная причина опасности современных госпитальных штаммов K. pneumoniae кроется в их способности проявлять нечувствительность к антибиотикам. Именно резистентность делает клебсиелл лидерами среди оппортунистов. Это наглядно подтверждается статистикой распространения устойчивых изолятов. Среди но-зокомиальных штаммов K. pneumoniae, выделенных в России в 2015-2016 гг., 75,6% изолятов были продуцентами бета-лактамаз расширенного спектра, 90,2% изолятов были устойчивы к цефотаксиму, 51,2% изолятов - к фосфомицину, 26,5% изолятов - к карбапене-мам, 9,4% изолятов - к колистину [88]. Несмотря на то что Европейские данные по резистентности клебсиелл отличаются большой вариабельностью, можно утверждать, что в ряде стран Европы ситуация с резистентностью K. pneumoniae к важнейшим группам АМП является критической. Резистентность к карбапенемам среди штаммов, выделенных от пациентов в 2018 г., варьировала от 0-0,1% в Люксембурге и Норвегии до 63,9% в Греции (http://atlas.ecdc.europa.eu/public/index.aspx). Аналогичная картина наблюдалась с другими антибиотиками: устойчивость к фторхинолонам колебалась от 0% (Исландия) до 68,2% (Польша), устойчивость к ами-ногликозидам - от 0% (Исландия) до 59,2% (Болгария).

K. pneumoniae обладает природной (видовой) резистентностью к незащищенным пенициллинам, включая ампициллин, а также к макролидам, гликопептидам, линкозамидам, стрептограминам, рифампицину, дапто-мицину, фузидовой кислоте (фузидину) и линезолиду (Европейский комитет по определению чувствительности к антимикробным препаратам (EUCAST), www. eucast.org; Институт клинических и лабораторных стандартов (CLSI), www.clsi.org). Адаптивная резистентность K. pneumoniae детерминируется внутренними генетическими перестройками или генетическим материалом, приобретенным клебсиеллами путем горизонтального

Чеботарь И.В. и соавт.

переноса от резистентного микробного окружения. Адаптивная резистентность может обеспечить защиту клебсиелл от всех известных классов АМП.

Главный механизм устойчивости K. pneumoniae к бе-та-лактамным антибиотикам - это ферменты-гидролазы, получившие название бета-лактамаз. У K. pneumoniae были обнаружены представители бета-лактамаз всех четырех классов по Ambler: А (группы SHV, TEM, CTX-M, PER, KPS, GES), B (группы IMP, VIM, NDM, GIM, SIM), С (группы CMY, FOX, MOX, DHA) и D (группа OXA) [8991]. Бета-лактамазы объединяются в классы по структурным особенностям, но не по функциональной активности. Функциональная активность бета-лактамаз определяется двумя критериями: перечнем гидролизуе-мых бета-лактамных антибиотиков и отношением к ингибиторам бета-лактамаз (клавуланат, сульбактам, тазо-бактам). В целом проблема функциональной активности бета-лактамаз является примером сложности, которая не только не решена, но даже не оценена по достоинству. Предлагаем рассмотреть сложность указанной проблемы на примере бета-лактамаз группы SHV. Сейчас можно говорить о 34 подгруппах SHV, для которых было корректно доказано участие в формировании резистентности K. pneumoniae к бета-лактамным антибиотикам [92]. Если следовать функциональной классификации Bush K. и соавт. (1995), то многие из SHV-бета-лактамаз K. pneumoniae демонстрируют активность групп 2b, 2br, 2be [93]. Ферменты SHV функциональной группы 2b (типичный представитель - SHV-1) гидролизируют пеницил-лины, включая аминопенициллины (ампициллин), ранние цефалоспорины (цефалоридин, цефалотин), и инактиви-руются клавулановой кислотой, сульбактамом и тазобак-тамом [94]. Бета-лактамазы SHV функциональной группы 2br (SHV-56, SHV-107 и др.) отличаются устойчивостью к клавуланату, сульбактаму и тазобактаму [95, 96]. Бета-лактамазы SHV функциональной группы 2be (SHV-5, SHV-12 и др.) гидролизируют цефотаксим, цефтазидим, цефтриаксон, цефепим, монобактамы (азтреонам), инак-тивируются клавуланатом, сульбактамом, тазобактамом [97, 98]. При этом существует много вариантов SHV, спектр функциональной активности которых не укладывается в рамки классификации Bush K. и соавт. (1995). Например, SHV-2 гидролизирует пенициллины, цефало-спорины III поколения и азтреонам, а SHV-2a, которая отличается от SHV-2 заменой всего одной аминокислоты (при замене в гене blaSHV-2 нуклеотидов всего в двух позициях: 92 (Т^А), и 402 (А^-G)), проявляет совсем другую активность. Она гидролизирует пенициллины и цефо-таксим, но не цефокситин, цефтазидим, азтреонам [99, 100]. Описаны подгруппы SHV (например, SHV-38), которые, в дополнение к пенициллинам и цефалоспоринам, гидролизируют имипенем [101]. Запутанность информации о функциях бета-лактамаз возникает еще из-за того, что к настоящему моменту зарегистрированы десятки вариантов SHV, для генов которых полностью установлены нуклеотидные последовательности, но спектр функциональной активности этих бета-лактамаз не подтвержден корректными исследованиями (The Comprehensive Antibiotic Resistance Database, https://card.mcmaster.ca). Под корректным описанием функциональной активности бета-лактамаз мы понимаем биохимическое под-

тверждение гидролиза антибиотиков или хотя бы полноценную расшифровку механизмов резистентности для штаммов, несущих гены бета-лактамаз. По-видимому, функциональное разнообразие ферментов группы SHV является правилом, которому подчиняются многие другие группы бета-лактамаз, включая TEM, CTX-M, OXA. Неопределенность усиливается часто встречающимися сочетаниями различных механизмов резистентности, си-нергетический эффект которых приводит к качественным изменениям резистентности. Например, сочетание продукции CTX-M (бета-лактамаза расширенного спектра) со снижением проницаемости наружной мембраны и активацией эффлюкс-насосов у K. pneumoniae приводит к возникновению устойчивости к эртапенему [102].

Функционально более однородным классом бе-та-лактамаз являются представители класса B - метал-ло-бета-лактамазы, которые способны гидролизировать пенициллины, ингибиторозащищенные пенициллины, це-фалоспорины, карбапенемы, но не монобактамы. Как уже говорилось, у клинических изолятов K. pneumoniae, были обнаружены металло-бета-лактамазы групп IMP, VIM, NDM, GIM, SIM.

Устойчивость к бета-лактамным антибиотикам может быть не связана с бета-лактамазами. Она может

быть следствием модификации пенициллиносвязываю-щих белков, активацией эффлюкс-насосов (AcrAB-TolC, KpnGH, KpnEF), а также поломкой поринов (OmpK35, OmpK36, LamB, PhoE, KpnO), обеспечивающих транспорт бета-лактамов внутрь бактериальной клетки [103].

Анализ накопленной информации о функции бе-та-лактамаз позволяет сделать важный вывод: выявление у клинических изолятов групповых генов бе-та-лактамаз без определения их принадлежности к конкретной подгруппе не имеет значения для клинической практики. Количество функциональных разновидностей бета-лактамаз при этом очень велико: только генов blaSHV у энтеробактерий сейчас насчитывается 189 вариантов, и их число постоянно растет. Поэтому для выбора терапии на основе данных генетического анализа должны быть созданы биоинформационные инструменты, позволяющие по наличию конкретного варианта гена bla быстро определить оптимальные для лечения антибиотики.

Резистентность к наиболее широко применяемым антибиотикам других классов реализуется через механизмы, основные из которых представлены в Таблице 1.

Следует подчеркнуть, что изоляты K. pneumoniae могут расцениваться как «исключительно резистентные»

Таблица 1. Механизмы резистентности K. pneumoniae к антибиотикам, не относящимся к классу бета-лактамов

Класс антибиотиков

Мишень для антибиотика

Механизм резистентности

Нарушение проницаемости

Инактивация антибиотика

Модификация

Защита мишени

Эффлюкс антибиотика

Фторхино-лоны

Амино-гликозиды

Тетра-циклины

ДНК-гираза, топоизомераза IV

16S рРНК в составе 30S субъединицы рибосомы

16S рРНК в составе 30S субъединицы рибосомы, тигециклин имеет дополнительную мишень - 23S рРНК в составе 70S рибосомы

Потеря порина Ог^^ [104]

Инактивация фторхи-нолонов аминоглико-зид-ацетилтрансферазой AAC(6')-Ib [105]

Для K. pneumoniae отсутствуют корректные данные

Поломки поринов OmpCKP [112]

Мутации в генах ДНК-гиразы (gyrA) и топоизомеразы IV (parC) [104]

Инактивация аминог-ликозидов аминоглико-зид-ацетилтрансферазой AAC(6')-Ib и аминоглико-зид-фосфотрансферазой (APH) [105, 110]

Тетрациклин-инактивирующий фермент ТetX, гены которого переносятся плазми-дами,инактивирует тетрациклины путем гидроксилирования/ окисления [113]

Метилирование 16S рРНК ме-тилтрансфера-зами, включая ме-тилтрансферазы (ArmA, RmtB, RmtC и др.), гены которых переносятся плазмидами; мутации в гене rrs, кодирующем 16S РНК [110, 111] Мутации в генах 10S протеина рибосомы [114]

Белки, экранирующие мишени фтор-хинолонов, гены которых (семейство qnr) переносятся плазмидами [106, 107]

Для K. pneumoniae отсутствуют корректные данные

Гиперфункция эффлюкс-насосов АсгАВЛЫС, КтгА, KpnGH [103, 108]; эффлюкс-насосы цитоплазматиче-ской мембраны, гены которых oxqAB и qepA переносятся плазми-дами [105, 109] Гиперфункция эффлюкс-насоса Ас^ [110]

Протеины TetM, TetS, TetW, гены которых переносятся плазмидами, катализируют GTP-зависимое удаление тетра-циклинов с рибосом [115]

Гиперфункция эффлюкс-насосов AdeABC, KpnEF, KexD, AcrAB-TolC и OqxAB [103, 116118];

эффлюкс-насосы TetA, TetB, TetC, TetD, TetE, TetL, гены которых переносятся плазми-дами [119, 120]

Чеботарь И.В. и соавт.

мишени

Продолжение табл. 1

Класс антибиотиков Мишень для антибиотика Механизм резистентности

Нарушение Инактивация Модификация . Эффлюкс г' , т Защита мишени ТТ проницаемости антибиотика мишени антибиотика

Хлорам-феникол 23S рРНК в составе 50S субъединицы рибосомы Поломка порина Инактивация CHL-ацетил- Возможность мо- Для K. pneumoniae Гиперфункция OmpK35 [121] трансферазами, гены ко- дификации ми- отсутствуют кор- эффлюкс-насоса торых (cat) переносятся шени вследствие ректные данные AcrAB-TolC [124]; плазмидами [122] мутации показана эффлюкс-насосы в эксперименте CmlA, FloR, гены in vitro; учитывая которых перено-консервативность сятся плазмидами сайта связывания [124, 125] хлорамфеникола, резистентность к хлорамфениколу, связанная с модификацией мишени, крайне редко встречается у клинических изоля-тов K. pneumoniae [123]

Фосфо-мицин Фермент МигА или UDP-N-ацетилглюкоза-миненолпирувил трансфераза, участвующая в синтезе пептидогли-кана Подавление функ- Инактивация фосфоми- Мутации (главным Для K. pneumoniae Для K. pneumoniae ции (функциональ- цина ферментом FosA образом, замены отсутствуют кор- отсутствуют корная и за счет му- [127, 128] нуклеотидов) в ректные данные ректные данные таций в генах гене murA [126] gipT и uhpT) GlpT-и UhpT-транс-портеров, обеспечивающих транспорт фосфо-мицина через наружную мембрану [126]

Нитро-фураны Продукты распада нитрофуранов внутри бактерии повреждают рибо-сомальные белки, ДНК и другие критически важные для бактерии молекулы Для K. pneumoniae Для K. pneumoniae отсут- Для K. pneumoniae Для K. pneumoniae Гиперфункция отсутствуют кор- ствуют корректные дан- отсутствуют кор- отсутствуют кор- эффлюкс-насоса ректные данные ные ректные данные ректные данные AcrAB-TolC и OqxAB [129]

Сульфаниламиды, тримето-прим Воздействуя на дигидроптероат-синтетазу (сульфаниламиды) или на дигидрофолатре-дуктазу (тримето-прим), нарушают синтез тетраги-дрофолиевой кислоты, являющейся предшественником тимидина Для K. pneumoniae Передаваемые плазми- Для K. pneumoniae Для K. pneumoniae Для K. pneumoniae отсутствуют кор- дами гены семейства sui отсутствуют кор- отсутствуют кор- отсутствуют корректные данные кодируют выработку ди- ректные данные ректные данные ректные данные гидроптероатсинтазы с высокой устойчивостью к сульфаниламидам [130]; передаваемые плазмидами гены семейства dfr (dfrA25) кодируют выработку дегидрофолатре-дуктазы с высокой устойчивостью к триметоприму [131]

Колистин Повреждает мембранные структуры, включая главную мишень -ЛПС Для K. pneumoniae Для K. pneumoniae отсут- Мутации в гене Для K. pneumoniae Для K. pneumoniae отсутствуют кор- ствуют корректные дан- mgrB, который ре- отсутствуют кор- отсутствуют корректные данные ные гулирует синтез ректные данные ректные данные ЛПС [132]; переносимый плазми-дами ген mcr-1 кодирует фермент фосфатидилэта-ноламинотранс-феразу, которая нарушает нормальный синтез ЛПС [133]

Чеботарь И.В. и соавт.

(exceptional resistant phenotype) только в случае их резистентности к колистину.

Часто гены резистентности в геномах клинических изолятов K. pneumoniae находятся в составе генных кассет/интегронов. Такая организация нужна для реализации множественной резистентности наиболее экономным способом. В базе данных The Integron Database INTEGRALL (http://integrall.bio.ua.pt/), собирающей данные об интегронах, имеется около одной тысячи записей об интегронах в геномах K. pneumoniae, которые несут гены резистентности (данные на август 2019 г.).

Говоря об адаптивной резистентности, следует вспомнить универсальный механизм формирования резистентности, связанный с перемещением вставочных элементов (IS), включая транспозоны, в гены по-риновых структур, а также в сайты, репрессирующие эффлюкс-насосы либо кодирующие синтез мишеней. Благодаря этому механизму K. pneumoniae может быстро приобретать резистентность к представителям всех классов АМП.

Не стоит забывать о феномене биопленочной анти-биотикорезистентности - форме устойчивости к АМП, которая проявляется в случае образования биопленок [134]. Доказано, что матрикс биопленок K. pneumoniae может обеспечивать защиту биопленочных клеток от бета-лактамов, фторхинолонов, аминогликозидов [135, 136].

В целом возможности нейтрализации антибиотиков у K. pneumoniae поражают своим разнообразием и не оставляют шанса победить резистентность простыми методами. Медицинское сообщество должно быть настроено на длительную и непрерывную борьбу с резистентностью, включающую многоуровневые мероприятия с вовлечением не только медицинской практики, но и науки, производства, сельского хозяйства, средств массовой информации.

Заболевания, связанные с K. pneumoniae

Все основные клинические проявления клебсиеллез-ной инфекции у человека были описаны еще в конце XIX - начале XX вв. При этом следует признать, что говоря о растущей опасности K. pneumoniae, мы не имеем в виду увеличение заболеваемости. Swartz E. и Rohde P. в 1946 г. писали о том, что в 6,8% случаев из очагов инфекции различной локализации были выделены палочки Фридлендера (идентификация проводилась в соответствии с критериями того времени) [36]. Современные данные по заболеваемости принципиально не отличаются от статистики 1946 г.: в начале XXI в. в США 9,9% инфекций, связанных с оказанием медицинской помощи, были вызваны K. pneumoniae [3]. Рассмотрение K. pneumoniae как лидирующего оппортунистического патогена обусловлено не столько знаниями об усилении вирулентности клебсиелл в течение последнего столетия, сколько эволюцией ее устойчивости к АМП.

В Таблице 2 перечислены виды заболеваний, этиологическим фактором которых является K. pneumoniae. Как видно из таблицы, клебсиеллы могут поражать все органы и системы. Как правило, клебсиеллезная инфекция возникает у иммунокомпрометированных людей,

Таблица 2. Заболевания, этиопатогенез которых связан с K. pneumoniae

Заболевание Источник

Инфекции дыхательных путей, включая пневмонию*, эмпиему, фарингит [137-139]

Урогенитальные инфекции [140, 141]

Инфекции кровотока [142, 143]

Менингит, абсцесс мозга, субдуральный абсцесс [144-147]

Абсцесс печени [147, 148]

Панкреатит, абсцесс поджелудочной железы [149]

Раневые инфекции, гнойные и/или некротические инфекции мягких тканей, кожи, ногтей [150-152]

Девайс-ассоциированные инфекции [153-155]

Перикардит, эндокардит [156, 157]

Инфекции ЛОР-органов (отит, синусит) [146, 158]

Эндофтальмит и другие поражения органа зрения [147, 159, 160]

Гастроэнтерит, некротизирующий энтероколит, диарея у детей раннего возраста [161-163]

Остеомиелит [164]

Атрофический ринит (озена)** [165]

Риносклерома*** [166]

Простатит, абсцесс простаты [167, 168]

Инфекционный тромбофлебит крупных вен, тромбоз яремной вены (синдром Лемьера) [169]

* Пневмония, вызванная K. pneumoniae, по клиническим признакам может быть очень похожа на пневмококковую долевую пневмонию, но отличается характером экссудата (мокроты): при клеб-сиеллезной пневмонии мокрота напоминает «желе из смородины» («currant jelly»), тогда как при пневмококковой пневмонии имеет «цвет ржавчины» («rust-colored»).

** Часто вызывается подвидом K. pneumoniae subsp. ozaenae.

*** Вызывается преимущественно подвидом K. pneumoniae subsp.

rhinoscleromatis.

иногда - у новорожденных. Наиболее частыми заболеваниями, связанными с K. pneumoniae, являются инфекции дыхательной и мочеполовой систем. Известны работы, в которых прослеживается корреляция между клональной и MLST-принадлежностью изолята K. pneumoniae и локализацией инфекции. Например, изоляты K. pneumoniae, принадлежащие к ST23, вызывали более 35% (n = 18) случаев абсцесса печени, тогда как примерно 65% (n = 33) случаев были распределены между изолятами 19 других сиквенс-типов [170]. В целом считается, что корреляция вирулентности с принадлежностью к кло-нальному комплексу выражена сильнее, чем корреляция вирулентности с принадлежностью к серотипу [171].

В большинстве случаев клинические проявления клеб-сиеллезной инфекции похожи на другие оппортунистические инфекции. Исключение составляют случаи, возбудителями которых являются гипервирулентные штаммы K. pneumoniae, молекулярно-генетические особенности которых были описаны выше. Выделение из очага инфекции гипервирулентного штамма говорит об особой

Чеботарь И.В. и соавт.

тяжести заболевания. А сочетание гипервирулентности с особыми формами резистентности (множественная резистентность, экстремальная резистентность, панрезис-тентность) позволяет предположить крайне неблагоприятный прогноз. Следует подчеркнуть, что подвиды K. pneumoniae subsp. rhinoscieromatis и K. pneumoniae subsp. ozaenae могут вызвать не только риносклерому и озену, но и многие типичные для K. pneumoniae subsp. pneumoniae патологические процессы, включая пневмонию, инфекции кровотока, менингиты, абсцессы. Впрочем, возможна и обратная картина: описаны редкие случаи, когда K. pneumoniae subsp. pneumoniae вызывала заболевания с клинической картиной риноскле-ромы или атрофического ринита.

K. pneumoniae может участвовать в патогенезе полимикробной инфекции. Ранее нами было описано 19 случаев полимикробной инфекции кровотока у детей, из которых в 32% (6/19) случаев была выделена K. pneumoniae [172]. K. pneumoniae была выделена из крови в сочетаниях с Enterobacter aerogenes (по новой классификации - Klebsiella aerogenes), Enterococcus faecaiis, Serratia marcescens, A. baumannii, A. baumannii и E. faecaiis, A. baumannii и P. aeruginosa.

Следует помнить, что иногда клиническая картина инфекции, вызванной K. pneumoniae, может быть неотличима от заболеваний, вызванных другими видами Kiebsieiia spp., включая K. quasipneumoniae, K. variicoia и K. oxytoca [173, 174].

Диагностика

Необходимо осознать, что современная диагностика клебсиеллезной инфекции не должна ограничиваться только выделением и идентификацией возбудителя. Она должна включать определение спектра антибиотикоре-зистентности выделенного штамма, а в случае подозрения на внутрибольничную вспышку - его типирование. Клебсиелла хорошо растет на простых питательных средах, однако в современной микробиологии для ее выделения логичнее применять хромогенные среды. Наряду с общими признаками рода Kiebsieiia (характерная морфологическая форма, отрицательная окраска по Граму, наличие капсулы), к специфическим признакам вида K. pneumoniae следует отнести способность ферментировать лактозу при +44,5°С с образованием газа, неспособность расти при +10°С, положительные результаты серотипирования [10]. В настоящее время самым оптимальным методом для идентификации клебсиелл является MALDI-TOF масс-спектрометрия, которая позволяет проводить типирование штаммов, относящихся к

различным филогенетическим группам K. pneumoniae [175-177]. Масс-спектрометрическая идентификация и типирование основаны на получении масс-спектров, которые отражают высокую специфичность протеом-ных профилей вида, подвидов и типов K. pneumoniae. MALDI-TOF масс-спектрометрия позволяет различать штаммы, которые не могут быть дифференцированы при помощи серотипирования.

Еще один метод идентификации K. pneumoniae -полимеразная цепная реакция (ПЦР) с использованием коммерческих тест-систем [178]. Достоинством ПЦР-диагностики является возможность идентификации клебсиелл непосредственно в биологическом материале. Однако идентификация с помощью ПЦР не позволяет судить о жизнеспособности обнаруженных в биообразце бактерий, а значит, дает ограниченное представление о патогенетической роли клебсиелл.

Другой молекулярно-генетический подход, реализуемый в виде сравнения паттернов рестрикции ДНК разных изолятов клебсиелл на основе гель-электрофореза в пульсирующем поле (PFGE), заслужил право называться «золотым стандартом» типирования при расследовании госпитальных вспышек [179].

В клинической микробиологии следует акцентировать внимание на возможной принадлежности изучаемого изолята к гипервирулентным (гипермукоидным) штаммам, что помогает прогнозировать тяжесть инфекционного процесса. Гипервирулентность клебсиелл, как и 60 лет назад, определяется очень просто - при помощи положительного «стринг-теста», т.е. способности слизи, зацепленной бактериальной петлей из колонии на кровяном агаре, формировать «нить» длиной не менее чем высота бортика чашки Петри [36].

Заключение

Анализ накопленной информации о клинически значимых характеристиках K. pneumoniae позволяет сделать несколько важных выводов. По степени опасности для пациентов K. pneumoniae приобретает лидирующую роль среди оппортунистических патогенов и располагает арсеналом факторов вирулентности, экспрессия которых может привести к летальным исходам. Однако увеличение опасности K. pneumoniae связано не с эволюцией ее вирулентных свойств, а с прогрессированием устойчивости к АМП. Контроль клебсиеллезной инфекции может быть достигнут путем сочетания эпидемиологических мероприятий и организации рациональной, микробиологически обоснованной стратегии использования антибиотиков.

Чеботарь И.В. и соавт.

Литература

1. Boucher H.W., Talbot G.H., Bradley J.S., Edwards J.E., Gilbert D., Rice L.B., et al. Bad bugs, no drugs: no ESKAPE! An update from the Infectious Diseases Society of America. Clin Infect Dis. 2009;48:1-12. DOI: 10.1086/595011

2. World Health Organization. Global Priority List of Antibiotic-Resistance Bacteria to Guide Research, Discovery, and Development of New Antibiotics. Geneva: World Health Organization, 2017. Available at: http://apps.who.int/medicinedocs/en/m/abstract/ Js23171en/. Accessed August 2019.

3. Magill S.S., Edwards J.R., Bamberg W., Beldavs Z.G., Dumyati G., Kainer M.A., et al. Multistate point prevalence survey of health care-associated infections. N Engl J Med. 2014;370:1198-1208. DOI: 10.1056/NEJMoa1306801

4. Cubero M., Grau I., Tubau F., Pallares R., Dominguez M.A., Linares, J., et al. Molecular epidemiology of Klebsiella pneumoniae strains causing bloodstream infections in adults. Microb Drug Resist. 2018;24(7):949-957. DOI: 10.1089/mdr.2017.0107

5. Martin R.M., Bachman M.A. Colonization, infection, and the accessory genome of Klebsiella pneumoniae. Front Cell Infect Microbiol. 2018;8:4. DOI: 10.3389/fcimb.2018.00004

6. Friedlaender C. Ueber die Schizomyceten bei der acuten fibrösen Pneumonie. Archiv F Pathol Anat. 1882;87:319-324. DOI: 10.1007/BF01880516

7. von Frisch A. Zur Atiologie des Rhinoskleroms. Wien Med Wochenschr. 1882;32:969-972.

8. Abel R. Bakteriologische Studien uber Ozaena simplex. Zentralbl Bakteriol Parazitenk Infektionskr Hyg Abt I Orig. 1893;13:161-173.

9. Etiology of ozena. [No authors listed] Cal State J Med. 1916;14(8):308-309.

10. Krieg N.R., Holt J.G. Bergey's manual of Systematic Bacteriology. Baltimore-London: Williams & Wilkins; 1984. Volume 1, 461465 pp.

11. Brill W.J. Biochemical genetics of nitrogen fixation. Microbiol Rev. 1980;44(3):449-467.

12. Orskov I., Orskov F. Serotyping of Klebsiella. In: Methods in Microbiology; 1984. Volume 14, 143-164 pp.

13. Hansen D.S., Mestre F., Alberti S., Hernandez-Alles S., Alvarez D., Domenech-Sanchez A., et al. Klebsiella pneumoniae lipopolysaccharide O typing: revision of prototype strains and O-group distribution among clinical isolates from different sources and countries. J Clin Microbiol. 1999;37(1):56-62. PMID: 9854064

14. Labrie S., Samson J., Moineau S. Bacteriophage resistance mechanisms. Nat Rev Microbiol. 2010;8:317-327. DOI: 10.1038/nrmicro2315

15. Davis T.J., Matsen J.M. Prevalence and characteristics of Klebsiella species: relation to association with a hospital environment. J Infect Dis. 1974;130:402-405. DOI: 10.1093/infdis/130.4.402

16. Podschun R., Ullmann U. Klebsiella spp. as nosocomial pathogens: epidemiology, taxonomy, typing methods, and pathogenicity factors. Clin Microbiol Rev. 1998;11(4):589-603. PMID: 9767057

17. Bagley S.T. Habitat association of Klebsiella species. Infect Control. 1985;6:52-58. DOI: 10.1017/S0195941700062603

18. Podschun R., Pietsch S., Höller C., Ullmann U. Incidence of Klebsiella species in surface waters and their expression of virulence factors. Appl Environ Microbiol. 2001;67:3325-3327. DOI: 10.1128/AEM.67.7.3325-3327.2001

19. Podschun R. Phenotypic properties of Klebsiella pneumoniae and K. oxytoca isolated from different sources. Zentralbl Hyg Umweltmed. 1990;189(6):527-535. PMID: 2200423

20. Salzman T.C., Clark J.J., Klemm L. Hand contamination of personnel as a mechanism of cross-infection in nosocomial infections with antibiotic-resistant Escherichia coli and Klebsiella-Aerobacter. Antimicrob Agents Chemother. 1967;(7):97-100. PMID: 4876096

21. Jarvis W.R., Munn V.P., Highsmith A.K., Culver D.H., Hughes J.M. The epidemiology of nosocomial infections caused by Klebsiella pneumoniae. Infect Control. 1985;6:68-74. DOI: 10.1017/ S0195941700062639

22. Casewell M., Phillips I. Hands as route of transmission for Klebsiella species. Br Med J. 1977;2:1315-1317. DOI: 10.1136/bmj.2.6098.1315

23. Bodena D., Teklemariam Z., Balakrishnan S., Tesfa T. Bacterial contamination of mobile phones of health professionals in Eastern Ethiopia: antimicrobial susceptibility and associated factors. Trop Med Health. 2019;47:15. DOI: 10.1186/s41182-019-0144-y

24. Gupta A., Della-Latta P., Todd B., San Gabriel P., Haas, J., Wu F., et al. Outbreak of extended-spectrum beta-lactamase-producing Klebsiella pneumoniae in a neonatal intensive care unit linked to artificial nails. Infect Control Hosp Epidemiol. 2004;25(3):210-215. DOI: 10.1086/502380

25. Lazarus B., Paterson D.L., Mollinger J.L., Rogers B.A. Do human extraintestinal Escherichia coli infections resistant to expanded-spectrum cephalosporins originate from food-producing animals? A systematic review. Clin Infect Dis. 2015;60:439-452. DOI: 10.1093/cid/ciu785

26. Xu L., Sun X., Ma X. Systematic review and meta-analysis of mortality of patients infected with carbapenem-resistant Klebsiella pneumoniae. Ann Clin Microbiol Antimicrob. 2017;16(1):18. DOI: 10.1186/s12941 -017-0191-3

27. Doebbeling B.N. Epidemics: identification and management. In: Prevention and control of nosocomial infections. 2nd Ed. The Williams & Wilkins Co., Baltimore, Md; 1993. 177-206 pp.

28. Ulrich N., Gastmeier P., Vonberg R.P. Effectiveness of healthcare worker screening in hospital outbreaks with gram-negative pathogens: a systematic review. Antimicrob Resist Infect Control. 2018;7:36. DOI: 10.1186/s13756-018-0330-4

29. Lery L.M., Frangeul L., Tomas A., Passet V., Almeida A.S., Bialek-Davenet S., et al. Comparative analysis of Klebsiella pneumoniae genomes identifies a phospholipase D family protein as a novel virulence factor. BMC Biol. 2014;12:41. DOI: 10.1186/17417007-12-41

30. Cortes G., de Astorza B., Benedi V.J., Alberti S. Role of the htrA gene in Klebsiella pneumoniae virulence. Infect Immun. 2002;70(9):4772-4776. DOI: 10.1128/iai.70.9.4772-4776.2002

31. Zamze S., Martinez-Pomares L., Jones H., Taylor P.R., Stillion R.J., Gordon S., et al. Recognition of bacterial capsular polysaccharides and lipopolysaccharides by the macrophage mannose receptor. J Biol Chem. 2002;277(44):41613-41623. DOI: 10.1074/jbc. M207057200

32. Arakawa Y., Wacharotayankun R., Nagatsuka T., Ito H., Kato N., Ohta M. Genomic organization of the Klebsiella pneumoniae cps region responsible for serotype K2 capsular polysaccharide synthesis in the virulent strain Chedid. J Bacteriol. 1995;177(7):1788-1796. DOI: 10.1128/jb.177.7.1788-1796.1995

33. Bushell S.R., Mainprize I.L., Wear M.A., Lou H., Whitfield C., Naismith J.H. Wzi is an outer membrane lectin that underpins group 1 capsule assembly in Escherichia coli. Structure. 2013;21(5):844-853. DOI: 10.1016/j.str.2013.03.010

34. Brisse S., Passet V., Haugaard A.B., Babosan A., Kassis-Chikhani N., Struve C., et al. wzi gene sequencing, a rapid method for determination of capsular type for Klebsiella strains.

Чеботарь И.В. и соавт.

J Clin Microbiol. 2013;51:4073-4078. DOI: 10.1128/ JCM.01924-13

35. Yu V.L., Hansen D.S., Ko W.C., Sagnimeni A., Klugman K.P., von Gottberg A., et al. Virulence characteristics of Klebsiella and clinical manifestations of K. pneumoniae bloodstream infections. Emerg Infect Dis. 2007;13(7):986-993. DOI: 10.3201/ eid1307.070187

36. Swartz E.P., Rohde P.A. Klebsiella (Friedländer's Bacillus) infections in an army hospital. Am J Clin Pathol. 1946;16(2):88-97. DOI: 10.1093/ajcp/16.2.88

37. Hsu C.R., Lin T.L., Chen Y.C., Chou H.C., Wang J.T. The role of Klebsiella pneumoniae rmpA in capsular polysaccharide synthesis and virulence revisited. Microbiology. 2011;157:3446-3457. DOI: 10.1099/mic.0.050336-0

38. Wacharotayankun R., Arakawa Y., Ohta M., Tanaka K., Akashi T., Mori M., et al. Enhancement of extracapsular polysaccharide synthesis in Klebsiella pneumoniae by RmpA2, which shows homology to NtrC and FixJ. Infect Immun. 1993;61:3164-3174. PMID: 8335346

39. Su K., Zhou X., Luo M., Xu X., Liu P., Li X., et al. Genome-wide identification of genes regulated by RcsA, RcsB, and RcsAB phosphorelay regulators in Klebsiella pneumoniae NTUH-K2044. Microb Pathog. 2018;123:36-41. DOI: 10.1016/j. micpath.2018.06.036

40. Fang C.T., Lai S.Y., Yi W.C., Hsueh P.R., Liu K.L. The function of wzy_K1 (magA), the serotype K1 polymerase gene in Klebsiella pneumoniae cps gene cluster. J Infect Dis. 2010;201:1268-1269. DOI: 10.1086/652183

41. Guo X.P., Sun Y.C. New insights into the non-orthodox two component Rcs phosphorelay system. Front Microbiol. 2017;8:2014. DOI :10.3389/fmicb.2017.02014

42. Yu W.L., Ko W.C., Cheng K.C., Lee C.C., Lai C.C., Chuang Y.C. Comparison of prevalence of virulence factors for Klebsiella pneumoniae liver abscesses between isolates with capsular K1/K2 and non-K1/K2 serotypes. Diagn Microbiol Infect Dis. 2008;62(1):1-6. DOI: 10.1016/j.diagmicrobio.2008.04.007

43. Regueiro V., Campos M.A., Pons J., Alberti S., Bengoechea J.A. The uptake of a Klebsiella pneumoniae capsule polysaccharide mutant triggers an inflammatory response by human airway epithelial cells. Microbiology. 2006;152:555-566. DOI: 10.1099/mic.0.28285-0

44. Merino S., Camprubi S., Alberti S., Benedi V.J., Tomas J.M. Mechanisms of Klebsiella pneumoniae resistance to complement-mediated killing. Infect Immun. 1992;60(6):2529-2535. PMID: 1587619

45. Alvarez D., Merino S., Tomas J.M., Benedi V.J., Alberti S. Capsular polysaccharide is a major complement resistance factor in lipopolysaccharide O side chain-deficient Klebsiella pneumoniae clinical isolates. Infect Immun. 2000;68(2):953-955. DOI: 10.1128/iai.68.2.953-955.2000

46. Kabha K., Schmegner J., Keisari Y., Parolis H., Schlepper-Schaeffer J., Ofek I. SP-A enhances phagocytosis of Klebsiella by interaction with capsular polysaccharides and alveolar macrophages. Am J Physiol. 1997;272(2):L344-L352. DOI: 10.1152/ajplung.1997.272.2.L344

47. Ofek I., Mesika A., Kalina M., Keisari Y., Podschun R., Sahly H., et al. Surfactant protein D enhances phagocytosis and killing of unencapsulated phase variants of Klebsiella pneumoniae. Infect Immun. 2001;69(1):24-33. DOI: 10.1128/IAI.69.1.24-33.2001

48. Campos M.C., Vargas M.A., Regueiro V., Llompart C.M., Alberti S., Bengoechea J.A. Capsule polysaccharide mediates bacterial resistance to antimicrobial peptides. Infect Immun. 2004;72(12):7107-7114. DOI: 10.1128/IAI.72.12.7107-7114.2004

49. Domenico P., Tomas J.M., Merino S., Rubires X., Cunha B.A.

Чеботарь И.В. и соавт.

Surface antigen exposure by bismuth dimercaprol suppression of Klebsiella pneumoniae capsular polysaccharide. Infect Immun. 1999;67(2):664-669. PMID: 9916074

50. Doorduijn D.J., Rooijakkers S.H., van Schaik W., Bardoel B.W. Complement resistance mechanisms of Klebsiella pneumoniae. Immunobiology. 2016;221(10):1102-1109. DOI: 10.1016/j. imbio.2016.06.014

51. Sahly H., Keisari Y., Ofek I. Manno(rhamno)biose-containing capsular polysaccharides of Klebsiella pneumoniae enhance opsono-stimulation of human polymorphonuclear leukocytes. J Innate Immun. 2009;1(2):136-144. DOI: 10.1159/000154812

52. Mamat U., Skurnik M., Bengoechea J.A. Lipopolysaccharide core oligosaccharide biosynthesis and assembly. In: Knirel Y., Valvano M. (Eds.) Bacterial Lipopolysaccharides. Springer; 2011. Chapter 1, 237-273 pp.

53. Raetz C.R., Guan Z., Ingram B.O., Six D.A., Song F., Wang X., et al. Discovery of new biosynthetic pathways: the lipid A story. J Lipid Res. 2009;50:S103-S108. DOI: 10.1194/jlr.R800060-JLR200

54. Follador R., Heinz E., Wyres K.L., Ellington M.J., Kowarik M., Holt K.E., et al. The diversity of Klebsiella pneumoniae surface polysaccharides. Microb Genom. 2016;2(8):e000073. DOI: 10.1099/mgen.0.000073

55. Hsieh P.F., Lin T.L., Yang F.L., Wu M.C., Pan Y.J., Wu S.H., et al. Lipopolysaccharide O1 antigen contributes to the virulence in Klebsiella pneumoniae causing pyogenic liver abscess. PLoS One. 2012;7(3):e33155. DOI: 10.1371/journal.pone.0033155

56. Regue M., Izquierdo L., Fresno S., Pique N, Corsaro M.M., Naldi T., et al. A second outer-core region in Klebsiella pneumoniae lipopolysaccharide. J Bacteriol. 2005;187(12):4198-4206. DOI: 10.1128/JB.187.12.4198-4206.2005

57. Alexander C., Rietschel E.T. Bacterial lipopolysaccharides and innate immunity. J Endotoxin Res. 2001;7(3):167-202. PMID: 11581570

58. Adams P.G., Lamoureux L., Swingle K.L., Mukundan H., Montano G.A. Lipopolysaccharide-induced dynamic lipid membrane reorganization: tubules, perforations, and stacks. Biophys J. 2014;106(11):2395-2407. DOI: 10.1016/j. bpj.2014.04.016

59. Klein G., Lindner B., Brabetz W., Brade H., Raina S. Escherichia coli K-12 suppressor-free mutants lacking early glycosyltransferases and late acyltransferases: minimal lipopolysaccharide structure and induction of envelope stress response. J Biol Chem. 2009;284(23):15369-15389. DOI: 10.1074/jbc. M900490200

60. Mills G., Dumigan A., Kidd T., Hobley L., Bengoechea J.A. Identification and characterization of two Klebsiella pneumoniae lpxL Lipid A late acyltransferases and their role in virulence. Infect Immun. 2017;85(9):e00068-17. DOI: 10.1128/IAI.00068-17

61. Klein G., Raina S. Regulated assembly of LPS, its structural alterations and cellular response to LPS defects. Int J Mol Sci. 2019;20(2):356. DOI: 10.3390/ijms20020356

62. Cheng H.Y., Chen Y.F., Peng H.L. Molecular characterization of the PhoPQ-PmrD-PmrAB mediated pathway regulating polymyxin B resistance in Klebsiella pneumoniae CG43. J Biomed Sci. 2010;17(1):60. DOI: 10.1186/1423-0127-17-60

63. Llobet E., Campos M.A., Gimenez P., Moranta D., Bengoechea J.A. Analysis of the networks controlling the antimicrobial-peptide-dependent induction of Klebsiella pneumoniae virulence factors. Infect Immun. 2011;79(9):3718-3732. DOI: 10.1128/ IAI.05226-11

64. Gunn J.S. Bacterial modification of LPS and resistance to antimicrobial peptides. J Endotoxin Res. 2001;7(1):57-62. PMID: 11521084

65. Schrol C., Barken K.B., Krogfelt K.A., Struve C. Role of type 1 and

type 3 fimbriae in Klebsiella pneumoniae biofilm formation. BMC Microbiol. 2010;10:179. DOI: 10.1186/1471-2180-10-179

66. Alcantar-Curiel M.D., Blackburn D., Saldana Z., Gayosso-Vazquez C., lovine N.M., De la Cruz M.A., et al. Multi-functional analysis of Klebsiella pneumoniae fimbrial types in adherence and biofilm formation. Virulence. 2013;4(2):129-138. DOI: 10.4161/viru.22974

67. Cubero M., Marti S., Dominguez M.A., Gonzalez-Diaz A., Berbel D., Ardanuy C. Hypervirulent Klebsiella pneumoniae serotype K1 clinical isolates form robust biofilms at the air-liquid interface. PLoS One. 2019;14(9):e0222628. DOI: 10.1371/ journal.pone.0222628

68. Bryers J.D. Medical biofilms. Biotechnol Bioeng. 2008;100(1):1-18. DOI: 10.1002/bit.21838

69. Bandeira M., Borges V., Gomes J.P., Duarte A., Jordao L. Insights on Klebsiella pneumoniae biofilms assembled on different surfaces using phenotypic and genotypic approaches. Microorganisms. 2017;5(2):16. DOI: 10.3390/microorganisms5020016

70. Goncalves M.S., Delattre C., Balestrino D., Charbonnel N., Elboutachfaiti R., Wadouachi A., et al. Anti-biofilm activity: a function of Klebsiella pneumoniae capsular olysaccharide. PLoS One. 2014;9(6):e99995. DOI: 10.1371/journal. pone.0099995

71. Johnson J.G., Murphy C.N., Sippy J., Johnson T.J., Clegg S. Type 3 fimbriae and biofilm formation are regulated by the transcriptional regulators MrkHI in Klebsiella pneumoniae. J Bacteriol. 2011;193(14):3453-3460. DOI: 10.1128/ JB.00286-11

72. Huertas M.G., Za'rate L., Acost I.C., Posada L., Cruz D.P., Lozano M., et al. Klebsiella pneumoniae yfiRNB operon affects biofilm formation, polysaccharide production and drug susceptibility. Microbiology. 2014;160:2595-2606. DOI: 10.1099/mic.0.081992-0

73. Cadavid E., Robledo S.M., Quinones W., Echeverri F. Induction of biofilm formation in Klebsiella pneumoniae ATCC 13884 by several drugs: the possible role of quorum sensing modulation. Antibiotics (Basel). 2018;7(4):103. DOI: 10.3390/ antibiotics7040103

74. Bullen J.J., Rogers H.J., Griffiths E. Iron binding proteins and infection. Br J Haematol. 1972;23:389-392. DOI: 10.1111/ j.1365-2141.1972.tb07073.x

75. Lin C.T., Wu C.C., Chen Y.S., Lai Y.C., Chi C., Lin J.C., et al. Fur regulation of the capsular polysaccharide biosynthesis and iron-acquisition systems in Klebsiella pneumoniae CG43. Microbiology. 2011;157(2):419-429. DOI: 10.1099/ mic.0.044065-0

76. Palacios M., Broberg C.A., Walker K.A., Miller V.L. A serendipitous mutation reveals the severe virulence defect of a Klebsiella pneumoniae fepB mutant. mSphere. 2017;2(4):e00341-17. DOI: 10.1128/mSphere.00341-17

77. Bachman M.A., Oyler J.E., Burns S.H., Caza M., Lepine F, Dozois C.M., et al. Klebsiella pneumoniae yersiniabactin promotes respiratory tract infection through evasion of lipocalin 2. Infect Immun. 2011;79(8):3309-3316. DOI: 10.1128/ IAI.05114-11

78. Hsieh P.F., Lin T.L., Lee C.Z., Tsai S.F., Wang J.T. Serum-induced iron-acquisition systems and TonB contribute to virulence in Klebsiella pneumoniae causing primary pyogenic liver abscess. J Infect Dis. 2008;197(12):1717-1727. DOI: 10.1086/588383

79. Bachman M.A., Lenio S., Schmidt L., Oyler J.E., Weiser J.N. Interaction of lipocalin 2, transferrin, and siderophores determines the replicative niche of Klebsiella pneumoniae during pneumonia. MBio. 2012;3(6). pii: e00224-11. DOI: 10.1128/mBio.00224-11

80. Chen Y.T., Chang H.Y., Lai Y.C., Pan C.C., Tsai S.F., Peng H.L. Sequencing and analysis of the large virulence plasmid pLVPK of

Klebsiella pneumoniae CG43. Gene. 2004;337:189-198. DOI: 10.1016/j.gene.2004.05.008

81. Cuevas-Ramos G., Petit C.R., Marcq I., Boury M., Oswald E., Nougayrede J.P. Escherichia coli induces DNA damage in vivo and triggers genomic instability in mammalian cells. Proc Natl Acad Sci U S A. 2010;107(25):11537-11542. DOI: 10.1073/ pnas.1001261107

82. Nougayrede J.P., Homburg S., Taieb F., Boury M., Brzuszkiewicz E., Gottschalk G., et al. Escherichia coli induces DNA double-strand breaks in eukaryotic cells. Science. 2006;313(5788):848-851. DOI: 10.1126/science.1127059

83. Tronnet S., Garcie C., Brachmann A.O., Piel J., Oswald E., Martin P. High iron supply inhibits the synthesis of the genotoxin colibactin by pathogenic Escherichia coli through a non-canonical Fur/RyhB-mediated pathway. Pathog Dis. 2017;75(5). DOI: 10.1093/femspd/ftx066

84. Garcie C., Tronnet S., Garenaux A., McCarthy A.J., Brachmann A.O., Penary M., et al. The bacterial stress-responsive Hsp90 Chaperone (HtpG) is required for the production of the genotoxin colibactin and the siderophore yersiniabactin in Escherichia coli. J Infect Dis. 2016;214(6):916-924. DOI: 10.1093/infdis/j'iw294

85. Chen Y.T., Lai Y.C., Tan M.C., Hsieh L.Y., Wang J.T., Shiau Y.R., et al. Prevalence and characteristics of pks genotoxin gene cluster-positive clinical Klebsiella pneumoniae isolates in Taiwan. Sci Rep. 2017;7:43120. DOI: 10.1038/srep43120

86. Tsai Y.K., Fung C.P., Lin J.C., Chen J.H., Chang F.Y., Chen T.L., et al. Klebsiella pneumoniae outer membrane porins OmpK35 and OmpK36 play roles in both antimicrobial resistance and virulence. Antimicrob Agents Chemother. 2011;55(4):1485-1493. DOI: 10.1128/AAC.01275-10

87. Wise M.G., Horvath E., Young K., Sahm D.F., Kazmierczak K.M. Global survey of Klebsiella pneumoniae major porins from ertapenem non-susceptible isolates lacking carbapenemases. J Med Microbiol. 2018;67(3):289-295. DOI: 10.1099/ jmm.0.000691

88. Sukhorukova M.V., Edelstein M.V., Ivanchik N.V., Skleenova E.Yu., Shajdullina E.R., Azyzov I.S.; «MARATHON» study group. Antimicrobial resistance of nosocomial Enterobacterales isolates in Russia: results of multicenter epidemiological study "MARATHON 2015-2016". Klinicheskaja mikrobiologija i antimikrobnaja himioterapija. 2019;21(2):147-159. Russian. (Сухорукова М.В., Эйдельштейн М.В., Иванчик Н.В., Склеенова Е.Ю., Шайдуллина Э.Р., Азизов И.С.; исследовательская группа «МАРАФОН». Антибиотикорезистентность нозокомиальных штаммов Enterobacterales в стационарах России: результаты многоцентрового эпидемиологического исследования «МАРАФОН 2015-2016». Клиническая микробиология и антимикробная химиотерапия. 2019;21(2):147-159.) DOI: 10.36488/cmac.2019.2.147-159

89. Navon-Venezia S., Kondratyeva K., Carattoli A. Klebsiella pneumoniae: a major worldwide source and shuttle for antibiotic resistance. FEMS Microbiol Rev. 2017;41(3):252-275. DOI: 10.1093/femsre/fux013

90. Wendel A.F., Brodner A.H., Wydra S., Ressina S., Henrich B., Pfeffer K., et al. Genetic characterization and emergence of the metallo-ß-lactamase GIM-1 in Pseudomonas spp. and Enterobacteriaceae during a long-term outbreak. Antimicrob Agents Chemother. 2013;57(10):5162-5165. DOI: 10.1128/ AAC.00118-13

91. Lu Y., Zhao S., Liang H., Zhang W., Liu J., Hu H. The first report of a novel IncHI1B blaSIM-1-carrying megaplasmid pSIM-1 -BJ01 from a clinical Klebsiella pneumoniae isolate. Infect Drug Resist. 2019;12:2103-2112. DOI: 10.2147/IDR.S212333

92. Liakopoulos A., Mevius D., Ceccarelli D. A review of SHV extended-spectrum ß-lactamases: neglected yet ubiquitous. Front Microbiol. 2016;7:1374. DOI: 10.3389/fmicb.2016.01374

Чеботарь И.В. и соавт.

93. Bush K., Jacoby G.A., Medeiros A.A. A functional classification scheme for beta-lactamases and its correlation with molecular structure. Antimicrob Agents Chemother. 1995;39(6):1211-1233. DOI: 10.1128/aac.39.6.1211

94. Sirot D., Sirot J., Labia R., Morand A., Courvalin P., Darfeuille-Michaud A., et al. Transferable resistance to third-generation cephalosporins in clinical isolates of Klebsiella pneumoniae: identification of CTX-1, a novel ß-lactamase. J Antimicrob Chemother. 1987;20(3):323-334. DOI: 10.1093/ jac/20.3.323

95. Dubois V., Poirel L., Demarthe F., Arpin C., Coulange L., Minarini L.A., et al. Molecular and biochemical characterization of SHV-56, a novel inhibitor-resistant ß-lactamase from Klebsiella pneumoniae. Antimicrob Agents Chemother. 2008;52(10):3792-3794. DOI: 10.1128/AAC.00387-08

96. Manageiro V., Ferreira E., Cougnoux A., Albuquerque L., Canica M., Bonnet R. Characterization of the inhibitor-resistant SHV ß-lactamase SHV-107 in a clinical Klebsiella pneumoniae strain coproducing GES-7 enzyme. Antimicrob Agents Chemother. 2012;56(2):1042-1046. DOI: 10.1128/AAC.01444-10

97. Gutmann L., Ferre B., Goldstein F.W., Rizk N., Pinto-Schuster E., Acar J.F., et al. SHV-5, a novel SHV-type beta-lactamase that hydrolyzes broad-spectrum cephalosporins and monobactams. Antimicrob Agents Chemother. 1989;33:951-956. DOI: 10.1128/AAC.33.6.951

98. Nüesch-Inderbinen M.T., Kayser F.H., Hächler H. Survey and molecular genetics of SHV beta-lactamases in Enterobacteriaceae in Switzerland: two novel enzymes, SHV-11 and SHV-12. Antimicrob Agents Chemother. 1997;41(5):943-949. PMID: 9145849

99. Kliebe C., Nies B. A., Meyer J.F., Tolxdorff-Neutzling R.M., Wiedemann B. Evolution of plasmid-coded resistance to broad-spectrum cephalosporins. Antimicrob Agents Chemother. 1985;28(2):302-307. DOI: 10.1128/aac.28.2.302

100. Podbielski A., Schönling J., Melzer B., Warnatz K., Leusch H.G. Molecular characterization of a new plasmid-encoded SHV-type ß-lactamase (SHV-2 variant) conferring high-level cefotaxime resistance upon Klebsiella pneumoniae. J Gen Microbiol. 1991;137(3):569-578. DOI: 10.1099/00221287-137-3-569

101. Poirel L., Heritier C., Podglajen I., Sougakoff W., Gutmann L., Nordmann P. Emergence in Klebsiella pneumoniae of a chromosome-encoded SHV b-Lactamase that compromises the efficacy of imipenem. Antimicrob Agents Chemother. 2003;47:755-758. DOI: 10.1128/AAC.47.2.755-758.2003

102. Woodford N., Dallow J.W., Hill R.L., Palepou M.F., Pike R., Ward M.E., et al. Ertapenem resistance among Klebsiella and Enterobacter submitted in the UK to a reference laboratory. Int J Antimicrob Agents. 2007;29(4):456-459. DOI: 10.1016/j. ijantimicag.2006.11.020

103. Pulzova L., Navratilova L., Comor L. Alterations in outer membrane permeability favor drug-resistant phenotype of Klebsiella pneumoniae. Microbi Drug Resist. 2017;23(4):413-420. DOI: 10.1089/mdr.2016.0017

104. Chen F.J., Lauderdale T.L., Ho M., Lo H.J. The roles of mutations in gyrA, parC, and ompK35 in fluoroquinolone resistance in Klebsiella pneumoniae. Microb Drug Resist. 2003;9(3):265-271. DOI: 10.1089/107662903322286472

105. Heidary M., Bahramian A., Hashemi A., Goudarzi M., Omrani V.F., Eslami G., et al. Detection of acrA, acrB, aac (6')-Ib-cr, and qepA genes among clinical isolates of Escherichia coli and Klebsiella pneumoniae. Acta Microbiol Immunol Hung. 2017;64(1):63-69. DOI: 10.1556/030.63.2016.011

106. Wang M., Tran J.H., Jacoby G.A., Zhang Y., Wang F., Hooper D.C. Plasmid-mediated quinolone resistance in clinical isolates of Escherichia coli from Shanghai, China. Antimicrob

Чеботарь И.В. и соавт.

Agents Chemother. 2003;47:2242-2248. DOI: 10.1128/ aac.47.7.2242-2248.2003

107. Tran J.H., Jacoby G.A. Mechanism of plasmid-mediated quinolone resistance. Proc Natl Acad Sci U S A. 2002;99(8):5638-5642. DOI: 10.1073/pnas.082092899

108. Aathithan S., French G.L. Prevalence and role of efflux pump activity in ciprofloxacin resistance in clinical isolates of Klebsiella pneumoniae. Eur J Clin Microbiol Infect Dis. 2011;30(6):745-752. DOI: 10.1007/s10096-010-1147-0

109. Rodriguez-Martinez J.M., Diaz de Alba P., Briales A., Machuca J., Lossa M., Fernandez-Cuenca F., et al. Contribution of OqxAB efflux pumps to quinolone resistance in extended-spectrum-ß-lactamase-producing Klebsiella pneumoniae. J Antimicrob Chemother. 2013;68(1):68-73. DOI: 10.1093/jac/dks377

110. Garneau-Tsodikova S., Labby K.J. Mechanisms of resistance to aminoglycoside antibiotics: overview and perspectives. Medchemcomm. 2016;7(1):11-27. DOI: 10.1039/ C5MD00344J

111. Xiaoliang W., Huiming H., Chunlei C., Beiwen Z. Genomic characterisation of a colistin-resistant Klebsiella pneumoniae ST11 strain co-producing KPC-2, FloR, CTX-M-55, SHV-12, FosA and RmtB causing a lethal infection. J Glob Antimicrob Resist. 2019;19:78-80. DOI: 10.1016/j.jgar.2019.08.023

112. Srinivasan V.B., Venkataramaiah M., Mondal A., Vaidyanathan V., Govil T., Rajamohan G. Functional characterization of a novel outer membrane porin KpnO, regulated by PhoBR two-component system in Klebsiella pneumoniae NTUH-K2044. PLoS One. 2012;7(7):e41505. DOI: 10.1371/journal.pone.0041505

113. Markley J.L., Wencewicz T.A. Tetracycline-inactivating enzymes. Front Microbiol. 2018;9:1058. DOI: 10.3389/ fmicb.2018.01058

114. Villa L., Feudi C., Fortini D., Garcia-Fernandez A., Carattoli A. Genomics of KPC-producing Klebsiella pneumoniae sequence type 512 clone highlights the role of RamR and ribosomal S10 protein mutations in conferring tigecycline resistance. Antimicrob Agents Chemother. 2014;58(3):1707-1712. DOI: 10.1128/ AAC.01803-13

115. Li L., Ye L., Zhang S., Meng H. Isolation and identification of aerobic bacteria carrying tetracycline and sulfonamide resistance genes obtained from a meat processing plant. J Food Sci. 2016;81(6):M1480-M1484. DOI: 10.1111/17503841.13318

116. Ruzin A., Visalli M.A., Keeney D., Bradford P. A. Influence of transcriptional activator RamA on expression of multidrug efflux pump AcrAB and tigecycline susceptibility in Klebsiella pneumoniae. Antimicrob Agents Chemother. 2005;49(3):1017-1022. DOI: 10.1128/AAC.49.3.1017-1022.2005

117. He F., Fu Y., Chen Q., Ruan Z., Hua X., Zhou H., et al. Tigecycline susceptibility and the role of efflux pumps in tigecycline resistance in KPC-producing Klebsiella pneumoniae. PLoS One. 2015;10(3):e0119064. DOI: 10.1371/journal.pone.0119064

118. Ogawa W., Onishi M., Ni R., Tsuchiya T., Kuroda T. Functional study of the novel multidrug efflux pump KexD from Klebsiella pneumoniae. Gene. 2012;498(2):177-182. DOI: 10.1016/j. gene.2012.02.008

119. Wang W., Guo Q., Xu X., Sheng Z.K., Ye X., Wang M. High-level tetracycline resistance mediated by efflux pumps Tet (A) and Tet (A)-1 with two start codons. J Med Microbiol. 2014;63(11):1454-1459. DOI: 10.1099/jmm.0.078063-0

120. Chiu S.K., Huang L.Y., Chen H., Tsai Y.K., Liou C.H., Lin J.C., et al. Roles of ramR and tet (A) mutations in conferring tigecycline resistance in carbapenem-resistant Klebsiella pneumoniae clinical isolates. Antimicrob Agents Chemother. 2017;61(8):e00391-17. DOI: 10.1128/AAC.00391-17

121. Domenech-Sanchez A., Martinez-Martinez L., Hernandez-Alles S., del Carmen Conejo M., Pascual A., Tomas J.M., et al.

Role of Kiebsieiia pneumoniae OmpK35 porin in antimicrobial resistance. Antimicrob Agents Chemother. 2003;47(10):3332-3335. DOI: 10.1128/aac.47.10.3332-3335.2003

122. Gaffney D.F., Foster T.J., Shaw W.V. Chloramphenicol acetyltransferases determined by R plasmids from Gramnegative bacteria. J Gen Microbiol. 1978;109:351-358. DOI: 10.1099/00221287-109-2-351

123. Vester B., Garrett R.A. The importance of highly conserved nucleotides in the binding region of chloramphenicol at the peptidyl transfer centre of Escherichia coii 23S ribosomal RNA. EMBO J. 1988;7(11):3577-3587. PMID: 3061800

124. Schwarz S., Kehrenberg C., Doublet B., Cloeckaert A. Molecular basis of bacterial resistance to chloramphenicol and florfenicol. FEMS Microbiol Rev. 2004;28(5):519-542. DOI: 10.1016/j. femsre.2004.04.001

125. Cloeckaert A., Baucheron S., Chaslus-Dancla E. Nonenzymatic chloramphenicol resistance mediated by IncC plasmid R55 is encoded by a floR gene variant. Antimicrob Agents Chemother. 2001;45(8):2381-2382. DOI: 10.1128/AAC.45.8.2381 -2382.2001

126. Lu P.L., Hsieh Y.J., Lin J.E., Huang J.W., Yang T.Y., Lin L., et al. Characterisation of fosfomycin resistance mechanisms and molecular epidemiology in extended-spectrum ß-lactamase-producing Kiebsieiia pneumoniae isolates. Int J Antimicrob Agents. 2016;48(5):564-568. DOI: 10.1016/j. ijantimicag.2016.08.013

127. Bernat B.A., Laughlin L.T., Armstrong R.N. Fosfomycin resistance protein (FosA) is a manganese metalloglutathione transferase related to glyoxalase I and the extradiol dioxygenases. Biochemistry. 1997;36:3050-3055. DOI: 10.1021/bi963172a

128. Ito R., Mustapha M., Tomich A.D., Callaghan J.D., McElheny C.L., Mettus R.T., et al. Widespread fosfomycin resistance in Gramnegative bacteria attributable to the chromosomal fosA gene. mBio. 2017;8(4):e00749-17. DOI: 10.1128/mBio.00749-17

129. Xu Q., Jiang J., Zhu Z., Xu T., Sheng Z. K., Ye M., et al. Efflux Pumps AcrAB and OqxAB contribute to nitrofurantoin resistance in an uropathogenic Kiebsieiia pneumoniae isolate. Int J Antimicrob Agents. 2019;54(2):223-227. DOI: 10.1016/j. ijantimicag.2019.06.004

130. Soge O.O., Adeniyi B.A., Roberts M.C. New antibiotic resistance genes associated with CTX-M plasmids from uropathogenic Nigerian Kiebsieiia pneumoniae. J Antimicrob Chemother. 2006;58(5):1048-1053. DOI: 10.1093/jac/dkl370

131. Tang Y., Shen P., Liang W., Jin J., Jiang X. A putative multi-replicon plasmid co-harboring beta-lactamase genes biaKPC-2, biaCTx-M-14 and biaTEM-1 and trimethoprim resistance gene dfrA25 from a Kiebsieiia pneumoniae sequence type (ST) 11 strain in China. PLoS One. 2017;12(2):e0171339. DOI: 10.1371/ journal.pone.0171339

132. Nishida S., Ono Y. Genomic analysis of a pan-resistant Kiebsieiia pneumoniae sequence type 11 identified in Japan in 2016. Int J Antimicrob Agents. 2019 Nov 23:105854. DOI: 10.1016/j. ijantimicag.2019.11.011

133. Liu Y.Y., Wang Y., Walsh T.R., Yi L.X., Zhang R., Spencer J., et al. Emergence of plasmid-mediated colistin resistance mechanism MCR-1 in animals and human beings in China: a microbiological and molecular biological study. Lancet Infect Dis. 2016;16(2):161-168. DOI: 10.1016/S1473-3099(15)00424-7

134. Tchebotar I.V., Mayanskiy A.N., Mayanskiy N.A. Matrix of microbial biofilms. Klinicheskaja mikrobiologija i antimikrobnaja himioterapija. 2016;18(1):9-19. Russian. (Чеботарь И.В., Маянский А.Н., Маянский Н.А. Матрикс микробных биопленок. Клиническая микробиология и антимикробная химиотерапия. 2016;18(1):9-19.)

135. Anderl J.N., Franklin M.J., Stewart P.S. Role of antibiotic penetration limitation in Kiebsieiia pneumoniae biofilm resistance

to ampicillin and ciprofloxacin. Antimicrob Agents Chemother. 2000;44(7):1818-1824. DOI: 10.1128/aac.44.7.1818-1824.2000

136. Singla S., Harjai K., Chhibber S. Susceptibility of different phases of biofilm of Klebsiella pneumoniae to three different antibiotics. J Antibiot. 2013;66(2):61-66. DOI: 10.1038/ja.2012.101

137. Carpenter J.L. Klebsiella pulmonary infections: occurrence at one medical center and review. Rev Infect Dis. 1990;12(4):672-682. DOI: 10.1093/clinids/12.4.672

138. Reid J.M., Barclay R.S., Stevenson J.G., Welsh T.M., McSwan N. Empyema due to Klebsiella pneumoniae. Thorax. 1967;22(2):170-175. DOI: 10.1136/thx.22.2.170

139. Yeh C.F., Li W.Y., Hsu Y.B. Klebsiella pneumoniae pharyngitis mimicking malignancy: a diagnostic dilemma. Infection. 2014;42(6):1047-1050. DOI: 10.1007/s15010-014-0643-z

140. Flores-Mireles A.L., Walker J.N., Caparon M., Hultgren S.J. Urinary tract infections: epidemiology, mechanisms of infection and treatment options. Nat Rev Microbiol. 2015;13(5):269-284. DOI: 10.1038/nrmicro3432

141. Hyun M., Lee J.Y., Kim H.A., Ryu S.Y. Comparison of Escherichia coli and Klebsiella pneumoniae acute pyelonephritis in korean patients. Infect Chemother. 2019;51(2):130-141. DOI: 10.3947/ic.2019.51.2.130

142. Daikos G.L., Markogiannakis A., Souli M., Tzouvelekis L.S. Bloodstream infections caused by carbapenemase-producing Klebsiella pneumoniae: a clinical perspective. Expert Rev Anti Infect Ther. 2012;10(12):1393-1404. DOI: 10.1586/ eri.12.138

143. Tumbarello M., Spanu T., Sanguinetti M., Citton R., Montuori E., Leone F., et al. Bloodstream infections caused by extended-spectrum-ß-lactamase-producing Klebsiella pneumoniae: risk factors, molecular epidemiology, and clinical outcome. Antimicrob Agents Chemother. 2006;50(2):498-504. DOI: 10.1128/ AAC.50.2.498-504.2006

144. Holland C.W. Friedlander's bacillus meningitis. Can Med Assoc J. 1950;63(2):131-134.

145. Bakar B., Sungur C., Tekkok I.H. Bilateral chronic subdural hematoma contaminated with Klebsiella pneumoniae: an unusual case. J Korean Neurosurg Soc. 2009;45(6):397-400. DOI: 10.3340/jkns.2009.45.6.397

146. Liliang P.C., Lin Y.C., Su T.M., Rau C.S., Lu C.H., Chang W.N., et al. Klebsiella brain abscess in adults. Infection. 2001;29(2):81-86. DOI: 10.1007/s15010-001 -0069-2

147. Wang B., Zhang P., Li Y., Wang Y. Klebsiella pneumoniae-induced multiple invasive abscesses: A case report and literature review. Medicine. 2019;98(39):e17362. DOI: 10.1097/ MD.0000000000017362

148. Jun J.B. Klebsiella pneumoniae liver abscess. Infect Chemother. 2018;50(3):210-218. DOI: 10.3947/ic.2018.50.3.210

149. Tugal D., Lynch M., Hujer A.M., Rudin S., Perez F., Bonomo R.A. Multi-drug-resistant Klebsiella pneumoniae pancreatitis: a new challenge in a serious surgical infection. Surg Infect (Larchmt). 2015;16(2):188-193. DOI: 10.1089/sur.2012.175

150. Virgilio E., Castaldo P., Catta F., Tarantino G., Cavallini M. Abdominal surgical site infection due to Klebsiella pneumoniae carbapenemase-producing K. pneumoniae. Int Wound J. 2016;13(5):1075-1076. DOI: 10.1111/iwj.12528

151. Krapp F., Morris A.R., Ozer E.A., Hauser A.R. Virulence characteristics of carbapenem-resistant Klebsiella pneumoniae strains from patients with necrotizing skin and soft tissue infections. Sci Rep. 2017;7(1):13533. DOI: 10.1038/s41598-017-13524-8

152. Tomczak H., Danczak-Pazdrowska A., Polanska A., Osmola-Mankowska A., Pazdrowski J., Blazejewska-Gasior W., et al. Microbiological analysis of acute infections of the nail fold

Чеботарь И.В. и соавт.

on the basis of bait thread test. Postepy Dermatol Alergol. 2017;34(2):110-115. DOI: 10.5114/ada.2017.67072

153. de Sanctis J., Teixeira L., van Duin D., Odio C., Hall G., Tomford J.W., et al. Complex prosthetic joint infections due to carbapenemase-producing Klebsiella pneumoniae: a unique challenge in the era of untreatable infections. Int J Infect Dis. 2014;25:73-78. DOI: 10.1016/j.ijid.2014.01.028

154. Ikeda Y., Shigemura K., Nomi M., Tabata C., Kitagawa K., Arakawa S., et al. Infection control following an outbreak of extended-spectrum beta-lactamase-producing Klebsiella pneumoniae isolated from catheter-associated urinary tract infection. Jpn J Infect Dis. 2018;71(2):158-161. DOI: 10.7883/ yoken.JJID.2017.330

155. Foresti S., Di Bella S., Rovelli A., Sala A., Verna M., Bisi L., et al. Catheter-related bloodstream infection caused by KPC-producing Klebsiella pneumoniae in two pediatric hematological patients. Antimicrob Agents Chemother. 2015;59(12):7919-7920. DOI: 10.1128/AAC.01855-15

156. Yu W.L., Cheng C.C., Chuang Y.C. First report of acute purulent pericarditis by capsule genotype K1 Klebsiella pneumoniae in an alcoholic patient. Diagn Microbiol Infect Dis. 2009;63(3):346-347. DOI: 10.1016/j.diagmicrobio.2008.12.003

157. Pai R.K., Wall T.S., Macgregor J.F., Abedin M., Freedman R.A. Klebsiella pneumoniae: a rare cause of device-associated endocarditis. Pacing Clin Electrophysiol. 2006;29(5):540-542. DOI: 10.1111/j.1540-8159.2006.00390.x

158. Yang T.H., Kuo S.T., Young Y.H. Necrotizing external otitis in a patient caused by Klebsiella pneumoniae. Eur Arch Otorhinolaryngol. 2006;263(4):344-346. DOI: 10.1007/ s00405-005-0998-y

159. Ang L.P., Lee H.M., Au Eong K.G., Yap E.Y., Lim A.T. Endogenous Klebsiella endophthalmitis. Eye (Lond). 2000;14(6):855-860. DOI: 10.1038/eye.2000.236

160. Lin C.T., Tsai Y.Y. Klebsiella pneumoniae orbital cellulitis. Zhonghua Yi Xue Za Zhi (Taipei). 2001;64(9):551-554. PMID: 11768288

161. Walcher D.N. Klebsiella pneumoniae associated with infantile diarrhea. Am J Dis Child. 1949;78(1):61-64. DOI: 10.1001/ archpedi.1949.02030050070004

162. Gregersen N., Van Nierop W., Von Gottberg A., Duse A., Davies V., Cooper P. Klebsiella pneumoniae with extended spectrum beta-lactamase activity associated with a necrotizing enterocolitis outbreak. Pediatr Infect Dis J. 1999;18(11):963-967. DOI: 10.1097/00006454-199911000-00005

163. Gabida M., Gombe N.T., Chemhuru M., Takundwa L., Bangure D., Tshimanga M. Foodborne illness among factory workers, Gweru, Zimbabwe, 2012: a retrospective cohort study. BMC Res Notes. 2015;8:493. DOI: 10.1186/s13104-015-1512-2

164. Yu W.Y., Zhu K.J., Li Q.P., Lou C., He D.W. Successful medical drainage and surgical treatment for vertebral osteomyelitis and bilateral psoas abscess with gas formation caused by Klebsiella pneumoniae in a diabetic patient. Rev Assoc Med Bras. 2019;65(5):678-681. DOI: 10.1590/1806-9282.65.5.678

165. Dutt S. N., Kameswaran M. The aetiology and management of atrophic rhinitis. J Laryngol Otol. 2005;119(11):843-852. DOI: 10.1258/00222150577478337

166. Miller R.H., Shulman J.B., Canalis R.F., Ward P.H. Klebsiella rhinoscleromatis: a clinical and pathogenic enigma. Otolaryngol Head Neck Surg. 1979;87(2):212-221. DOI: 10.1177/019459987908700211

167. Kuo P.H., Huang K.H., Lee C.W., Lee W.J., Chen S.J., Liu K.L. Emphysematous prostatitis caused by Klebsiella pneumoniae. J Formos Med Assoc. 2007;106(1):74-77. DOI: 10.1016/ S0929-6646(09)60219-9

1BB. Wakabayashi Y., Jubishi D., Okamoto K., Ikeda M., Tatsuno K., Mizoguchi M., et al. A rare case of a prostatic abscess, bacteremia and chronic granulomatous disease associated with Klebsiella pneumoniae. J Infect Chemother. 2019;25(5):3B5-3B7. DOI: 10.101B/j.jiac.201З.11.015

1B9. Tsai Y.J., Lin Y.C., Harnnd D.J., Chiang R.P., Wu H.M. A Lemierre syndrome variant caused by Klebsiella pneumoniae. J Formos Med Assoc. 2012;111(7):403-405. DOI: 10.101B/j. jfma.2012.03.012

170. Luo Y., Wang Y., Ye L., Yang J. Molecular epidemiology and virulence factors of pyogenic liver abscess causing Klebsiella pneumoniae in China. Clin Microbiol Infect. 2014;20(11):0818-0824. DOI: 10.1111/14B9-0B91

171. Brisse S., Fevre C., Passet V., Issenhuth-Jeanjean S., Tournebize R., Diancourt L., Grimont P. Virulent clones of Klebsiella pneumoniae: identification and evolutionary scenario based on genomic and phenotypic characterization. PloS One. 2009;4(3):e49B2. DOI: 10.1371/journal.pone.0004982

172. Chebotar I.V., Ponomarenko O.A., Lazareva A.V., Karaseva O.V., Gorelik A.L., Bocharova YU.A., et al. MALDI-TOF technique availability for identification of septic agents in pediatric practice. Sovremennye tehnologii v medicine. 2015;7(2):BB-74. Russian. (Чеботарь И.В., Пономаренко О.А., Лазарева А.В., Карасева О.В., Горелик А.Л., Бочарова Ю.А. и соавт. Использование MALDI-TOF-технологии для идентификации возбудителей септических состояний в педиатрической практике. Современные технологии в медицине. 2015;7(2):BB-74.) DOI: 10.17B91/stm2015.7.2.09

173. Brisse S., Verhoef J. Phylogenetic diversity of Klebsiella pneumoniae and Klebsiella oxytoca clinical isolates revealed by randomly amplified polymorphic DNA, gyrA and parC genes sequencing and automated ribotyping. Int J Syst Evol Microbiol. 2001;51:915-924. DOI: 10.1099/00207713-51-3-915

174. Maatallah M., Vading M., Kabir M.H., Bakhrouf A., Kalin M., Naucler P., et al. Klebsiella variicola is a frequent cause of bloodstream infection in the Stockholm area, and associated with higher mortality compared to K. pneumoniae. PLoS One. 2014;9:e113539. DOI: 10.1371/journal.pone.0113539

175. Berrazeg M., Diene S.M., Drissi M., Kempf M., Richet H., Landraud L., et al. Biotyping of multidrug-resistant Klebsiella pneumoniae clinical isolates from France and Algeria using MALDI-TOF MS. PloS One. 2013;З(4):eB142З. DOI: 10.1371/ journal.pone.0061428

17B. Rodrigues C., Novais A., Sousa C., Ramos H., Coque T.M., Canton R., et al. Elucidating constraints for differentiation of major human Klebsiella pneumoniae clones using MALDI-TOF MS. Eur J Clin Microbiol Infect Dis. 2017;3B(2):379-3BB. DOI: 10.1007/s10096-016-2812-8

177. Rodrigues C., Passet V., Rakotondrasoa A., Brisse, S. Identification of Klebsiella pneumoniae, Klebsiella quasipneumoniae, Klebsiella variicola and related phylogroups by MALDI-TOF mass spectrometry. Front Microbiol. 201B;9:3000. DOI: 10.33B9/ fmicb.201B.03000

17B. Yanovich Yu.A., Rachina S.A., Sukhorukova M.V., Savochkina Yu.A., Vatsik M.V., Petrov A.A. Hospital-acquired pneumonia in adults: the structure of pathogens and new features of etiological diagnosis. Farmateka. 2019;2B(5):39-4B. Russian. (Янович Ю.А., Рачина С.А., Сухорукова М.В., Савочкина Ю.А., Вацик М.В., Петров А.А. Нозокомиальная пневмония у взрослых: структура возбудителей и новые возможности этиологической диагностики. Фарматека. 2019;2B(5):39-4B.) DOI: 10.1B5B5/pharmateca.2019.539-4B

179. Goering R.V. Pulsed field gel electrophoresis: a review of application and interpretation in the molecular epidemiology of infectious disease. Infect Genet Evol. 2010;10(7):866-875. DOI: 10.101B/j.meegid.2010.07.023.

Чеботарь И.В. и соавт.