CC BY
363
УДК 57.083.133
А. К. Яковлева, З. А. Канарекая, А. В. Канарский
ПЕРСПЕКТИВЫ ИСПОЛЬЗОВАНИЯ ГАЛОФИЛЬНЫХ И ГАЛОТОЛЕРАНТНЫХ МИКРООРГАНИЗМОВ В БИОТЕХНОЛОГИИ
Ключевые слова: галофильные и галотолерантные микроорганизмы, культивирование, биопродукты.
Показано, что галофильные и галотолерантные микроорганизмы перспективны при получении ферментов, утилизации органических отходов, синтезе биополимеров и пищевой биотехнологии. При культивировании галофильных и галотолерантных микроорганизмов пониженные требования к стерильности питательной среды. Однако требуется оборудование, изготовленное из коррозионностойких материалов.
Key words: halophilic and halotolerant microorganisms, cultivation, bioproducts.
It is shown that halophilic and halotolerant microorganisms are promising in obtaining enzymes, utilizing organic waste, synthesizing biopolymers and food biotechnology. In the cultivation of halophilic and halotolerant microorganisms, reduced requirements for the sterility of the nutrient medium. However, equipment made of corrosion-resistant materials is required.
Введение
Галофилы - распространенная и филогенически разнообразная группа микроорганизмов,
встречающихся среди Arhaea, так и у Bacterium и ЕчЬятуа. Микроорганизмы, способные расти без солей и в присутствии солей относят к галотолерантным. Микроорганизмы, способные расти в среде с содержанием NaCl от 15 % и выше рассматривают как экстремальные галотолерантные формы и объединяют под одним названием галофилы.
Метаболизм галофильных микроорганизмов разнообразен, и определяется состоянием среды обитания, в частности содержанием солей. Хлориды могут иметь много различных функций в жизни галофильных микроорганизмов [1].
Показано, что ионы хлора отвечают за многие регулярные механизмы на разных уровнях обмена веществ Halobacillus halophilus [2]. Представители Archaea, семейства Halobacteriaceae, анаэробные бактерии порядка Haloanaerobiales и Salinebacter rubber используют неорганические соли для осмотической адаптации клеток. Показано влияние хлоридов на процесс активации ферментов были получены в работе [1].
Известны два основных пути поддержания осмотического баланса. Галофильные Arhaea поддерживают осмотический баланс в цитоплазме, в гиперсолевой окружающей среде, накапливая высокие концентрации соли. Механизм осморегуляции предполагает также специальную адаптацию внутриклеточных ферментов, которые функционируют в присутствии солей. В отличие от архебактерий, галофильные или галотолерантные Eubacteria имеют низкую внутриклеточную концентрацию соли в цитоплазме и поддерживают осмотический баланс с внешней средой, накапливая в клетке высокие концентрации различных органических соединений, таких как: глицерин, глицин, бетаин, эктоин (1,4,5,6-тетрагидро-2-метил-4-пиримидинкарбоновая кислота); гликозилглицерин; сахароза, трегалоза, 2-сульфотрегалоза.
Метаболизм перечисленных соединений находится в прямой связи с энергетическими
функциями галофильных микроорганизмов [3]. При наличии в клетке органических осморегуляторов и отсутствии солей в высоких концентрациях внутриклеточные ферменты не обладают устойчивостью к ним.
Основным преимуществом применения галофильных микроорганизмов в биотехнологии является возможность их культивирования в присутствии посторонней микрофлоры. Очевидно, что такой процесс существенно удешевляет затраты на культивирование.
Следует отметить, что биореакторы из нержавеющей стали, могут подвергаться коррозия из-за высокой концентрации солей. Все части биореактора, которые контактируют со средой, рекомендуется футеровать коррозионно-устойчивыми полимерными материалами.
Ферментативная активность
Для получения D-аминокислот, необходимых в качестве промежуточных продуктов в фармацевтической промышленности для синтезов полусинтетических антибиотиков, пептидов, гормонов, используют хемоэнзиматический процесс. Одним из ключевых этапов процесса является конверсия DL-5-замещенных гидантоинов. Последние асимметрично гидролизуются до N-карбомоил-Э-аминокислот D-специфической
гидантоиназой (дегидропиримидаза). Далее, химическим путем продукт конвертируют до соответствующих D-аминокислот в кислых условиях среды. Известен способ получения D-(-)-N-карбомоилфенилглицина с гидантоиназой, синтезируемой галофильной культурой
Pseudomonas ANCC 55940 [4].
Штамм выделен из морской воды и культивирован на среде, содержащей 7 % NaCl. В результате энзиматической реакции в течение 10 — 15 ч выход карбомоилфенилглицина составил 5 - 6% от исходного продукта.
Проведен поиск продуцентов гидантоиназы из морской воды [5] и выделено около тысячи бактериальных культур. Гидантоиназная активность осуществляла реакции конверсии DL-5-
фенилгидантоина в карбомоилфенилглицин. Культура Pseudomonas sp. NCIM 5109 была способна синтезировать фермент и накапливать биомассу в широком интервале рН от 6,5 до 9,0. Оптимальная концентрация NaCl в питательной среде, обеспечивающая рост культуры и биосинтеза гидантоиназы при 25°С, составляет 2 %. Конверсия фермента 82 г DL-5-фенилгидантоина (оптимум pH для действия фермента 9,0 - 9,5, температуры - 30°С) позволяла получить 80 г карбомоилфенилглицина за 24 ч, с молярным выходом 93 %.
ß-Галактозидаза может катализировать синтез галактоаминосахаридов, используя лактозу как субстрат и нуклеофил [6]. Такие олигосахариды используют как пробиотики. Галофильная ß-галактозидаза из Haloferax alicantei проявляла максимальную активность при 4M концентрации NaCl [7].
Наиболее перспективным продуцентом агаразы является культура Alteromonas sp. (АТСС 4396), выделенная из солевого болота. Культура хорошо растет в широком диапазоне pH, температуры и высокого содержания соли в питательной среде [8].
Описаны психрофильные, галофильные, аэротолерантные и анаэробные бактерии, которые выделены из анаэробных отложений водоемов высокой солености в Антарктиде и определены как новые виды Psychromonas antarcticus. Амилолитическая способность организма может быть использована при осуществлении
низкотемпературного гидролиза крахмала в биотехнологическом производстве [9].
Интактные клетки Halobacterium salinarurn -продуцента галофильной а-амилазы, были иммобилизованы на шариках альгината и пленках поливинилового спирта [10]. Клетки были осмотически стабильны и сохраняли активность в течение 45 дней. Галофильная архебактерия Hallolorhabdus utahensis, выделенная из большого соленого озера в штате Юта [11], синтезирует ксиланазу и ксилазидазу, активные в широком диапозоне при концентрации NaCl в среде 0 до 30 %. Максимальная активность ферментов проявлялась при 27 - 30 % NaCl. Стабильность ферментов после диализа супернатанта культуральной жидкости проверяли при 20 % концентрации соли в течение сут. Ксиланаза сохраняла 55 % активности, ксилозидаза -85 %. Ферменты можно отнести также к слабым термофильным или термотолерантным, так как первый имел два оптимума активности при 55 и 70 °С, ксилозидаза при 65 °С. Данных о практической реализации ферментов не представлено.
Описана экстремальная галофильная ксиланаза из бактерии штамм CL8 [12]. Два фермента с активностью ксиланазы были выделены с использованием анионобменной и гидрофобной хроматографии. Ферменты имели молекулярные массы 43 и 62 кДа и pI 5,0 и 3,4 соответственно. Активность ферментов увеличилась в присутствии ионов Са2+, Mn2+, Mg2+, Ba2+, Li2+, а также NaNO3 и изопрапонола. Ксилобиоза и ксилотриоза были основными продуктами гидролиза для обоих эндоксиланаз. Максимальная активность отмечалась
при рН 6, фермент был стабилен в пределах рН 4 -11. При 4 М NaCl в реакционной смеси максимальная активность отмечалась для первой ксиланазы при 60°С, второй - 65°С. Ферменты обладали также высокой температурной стабильностью, время полужизни 97 мин при 60°С в 5 М NaCI для первого и 192 мин для второго.
Утилизация органических отходов
Деградации отходов фенола в солевых растворах сточных вод эффективно проводятся умеренными галофилами Holomonas sp., способного использовать фенол в качестве единственного источника углерода и энергии, если концентрация фенола не превышает 0,1 г/л. Процесс проходит в широком диапозоне концентрации NaCl от 1 до 14%, при оптимуме 5 % [13].
Из лесной почвы в долине реки Амазонки выделены два микроорганизма Candida tropicalis и Alcaligenes faecalis - деструкторы фенола. Природный источник этих микроорганизмов никогда не имел контакта с фенолом и его производными. Дрожжи проявляли устойчивость к более высоким концентрациям солей и фенола в присутствии 15 % NaCl в течение 148 ч, а бактерии утилизировали 1,1 г/л фенола при концентрации NaCl 5,6 % за 200 ч [14].
Для восстановления и очистки почв от токсических органических соединений был запатентован галофильный метанассимилирующий штамм Methylomicrobium sp., способный к окислению галогенсодержащих соединении. Трихлорэтилен в водной среде, содержащей 2 - 6 % NaCl, был практически полностью разрушен и частично ассимилирован культурой (Fuce, 1998). Слабый галофильный и алкофильный Nocardioides sp. (оптимум для роста pH 9,0-9,4, концентрация NaCl 0,2 - 0,4 М) был способен разрушать широкий спектр хлорфенолов. Показано, что организм может утилизировать 2,4-дихлорфенол, 2,4,5-
трихлорфенол, а также 2,4,6-трихлорфенол, которые образуются из биоцидов, применяемых в сельском хозяйстве.
Способность галофильных и галотолерантных микроорганизмов к окислению углеводородов в присутствии солей может быть использована при биологической очистке почв и вод, загрязненных нефтепродуктами. Успешную биоремедиацию нефтяных пятен в море наблюдали в различных географических точках, в частности, в водах, окружающих Арктику и Антарктиду [8, 15].
Галофил Streptomyces olbiaxialis, деградирующий сырую нефть и нефтепродукты в присутствии 30 % NaCl - и термотолерантного штамма [16]. Галофил, Haloferax mediterranei, способный расти при 10 - 25 % NaCl, используя нефть как единственный источник углерода [17]. Из представителей Halobacterium, относящихся к экстремальным галофильным археабактериям, был выделен штамм, осуществляющий деструкцию н-алканов с числом углеродных атомов от 10 до 30 в присутствии 30 % NaCl [18].
Рекомендуются пленочные биореакторы для микробиологической деструкции сверхсоленых отходов промышленности с использованием галофильных бактерий [19]. Из щелочного озера, загрязненного хлорфенолами была выделена бактерия, определенная как Nocardioides sp. М6, способная использовать 2,4,6-, 2,4,5-трихлорфенолы, а также многие ди- и пентахлорфенолы в качестве единственного источника углерода (1,6 г/л) при рН 9,0 - 9,4 и 0,2 - 0,4 М концентрации иона Na. В настоящее время эти вещества широко используются в промышленности для пропитки древесины и придания материалам огнеупорных свойств [20].
Была выделена культура Rhodococcus rhodochrous, способная использовать ароматическое
гетероциклическое соединение 2-
гидроксибензотиазол в качестве единственного источника питания при концентрации соли в пределах 1 - 3 % [21]. В присутствии NaCl от 1 - 20 % умеренно галофильная бактерия осуществляла аэробную трансформацию формальдегида [22].
Галотолерантный штамм, принадлежащий роду Brevibacterium, способен разрушать циклогексанон и циклогеканол в присутствии NaCl от 10 - 15 %. Гены двух ферментов, ответственных за окисление этих веществ, были идентифицированы, выделены и экспрессированы в клетки E. coli. Это первая галофильная бактерия, способная осуществлять деструкцию нового синтетического полиэфирамидами BAK 1095 [23].
Ферменты галофильных микроорганизмов (ангидраза фосфорорганической кислоты) способны гидролизовать фосфорорганические соединения, относящиеся к ОВ, в частности зомана и зарина [24]. Ген, кодирующий этот фермент, был клонирован и экспрессирован. Полученный рекомбинантный белок был запатентован как агент детоксикации фосфорорганических соединений. Препарат представляет собой сухой порошок, который образует в воде взвесь, содержащую фермент, обеспечивающий процесс детоксикации [25].
Синтез биополимеров галофильными и
галотолерантными микроорганизмами
При изучении биосинтеза экзополисахаридов у галофильной бактерии Holomonas maura S-30 основное внимание было обращено на два показателя - выход полимера и реологические свойства растворов (вязкость и псевдопластичность). Оптимальные показатели были достигнуты при культивировании в течение 5 сут на средах, содержащих 2,5 % NaCI. Выход полисахарида, получившего название мауран, составлял 3,8 г/л среды. Нативный препарат содержал 65 % углеводов, 2,6 % - белка, 8,1 % - уроновых кислот, 6,5 % -сульфатов и следы уксусной кислоты. После анионообменной хроматографии белок в препарате отсутствовал, углеводный компонент состоял из остатков глюкозы, маннозы, галактозы, а также глюкуроновой кислоты и сульфатов. Водные растворы маурона имеют высокую вязкость, псевдопластичны. Полимер обладает таксотропными свойствами, может проявлять функции
хелатирующего агента. Его вязкость стабильна в широком диапазоне рН (3 - 11), после процессов замораживания-оттаивания, а также в присутствии лаурилсульфата, сахаров, поверхностно-активных веществ, многих солей, и а-гидроксильных кислот [26]. Учитывая, что мауран синтезируется галофильным микроорганизмом, присутствие в нем высоких концентраций уроновых кислот и сульфатов может представлять практический интерес. Сульфатированные полисахариды известны как ингибиторы размножения некоторых вирусов [27]. Кроме того, известно, что полисахариды, синтезируемые галлофилами, активно эмульгируют нефть и нефтепродуты, а также масла. Большинство из изученных полисахаридов обладает высокой вязкостью даже при невысоких концентрациях и повышенных температурах, псевдопластичны, устойчивы к термической деградации и сохраняют свои физико-химические характеристики в водно-солевых растворах. Высокую эмульгирующую активность по отношению к нефти показали культуры Halobacterium solinarium, Haloferax volcanii и Halobacterium distributum. Умеренно галофильные бактерии, принадлежащие к роду Holomonas, синтезировали до 2,8 г/л экзополисахаридов, способных эмульгировать углеводороды [28]. Культуры, выделенные в одном из соленых озер в Марокко, были способны синтезировать до 1,6 г/л полисахаридов. В работе [29] изучено 19 штаммов вида Holomonas eurihalina. Все изученные полисахариды содержали необычно высокое количество сульфатов, а полисахариды одного из штаммов - также и значительное количество уроновых кислот.
Поверхностно-активные вещества,
синтезируемые галофильными и галотолерантными микроорганизмами, могут играть существенную роль при восстановлении загрязненных нефтью засоленных почв и вод. К ним относятся как природные экосистемы, так и места сброса техногенных отходов с высокими концентрациями солей. Положительные результаты при использовании поверхностно-активных веществ биологического происхождения (биосурфактанты) были получены в борьбе с загрязнением углеводородами морских биотопов в закрытых системах типа нефтехранилищ, прибрежных морских зонах, богатых солями и т.п. [30].
Выделенный из вод океана в прибрежной зоне Антарктиды микроорганизм, представитель рода Rodococcus, синтезировал биосурфактанты, принадлежащие по химической структуре к трегалозолипидам. Они были с успехом использованы для биоремедиации холодных соленых морских акваторий [31].
Одним из наиболее эффективных биосурфактантов является лихенизин, циклический липопептид Bacillus licheniformis IF-2, освоенный как промышленный препарат фирмой "Multi-biotech" (Geodyne Technology) [32].
Лихенизин А, содержащий смесь липопептидов, понижал поверхностное натяжение в растворах
NaCl, достигающих 30 %-ной концентрации. Однако использование биосурфактантов затруднено из-за их значительной стоимости по сравнению с химическими поверхностно-активными веществами.
К числу высокомолекулярных соединений -полимеров, синтезируемых галофилами, относятся полигидроксиалконоаты, накапливающиеся внутри клетки. Использование галофилов в качестве продуцентов при получении таких микробных продуктов имеет существенные преимущества перед классическими мезофильными культурами. Во-первых, процесс культивирования может проводиться и открытых инженерных системах без опасения загрязнения контаминантной микрофлорой; во-вторых, понижение концентрации NaCl в среде ведет к лизису клеток и практически полному выходу готового продукта. В первую очередь, это относится к получению поли^-гидроксимасляной кислоты (ПГМ)
[33]. Экстремально галофильная архебактерия, выделенная из засоленной почвы Египта, содержала 53 % полигидроксибутирата (ПГБ) от массы сухих клеток. Наиболее подходящими источниками углерода были н-масляная кислота и уксуснокислый натрий. Ранее, как продуцент ПГБ, была описана культура Haloferax mediterranei, содержащая до 60 % ПГБ от массы сухих клеток. При создании в среде для выращивания лимита по фосфату и крахмалу выходы этого вещества могут быть значительно увеличены
[34].
Пищевая биотехнология
Галотолерантные микроорганизмы играют важную роль в различных процессах ферментации, которые проходят в присутствии солей. Эти организмы в процессе ферментации синтезируют различные компоненты, которые придают характерный вкус и аромат готовым продуктам, в особенности, национальной кухни. При обработке огурцов и капусты используют рассолы, содержащие различные концентрации поваренной соли (NaCl). Культуры бактерий Halobacterium solinarium, Halococcus sp., Bacillus sp. применяются в производстве восточного рыбного соуса (nam pla), где ферментация происходит в концентрированном рассоле. Гомоферментативная молочнокислая бактерия Tetragenococcus halophila является доминирующим микроорганизмом на рассольной стадии технологии получения индонезийского соевого соуса (кесар) при концентрации соли около 18% [35].
Длинноцепочечные полиненасыщенные жирные кислоты, докозангексаеновая,
эйкозопентаеновая, арахидоновая, у-линолевая, являются необходимыми пищевыми компонентами, для получения и восполнения дефицита которых обычно используют рыбий жир. Показано, что альтернативой рыбьему жиру могут служить жиры антарктических морских бактерий в основном таких родов, как Shewanella и Colwella, клетки представителей которых накапливают значительные количества полиненасыщенных жирных кислот [36].
Каротиноиды были впервые обнаружены у галофильных микроорганизмов, выделенных из солевых почв Египта. Экстремальные галофильные
бактерии лучше росли и синтезировали каротиноиды в присутствии 25 % NaCl. Они образовывывали 2,06 мг суммы каротиноидов на 1 г массы сухих клеток, включая 0,06 мг p-каротина и
0.7.мг кантаксантина [37]. Это было первое сообщение о синтезе кантаксантина экстремальными галофилами. Кантаксантин используют в косметике для уменьшения времени, необходимого для приобретения загара на солнце.
Выводы
Галофильные и галотолерантные микроорганизмы перспективны при получении ферментов, утилизации органических отходов, синтезе биополимеров и пищевой биотехнологии.
При культивировании галофильных и галотолерантных микроорганизмов пониженные требования к стерильности питательной среды. Однако требуется оборудование, изготовленное из коррозионностойких материалов.
Литература
1. Muller V., Oren A. Metabolism of chloride in halophilic prokaryotes // Extremophiles. Vol. 7. P. 261-266. (2003).
2. Roessler M., Muller V. Quantitative and physiological analysis of chloride dependence of growth in Halobacillus halophilus // Appl. Environ. Microbiol. Vol. 62. P. 12031207. (1998).
3. Oren A. Bioenergetic aspects of halophilism // Microbiol. Mol. Biol. Rev. Vol. 63. P.334-348. (1999).
4. Joshi R., Ravindranothan T., Bastawde K.B. et. al. Halophilic Pseudomonas strain having accession NCIM 5209 (ATCC 55940) and process for preparing D-(-)-N-carbamoylphenylglycine using said strain. Pat. 6121024 US. Publ. 19.09.(2000).
5. Sudge S.S., Bastawde K.B., Gokhale D.B. et al. Production of D-hydantoinase by halophilic Pseudomonas sp. NCIM 5109 // Appl. Microbiol. Biotechnol. Vol. 49. P.594-599. (1998).
6. Boon M.A., Van't Riet K., Janssen A.E.M. Enzymatic synthesis of oligosaccharides product removal during a kinetically controlled reaction // Biotechnol. Bioeng. Vol. 70. P.411-420. (2000).
7. Holmes M.L., Scopes R.K., Moritz R.L. et al. Purification and analysis of an extremely halophilic P-galactosidase from Haloferax alicantei // Biochim. biohys. acta. Vol. 1337. P.276-276. (1997).
8. Margesin R., Schinner F. Potential of halotolerant and halophilic microorganisms for biotechnology // Extrepmophiles. Vol. 5. P.73-83. (2001).
9. Muntfort D.O., Rainey F.A., Burghardt J. et. al. Psychomonas antarcticus gen. nov., sp. Nov., a new aerotolerant and aerobic, halophilic, psychrophile isolated from pond sediment of the McMurdo Ice Shelf, Antarctica // Arch. Microbiol. Vol. 169. P.231-238. (1998).
10. Bagai R., Madamvar D. Continuous production of halophilic of Halobacterium salinarium // Appl. Biochem. Biotechnol. Vol. 62. P. 213-218. (1997).
11. Waine M., Ingvorsen K. Production of xylanase and xylosidase by the extremely halophilic archaeon Halorhadbus utahensis // Extremophiles. Vol. 7. P. 87-93. (2003).
12. Wejse P.L., Invorsen K., Mortensen K.K. Purification and characterization of two extremely halotolerant xylanases from novel halophilic bacterium // Ibid. Vol. 7. P. 423-431. (2003).
13. Hinteregger C., Streichsbier F. Halomonas sp., an moderately halophilic strain, for biotreatment of saline
phenolic wastewater // Biotechnol. Lett. Vol. 19. P. 10991102. (1997).
14. Bastos A.E.R., Moon D.H., Rossi A. et. al. Salt-tolerant phenol-degrading microorganisms isolated from Amazonian soil samples // Arch. Microbiol. Vol. 174. P. 364-352. (2000).
15. Delille D., Basseres A., Dessommes A.A. Effectiveness of bioremediation for oil-polluted Antarctic seawater // Polar Biol. Vol. 19. P. 237-241. (1998).
16. Kuznetsov V.D., Zaitseva T.A., Vakulenko L.V., Filippova S.N. Streptomyces albiaxalis sp. nov.: a new petroleum hydrocarbondegrading species of thermos- and halotolerant Streptomyces // Microbiology. Vol. 61. P. 62-67. (1992).
17. Zvyagintseva I.S., Belyaev S.S., Borzenkov I.A. et. al. Halophilic archaebacterial from the Kalamkass oil field // Microbiology. Vol. 64. P. 67-71. (1995).
18. Kulichevskaya I.S., Milekhina E.I., Borzenkov I.A. et. al. Oxidation of petroleum hydrocarbons by extremely halophilic archaeabacteria // Microbiology. Vol. 60. P. 596-601. (1992).
19. Woolard C.R., Irvine R.L. Biological treatment of hypersaline wastewater by a biofilm of halophilic bacteria // Water Environ. Res. Vol. 66. P. 230-235. (1994).
20. Maltseva O., Oriel P. Monitoring of an alkaline 2,4,6-trichlorphenol-degrading enrichment culture by DNA fingerprinting methods and isolation of the responsible organism, haloalkaliphilic Nocardioides sp. Strains M6 // Appl. Environ Microbiol. Vol. 63. P. 4145-4149. (1997).
21. De Wever H., Cort S., Noots I., Verachtert H. Isolation and characterization of Rhodococcus rhodochrous for the degradation of the wastewater component 2-hydroxybenzothiazole // Appl. Microbiol. Biotechnol. Vol. 47. P. 458-461. (1997).
22. Oren A., Gurevich P., Azachi M., Hents Y. Microbial degradation of pollutants at high salt concentration // Biodegradation. Vol. 3. P. 387-398. (1992).
23. Wiegand S., Steffen M., Steger R., Koch R. Isoslation and identification of microorganisms able to grow on the polyester amibe BAK 1095 // J. Environ. Polym. Degrad. Vol. 7. P. 145156. (1999).
24. De Frank J.J., Beaudry W.T., Cheng T.-C. et. al. Screening of halophilic bacteria and Alteromonas sp. For organophosphorus hydrolyzing enzyme activity // Chem. Boil. Interact. Vol. 87. P. 141-148. (1993).
25. Cheng T.-C., De Frank J.J. enzymatic detoxification of organophosphorus compounds. Pat. 5928927 US. Publ. 7.06. (2000).
26. Arias S Del Moral A., Ferrer M.R. Mauran an exopolysaccharide produced by the halophilic bacterium Halomonas maura with a novel composition and interesting ptoperties for biotechnology // Extremophiles. Vol. 7. P. 319-326. (2003).
27. Witvzouw M., Clereq E. de. Sulfated polysaccharides extracted from sea algae as potential antiviral drugs // Gen. pharmacol. Vol. 29. P. 497-511. (1997).
28. Bouchotroch S., Quesada E., Irguierdo I. et. al. Bacterial exopolisaccharides producer by newly discovered bacteria belonging to the genus Halomonas, isolated from hypersaline habitatas in Marocco // J. Industr. Microbiol. Biotechnol. Vol. 24. P. 374-378. (2000).
29. Bejar V., Llamas I., Calvo C., Quesada E. Characterization of exopolysaccharides produced by 19 halophilic strain of the species Halomonas eurihalina // J. Biotechnol. Vol. 61. P. 135-141. (1998).
30. Banat I.M., Makkar R.S., Cameotra S.S. Potential commercial applications of microbial surfactants // Appl. Microbiol. Biotechnol. Vol. 53. P. 495-508. (2000).
31. Yakimov M.M., Guiliano L., Brum V. et. al. Characterization of Antarctic Hydrogen-degrading bacteria capable of producing bioemuksifiers // Microbiology. Vol. 22. P. 249-256. (1999).
32. Desai J.D., Banat I.M. Microbiol production of surfactants and their commercial potential // Microbiol. Mol. Boil. Rev. Vol. 61. P. 47-64. (1997).
33. Ventosa A, Nieto J.J. Biotechnological applications and potentialities of halophilic microorganisms // World J. Microbiol. Technol. Vol. 11. P. 85-94. (1995).
34. Rodrigues-Valera F., Lillo J.C. Halobacteria as produsers of polyhydroxyalkanoates // FEMS Microbiol. Rev. Vol. 103. P. 181-186. (1992).
35. Roling W.F.M., Verseveld H.W. Characterization of Tetragenococcus halophile populations in Indonesian soy mash (kecap) fermentation // Ibid. Vol. 62. P. 1203-1207. (1996).
36. Nichols D.S., Russell N.J., Polyunsaturated fatty acids in marine bacteria - a dogma rewritten // Microbiology. Vol. 145. P. 767-779. (1999).
© А. К. Яковлева, магистрант, кафедры Пищ БТ, КНИТУ, 25460annayakovleva@gmail.com; З. А. Канарская, к.т.н., доцент кафедры Пищ БТ, КНИТУ, zosya_kanarskaya@mail.ru; А. В. Канарский, д.т.н., профессор, каф. пищевой биотехнологии, КНИТУ, alb46@mail.ru.
© A. K. Yakovleva, graduate student, dep. Food biotechnology KSRTU , 25460annayakovleva@gmail.com; Z. A. Kanarskaya, Ph.D. tech. sci., docent dep. Food biotechnology KSRTU, zosya_kanarskaya@mail.ru; A. V. Kanarskiy, Dr. Tech. Sci., professor, Department of Food Biotechnology, Kazan National Research Technological University, alb46@mail.ru.
