CC BY
20
Молодi вчен / Young scientists
полк
СУСТАВЫ. ПОЗВОНОЧНИК
УДК611.72.018.36.013:616-097].08 UDC 611.72.018.36.013:616-097].08
Id
ФЕДОТЧЕНКО А.В. FEDOTCHENKO A.V.
Запор'>зький державниймедичнийун'верситетМОЗ УкраУни,м. Запор'жжя, УкраУна Zaporizhzhia State Medical University of Ministry of Healthcare of Ukraine, Zaporizhzhia, Ukraine
Науковий KepiBHUK д.м.н., проф. М.А. Волошин
Research Supervisor: Doctor of Medical Sciences, Professor M.A. Voloshin
ОСОБЛИВОСТ1 ФОРМУВАННЯ КАПСУЛИ СУГЛОБА П1СЛЯ АНТЕНАТАЛЬНО! Д11 АНТИГЕНУ
FEATURES OF JOINT CAPSULE FORMATION AFTER ANTENATAL ACTION OF ANTIGEN
Резюме. У po6oTi i3 застосуванням морфометричного, пстолопчного, ricToxiMi4Horo та статистичного методiв дослужена динамiка становлення капсули кульшового су-глоба бiлих лабораторних щурiв протягом постнатального перюду пiсля внутршньо-пл^ного введення антигену. Встановлено, що антенатальна дiя антигену призводить до збтьшення кiлькостi лiмфоцитiв, зокрема PNA+-лiмфоцитiв, у капсулi суглоба. На цьому ™i спостерiга€ться збiльшення частки клiтин, основноТ речовини та еластичних волокон при одночасному зменшенш вмiсту колагенових волокон, порушення роз-подiлу полiсахаридiв та фiбробластiв, що вказу€ на розвиток диспластичних процеав у кульшовому суглобi та може розглядатися як провщний рушiйний фактор розвитку коксартрозу. Експериментально отримано долiхостеномелiю як вiзуальний кл^чний прояв дисплазп.
Ключовi слова: кульшовий суглоб, капсула суглоба, дисплазiя сполучноТ тканини, антиген.
Summary. In this paper using morphometric, histological, histochemical and statistical methods, we have investigated the dynamics of hip joint capsule formation in white laboratory rats during the postnatal period after intrefetal introduction of antigen. It is found that antenatal effect of antigen leads to an increase in the number of lymphocytes, in particular PNA+, in joint capsule. Against this background, we observed an increase in the proportion of cells, the basic substance and elastic fibers, while reducing the content of collagen fibers, violations in polysaccharides and fibroblasts distribution that indicates the development of dysplastic processes in the hip joint and can be regarded as the leading factor of coxarthrosis development. Experimentally, we have detected arachnodactylia as a visual clinical manifestation of dysplasia.
Key words: hip joint, joint capsule, connective tissue dysplasia, antigen.
Адреса для листування з автором:
Федотченко Андрш Вшторович E-mail: afedotchenko@ukr.net
© Федотченко А.В., 2014 © «Бшь. Суглоби. Хребет», 2014 © Заславський О.Ю., 2014
Вступ
Остеоартроз посiдаe одне з провщних мiсць у структурi суглобово! патологи. Розвиток патолопч-них процесiв у суглобовому хрящi поеднаний iз пору-шенням структури капсули суглоба. При дослщженш суглобового хряща колiнного суглоба щурiв експери-ментально встановлено, що антенатальна дiя антиге-нiв е фактором ризику розвитку остеоартрозу [3]. Разом з цим деяы вчеш вважають, що саме дезоргашза-цiя капсули суглоба як органу вщграе провiдну роль у пошкодженш суглобового хряща [11]. Будова капсули суглоба протягом тривалого часу була й залиша-еться об'ектом дискусш. Змiни в капсулi суглоба тс-ля антенатально! дИ антигешв вивченi недостатньо.
Мета дослiдження: встановити особливост фор-мування капсули суглоба шсля антенатально! дп антигену.
Матерiал i методи дослiдження
Об'ектом дослiдження стали 168 кульшових су-глобiв бших лабораторних щурiв. Дослiджували три експериментальш групи тварин: перша — штак-тнi щури; друга — антигенпремшоваш щури, яким вводили 0,05 мл iмуноглобулiну людського нормального; третя — контрольш щури, яким вводили 0,05 мл фiзiологiчного розчину. Введення антигешв та фiзiологiчного розчину проводили плодам на 18-ту добу внутршньоутробного життя за методом М.А. Волошина [1]. Щурiв виводили з експе-рименту шд ефiрним наркозом шляхом декатта-цп з 13:00 до 14:00 на 1-шу, 7-му, 14, 30, 45, 60 та 90-ту добу постнатального життя. При робот з екс-периментальними тваринами керувалися «бвро-пейською конвенцieю iз захисту хребетних тварин, яы використовуються в експериментальних та ш-ших наукових шлях» (Страсбург, 18.03.1986). У щу-рiв вимiрювали куприково-тiм'яну вiдстань, до-вжину стегна, гомшки та ступнi (у мшметрах). Об-числювали вiдношення стегна, гомшки та ступш до куприково-тiм'яно! вшсташ. Фрагменти кульшових суглобiв фшсували в рiдинi Буена, декальцину-вали у 20% розчиш мурашино! кислоти та зневод-нювали у висхшнш батаре! спиртiв та хлороформiв. Шматочки заливали в сумiш парафiну, воску й каучуку у сшввщношенш 20 : 1 : 1. Сершш пстолопч-нi зрiзи виготовляли завтовшки 3—5 мкм. Для огля-дово! мiкроскопi! зрiзи забарвлювали гематоксиль ном та еозином. Для встановлення вшносно! площi розподiлу колагенових волокон, основно! речовини та клiтин зрiзи забарвлювали за методом Малорi, а з метою виявлення еластичних волокон — за Хар-том. Серед колагенових волокон видшяли оформлен (згрупованi в пучки) та неоформлеш (незгру-пованi, поодинокi або орieнтованi хаотично, пiд кутом одне до одного). Увесь комплекс глшозамь ноглшашв (ГАГ) виявляли розчином альшаново-го синього при рН 2,6 iз критичною концентрацieю MgCl2 0,2 М. Диференцшвання несульфатованих i сульфатованих ГАГ проводили шсля обробки зрiзiв
Introduction
Osteoarthritis plays one of the leading roles in the structure of joint pathology. The development of pathological processes in the articular cartilage is accompanied by the disorders of joint capsule structure. In the study of articular cartilage of rat knee joint it was experimentally revealed that the antenatal antigen action is a risk factor for the development of osteoarthritis [3]. However, some scientists believe that joint capsule disorders promote the damage of articular cartilage [11]. Joint capsule structure has been a contentious issue of late and is likely to continue. Changes in the joint capsule under the antenatal antigen influence are pending a thorough investigation.
The aim of the study is to determine the peculiarities of joint capsule formation under the antenatal antigen influence.
Materials and methods of research
Hip joints of white laboratory rats were chosen as materials of the present study. Three groups of animals were singled out: the first one made of the intact animals, the second — of the antigen-impacted animals (injected with 0.05 ml of normal human immunoglobulin), the third — of control rats (injected with 0.05 ml of physiological saline). Injections of antigens and physiological solution were performed on the foeti of the 18th day of antenatal life, under the aether anesthesia and aseptic. After laparotomy of the female rats and direct intervention of the foeti, a trans-ute rine injection of antigen in a dose of 0.05 ml was performed subcutaneously into the interscapular region (the method of M.A. Voloshyn (1981)). The above procedure being accomplished, the operative wound was sewn. Rats were born on the 22—23 day after their conception. Animals were put to death at the end of the experiment by means of decapitation under aether anesthesia, from 13:00 to 14:00 on the 1st, 7th, 14th, 30th, 45th, 60th and 90th days of their postnatal life (168 rats in total). Use of experimental animals was guided by the «European Convention for the Protection of Vertebrate Animals used for Experimental and Other Scientific Purposes» (Strasbourg, 18.03.1986). Parieto-coccygeal distance, length of thigh, leg and foot were measured in millimeters. The ratio of thigh, leg and foot to parieto-coccygeal distance was also calculated. Hip joint fragments were fixed in the Buen liquid, decalcinated in a 20% formic acid solution and dehydrated in an ascending battery of alcohols and chloroforms. Pieces were immersed in a mixture of paraffin-wax-rubber (20 : 1 : 1 ratio). Serial histological sections were produced 3—5 micron thick.
For the overview microscopy hematoxylin and eosin stain were used. To detect and calculate the relative area of total cell population, collagen fiber distribution, amorphous substances and microcirculatory vessels the sections were stained according to Mallory's method, and Hart's staining was used for elastic fibres identification and counting. The total complex of glycosaminoglycans was revealed by alcianblau staining at pH 2.6 with a critical concentration of MgCl2 0.2 M. Differentiation of non-sulfated glycosaminoglycans and sulfated glycosaminoglycans was per-
тестикулярною гiалуронiдазою. Виявлення PNA+-лiмфоцитiв проводили i3 застосуванням лектинiв apaxicy (PNA), вуглеводних залишкiв a-D-манози (Man) — горошку поавного (VSA), використовую-чи стандартш набори лектинiв науково-виробничо-го об'еднання «Лектинтест» (м. Львiв). Контроль-нi зpiзи iнкyбyвaли в 1% розчиш HJO4 протягом 30 хвилин. Вiзyaлiзaцiю дiлянок зв'язування лектинiв проводили в ^^reMi едамшобензидин — перекис водню». Умicт полicaxapидiв та штенсившсть вш-кладення бензидиново'1 мiтки оцшювали нашвкшь-кicно (в1д + до + + ++). Товщину капсули суглоба вимipювaли в дiлянцi labrum acetabulare та шийко-во-дiaфiзapнiй зонi при iмеpciйномy збiльшеннi Mi-кроскопа (у мшрометрах) за допомогою окуляр-Mi-крометра МР-12. Обчислення вiдcоткa компонен-тiв сполучно! тканини капсули суглоба проводили за допомогою методу кшьысного вiзyaльного обль ку моpфологiчниx структур С.Б. Стефанова. Шд-рахунок клiтин (юнi, зрш фiбpоблacти, фiбpоци-ти, макрофаги та лiмфоцити) проводили при iмеp-сшному збiльшеннi мiкpоcкопa за допомогою мо-дифiковaноï окулярно'1 ciтки Глаголева на умовнш одиницi площi з перераховуванням отриманих да-них на 10 000 мкм2. Мiкpофотогpaфyвaння викона-но на вiдеоcиcтемi Aüiolab (Carl Zeiss, Шмеччина) на об'ективi %10, %40 та %100. Обробку отриманих числових результапв проводили за допомогою ста-тистичних методiв iз використанням комп'ютерно'1 програми Statistica® for Windows 6.1 (StatSoft Inc., № AXXR712D833214FAN5). Поpiвнювaнi результата вважали вipогiдними при р < 0,05.
У кaпcyлi суглоба видшяли вюцеральну, пapiе-тальну та пеpеxiднy частини. Пapiетaльнa части-на капсули суглоба представлена cиновiaльним та фiбpозним шаром. У cиновiaльномy шapi видiляли виcтеляючi клiтини, базальну пластинку та мiжклi-тинну речовину. Синовiaльний шар, що покривав фiбpозний шар, iз пapiетaльноï частини капсули нaдaлi незмiнно продовжувався на cyглобовi xpящi як вicцеpaльнa частина капсули суглоба. Фiбpозний шар межуе з оточуючими тканинами та вплiтaетьcя в суглобовий хрящ та ыстки вшповшно (теpмiни та клacифiкaцiя капсули суглоба запропоноваш нами) [2, 3, 6]. yci доcлiдження проводили в пapiетaльнiй чacтинi капсули.
Результати дослiдження
У робот встановлено, що вплив антигену в но-вонароджених призводить до шдвищення загаль-но'1 кiлькоcтi лiмфоцитiв (4,50 ± 0,07 та 2,80 ± 0,07 (р < 0,05) вiдповiдно). Пiк вмicтy загально'1 кшь-коcтi лiмфоцитiв у кaпcyлi суглоба антигенпремь йованих тварин cпоcтеpiгaетьcя на 7-му (7,7 ± 0,1 та 4,80 ± 0,09 (р < 0,05) вшповшно) та 14-ту добу (7,50 ± 0,05 та 4,97 ± 0,09 (р < 0,05) вшповшно). До 90-ï доби в кaпcyлi суглоба кiлькicть лiмфоцитiв у антигенпремшованих тварин зменшуеться, але во-на залишаеться вipогiдно бiльшою вш контроль-них (6,10 ± 0,07 та 5,10 ± 0,07 (р < 0,05) вiдповiдно).
formed after processing histological sections by means of testicular hyaluronidase. Identification of PNA+ lymphocytes was accomplished by means of peanut agglutinin (PNA) while a-D-mannose (Man) residues — by vicia sativa agglutinin (VSA), using standard lectin speciments with a horseradish peroxidase (HRP) produced by the «Lectin-test» Scientific and Production Enterprise (Lviv, Ukraine). Control histological sections were incubated in a 1% solution of HJO4 for 30 minutes. Visualization of lectin binding sites was carried out in the diaminobenzidin-hydrogen-peroxide system. The joint capsule thickness was measured by microscopic immersion magnification (in micrometers) with a MP-12 eyepiece micrometer. Rate of polysaccha-ride distribution and benzidine label deposits was evaluated semiquantitatively (from + to ++++). Calculation of cells, blood vessels, fibers and amorphous substances' percentage was carried out by the method of quantitative visual rating of morphological structures by S.B. Stefanov. Cell count (young fibroblasts, mature fibroblasts, fibrocytes, macrophages, and lymphocytes) was performed by microscopic immersion magnification with Glagolev's modified ocular lattice on a conventional areal unit with the conversion of the obtained data to 10 000 mkm2. The microphotography was accomplished using «Axiolab» videosystem (Carl Zeiss, Germany) by means of %10, %40 and %100 lens magnification. Processing of the obtained numerical results was performed by statistical methods and Statistica® for Windows 6.1 software (StatSoft Inc., № AXXR712D833214FAN5). Compared results was considered statistically reliable at p < 0.05.
In the hip joint capsule we have distinguished the visceral part (pars visceralis capsulae articularis), parietal part (pars parietalis capsulae articularis) and pars intermedia capsulae articularis (terms proposed by us) [2, 3, 6]. Pars parietalis capsulae articularis separates the joint cavity from the surrounding tissues. It includes the synovial and fibrous layers (stratum synoviale et stratum fi-brosum). Stratum synoviale has three components: synovial lining cells, basal lamina and intercellular substance. Stratum synoviale covering all intra-articular structures of hip joint, among them — articular cartilages of caput femoris, labrum acetabulare, fossa acetabuli et ligamen-tum capitis femoris, continues as the visceral part (pars visceralis capsulae articularis) of joint capsule. Thus, the joint cavity of new-borns is lined with an uniform and indivisible synovial layer. Fibrous layer penetrates into the articular cartilage and bone, respectively. All investigations were carried out on the pars parietalis capsulae ar-ticularis.
Results of the study
Antigenic influence leads to an increase of the total lymphocyte count in new-born rats (4.50 ± 0.07 and 2.80 ± 0.07 (p < 0.05), respectively). Peak of total lymphocyte count in rats affected by antigens in pars parietalis was observed on the 7th (7.7 ± 0.1 and 4.80 ± 0.09 (p < 0.05), respectively) and on the 14th day (7.50 ± 0.05 and 4.97 ± 0.09 (p < 0.05), respectively). Up to 90th day in pars parietalis of the rats affected by antigens there was a continuing decrease of lymphocyte count though it re-
Збшьшення загально! кiлькостi лiмфоцитiв у ан-тигенпремiйованих тварин вiдбуваeться головним чином за рахунок збшьшення популяцп PNA+-лiмфоцитiв i3 максимумом на 7-му добу (6,30 ± 0,08 та 2,90 ± 0,05 (р < 0,05) вщповщно). З 14-! доби кшьысть PNA+-лiмфоцитiв у антигенпремшова-них тварин починае зменшуватись, проте вона за-лишаеться бiльшою вiд контрольних (5,90 ± 0,06 та 2,77 ± 0,04 (р < 0,05) вщповщно). Пiдвищений вмiст PNA+-лiмфоцитiв у тварин, яы зазнали ди антигешв, спостерiгаeться до 90-i доби включно (3,10 ± 0,07 та 2,60 ± 0,07 (р < 0,05) вiдповiдно). На тлi пiдвищеноi частки лiмфоцитiв кiлькiсть макро-фагiв у новонароджених антигенпремшованих тварин порiвняно з контрольною групою збшьшуеть-ся (7,40 ± 0,47 та 5,10 ± 0,97 (р < 0,05) вщповщно). До 7-i доби включно кшьшсть макрофагiв у антигенпремшованих залишаеться вiрогiдно бiльшою вiд контрольних (9,20 ± 0,85 та 6,30 ± 0,47 (р < 0,05) вщповщно).
На тлi статистично вiрогiдного збiльшення кшь-костi лiмфоцитiв у антигенпремшованих новонароджених тварин (табл. 1, рис. 1) спостер^аеться збшьшення вщносного вмюту клiтин (39,1 ± 0,6 % та 26,5 ± 1,9 %; р < 0,05) порiвняно з тваринами ш-тактно! та контрольно! груп, що збер^аеться про-тягом усього перiоду спостереження та мае мюце навiть на 90-ту добу (9,0 ± 0,5 % та 6,80 ± 0,47 %; р < 0,05). Вщсоток основно! речовини на 1-шу добу в антигенпремшованих щурiв також шдвищений (32,8 ± 0,4 % та 28,80 ± 0,42 %; р < 0,05) i залишаеться бшьшим до 14-! доби включно (18,10 ± 0,23 % та 13,00 ± 0,31 %; р < 0,05). У новонароджених тварин, як зазнали дп антигену, звертае на себе ува-гу значне, майже у два з половиною рази, збшьшення вщносно! площi розподiлу еластичних волокон (4,2 ± 0,1 % та 1,70 ± 0,07 %; р < 0,05), що збе-р^аеться до 45-! доби включно (44,00 ± 0,98 % та 34,80 ± 3,27 %; р < 0,05), цей вщсоток починае зни-жуватися з 60-! доби (25,70 ± 0,67 % та 47,50 ± 2,78 %; р < 0,05) i е вiрогiдно меншим навiть на 90-ту добу (30,60 ± 0,74 % та 37,7 ± 2,0 %; р < 0,05). На цьо-му rai в антигенпремiйованих тварин на 1-шу добу спостер^аеться суттеве, майже у два рази, змен-шення вшносно! площi розподiлу колагенових волокон (23,0 ± 1,1 % та 41,70 ± 3,68 %; р < 0,05), що мае мюце до 60-! доби включно (68,20 ± 3,03 % та 73,6 ± 2,4 %; р < 0,05). Зменшення вщсотка колагенових волокон вiдбуваeться головним чином за рахунок оформлених колагенових волокон як на 1-шу добу (5,60 ± 0,61 % та 10,50 ± 1,61 %; р < 0,05), так i на 60-ту (39,20 ± 0,48 % та 43,5 ± 1,3 %; р < 0,05). Проте вщносна щшьшсть неоформлених колагенових волокон у антигенпремшованих тварин е мен-шою порiвняно з показниками контрольних тварин тшьки на 1-шу добу (11,80 ± 0,49 % та 28,30 ± 2,07 %; р < 0,05), а з 7-! доби вона починае значно збшьшу-ватися (27,50 ± 0,62 % та 24,50 ± 0,61 %; р < 0,05) i залишаеться iстотно вищою до 45-! доби включно (35,50 ± 0,61 % та 27,70 ± 3,14 %; р < 0,05).
mained considerably higher than that of the intact and control rats (6.10 ± 0.07 and 5.10 ± 0.07 (p < 0.05), respectively). The increase in the total lymphocyte count in the antigen-affected animals is mainly due to the increase of PNA+ lymphocyte count reaching maximum on 7th day (6.30 ± 0.08 and 2.90 ± 0.05 (p < 0.05), respectively). Since 14th day, the PNA+ lymphocyte count in the rats affected by antigens begins to decrease, however, remains higher in comparison with the intact and control animals (5.90 ± 0.06 and 2.77 ± 0.04 (p < 0.05), respectively). The increased number of PNA+ lymphocytes in the rats affected by antigens (in comparison with the intact and control animals) remains higher up to 90th day of their postnatal life (3.10 ± 0.07 and 2.60 ± 0.07 (p < 0.05), respectively). On the background of increased lymphocyte count, the macrophage count in the new-born rats affected by antigens (in comparison with the intact and control animals) increases up to 7.40 ± 0.47 and 5.10 ± 0.97 (p < 0.05), respectively, and remains higher up to 7th day (9.20 ± 0.85 and 6.30 ± 0.47 (p < 0.05), respectively).
Along with the statistically reliable increase of lymphocyte count in the new-born animals affected by antigen (tabl. 1, pict. 1) an increase in the relative content of cells (39.1 ± 0.6 % and 26.5 ± 1.9 % (p < 0.05) was also established in comparison with the intact and control animals, observed throughout the entire period of monitoring and occurring even on 90th day (9.0 ± 0.5 % and 6.80 ± 0.47 % (p < 0.05)). The relative area of amorphous substance on the 1st day in the rats affected by antigen was also increased (32.8 ± 0.4 % and 28.80 ± 0.42 % (p < 0.05)) and remained much higher through 14th day (18.10 ± 0.23 % and 13.00 ± 0.31 % (p < 0.05)). It is worthy of note that in the new-born antigen-impacted rats almost two and a half time increase in the relative area of elastic fiber distribution (4.2 ± 0.1 % and 1.70 ± 0.07 % (p < 0.05)) was observed, and it remained unchanged up to 45th day inclusively (44.00 ± 0.98 % and 34.80 ± 3.27 % (p < 0.05)), started to decrease from 60th day (25.70 ± 0.67 % and 47.50 ± 2,78 % (p < 0.05)) and remained significantly lower even on the 90th day (30.60 ± 0.74 % and 37.7 ± 2.0 % (p < 0.05)). On this background in the antigen-impacted new-born animals we observed a significant, almost twice a decrease of relative area of collagen fiber distribution (23.0 ± 1.1 % and 41.70 ± 3.68 % (p < 0.05) which took place up to 60th day (68.20 ± 3.03 % and 73.6 ± 2.4 % (p < 0.05). The reduction in the percentage of collagen fibers occured mainly due to the number of developed collagen fibers both on the 1st day (5.60 ± 0.61 % and 10.50 ± 1.61 % (p < 0.05) and remained the same up to the 60th day (39.20 ± 0.48 % and 43.50 ± 1.38 %; p < 0.05)). However, the relative density of underdeveloped collagen fiber distribution in the animals affected by antigen was lower than in the control animals only on the 1st day (11.80 ± 0.49 % and 28.30 ± 2.07 %; p < 0.05)), and since 7th day began to increase (27.50 ± 0.62 % and 24.50 ± 0.61 %; p < 0.05) and remained much higher until 45th day inclusively (35.50 ± 0.61 % h 27.70 ± 3.14 %; p < 0.05).
Таблиця 1. Динамка розподлу клтин, основное речовини та волокон у капсул'1 кульшового суглоба Table 1. The dynamics of cell, amorphous substance and fiber distribution in the hip joint capsule
Доба / Day Група / Groups Структури капсули кульшового суглоба / Hip joint capsule components
Клггини, % / Cells, % Основна ре-човина, % / Amorphous substance, % Колагеновi волокна, % / Collagen fibers, % Еластичнi волокна, % / Elastic fibers, %
Сумарна кть-кiсть, % / Total number, % Оформленi, % / Arranged, % Неоформленi, % / Disarranged, %
1 1 26,3 ± 2,6 29,6 ± 0,7 41,70 ± 3,68 10,50 ± 1,61 28,30 ± 2,07 1,70 ± 0,07
II 39,1 ± 0,6* 32,8 ± 0,4* 23,0 ± 1,1* 5,60 ± 0,61* 11,80 ± 0,49* 4,2 ± 0,1*
III 26,5 ± 1,9 28,80 ± 0,42 41,80 ± 3,49 10,8 ± 1,2 29,30 ± 2,32 1,800 ± 0,067
7 I 26,60 ± 0,15 11,40 ± 0,36 57,00 ± 2,82 32,5 ± 2,2 24,50 ± 0,61 5,00 ± 0,57
II 30,30 ± 0,48* 16,80 ± 0,24* 48,70 ± 3,68* 21,2 ± 3,1* 27,50 ± 0,62* 11,50 ± 0,22*
III 26,5 ± 1,9 12,7 ± 0,3 56,30 ± 2,83 33,0 ± 2,1 23,30 ± 0,73 5,1 ± 0,4
14 I 22,50 ± 1,87 12,80 ± 0,46 58,80 ± 3,45 40,30 ± 1,78 18,50 ± 0,67 15,60 ± 1,93
II 26,80 ± 0,37* 18,10 ± 0,23* 48,1 ± 1,5* 23,6 ± 0,6* 25,50 ± 0,98* 24,40 ± 0,24*
III 22,7 ± 1,4 13,00 ± 0,31 58,20 ± 2,89 40,1 ± 1,5 18,10 ± 0,39 15,70 ± 2,03
30 I 16,80 ± 0,88 11,90 ± 0,74 63,90 ± 3,04 41,60 ± 1,96 22,30 ± 1,08 33,10 ± 1,68
II 24,60 ± 0,61* 12,70 ± 1,75* 54,90 ± 4,48* 31,30 ± 2,88* 23,7 ± 1,6* 43,10 ± 0,42*
III 16,70 ± 1,08 11,80 ± 2,12 63,80 ± 3,16 41,80 ± 1,92 22,10 ± 1,24 35,1 ± 3,6
45 I 14,70 ± 2,16 11,40 ± 1,59 68,90 ± 4,74 41,2 ± 1,6 27,70 ± 3,14 33,20 ± 3,31
II 20,80 ± 1,47* 12,2 ± 1,5* 60,80 ± 1,52* 25,30 ± 0,91* 35,50 ± 0,61* 44,00 ± 0,98*
III 14,8 ± 2,0 11,70 ± 1,91 68,80 ± 5,02 41,3 ± 1,6 27,50 ± 3,42 34,80 ± 3,27
60 I 10,20 ± 0,72 10,90 ± 1,39 73,6 ± 2,4 43,50 ± 1,38 30,10 ± 1,02 45,60 ± 4,22
II 16,80 ± 0,72 10,50 ± 1,67 68,20 ± 3,03 39,20 ± 0,48 29,00 ± 2,55 25,70 ± 0,67
III 10,80 ± 0,88 10,80 ± 1,33 73,70 ± 2,06 42,30 ± 1,03 31,30 ± 1,03 47,50 ± 2,87
90 I 6,80 ± 0,47 9,30 ± 0,52 80,20 ± 3,38 40,50 ± 1,38 39,7 ± 2,0 35,50 ± 2,13
II 9,0 ± 0,5 9,60 ± 0,97 78,00 ± 2,48 40,1 ± 1,2 38,90 ± 1,28 30,60 ± 0,74
III 6,20 ± 0,17 9,20 ± 1,17 80,10 ± 3,16 40,4 ± 1,5 39,70 ± 1,66 37,7 ± 2,0
npuMimKu: I — нтактна група; Il — '¡муноглобул'шпрем'шоваш щури; Ill — контрольна група; * — результати в'рог'дш
при пор'внянн нтактних (контрольних) та антигенпремйованих щур'в, р < 0,05. Notes: I — an intact group; II — immunoglobulin-injected rats; III — control group; * — the results are statistically reliable in the antigen-affected rats in comparison with the intact and control rats at p < 0.05.
У новонароджених антигенпремшованих щурiв на rai статистично вiрогiдного збшьшення кшькос-Ti лiмфоцитiв та частки загального клгтинного компонента спостерЬаеться значне зниження кшькос-т юних фiбробластiв, (17,10 ± 0,94 та 37,70 ± 1,99 (р < 0,05) вшповшно), збшьшення вмюту зрших фь бробласпв (114,7 ± 1,1 та 92,30 ± 2,67 (р < 0,05) вшповшно) та пiдвищення частки фiброцитiв (14,40 ± 0,97 та 8,50 ± 1,36 (р < 0,05) вшповшно). Змiни в попу-
In the newborn antigen-affected rats, on the background of statistically reliable increase of lymphocyte quantity and percentage of the total cellular component there was a significant reduction of young fibroblast number, (17.10 ± 0.94 and 37.70 ± 1.99 (p < 0.05), respectively), increased content of mature fibroblast (114.7 ± 1.1 and 92.30 ± 2.67 (p < 0.05), respectively) and increase of fibrocyte number (14.40 ± 0.97 and 8.50 ± 1.36 (p < 0.05), respectively). Changes in the
ляцп кпiтин фiбробластичного ряду спостерЬають-ся протягом усього експерименту й залишаються на-вiть на 90-ту добу у виглядi зниження кiлькостi юних фiбробластiв (8,00 ± 1,43 та 12,04 ± 1,64 (р < 0,05) вiдповiдно), збiльшення вмiсту зртих фiброблас-тiв (70,40 ± 3,53 та 51,10 ± 2,22 (р < 0,05) вщповщ-но) та зниження ктькосп фiброцитiв (19,1 ± 2,1 та 32,9 ± 1,7 (р < 0,05) вщповщно). З 1-1 по 14-ту добу постнатального життя в капсулi суглоба тварин, що зазнали дл антигену, встановлено збшьшення частки палуроново! кислоти та зменшення вмiсту сульфато-ваних глтэзамшоглшашв i залишкiв а-Б-манози.
У антигенпремшованих тварин на тлi змiн розпо-дiлу клiтин, волокон та основно! речовини встановлено порушення динамши товщини капсули суглоба, зокрема и iстотне потоншення на 14-ту добу як у ший-ково-дiафiзарнiй зош (92,50 ± 2,43 та 106,20 ± 3,27; р < 0,05), так i в дiлянцi 1аЪгиш асе!аЪи1аге (53,00 ± 2,37 та 64,20 ± 2,23; р < 0,05). Водночас у цiй груш тварин виявлено порушення темтв приросту вщдшв тазово! кiнцiвки, що особливо проявляеться щодо ступнi, а саме вщбуваеться збiльшення 1! абсолютно! довжини на 1-шу добу (10,2 ± 0,3 та 8,1 ± 0,2 (р < 0,05) вщповщ-но) та на 45-ту (33,6 ± 2,1 та 27,8 ± 1,8 (р < 0,05) вщпо-вщно), а також збiльшення спiввiдношення «ступня — куприково-пм'яна вщстань» на 1-шу добу (0,243 та 0,235), 14-ту (0,4 та 0,356), 30-ту (0,396 та 0,361), 45-ту (0,42 та 0,355) та 90-ту добу (0,333 та 0,318).
Обговорення отриманих результат
Капсула суглоба — це складна структура, що забезпе-чуе нормальне функцюнування суглоба як органа. Встановлено, що антенатальна дя антигену може спричини-ти порушення розподту клiтин (зокрема, фiбробластич-ного ряду), основно! речовини, волокон, полiсахаридiв. Водночас експериментально отримано дол1хостеноме-лiю (подовження вщдшв кiнцiвок). Отриманi данi ств-вщносяться з поняттям «дисплазiя сполучно! тканини»
fibroblastic cell population were observed during the whole experiment, even on the 90th day, same as reduction of the young fibroblast number (8.00 ± 1.43 and 12.04 ± 1.64 (p < 0.05), respectively), increased content of mature fibroblasts (70.40 ± 3.53 % and 51.10 ± 2.22 (p < 0.05), respectively) and decrease of fibrocyte number (19.1 ± 2.1 and 32.9 ± 1.7 (p < 0.05), respectively). From the 1st to 14th day of postnatal life, the joint capsule of antigen-affected animals revealed increase of hyaluronic acid and reduction of sulfated glycosaminoglycans as well as of a-D-manose residues.
In the antigen-affected animals, besides the above-mentioned changes, we've established disorders of joint capsule thickness, in particular - its significant thinning on the 14th day in the area between collum femoris and diaphysis (92.50 ± 2.43 and 106.20 ± 3.27 (p < 0.05), and at labrum acetabulare (53.00 ± 2.37 and 64.20 ± 2.23 (p < 0.05)). At the same time, in this group of animals the rate of pelvic limb growth, especially the feet, was proved to be compromised, showed signs of absolute length increase on the 1st day (10.2 ± 0.3 and 8.1 ± 0.2 (p < 0.05)), respectively) and 45th day (33.6 ± 2.1 and 27.8 ± 1.8 (p < 0.05), respectively), and an increase in the ratio of foot — parieto-coccygeal distance on the 1st day (0.243 and 0.235), 14th day (0.4 and 0.356), 30th day (0.396 and 0.361), 45th day (0.42 and 0.355) and 90th day (0.333 and 0.318).
Discussion of the results
The joint capsule was proved to be a complex structure in charge of normal joint functioning. It was established that the antenatal antigen influence might cause disorders of cell (in particular, fibroblasts), amorphous substance, fibers, and polysaccharides' distribution.
At the same time, we have experimentally obtained dolichostenomelia (extension of parts of the
Рисунок 1. Фрагмент капсули кульшового суглоба: а) нтактноi тварини; b) антигенпремшовано) тварини. 1-ша доба
життя. ЗабарвленнязаМалор'1. Ок.х 10, об.x 100 Figure 1. Fragment of hip joint capsule: a) the intact animal; b) the animal, affected by antigen. 1st day of postnatal life. Mallory's
stain. Oc. x 10, Ob. x 100
[4]. Антиген, що був введений плодам, е неспецифiч-ним подразником для сполучно'! тканини. Його введен-ня призводить до збшьшення загально! кшькосп лiмфо-цитiв, зокрема PNA+-лiмфоцитiв, що мирують iз тимусу на периферш [1]. Популяцiя PNA+-лiмфоцитiв — це як iмунологiчно незрiлi CD8+/CD4+-лiмфоцити, так i Y/8-Т-лiмфоцити. Останнi тсля стимуляцй антигеном Т-клiтинного рецептора здатш продукувати штерлей-юн-17, Y-iнтерферон та TNF-a, що впливають клiтини, зокрема на фiбробласти [10, 12, 14, 16]. Фiбробласти та секреторнi синовюцити — головнi типи клiтин капсули суглоба, що видляють гiалуронову кислоту завдяки ферменту гiалуронат-синтази, який значно активуеться при стимуляцй штерферонами та TNF-a. Вiдомо, що палу-ронова кислота стимулюе пролiферацiю та мщацш кль тин, а також е потужним активатором бiосинтезу елас-тичних волокон. Разом з цим у-штерферон, aктивiзую-чи синтез еластичних волокон, одночасно гальмуе про-дукцш колагену фiбробластами. З iншого боку, макрофаги в пщвищенш кшькосл також можуть гальмувати синтез колагену фiбробласгами шляхом видлення а- i Р-штерферошв. Остaннi сприяють секрецй простаглан-дину Е2, що, з одного боку, е специфiчним iнгiбiтором бюсинтезу колагену, а з iншого — стимулюе синтез па-луроново! кислоти. Окрiм того, макрофаги здaтнi до секрецй протеаз, що сприяють деградацй колагену. Галь-мування формування колагенових волокон можна пояс-нити також дефицитом вмiсгу мaнозокон'югaтiв та суль-фатованих глiкозaмiноглiкaнiв [7, 8, 13, 15].
Збтьшений вщсоток еластичних волокон, неоформ-лених колагенових волокон, основно! речовини та по-тоншення капсули суглоба е морфолопчною картиною синдрому гшермобшьносп суглобiв (СГС). Зменшен-ня частки оформлених колагенових волокон (що забез-печують мiцнiсть сполучно! тканини) та сульфатованих гшкозамшогшкашв пояснюе швидку стомлювaнiсть, фiзичну слабисть, перiодичнi немотивовaнi артралги, деформаци скелета при СГС. Вищеописaнi порушен-ня, зокрема передчасне зниження щтьносп розподь лу еластичних волокон тсля антигенного навантажен-ня (табл. 1), пояснюють як вищу частоту, так i передчас-ний розвиток остеоартрозу в дтей iз СГС, останнш мо-же розвиватися в дтей, яи зазнали антенатального антигенного навантаження [5]. До того ж у етюлоги гонар-трозу провщне мiсце посiдaе саме диспластичний компонент [9]. Тому антенатальне введення антигешв може застосовуватися з метою моделювання як долкостено-мели, так i дисплази компонентiв кульшового суглоба з метою !х подальшого вивчення.
Висновки
Отже, антенатальна дя антигешв може призвести до розвитку диспластичних змiн у кaпсулi кульшового суглоба, що проявляеться у вигляд порушення розподь лу полюахарищв, фiброблaстiв, збшьшення вщсотка кль тин, основно! речовини, зменшення частки колагенових волокон, гшереластичносп сполучно! тканини, та до бтьш раннього зменшення частки еластичних волокон, що може бути провщним рушшним фактором розвитку коксартрозу.
limbs), which corresponds to the term «connective tissue dysplasia» [4]. The antigen is a nonspecific irritant for connective tissue. Its injection leads to the increase of total lymphocyte (in particular PNA+) count, and their migration from the thymus to the periphery [1]. Population of PNA+ lymphocytes is made up of the immunologically immature CD8+/CD4+ cells and y/8-T-cells. The latter, on antigen's stimulation of T-cell receptor, are able to produce interleukin-17, y-interferon and TNF-a which affect the cells, fibroblasts in particular [10, 12, 14, 16]. Fibroblasts and fi-broblast-like synoviocytes are the principal cells of the joint capsule secreting hyaluronic acid due to the hy-aluronate synthase enzyme, which is significantly activated by interferon and TNF-a stimulation. Hyalu-ronic acid is known to stimulate the proliferation and migration of cells as well as elastic fiber synthesis. Further, y-interferon activating the elastic fiber synthesis, at the same time, inhibits the production of collagen by fibroblasts. Increased rate of macrophages may also inhibit the collagen synthesis by fibroblasts through a-and P-interferon production. The latter promote prostaglandin E2 secretion, which, on the one hand, is a specific inhibitor of the collagen biosynthesis and on the other, — stimulates the hyaluronic acid synthesis. In addition, macrophages are capable of protease secretion contributing to the collagen degradation. Inhibition of the collagen fiber formation can also be attributed to the deficiency of mannose conjugates and sulfated glycosaminoglycan content [7, 8, 13, 15].
Increased percentage of elastic fibers, underdeveloped collagen fibers, amorphous substance and thinning of the joint capsule constitute the morphological pattern of the joint hypermobility syndrome (JHS). The decrease of developed collagen fiber percentage (providing the strength of connective tissue) and sulfated glycosami-noglycans explains the fatigue, physical weakness, periodic unmotivated arthralgia, skeletal deformities accompanying JHS. The aforesaid disorders, in particular — the premature decrease of elastic fiber distribution density in the antigen-impacted rats (table 1), explain both frequent occurrence and premature development of osteoarthritis in children with JHS, as the latter may occur in the children been subjected to the antenatal antigen influence [5]. Moreover, the dysplastic component plays a leading role in the gonarthrosis' ethiology [9]. Therefore, the intra-foetal antigen injection may be used for modeling both dolichostenomelia and hip joint dysplasia for the purpose of their further study.
Conclusion
The antenatal antigen influence may lead to the development of dysplastic changes in the hip joint capsule which manifest themselves as disorders of poly-saccharides and fibroblasts' distribution, an increase of cells and amorphous substance relative number, a decrease of collagen fiber percentage, hyperelasticity of connective tissue and premature decrease of elastic fiber relative count, bringing in their wake coxar-throsis.
Список лггератури
1. Волошин Н.А. Внутриутробная антигенная стимуляция как модель для изучения симптомокомплекса висцеро-мегалии / Н.А. Волошин, Е.А. Григорьева, М.С. Щербаков // Таврический медико-биологический вестник. — 2006. — Т. 9, № 4. — С. 57-59.
2. Волошин М.А. Сучасний погляд на будову та класифь кацш структур суглоба / М.А. Волошин, О.А. Григор'ева // Вюник проблем бюлоги i медицини. — 2011. — Вип. 2, т. 1. — С. 56-59.
3. Григор'ева О.А. Закономiрностi морфогенезу та реак-тивносп колшного суглоба тсля антигенного та гормонального впливу (анатомо-експериментальне дослщження): Ав-тореф. дис... д-ра мед. наук: спец. 14.03.01 «нормальна анато-мш» / О.А. Григор'ева. — К., 2011. — 31 с.
4. Нечаева Г.И. Дисплазия соединительной ткани: распространенность, фенотипические признаки, ассоциации с другими заболеваниями / Г.И. Нечаева, И.В. Викторова, И.М. Друк // Врач. — 2006.— № 1.— С. 19-23.
6. Поворознюк В.В. К вопросу о синдроме гипермобильности суставов / В.В. Поворознюк, О.И. Подлианова // Боль. Суставы. Позвоночник. — 2012. — № 1 (5). — С. 28-32.
7. Федотченко А.В. Закономiрностi будови кульшового су-глобу в постнатальному перкда в нормi та тсля внутртньо-плщного введення антигешв (анатомо-експериментальне дослщження): Автореф. дис... канд. мед. наук: спец. 14.03.01 «нормальна анатомш» / А.В. Федотченко. — Запор1жжя, 2012. — 21 с.
8. Юрина Н.А. Морфо-функциональная гетерогенность и взаимодействие клеток соединительной ткани / Н.А. Юрина, А.И. Радостина. — М.: Изд-во УДН, 1990. — 322 с.
9. Evanko S.P., Tammi M.I. Hyaluronan-dependent pericellular matrix // Advanced Drug Delivery Reviews. — 2007. — Vol. 59, № 13. — P. 1351-1365.
10. Ganz R., Leunig M., Leunig-Ganz K., Harris W. The Etiology of Osteoarthritis of the Hip // Clin. Orthop. Relat. Res. — 2008. — Vol. 466 (2). — P. 264-272.
11. Klatt N. Mechanisms underlying y/8 T-cell subset perturbations in SIV-infected Asian rhesus macaques // Blood. — 2010. — Vol. 116, № 20. — P. 4148-4157.
12. McGonagle D., Tan A.L., Carey J., Benjamin M. The anatomical basis for a novel classification of osteoarthritis and allied disorders // J. Anat. Mar. — 2010. — 216 (3). — P. 279-291.
13. Meraviglia S., El Daker S. y/8 T-cells cross-link innate and adaptive immunity in Mycobacterium tuberculosis Infection (Review Article) // Clinical and Developmental Immunology. — 2011. — Article ID 587315. — P. 1-11.
14. Noble P.W., Liang J., Jilang D. Hyaluronan as an immune regulator in human diseases // Physiological Reviews. — 2011. — Vol. 91, № 1. — P. 221-264.
15. Plattner B.L., Hostetter J.M. Comparative gamma/delta T cell immunology: a focus on mycobacterial disease in cattle (review article) // Veterinary Medicine International. — 2011. — Article ID 214384. — P. 1-8.
16. Rozario T., De Simone D.W. The extracellular matrix in development and morphogenesis: a dynamic view // Developmental Biology. — 2010. — Vol. 341, № 1. — P. 126-140.
17. Strauchen J. A. Lectin receptors as markers of lymphoid cells. Demonstration in tissue section by peroxidase technique // American Journal of Pathology. — 1984. — Vol. 116. — P. 297304.
OTPMMQHO 22.12.14 ■
