CC BY
12
4. Hamajima N. // Exp. Rev. Mol. Diagn. - 2001. - Vol. 1, N 1. - P. 119-123.
5. larmarcovai G., Sari-Minodier !.. Orsiere T. et al. // Mutagenesis. - 2006. - Vol. 21. - № 2. - P. 159-165.
6. Karahali B., Sardas S., Kocabas N. A. et al. // Mutât. Res. — 2002. - Vol. 515, № 1-2. - P. 135-140.
7. Marcon F., Andreoli C., Rossi S. // Mutât. Res. — 2003. — Vol. 541, № 1-2. - P. 1-8.
8. Monaco R., Rosal R., Dolan M. A. et al. // J. Carcinogenes. — 2009. - Vol. 8. - P. 12. URL: http://www.ncbi.nlm.nih.gov/ pmc/articles/PMC2799167/pdf/JC-08-54918.pdf/
?tool = pmcentrez
9. Spitz M. R„ Wu X., Wang Y. et al. // Cancer Res. - 2001. -Vol. 61. - P. 1354-1357.
Поступила 13.04.11
СЛ. П. СЫЧЕВА. 2011 УДК 615.919:575.2241.076.»
Л. П. Сычева
ОБОСНОВАНИЕ НЕОБХОДИМОСТИ ОЦЕНКИ ГЕНЕТИЧЕСКОЙ БЕЗОПАСНОСТИ КСЕНОБИОТИКОВ В ОПЫТАХ НА МЛЕКОПИТАЮЩИХ
ФГБУ НИИ экологии человека и гигиены окружающей среды им. А. Н. Сысина Минздравсоцразвития России, Москва
Необходимость обязательной оценки генетической безопасности факторов в опытах in vivo обоснована наличием защитных систем организма, особенностями токсикокинетики, органной специфичностью, характером временных и дозовых зависшлостей. Для обоснования необходимости исследований in vivo приведены результаты многолетних исследований лаборатории генетического мониторинга, рассмотрены особенности тестирования мутагенов в опытах на млекопитающих по сравнению с опытами in vitro. Представлена разработанная в институте система оценки мутагенных свойств факторов окружающей среды с учетом органной специфичности, основой которой является полиорганный кариологический анализ. Данный подход имеет важное научное и практическое значение, являясь хорошим инструментом для изучения закономерностей токсического действия ксенобиотиков.
Ключевые слова: мутагены, тестирование in vivo, токсикокинетика (этапы поступления, распределения, метаболизма, выведения), полиорганный микроядерный тест, органная специфичность
L. P. Sycheva. - RATIONALE FOR A NEED ТО EVALUATE THE GENETIC SAFETY OF XENOBIOTICS IN MAMMALIAN EXPERIMENTS
The need to obligatorily evaluate the genetic safety of factors in in vivo experiments is substantiated by the body's protective systems, toxicokinetic features, organ specificity, and the pattern of time and dose dependencies. To substantiate the need for in vivo studies, the author gives the results of long-term studies by the laboratory of genetic monitoring and considers the features of mutagen testing in mammalian versus in vitro experiments. She presents the system developed at the Institute to evaluate the mutagenic properties of environmental factors, by taking into account the organ specificity, the basis of which is a multiorgan karyological analysis. Being a good tool to study the regularities of the toxic action of xenobiotics, this approach is of important scientific and practical value.
Key words: mutagens, in vivo testing, toxicokinetics (steps of absorption, distribution, metabolism, excretion), polyorgan micro-nuclear assay, organ specificity
В настоящее время появилась необходимость обязательной оценки мутагенности ксенобиотиков, с которыми контактирует человек. Базовые подходы и принципы изучения мутагенных свойств хорошо разработаны и закреплены в руководствах, принятых международными организациями и многими странами. В предыдущие годы международные организации уделяли большое внимание разработке альтернативных (неинвазивных, in vitro) методов исследования токсичности различных факторов. Однако накопленные экспериментальные данные привели к пониманию недостаточности такого подхода для оценки генетической безопасности. Российские ученые всегда отстаивали необходимость обязательных исследований различных факторов на млекопитающих для заключения об их безопасности для человека. Наконец, это положение было закреплено в решении Европейского общества по мутагенам окружающей среды 2010 г. Тем не менее анализ литературы показывает, что большинство исследований мутагенных свойств ксенобиотиков выполнено на моделях in vitro. Это характерно для вновь внедряемых в окружающую человека среду факторов, например наноматериалов, ко-
Сычева Л. П. — д-р биол. наук, зав. лаб. генетического мониторинга ([email protected])
торые изучены в единичных экспериментах на млекопитающих [16]. В связи с этим в данной публикации рассмотрены особенности тестирования мутагенов in vivo на материалах исследований лаборатории генетического мониторинга НИИ экологии человека и гигиены окружающей среды им. А. Н. Сысина.
Основные отличия исследований in vivo и in vitro заключаются в том, что в последних не может быть учтена судьба ксенобиотиков в организме, так называемые этапы токсикокинетики, или этапы ADME (Absorption, Distribution, Metabolism и Excretion — поступление, распределение, метаболизм, выведение). На каждом из этапов существуют системы защиты, поэтому ответ организма на исследуемый фактор in vivo отличается от ответа клеточных культур in vitro. Можно полагать, что чувствительность "голых", лишенных защиты, клеток в культуре всегда будет выше, чем тех же клеток в организме человека. Однако если токсическое действие оказывает не само вещество, а его метаболиты, образующиеся в организме, культура клеток может оказаться нечувствительной к основному фактору (без добавления систем метаболической активации), в то же время определенные типы клеток in vivo могут быть значительно повреждены.
В наших исследованиях получены данные, свидетельствующие об изменении уровня цитогенети-ческих нарушений на каждом из этапов токсико-кинетики в зависимости от модифицирующих факторов.
Поступление вещества в организм опосредовано комплексом различных систем зашиты, одна из которых — система местного иммунитета. Ее составной частью является содержащийся в секреторных жидкостях, в частности в слюне, секреторный иммуноглобулин A (slgA). Связываясь с бактериями и вирусами, slgA предотвращает их адгезию к поверхности слизистой оболочки. slgA является медиатором нейтрализации вирусов, блокатором адгезии патогенов на поверхности эпителия слизистых оболочек, стимулирует фагоцитоз, обеспечивая местную резистентность к инфекции. В нашей лаборатории М. М. Бяхова [2] продемонстрировала изменение уровня цитогенетических нарушений в клетках буккального эпителия в зависимости от содержания slgA. В фуппе детей с низким уровнем slgA отмечено двукратное повышение доли клеток буккального эпителия с цитогенетическими нарушениями, в 1,3 раза — повышение пролиферативной активности, определенной по частоте двуядерных клеток, и достоверное снижение суммарного показателя апоптоза в 1,3 раза. Известно, что уровень цитогенетических нарушений определяется не только химическими соединениями, но и биологическими факторами, в ответ на которые усиливается образование свободных радикалов, которые могут повреждать ДНК. Можно предположить, что сниженное количество slgA не обеспечивает достаточную защиту от проникновения бактерий и вирусов в слизистую оболочку щеки, что приводит к повышенному образованию свободных радикалов, повреждению ДНК и образованию микроядер и других цитогенетических нарушений.
Распределение генотоксикантов в организме, как и любых веществ, неравномерно и зависит от пути поступления (перорального, ингаляционного, пер-кутантного, парентерального), а также особенностей действующего фактора. Одни соединения "застревают" в месте введения, другие соединяются с транспортными белками и/или с током крови переносятся в отдаленные от места введения органы. Особенности распределения генотоксикантов являются одной из причин проявления органной специфичности их генотоксического действия. Для тестирования мутагенов in vivo широко используют учет хромосомных аберраций и микроядерный тест на клетках только одной ткани — костного мозга. Однако при таком подходе не выявлено мутагенное действие ряда канцерогенов, которые в связи с этим отнесены к группе негенотоксичных. Оценка безопасности этих канцерогенов соответственно менее жесткая. В то же время показано, что некоторые мутагены или их активные метаболиты не доходят до костного мозга или их концентрация в этом органе недостаточна для индукции цитогенетических нарушений. Примером подобного рода является история с широко распространенными канцерогенами нитрозодиметил- и нитрозодиэти-ламинами. Разработка метода оценки мутагенного действия химических соединений на клетках пече-
ни in vivo и исследование с помощью этого метода нитрозосоединений позволили A. D. Tates и соавт. [20], а позднее и нам [13] выявить генотоксичность канцерогенов, которые ранее относили к негено-токсичным, и показать соответствие органов-ми-шеней мутагенного и канцерогенного действия.
Метаболизм химических соединений имеет большое значение для проявления их мутагенных свойств. В этом отношении важно знать, что мутагены условно разделены на прямые и непрямые. Первые сами индуцируют генетические нарушения, вторые — через образование активных метаболитов. Прямые мутагены в первую очередь могут оказывать местное действие. Органы-мишени непрямых мутагенов в основном соответствуют месту образования активных метаболитов. Для многих химических веществ таким органом является печень. В наших исследованиях [11] экспериментально доказано, что изменение активности микросо-мальных монооксигеназ печени у млекопитающих при действии факторов окружающей среды существенно влияет на цитогенетический эффект мутагенов в клетках костного мозга. Направленность эффекта модификации определяется типом мутагена (прямого или непрямого) и характером действия модификатора на систему микросомальных монооксигеназ (индукцией или ингибированием). Действие факторов среды, вызывающих как индукцию, так и ингибирование системы микросомальных монооксигеназ, можно рассматривать как неблагоприятное вследствие того, что на этом фоне возможно усиление действующих на организм эк-зогенно или эндогенно мутагенов. Причем модифицирующее действие малых доз индуктора микросомальных монооксигеназ, сопоставимых с дозами приема лекарственных препаратов, значительно более выражено по сравнению с высокими дозами.
Выведение генотоксикантов и их метаболитов из организма происходит разными путями [6]. Элиминация летучих соединений, присутствующих в производственной среде, атмосферном воздухе или жилых помещениях, в значительной степени осуществляется через легкие с выдыхаемым воздухом. Водорастворимые соединения в основном выделяются через почки и мочевой пузырь. Меньшую роль играет выделение через желудочно-кишечный тракт. Этот путь имеет значение для выведения солей тяжелых металлов. Часто вещества выводятся разными путями с преобладанием одного из них. Учитывая, что из организма выводятся вещества, прошедшие все этапы трансформации, и предполагая, что эти трансформированные или, наоборот, неизмененные вещества оказывают генотоксиче-ское действие, можно сделать вывод о необходимости оценки их генотоксического действия именно в органах выведения — мочевом пузыре и толстой кишке, а при действии летучих соединений — в легких. Исследования [12] показали, что продукты хлорирования циклогексена не индуцируют микроядра в клетках костного мозга, однако достоверно в 1,5 раза повышают частоту эпителиоцитов с микроядрами в толстой кишке и в еще большей степени — в 2,5—3,5 раза — повышают частоту эпителиальных клеток мочевого пузыря с микро-
Сутки введения
Рис. 1. Зависимость время—эффект при действии цик-лофосфамида в дозе 20 мг/кг на эпителиальные клетки мочевого пузыря мышей [17]. В кружках выделены критические временное периоды при действии мутагена, соответствующие стадиям тревоги, устойчивости и истощения по Селье [10].
По оси ординат — доля клеток мочевого пузыря мышей с микроядрами и протрузиями.
ядрами. В широкомасштабных эпидемиологических исследованиях у людей, потребляющих хлорированную питьевую воду, установлен повышенный риск рака именно толстой кишки и мочевого пузыря — органов выведения хлорпроиз-водных [18].
Важными аспектами, определяющими необходимость оценки генетической безопасности факторов in vivo, является определение зависимости эффекта от дозы и времени воздействия. Принимая во внимание то, что данные о генетической безопасности различных факторов необходимы не сами по себе, а для оценки риска для здоровья человека, нужно учесть следующее. Оценка риска включает 4 этапа — идентификацию опасности (качественная оценка риска), характеристику опасности (анализ зависимости доза—ответ), оценку воздействия (экспозиции) факторов на человека, характеристику риска и управление риском. При анализе мутагенной активности факторов только на первом этапе можно использовать методы in vitro; для определения временных и дозовых зависимостей нужны данные, полученные на лабораторных животных или человеке.
Зависимость время—эффект. При оценке зависимости время—эффект в опытах in vivo уровень мутагенного эффекта не всегда описывается прямой зависимостью и, конечно, совершенно отличается от возможных временных зависимостей эффекта в культуре тканей хотя бы потому, что нужно искусственно поддерживать культуральную среду, пересевать культуру и т. п. Данных о том, как реализуется эффект мутагена в организме в зависимости от длительности его действия, пока недостаточно. Проведены интересные международные исследования такого рода на клетках костного мозга мышей, которые положены в основу системы тестирования веществ для выявления максимального действия мутагена [19]. Можно предположить, что такие же закономерности характерны для быстро обновляющихся тканей, например для эпителия желудочно-кишечного тракта. В то же время очень
мало данных о временных параметрах действия мутагенов на клетки мочевого пузыря, легких, других органов.
В нашей лаборатории [17] определено изменение уровня цитогенетических нарушений в клетках мочевого пузыря по типу бимодальной зависимости при ежедневном введении мышам циклофос-фамида в дозе 20 мг/кг: сначала эффект повышался на 3-й сутки до 12%о, на 7-е сутки до 21%о (максимально), затем к 14-м суткам снижался до 7%о, к 21-м и 30-м суткам снова повышался, но более плавно до 10 и 12%о при контрольном уровне 2%о (рис. 1). График этих временных изменений очень напоминает 3 стадии стресса, описанные Г. Селье, [10] — стадию тревоги, когда организма бурно реагирует на новый фактор и вырабатывает сигналы для борьбы; стадию устойчивости, когда защитные силы организма "стоят на страже" и не дают проявиться неблагоприятному действию среды; стадию истощения, когда защитные силы организма не справляются с продолжающим действовать фактором, — или 4 стадии формирования системного структурного следа при адаптации организма по Меерсону [5] — аварийную, переходную, устойчивой адаптации и изнашивания.
Зависимость доза—эффект. Примечательно, что подобные бимодальные кривые эффекта химических соединений мы выявили также в некоторых экспериментах при оценке зависимости доза—эффект (рис. 2). Система оценки мутагенного действия с учетом органной специфичности предусматривает испытание вещества в трех или более дозах, определенных относительно ЛД50 (1/5-1/10 ЛД50; 1/25-1/50 ЛДзд и 1/125-1/250 ЛД^). В связи с этим для многих известных мутагенов зависимость имеет линейный или экспоненциальный характер, однако в ряде экспериментов при исследовании ге-нотоксичных соединений определены дозовые зависимости, имеющие бимодальный характер. Вызывает удивление высокий цитогенетический эффект относительно низких доз, который иногда оказывается даже более высоким, чем при действии максимальной дозы (см. рис. 2, а, б, г, д). Первые работы такого рода мы перепроверяли, предполагая ошибки в проведении эксперимента или анализа. Однако со временем эта зависимость подтвердилась в других экспериментах при действии разных веществ или смесей, на разных животных (мышах или крысах), у разных исследователей (см. рис. 2). Подобная зависимость получена и у других исследователей, например при изучении отставания хромосом в анафазе митоза при действии ДДТ [4], а также в тесте по индукции рК21-инверсий в клетках простаты [21]. Значимая индукция хромосомных инверсий была выявлена при действии ультранизких доз радиации 0,005—0,01 мГр или высокой дозы 1000 мГр, тогда как в диапазоне доз 1 — 10 мГр отмечено снижение частоты инверсий.
В радиобиологии известно понятие гормезиса — стимулирующее (как считается — полезное) действие низких доз радиации. Повышенный уровень цитогенетических нарушений ("процент ошибок организма") при действии низких доз химических соединений на уровне 1/100-1/250 ЛД50 нельзя считать благоприятным. Можно рассмотреть два пред-
s г 3
о &
и
о к
о к
В
5
к
С §
S 2
го
О &
и
о у к
о к 0)
5
к
с о
et
о &
о у
X
о
к ®
5
к
в
а
1.2 1
0,8 0,6 0,4 0,2 0
2,5 2 1,5 -1 -0.5 0
6 1 5 4 3 2 -1 -
20 100
Дозы, мг/кг
0 5,2 ' 26 ' 75 ' 130 Дозы, мг/кг
25
50
100
Концентрации продуктов хлорирования циклогексена, %
и 0 с 1 L— о 5 и Ii т о: 5-, 4,5-4-3,5-3-
о к О) 5 £ 3 £ 1 е 1 2,5-2 1.5-1 -0.5-
а 1
0
S 2 я 14 -I
12-
5TOK С МИКРС %0 10-8-6-4-
5 2-
-1 с;
d
S
5
а
0
I*
и
1 в
5
о:
е; §
1,56 ' 7,8 Дозы, мг/кг
39
10 50
Дозы, мг/кг
в
300
Костный мозг
Толстая кишка
Преджелудок
Семенники
0 40 200 1000
Доза диоксида титана 160 нм мг/кг
Рис. 2. Бимодальный характер зависимости доза—эффект при действии разных генотоксических соединений на разные типы клеток мышей или крыс: а — доля клеток толстой кишки крыс с микроядрами при действии продуктов хлорирования бутанола [14]; б — доля клеток легкого мышей с цитогенетическими нарушениями при действии разных доз продуктов нейтрализации люизита [3]; в — доля клеток с микроядрами в преджелудке крыс при введении бенз(а)пирена [8]; г — доля клеток с микроядрами в печени мышей при действии 1,1,3-трибромпропана [8]; д — доля клеток с микроядрами в мочевом пузыре крыс при действии продуктов хлорирования циклогексена [ 12]; е — доля клеток с микроядрами в разных органах мышей при пероральном введении диоксида титана 160 ± 59 нм (Сычева Л. П., Юрченко В. В., Коваленко М. А. и др., неопубликованные данные).
полагаемых механизма наблюдаемых изменений. Во-первых, имеются данные о разных механизмах действия малых и больших доз вещества. Во-вторых, определенную ясность вносит сопоставление уровней цитогенетических нарушений с показателями клеточной кинетики (пролиферации и апоптоза). В исследовании A.A. Алтаевой [1] по оценке действия акриламида на клетки щитовидной железы выявлен высокий эффект вещества на минимальной исследованной дозе, более низкий, но статистически значимый эффект на средней дозе и снова высокий эффект максимальной исследованной дозы. При действии акриламида в наименьшей дозе, соответствующей 1/250 ЛД50, отмечено повышение апоптического индекса приблизительно в 2 раза, пролиферативная активность также в 2 раза повышена, т. е., по-видимому, элиминация и восстановление клеток в популяции
сбалансированы. На этом фоне выявлен максимальный уровень цитогенетических нарушений. Действие акриламида при увеличении его дозы в 5 раз вызвало значительное (в 4,8 раза) повышение апоптического индекса, при этом отмечено торможение пролиферации до контрольного уровня. По-видимому, это привело к значительной элиминации клеток с цитогенетическими повреждениями, которые в отсутствие пролиферативной активности не восстанавливались. При действии акриламида в наиболее высокой дозе апоптический индекс был на прежнем достаточно высоком уровне (5-кратное превышение в сравнении с контролем), а уровень пролиферации был повышен в 2,5 раза по отношению к контролю. Можно предположить, что при действии высоких доз апоптоз "не справляется" с удалением генетически поврежденных клеток, а пролиферация, которая включена для за-
Исследуемый фактор
Физический, химический, биологический
_ Способ воздействия
f Пероральный, внутрибрюшинный, ингаляционный, ^ транскутанный
3
Исследуемые дозы
0,1 ЛДя,; 0,02 ЛД^; 0,004 ЛД^
Длительность воздействия
2-4 нед. Подострый эксперимент может быть совмещен с токсилогическим
С
Объекты исследования
3
Лабораторные мыши, крысы (6 животных в группе)
Основные исследуемые органы
D
Костный мозг, легкие, преджелудок, толстая кишка, мочевой пузырь
Дополнительно исследуемые органы
Желудок, тонкая кишка, эритроциты крови, печень, семенники, щитовидная железа
Метод оценки цитогенетического и цитотоксического эффектов
Кариологический анализ, включающий учет цитогенетических нарушений (микроядер, протрузий, мостов, ядер атипичной формы), показателей пролиферации и апоптоза
Способ приготовления препаратов
J
Щелочная диссоциация клеток после фиксации органов в формалине
Микроскопический анализ препаратов
Анализ 1000 - 2000 клеток каждого типа от каждого животного
Статистический анализ результатов
Сравнение с контролем с помощью непараметрических показателей, корреляционный и регрессионный анализе
Выявление органов-мишеней
Наличие эффекта при сравнении с контролем; сравнение минимально действующих доз (МДД); сравнение удваивающих доз; сравнение показателей регрессии
Заключение о генетической безопасности — или регламентирование вещества
С учетом допустимой дозы мутагена, определенной на основе МДД в органах мишенях
Прогноз канцерогенных свойств
' Предполагаемые органы-мишени канцерогенного действия N V Предполагаемые пороговые дозы (концентрации) )
Рис. 3. Система оценки мутагенного эффекта факторов окружающей среды с учетом органной специфичности.
мены погибших клеток новыми, способствует пополнению доли клеток с цитогенетическими нарушениями.
Органная специфичность действия мутагенов. Анализ эффекта мутагенов с учетом токсикокине-тики показывает, что модификация их эффекта возможна на каждом из этапов. Очевидно, что реальное их действие на организм можно выявить
только в клетках соответствующих органов in vivo, причем органная специфичность канцерогенов, по-видимому, определяется органной специфичностью их генотоксического действия. К сожалению, даже при анализе данных о веществах, широко используемых человеком, оказывается, что многие из них недостаточно исследованы в экспериментах in vivo, и почти не изучена их органная специфичность. Причиной этого является отсутствие соответствующих методов оценки органной специфичности. В последнее время для этой цели все более широко применяют три подхода. Один из них, связанный с использованием трансгенных животных, пока остается достаточно дорогим и трудоемким. Два других — тест "ДНК-кометы" [9] и полиорганный микроядерный тест [7—8] — находят свое применение в решении научных и практических задач.
В нашей лаборатории разработана система оценки мутагенного эффекта факторов окружающей среды с учетом органной специфичности, основой которой является полиорганный микроядерный тест, который в последнее время усовершенствован и применяется как полиорганный кариологический анализ [8, 15]. Тест позволяет оценивать цитогене-тическую активность ксенобиотиков с учетом показателей пролиферации и апоптоза (количественный учет более 10 показателей) в большом наборе органов экспериментальных животных или человека. Система включает все необходимые этапы — от планирования исследования до заключения о генетической безопасности (рис. 3).
Таким образом, для ответа на вопрос о безопасности исследуемого фактора для человека необходимо учитывать многообразные процессы, происходящие в целом организме и направленные на его защиту, однако в ряде случаев, наоборот, способствующие формированию более высокого уровня повреждений. Решить эти вопросы можно только с использованием адекватных моделей на млекопитающих (мышах или крысах) in vivo. В целом необходимы обязательное тестирование мутагенных свойств внедряемых в окружающую человека среду факторов и изучение их в опытах in vivo на млекопитающих. Необходимой основой таких исследований является разработанная система оценки мутагенного эффекта факторов окружающей среды с учетом органной специфичности.
JI итература
1. Алтаева A.A. Экспериментальная оценка цитогенетического и цитотоксического действия акриламида на клетки щитовидной железы: Автореф. дис. ... канд. биол. наук. — М„ 2011.
2. Бяхова М. М Цитогенетический статус, показатели пролиферации и апоптоза у детей с бронхиальной астмой, проживающих в условиях загрязнения атмосферного воздуха: Автореф. дис. ... канд. мед. наук. — М., 2008.
3. Коваленко М. А. Оценка цитогенетического эффекта факторов окружающей среды в клетках органов дыхательной системы экспериментальных животных и человека: Автореф. дис. ... канд. биол. наук. — М., 2005.
4. Леикявичус Р. К. Химический мутагенез и загрязнение окружающей среды. — Вильнюс, 1983.
5. Меерсон Ф. 3. Адаптация, стресс, профилактика. — М., 1981.
6. Общая токсикология / Под ред. Б. А. Курляндского, В. А. Филова. - М., 2002.
7. Оценка мутагенной активности факторов окружающей среды в клетках разных органов млекопитающих микроядерным методом: Метод, рекомендации. — М., 2001.
8. Полиорганный микроядерный тест в эколого-гигиениче-ских исследованиях / Под ред. Ю. А. Рахманина, Л. П. Сычевой. - М., 2007.
9. Применение метода щелочного гель-электрофореза изолированных клеток для оценки генотоксических свойств природных и синтетических соединений: Метод, рекомендации. — М., 2006.
10. Селъе Г. На уровне целого организма. — М., 1972.
11. Сычева Л. П. Гигиеническая оценка модифицирующего действия химических соединений, изменяющих активность микросомальных монооксигеназ, на эффект мутагенов: Автореф. дис. ... канд. биол. наук. — М., 1986.
12. Сычева Л. П., Жолдакова 3. И., Полякова Е. Е. и др. // Бюл. экспер. биол. - 2000. - Т. 29, № 6. - С. 683-685.
13. Сычева Л. П., Журков В. С., Рахманин Ю. А. // Гиг. и сан. - 2003. - № 6. - С. 87-90.
14. Сычева Л. П., Журков В. С., Жолдакова 3. И. и др. // Ток-сикол. вестн. — 2003. — № 4. - С. 39-43.
15. Сычева Л. П. // Мед. генетика. - 2007. — № 11, — С.3-11.
16. Сычева Л. П. // Гиг. и сан. - 2008. - № 6. - С. 26-28.
17. Шереметьева С. М. Оценка мутагенного действия факторов окружающей среды микроядерным методом на клетки органов выделительной системы: Автореф. дис. ... канд. биол. наук. — М., 2006.
18. King W. D., Manreti L. D., Woolcott С. С. // Cancer Epidemiol Biomarkers Prev. - 2000. - Vol. 9, N 8. - P. 813-818.
19. Single versus multiple dosing in the micronucleus test: the summary of the fourth collaborative study by CSGMT/JEMS. MMS. Collaborative Study Group for the Micronucleus Test, the Mammalian Mutagenesis Study Group of the Environmental Mutagen Society, Japan (CSGMT/JEMS. MMS) // Mutat. Res. - 1990. - Vol. 234, N 3-4. - P. 205-222.
20. Tales A., Neuteboom J., Hojker M., Engelse L. // Mutat. Res. — 1980. - Vol. 74, N 1. - P. 11-20.
21. Zeng G., Day Т. K„ Hooker A. M. et al. // Mutat. Res. - 2006. - Vol. 602, N 1-2. - P. 65-73.
Поступила 13.03.11
Роль генетического полиморфизма в предрасположенности или устойчивости человека к факторам окружающей и производственной среды
С КОЛЛЕКТИВ АВТОРОВ. 2011 УДК 614.876-055.2-074:575.224.08
Л. Е. Сальникова', И. А. Замулаева2, А. С. Саенко2, С. К. Абилев', А. В. Рубанович'
ИЗМЕНЧИВОСТЬ ЧАСТОТЫ TCR-МУТАНТНЫХ ЛИМФОЦИТОВ В СВЯЗИ С ПОЛИМОРФИЗМОМ ГЕНОВ У ЖЕНЩИН, ПРОЖИВАЮЩИХ НА РАДИАЦИОННО-ЗАГРЯЗНЕННЫХ ТЕРРИТОРИЯХ
'Учреждение Российской академии наук Институт общей генетики им. Н. И. Вавилова РАН, Москва, гФГБУ Медицинский радиологический научный центр Минздравсоцразвития России, Обнинск
Представлены результаты ассоциативного исследования предрасположенности к повышенному уровню соматического мутагенеза, выявляемого по тесту TCR-мутантныхлимфоцитов (фенотип CD3-CD4+). Группа исследования состояла из 251 женщины, проживающей в городах, загрязненных радионуклидами после аварии на ЧАЭС, и имеющей эстрогензависимые заболевания репродуктивной системы (миома матки, фиброзно-кистозная мастопатия). Носительство минорных аллелей генов всех трех стадий детоксикации ксенобиотиков (CYP1A1, GSTM1, АВСВ1) было сопряжено с ростом спонтанной частоты TCR-мутантных клеток. Избыточная масса тела приводила к модификации взаимодействия генотип (по локусам CYP1A1 и GSTT1) — среда. При увеличении фоновой радиационной нагрузки вклад минорных аллелей гена CYP1A1 в нестабильность, регистрируемую как повышенная частота TCR-мутантных клеток, возрастал.
Ключевые слова: TCR-мутантные лимфоциты, полиморфизм генов, радиоактивное загрязнение, эстрогензависимые заболевания, индекс массы тела
L. Е. Salnikova, I. A. Zamulayeva, A. S. Sayenko, S. К. Abilev, А. V. Rubanovich. - VARIABILITY IN THE FREQUENCY OF TCR-MUTANT LYMPHOCYTES DUE TO GENE POLYMORPHISMS IN WOMEN LIVING IN RADIATION-POLLUTED AREAS
The paper presents the results of an association study of a predisposition to increased somatic mutagenesis detected by the test for TCR-mutant lymphocytes (CD3-CD4+ phenotype). A study group consisted of 251 women who lived in the towns polluted by radionuclides after the Chernobyl accident and had estrogen-dependent reproductive system diseases (uterine myoma, fibrocystic mastopathy). The carriage of minor alleles in the genes (CYP1A1, GSTM1, and ABCB1) of all three stages of detoxification of xenobiotics was associated with the rise in the spontaneous frequency of TCR-mutant cells. Overweight modified the genotype (at CYP1A1 and GSTT1 loci) - environment interaction. When background radiation became higher, the contribution of minor alleles in the CYP1A1 genes to the instability recorded as the elevated frequency of TCR-mutant cells increased.
Key words: TCR-mutant lymphocytes, gene polymorphism, radioactive pollution, estrogen-dependent diseases, body mass index
