CC BY
89
ОСОБЕННОСТИ ТЕХНОЛОГИИ ПОЛУЧЕНИЯ ЛИПОСОМАЛЬНОй ЛЕКАРСТВЕННОЙ ФОРМЫ АНАЛОГА ГИПОТАЛАМИЧЕСКОГО ГОРМОНА СОМАТОСТАТИНА
Е.В. Санарова1, Си Чжан2, М.В. Дмитриева1, A.B. Ланцова1, О.Л. Орлова1, А.П. Полозкова1,
H.A. Оборотова1, 2, И.И. Краснюк2
1ФГБУ«Российский онкологический научный центр им. Н.Н. Блохина» Минздрава России; Россия, 115478 Москва, Каширское шоссе, 24; 2ФГБОУВО Первый Московский государственный медицинский университет им. И.М. Сеченова Минздрава России; Россия, 119991 Москва, ул. Большая Пироговская, д. 2, стр. 4
Введение. В связи с перспективностью применения в качестве лекарственного средства аналога гипоталамического гормона соматостатина (АГГС), синтезированного в лаборатории химического синтеза ФГБУ «Российский онкологический научный центр им. Н.Н. Блохина» Минздрава России и показавшего высокую противоопухолевую активность, возникает потребность в создании лекарственной формы и оптимальной технологии ее получения. В ходе предварительных исследований в качестве модели лекарственной формы для АГГС выбраны липосомы, технологический процесс получения которых имеет ряд специфических стадий.
Цель исследования — разработка технологии получения липосомальной лекарственной формы АГГС.
Материалы и методы. Липосомы АГГС получали методом Бенгема в модификации для гидрофобных субстанций. Для уменьшения диаметра липосом использовали методы экструзии, гомогенизации и обработки ультразвуком. Анализ размера липосом проводили методом корреляционной спектроскопии светорассеяния с использованием наносайзера. ЗначениерН липосомальной дисперсии определяли методом потенциометрии. Количественное содержание лекарственного вещества измеряли методом спектрофотометрии с использованием стандартного образца при (282 ± 3) нм и спиртового раствора пустых липосом в качестве раствора сравнения. Количество включенного препарата рассчитывали как отношение концентрации лекарственного вещества в липосомальной дисперсии после фильтрации к его концентрации в дисперсии после получения. Результаты и выводы. Гидрофобная природа субстанции АГГС обуславливает технологические особенности получения липосомальной лекарственной формы. Так, на стадии формирования липидной пленки субстанция растворяется в органическом растворителе вместе с липидами, а полученную липидную пленку гидратируют раствором криопротектора. Измельчение липосом АГГС целесообразнее проводить с применением методов гомогенизации или экструзии, что обусловлено высокой производительностью указанных методов, сохранением стабильности липосом и высокого процента включения АГГС в ли-посомальный бислой. На этапе отделения не включенной в липосомы субстанции АГГС, учитывая нерастворимость данного вещества в воде, можно воспользоваться методом фильтрации, не прибегая к сложным процедурам гель-фильтрации, диализа и т. д. Кроме того, процесс отделения невключившейся субстанции можно совместить со стерилизацией липосомальной дисперсии путем выбора специфического фильтрующего материала.
Ключевые слова: аналог гипоталамического гормона соматостатина, липосомы, технология получения, экструзия
E. V. Sanarova1, Xi Zhang2, M. V. Dmitrieva1, A. V. Lantsova1, O.L. Orlova1, A.P. Polozkova1, N.A. Oborotova1,2, I.I. Krasnyuk2
1N.N.. Blokhin Russian Cancer Research Center at the Ministry of Health of Russia; 24 Kashirskoe Shosse, Moscow, 115478, Russia; 2I.M. Sechenov First Moscow State Medical University; 2—4 Bolshaya Pirogovskaya St., Moscow, 119991, Russia
Background. In connection with the prospect of the use of an analog of the hypothalamic hormone somatostatin synthesized by the laboratory of chemical synthesis Institute of experimental diagnostics and chemotherapy of FSBI «N.N. Blokhin Russian Cancer Research Center» and showed a high anti-tumor activity as a drug arises a need to establish an optimal technology of its receipt. In preliminary studies in a modelformulation for an analog of the hypothalamic hormone somatostatin selected liposome technological process of which has a series of specific steps comprising.
Objective. Development of technology for obtaining liposomal formulation hypothalamic hormone somatostatin analogue. Materials and methods. Liposomes analog of the hypothalamic hormone somatostatin obtained by method Bengema in modification for hydrophobic substances. To reduce the diameter of the liposome are used methods extrusion, homogenization and ultrasonic. Analysis
Контакты: Екатерина Викторовна Санарова sanarova8686@mail.ru
DOI: 10.17650/1726-9784-2016-15-4-78-84
FEATURES OF THE TECHNOLOGY OF LIPOSOMAL FORMULATION OF A ANALOGUE HYPOTHALAMIC HORMONE SOMATOSTATIN
of the size of the liposomes was performed by correlation spectroscopy light scattering using nanosizer. The pH of the liposomal dispersion was determined by potentiometry. The quantitative content of the drug substance was determined by spectrophotometry using a standard sample with X (282 ± 3) nm and an alcoholic solution of empty liposomes as a reference solution. Amount of incorporated drug was calculated as the ratio of the concentration of drug in the liposome dispersion after filtration to the concentration of drug in the dispersion after preparation.
Results and Conclusion. The hydrophobic nature of the substance causes an analog of the hypothalamic hormone somatostatin technological features of obtaining liposomal formulation. Since the step of forming a film of the lipid substance is dissolved in an organic solvent together with lipids, film is hydrated by a solution of cryoprotectant. Grinding liposomes an analog of the hypothalamic hormone somatostatin appropriate to be carried out using homogenization or extrusion methods, due to the high efficiency of these methods, the preservation stability of the liposomes and a high percentage of inclusion an analog of the hypothalamic hormone somatostatin, included in the liposomal bilayer. At the stage of separating the non-inclusion of substance an analog of the hypothalamic hormone somatostatin due to the insolubility of the substance in the water, you can use the filtering method, without the need for complicated procedures gel filtration, dialysis, etc. Furthermore the process of separating a substance not included can be combined with the sterilization of the liposome dispersion by selecting a particular filter material.
Key words: analog of the hypothalamic hormone somatostatin, liposomes, technology of production, extrusion
Введение
В настоящее время повышенный интерес вызывает поиск принципиально новых противоопухолевых веществ среди пептидных гормонов гипоталамуса, которые способны селективно воздействовать на процессы рецепторопосредованного взаимодействия и участвовать в передаче внутриклеточных сигналов [1—3].
В лаборатории химического синтеза Института экспериментальной диагностики и терапии опухолей ФГБУ «Российский онкологический научный центр им. Н.Н. Блохина» Минздрава России (ФГБУ «РОНЦ им. Н.Н. Блохина») синтезирован новый отечественный аналог гормона гипоталамуса соматостатина (АГГС) — пентапептид аналога гипоталамического гормона соматостатина. На этапе предварительных исследований данной субстанции выявлена ее высокая противоопухолевая активность на перевиваемых солидных опухолях мышей: ДМБА-индуцированных опухолях молочной железы крыс, аденокарциноме предстательной железы крыс R-3327-H и перевиваемом раке молочной железы человека РМ-1 у бести-мусных мышей [4].
Для расширения спектра действия препаратов из группы аналогов гормона соматостатина и в связи с гидрофобными свойствами субстанции АГГС для нее предложена липосомальная лекарственная форма (ЛЛФ). Выбор ЛЛФ в качестве системы доставки данного препарата обусловлен такими положительными свойствами липосом, как повышение биодоступности гидрофобной субстанции [5—10], повышение избирательности действия [11—13] и, как следствие, увеличение терапевтической эффективности [14—17].
В ходе экспериментов, посвященных разработке ЛЛФ АГГС, создана предварительная модель, содержащая в качестве основных компонентов липидно-го бислоя яичный фосфатидилхолин и полиэтилен-гликоль-2000-дистеароилфосфатидилэтаноламин,
а в качестве криопротектора — сахарозу. Доказана эффективность данной модельной лекарственной формы (ЛФ) на перевиваемой опухоли мышей — аденокарциноме молочной железы Са-755 [18].
Материалы и методы
Материалы. Использованы: АГГС (ФГБУ «РОНЦ им. Н.Н. Блохина»), яичный фосфатидилхолин E PC S (Lipoid, Германия), холестерин (Sigma, Япония), пэ-гилированный дистеароилфосфатидилэтаноламин PEG-2000-DSPE 18:1 (Lipoid, Германия), сахароза ГОСТ 5833—75 (Химмед, Россия), спирт этиловый 95 % ФС. 2.1.0036.15 (ЗАО «Брынцалов-А», Ферейн, Россия), хлороформ стабилизированный ХЧ (Химмед, Россия), вода для инъекций ФС.2.2.0020.15.
Вспомогательные материалы для фильтрации и экструзии. Применялись: поликарбонатные фильтры Nuclepore диаметром 25, 47 и 90 мм с размером пор 0,2 мкм (Whatman, Великобритания); нейлоновые фильтры Pall N66 диаметром 25, 47 и 90 мм с размером пор 1,2; 0,45 и 0,22 мкм (Pall Corporation, США; ООО «Палл Евразия», Россия); целлюлозные фильтры диаметром 25 и 47 мм с размером пор 0,22 мкм.
Приборы и аппаратура. Были использованы: весы аналитические Sartorius 2405 (Sartorius AG, Германия), весы лабораторные Sartorius LA1200S (Sartorius AG, Германия), испаритель роторный Rotavapor R-200 (Büchi Labortechnik AG, Швейцария), водяная баня Büchi Heating Bath B-490 (Büchi Labortechnik AG, Швейцария), ультразвуковая ванна Transsonic T310 (Elma, Германия), экструдеры Lipex™ Thermobarrel Extruder на 10, 100 и 800 мл (Northern Lipids Inc., Lipex Biomembranes, Inc., Канада), гомогенизатор Mi-crofluidizer M-110S (Microfluidics, США), pH-метр HANNA рН 211 (Hanna Instruments, Германия), на-носайзер Nicomp 380 Submicron Particle Sizer (Particle Sizing Systems, США), спектрофотометр Cary 100 (Varian, 1пс., Австралия).
80 Оригинальные статьи
Получение липосом АГГС. Липосомы АГГС полу- Критическими технологическими параметрами чали методом Бенгема с модификацией для гидро- в процессе получения липидной пленки являются фобных субстанций. Ингредиенты ЛФ (АГГС, яичный температура и уровень вакуума. В качестве основно-фосфотидилхолин, холестерин и PEG-2000-DSPE) го липида при разработке ЛЛФ для субстанции АГГС растворяли в хлороформе. Полученный раствор пе- выбран яичный фосфатидилхолин. Этот природный реносили в круглодонную колбу и отгоняли органи- липид имеет приемлемую температуру фазового пе-ческий растворитель при температуре водяной бани рехода (37 °С), что важно, поскольку температура 37 °С на роторном испарителе до формирования формирования липидной пленки должна быть выше однородной полупрозрачной пленки. Пленку досу- температуры фазового перехода липида. В случае фос-шивали под вакуумом до полного удаления хлоро- фатидилхолина температура формирования липид-форма и гидратировали с образованием дисперсии ной пленки может находиться в диапазоне 38 ± 2 °С, липосом АГГС, которые затем фильтровали и из- при такой температуре липосомальные фосфолипи-мельчали. ды практически не окисляются. Кроме того, фосфа-Получение «пустых» липосом АГГС. «Пустые» ли- тидилхолин обладает хорошей растворимостью в ор-посомы получали как и липосомы с действующим ганических растворителях и биосовместимостью. веществом, но без добавления субстанции АГГС Уровень вакуума при получении липидной плен-в состав хлороформного раствора компонентов ЛФ. ки должен быть подобран исходя из скорости кон-Определениеразмера липосом АГГС. Анализ сред- центрирования липидов из органического раствора него диаметра липосом АГГС проводили методом [19]. Формирование на стенках колбы равномерно корреляционной спектроскопии светорассеяния распределенной полупрозрачной пленки с АГГС с использованием наносайзера. при отгонке органического растворителя обеспечи-Определение рН липосомальной дисперсии АГГС. вается при значении вакуума (—0,8...—0,9) бар и ско-Определение значений рН в липосомальной диспер- рости вращения ротора 90—110 об/мин. При более сии проводили потенциометрически. низкой скорости раствор компонентов ЛФ «сполза-Определение количества препарата, включенного ет» со стенок колбы и концентрируется в области дна в липосомальнуюмембрану. Количественное содержа- с образованием толстой липидной пленки. Повышение АГГС в ЛФ определяли методом спектрофото- ние скорости вращения ротора более 120 об/мин, метрии с использованием стандартного образца при хотя и способствует увеличению скорости удаления длине волны 282 ± 3 нм. Поскольку компоненты, органического растворителя, приводит к получению входящие в состав липосом (яичный фосфотидилхо- неравномерной пленки в форме «ободка» на боковой лин, холестерин и PEG-2000-DSPE), также поглоща- части колбы ют в этой области спектра, измерения проводили В технологии ЛЛФ в качестве органических рас-в сравнении с раствором «пустых» липосом. творителей при получении липосом чаще всего при-Так как АГГС является гидрофобным веществом меняют этиловый спирт, хлороформ и ацетон. Эти и при получении липосом включается непосред- растворители легколетучие и способны растворять ственно в липидный бислой, количество включен- как липиды, так и большинство гидрофобных лекар-ного препарата (КВП) определяли как отношение ственных субстанций. При получении липосом АГГС концентрации АГГС в липосомальной дисперсии используется хлороформ. Он относится к раствори-после фильтрации (Сфил) к концентрации АГГС в ли- телям 2-го класса токсичности, поэтому необходимо посомальной дисперсии после получения (С ), добиться полного удаления его из липидной пленки. выраженное в процентах: Это достигается путем длительного досушивания сформированной пленки под вакуумом до постоян-КВП (%) = Сфш / Спол х 100 %. ной массы. В ходе эксперимента установлено, что оптимальное время сушки липидной пленки с АГГС Результаты при значении вакуума (—0,9. —1,0) бар составляет Особенности получения многослойных липосом АГГС. 50 мин. При использовании в качестве липидных компо- После досушивания проводят диспергирование нентов коммерчески доступных фосфатидилхолинов (гидратирование) полученной липидной пленки. первым этапом в технологическом процессе получе- Именно на данном этапе происходит образование ния ЛЛФ является получение липидной пленки. многослойных липосом (МСЛ) и «включение» ги-Данный этап для гидрофобных веществ, к которым дрофобного АГГС в липосомальный носитель путем относится АГГС, включает растворение липидов встраивания его в липидный бислой. Эффективность и субстанции в органическом растворителе, после- включения во многом зависит от химических свойств дующее смешивание полученных растворов и упари- лекарственного вещества. Учитывая коэффициент вание до образования однородной пленки. распределения АГГС в липосомальном бислое,
РОССИЙСКИЙ БИОТЕРАПЕВТИЧЕСКИЙ ЖУРНАЛ | RUSSiAN JOURNAL OF BiOTHERAPY 4 2016 том 15 |vol. 15
можно добиться высокой степени его включения и стабильного удерживания в двойном слое липидов путем подбора оптимального соотношения препа-рат/липид [20].
В качестве растворителей для гидратации липид-ной пленки с АГГС мы исследовали воду для инъекций и раствор криопротектора (раствор сахарозы). Согласно результатам, представленным в табл. 1, установлено, что оптимальным растворителем для получения дисперсии МСЛ АГГС является раствор сахарозы.
Таблица 1. Выбор растворителя для получения дисперсии многослойных липосом аналога гипоталамического гормона соматостатина
№ Растворитель Размер липосом, нм рН дисперсии КВП, %
после гидратации после экструзии
1 Водадля инъекций 691 ± 25 175 ± 6 6,3 ± 0,2 97 ± 1
2 Раствор сахарозы 330 ± 20 155 ± 6 6,2 ± 0,2 97 ± 1
Примечание. КВП — количество включенного препарата.
Сравнение методов получения однослойных липосом АГГС. Для измельчения липосомальных дисперсий (более 10—30 мл), содержащих большие МСЛ, чаще всего применяют методы экструзии и гомогениза-ции/микрофлюидизации; гораздо реже используют методы обработки ультразвуком (УЗ), замораживания-оттаивания и дегидратации-регидратации. Каждый из методов имеет как достоинства, так и недостатки.
Экструзия. Уменьшение размеров липосом за счет экструзии обладает множеством преимуществ, таких как получение однородных по размеру везикул; незначительное окисление липосомальных фосфоли-пидов по сравнению с методом обработки УЗ и методом гомогенизации; возможность регулирования температуры процесса; обеспечение стерильности и др. Кроме того, процесс экструзии способствует более однородному распределению гидрофобного лекарственного вещества в структуре бислоя, что делает данный метод перспективным для получения липосом АГГС.
Экструзию липосомальных дисперсий проводят на экструдерах. В процессе экструзии снижение среднего размера МСЛ достигается «продавливанием» дисперсии через мембраны с порами различного диаметра (от 1,2 до 0,05 мкм) под давлением. Средний размер получаемых липосом определяется диаметром пор, материалом фильтра и количеством циклов, а также зависит от состава липидов и их концентрации.
Для оценки эффективности экструзии при измельчении МСЛ АГГС сравнивали 3 типа фильтрующих мембран — поликарбонатных с диаметром пор 0,2 мкм, нейлоновых с диаметром пор 0,22 мкм и целлюлозных с диаметром пор 0,22 мкм (табл. 2). Предварительно липосомальную дисперсию АГГС для удаления возможных механических включений фильтровали через мембраны с диаметром пор 1,2 и 0,45 мкм.
Таблица 2. Размеры липосом аналога гипоталамического гормона соматостатина при экструзии
Число циклов Размер липосом*, нм
поликарбонатный фильтр (0,2 мкм) нейлоновый фильтр (0,22 мкм) целлюлозный фильтр (0,22 мкм)
1 183 ± 9 205 ± 10 204 ± 12
2 181 ± 14 231 ± 26 186 ± 11
3 175 ± 6 269 ± 15 169 ± 10
4 171 ± 10 226 ± 18 180 ± 10
5 164 ± 12 185 ± 15 176 ± 6
6 159 ± 10 175 ± 10 180 ± 14
7 151 ± 10 191 ± 10 169 ± 8
8 161 ± 14 184 ± 12 171 ± 12
9 160 ± 10 201 ± 11 183 ± 10
10 163 ± 10 208 ± 10 171 ± 10
I
Согласно представленным результатам, экструзия липосом АГГС наиболее эффективна при использовании 2 типов фильтров — поликарбонатных и целлюлозных, поскольку позволяет получить однородную липосомальную дисперсию АГГС с наименьшим размером везикул.
Гомогенизация. Для измельчения липосом в промышленных масштабах применяют технологию гомогенизации, причем она подразделяется на стандартную и микрофлюидизацию. В отличие от микрофлюидай-зера, где поток жидкости выбрасывается и перемешивается в интерактивной камере, в гомогенизаторе жидкий образец продавливается под высоким давлением через отверстие и ударяется о стенку из нержавеющей стали, липосомальная дисперсия продолжительно пропускается через систему гомогенизатора, где под воздействием высокого давления размер липосом постепенно снижается [21].
Основными целями гомогенизации являются получение малых однородных по размеру липосом; улучшение макроскопического вида препарата; улучшение физической стабильности везикул; получение препарата, который может быть отфильтрован через
82
Оригинальные статьи
антимикробные фильтры. На размер везикул, полученных в результате гомогенизации, оказывают большое влияние однородность исходных материалов, тип гомогенизатора и клапана, давление гомогенизации и число циклов, температура, состав липидов и их количественное содержание, ионная сила среды. Обычно для уменьшения размеров липосом с помощью гомогенизатора используют готовые МСЛ. При увеличении давления гомогенизации получают более мелкие везикулы. Вместе с уменьшением среднего размера везикул уменьшается и неоднородность размеров. После 1 или 2 циклов гомогенизации часто получают, по спектроскопической оценке, бимодальный размер распределения, который при продолжении гомогенизации в большинстве случаев переходит в мономодальный.
Размер везикул непрерывно уменьшается при постоянной рециркуляции и в конечном счете приближается к постоянной величине. При определенном и отличном для каждой липосомальной дисперсии количестве циклов размеры липосом достигают минимума, и при продолжении циклов гомогенизации из-за молекулярной диффузии происходит повторное увеличение частиц за счет более мелких (так называемый вторичный рост, или созревание Оствальда). Мелкие везикулы неустойчивы из-за чрезвычайно высокой кривизны мембраны, особенно при наличии в их структуре холестерина. Число мелких везикул
таблица 3. Размеры липосом аналога гипоталамического гормона соматостатина при гомогенизации
число размер липосом, нм (распределение по фракциям)
циклов сразу после гомогенизации спустя сутки после гомогенизации
1 179 ± 14* 164 ± 9 / 11 ± 2
2 144 ± 9* 151 ± 4 / 11 ± 2
3 153 ± 3* 166 ± 26 / 27 ± 10
4 128 ± 1* 125 ± 2*
5 170 ± 17 / 11 ± 3 130 ± 7 / 15 ± 7
6 135 ± 29 / 28 ± 8 176 ± 2 / 29 ± 16
7 214 ± 58 / 43 ± 6 152 ± 32*
8 168 ± 53 / 40 ± 3 114 ± 9 / 11 ± 2
9 121 ± 7 / 13 ± 2 102 ± 3 / 11 ± 3
10 115 ± 7 / 18 ± 3 111 ± 6 / 19 ± 1
11 116 ± 6 / 11 ± 2 120 ± 27 / 26 ± 15
Примечание. *1 фракция (100 %).
с диаметром до 20 нм, которые можно обнаружить сразу после гомогенизации, резко снижается в течение нескольких минут или часов.
Как показали результаты гомогенизации МСЛ АГГС, представленные в табл. 3, данный метод может быть использован для получения стерильного липосомального лекарственного препарата АГГС в промышленных масштабах.
Неоспоримыми преимуществами применения гомогенизации в ходе масштабирования технологического процесса получения ЛЛФ АГГС являются стандартность состава липосом, высокая производительность, незначительный уровень окисления фос-фолипидов (при соблюдении температурного режима), стабильность получаемых липосом. Существенное значение имеют использование серийного промышленного оборудования и получение препарата в стерильных условиях в закрытом режиме, при этом в ходе технологического процесса существует возможность осуществления контроля температуры и давления.
Обработка ультразвуком. Обработка УЗ дисперсии МСЛ выше температуры фазового перехода липидов приводит к формированию однослойных липосом за счет кавитации [22]. Таким способом получают небольшие объемы дисперсий, так как этот метод является одним из самых энергозатратных, требует значительного количества времени для измельчения. Основными критическими факторами являются размер образца и его положение в УЗ-ванне, в результате возникают проблемы с воспроизводимостью. И наконец, в дисперсии после воздействия УЗ присутствует много остаточных крупных частиц. На средний размер получаемых однослойных липосом влияют фос-фолипидный состав, концентрация холестерина, температура, время обработки и сила УЗ [23, 24]. Полученные в результате обработки УЗ липосомы АГГС оказались неоднородны и достигли среднего размера преобладающей фракции 179 нм лишь спустя 50 мин озвучивания, при этом показатель рН за данный период снизился с 6,2 до 4,5.
Приведенные данные говорят о нецелесообразности применения УЗ в процессе получения ЛЛФ АГГС.
Исходя из изложенных выше данных, для наработки липосом АГГС в небольших объемах (до 100 мл) целесообразно применять метод экструзии, а для масштабирования технологии получения ЛЛФ — метод гомогенизации.
отделение субстанции, не включившейся в липосомы, и стерилизация липосомальной дисперсии АГГС. По завершении процесса формирования липосом с включенным в них АГГС необходимо провести отделение свободного («не включенного») вещества. При создании ЛЛФ гидрофобной субстанции для отделения не включенного вещества достаточно
провести стерилизующую фильтрацию через каскад фильтров с различным диаметром пор [25, 26].
ЛЛФ, как и любые ЛФ, используемые для парентерального применения, должны быть стерильны. Можно получать ЛЛФ в асептических условиях, но это сложная и дорогостоящая процедура. Традиционные методы стерилизации, такие как автоклавирование, неэффективны и приводят к существенному нарушению структуры липосом. Предпринимались попытки применять для стерилизации липосом радиационные методы. Однако облучение суспензий липосом и растворов липидов гамма-лучами и электронами в широком диапазоне доз приводило к нарушению их структуры, изменению формы пиков фазовых переходов, агрегации и перекисному окислению липидов. В большинстве случаев для липосомальных дисперсий все же применяют стерилизующую фильтрацию через фильтры с размером пор 0,45 и 0,22 мкм.
Экструзия липосомальной дисперсии АГГС с поликарбонатными фильтрами с диаметром пор 0,2 мкм сочетает в себе метод уменьшения диаметра везикул и стерилизующую фильтрацию.
Завершающей стадией получения стабильной ЛЛФ АГГС является лиофилизация — многофакторный
процесс, который зависит как от природы действующего вещества, так и от состава и соотношения липидов и криопротектора. В настоящее время продолжаются исследования по определению оптимальных условий лиофилизации ЛЛФ АГГС в соответствии с ее особенностями.
Заключение
Рассмотрение особенностей всех стадий технологии получения ЛЛФ, содержащей в качестве действующего вещества АГГС, позволит в дальнейшем при масштабировании производства более тщательно отслеживать все критические точки и параметры данного процесса и обеспечит получение высококачественного отечественного противоопухолевого препарата. Данные биологических экспериментов указывают на перспективность более детального исследования технологии с целью создания высокоэффективного отечественного противоопухолевого средства из группы аналогов сома-тостатина.
Работа поддержана стипендией Президента РФ на 2015-2017гг.
ЛИТЕРАТУРА / REFERENCES
1. Кубасова И.Ю., Борисова Л.М., Киселева М.Н. и др. Поиск потенциальных противоопухолевых препаратов среди аналогов гипоталамического гормона соматостатина. Российский биотерапевтический журнал 2006;5(3):128—33.
2. Dalm V.A., Hofland L.J., Ferone D. et al. The role of somatostatin and somatostatin analogs in the pathophysiology of the human immune system. J Endocrinol Invest 2003;26(8 Suppl):94-102.
PMID: 15233222.
3. Danesi R., Agen C., Benelli U. et al. Inhibition of experimental angiogenesis by somatostatin analog octreotide acetate. Clin Cancer Res 1997;3:265-72.
4. Яворская Н.П., Голубева И.С., Смирнова З.С. и др. Противоопухолевая активность цифетрелина на основе высокодисперсной эмульсии. Российский биотерапевтический журнал 2008;7(1):33.
5. Гулякин И.Д., Санарова Е.В., Ланцова А.В. и др. Разработка наноструктурированной модели лекарственной формы производного индолокарбазола ЛХС-1208. Российский биотерапевтический журнал 2014;13(1):78.
6. Гулякин И.Д., Николаева Л. Л., Санарова Е.В. и др. Применение фармацевтической технологии для повышения
биодоступности лекарственных веществ. Российский биотерапевтический журнал 2014;13(3):101—8.
7. Санарова Е.В., Полозкова А. П., Меерович И.Г. и др. Влияние технологических факторов на качество липосо-мальной лекарственной формы нового фотосенсибилизатора — тиосенса. Химико-фармацевтический журнал 2011;45(12):32-6.
8. Санарова Е.В., Смирнова З.С., Полозкова А.П. Биофармацевтические исследования новой липосомальной лекарственной формы Тиосенса. Биофармацевтический журнал 2011;3(6):33-6.
9. Санарова Е.В., Ланцова А. В., Оборотова Н.А. Липосомальные системы доставки лекарственных веществ: свойства и технологические особенности получения. Биофармацевтический журнал 2014;6(4):3-13.
10. Санарова Е.В., Ланцова А.В., Полозкова А.П. и др. Эффективность липосомальной системы доставки гидрофобного противоопухолевого фотосенсибилизатора Тиосенса. Российские нанотехнологии 2015; 10(5—6):136—43.
11. Оборотова Н.А. Липосомальные лекарственные формы противоопухолевых
препаратов (обзор). Химико-фармацевтический журнал 2001;35(5):30.
12. Оборотова Н.А., Санарова Е.В. Роль новых фармацевтических технологий
в повышении избирательности действия противоопухолевых препаратов. Российский химический журнал 2012; LVI(3-4):33-40.
13. Толчева Е.В., Оборотова Н.А. Липо-сомы как транспортное средство для доставки биологически активных молекул. Российский биотерапевтический журнал 2006;5(1):54—61.
14. Дмитриева М.В., Оборотова Н.А., Санарова Е.В., Бунятян Н.Д. Нанострук-турированные системы доставки противоопухолевых препаратов. Российский биотерапевтический журнал 2012;11(4):21-7.
15. Ланцова А.В., Барышникова М.А., Санарова Е.В. и др. Изучение в системе in vitro наноструктурированной лекарственной формы лизомустина. Российский биотерапевтический журнал 2012;11(2):31.
16. Ланцова А.В., Сапрыкина Н.С., Санарова Е.В. и др. Изучение противоопухолевой активности наноструктури-рованной липосомальной формы лизомустина in vivo. Российский биотерапевтический журнал 2012;11(2):32.
84 Оригинальные статьи
17. Оборотова Н.А., Барышников А.Ю. Липосомальные лекарственные формы
в клинической онкологии. Успехи современной биологии 2009;121(5):464.
18. Санарова Е.В., Ланцова А.В., Чжан С. и др. Разработка модели липо-сомальной лекарственной формы нового отечественного аналога гипоталамиче-ского гормона соматостатина, обладающего противоопухолевой активностью. Российский биотерапевтический журнал 2015;14(4):73-8.
19. Тазина Е.В., Костин К.В., Оборотова Н.А. Особенности инкапсулирования лекарственных препаратов
в липосомы. Химико-фармацевтический журнал 2011;45(8):30-40.
20. Краснопольский Ю.М., Степанов А.Е., Швец В.И. Технологиче-
ские аспекты получения липосомальных препаратов в условиях GMP. Биофармацевтический журнал 2009;3:18-29.
21. Краснопольский Ю.М., Степанов А.Е., Швец В.И. Липидная технологическая платформа для создания новых лекарственных форм и транспорта активных фармацевтических субстанций. Биофармацевтический журнал 2011;3(2):10—8.
22. Richardson E.S., Pitt W.G., Woodbury D.J. The role of Cavitation in Liposome Formation. Biophysical J 2007;93(12):4100—7. DOI: 10.1529/ biophysj. 107.104042. PMID: 17766335. PMCID: PMC2098738.
23. Silva R., Ferreira H., Little C. et al. Effect of ultrasound parameters for unilamellar liposome preparation. Ultrasonics Sonochemistry 2010;17(3):628—32.
DOI: 10.1016/j. ultsonch. 2009.10.010. PMID: 199914854.
24. Sulkowski W.W., Pentak D., Nowak K. et al. The influence of temperature, cholesterol content and pH on liposome stability. J Mol Struct 2005;744-747: 737-47.
25. Дмитриева М.В., Санарова Е.В., Полозкова А.П. и др. Анализ липосомальной лекарственной формы нового фотосенсибилизатора хлоринового ряда. Российский биотерапевтический журнал 2013;12(2):28.
26. Санарова Е.В., Оборотова Н.А., Смирнова З.С. и др. Химико-фармацевтическая и биологическая стандартизация липосомальной лекарственной формы противоопухолевого фотосенсибилизатора тиосенса. Биофармацевтический журнал 2013;5(3):31-5.
