CC BY
288
ОБЗОРЫ
УДК 577.218
Некодирующие РНК, регулирующие транскрипцию в клетках эукариот
О. Ю. Буренина1,2*, Т. С. Орецкая2,3, Е. А. Кубарева3
1Сколковский институт науки и технологий, 143026, Сколково, ул. Нобеля, 3 2Московский государственный университет им. М.В. Ломоносова, химический факультет, 119991, Москва, Ленинские горы, 1, стр. 3
3Московский государственный университет им. М.В. Ломоносова, НИИ физико-химической
биологии им. А.Н. Белозерского, 119991, Москва, Ленинские горы, 1, стр. 40
*E-mail: [email protected]
Поступила в редакцию 02.11.2016
Принята к печати 30.08.2017
РЕФЕРАТ В клетках эукариот обнаружено множество относительно небольших (длиной до 1000 нуклеотид-ных остатков) молекул РНК, выполняющих различные регуляторные функции, в том числе при ремодели-ровании хроматина и пролиферации. Эти РНК не подвергаются трансляции, т.е. являются некодирующими (нкРНК). В обзоре описаны нкРНК эукариот, участвующие в регуляции транскрипции главным образом посредством взаимодействия с РНК-полимеразой II (РНКП II) и/или с ее основными факторами транскрипции белковой природы. Обобщены сведения о регуляторных функциях SRA РНК, 7SK и TAR РНК, U1 мяРНК, GAS5 РНК и DHFR РНК. Особое внимание уделено свойствам B1 и B2 РНК мыши и Alu РНК человека, способных связываться с активным центром РНКП II. Обнаружение бактериальных аналогов малых нкРНК эукариот, вовлеченных в регуляцию транскрипции, а именно 6S РНК, позволяет предположить общность их эволюционного происхождения.
КЛЮЧЕВЫЕ СЛОВА некодирующие РНК, РНК-полимераза, регуляция транскрипции.
СПИСОК СОКРАЩЕНИЙ нкРНК - некодирующие РНК; н.о. - нуклеотидный остаток (при числе); ПИК - пре-инициаторный комплекс; РНКП - РНК-полимераза; РНП - рибонуклеопротеин; мяРНК - малые ядерные РНК; SINE - от англ. «short interspersed elements», короткие диспергированные повторы.
ВВЕДЕНИЕ
По данным транскриптомного анализа лишь 1.5% от общего числа РНК в клетках эукариот кодируют белки, в то время как остальные транскрипты являются некодирующими (нкРНК). «Репертуар» генов, кодирующих белки, оставался, по-видимому, относительно статичным в ходе эволюции, а число генов нкРНК возрастало при переходе к более сложным организмам. Постоянно экспрессирующиеся в клетке рибосомные, транспортные, малые ядерные и малые ядрышковые нкРНК условно классифицируют как нкРНК домашнего хозяйства - по аналогии с названием наиболее важных для клетки генов [1]. Однако большинство нкРНК выполняют регулятор-ные функции и участвуют в не менее значимых и часто разнонаправленных молекулярных процессах, таких, как импринтинг и деметилирование ДНК, активация и репрессия транскрипции генов, а также ремоделирование хроматина, интерференция РНК и альтернативный сплайсинг [2-4]. Уровень синтеза многих нкРНК изменяется в различных стрессовых условиях, при онкологических и неврологических заболеваниях [5, 6]. Огромную роль нкРНК играют
в дифференцировке клеток [7]. Учитывая, что это лишь малая часть известных на сегодняшний день свойств и функций нкРНК, можно предположить, что их вклад в поддержание нормального функционирования клетки не менее значителен, чем вклад белковых факторов.
нкРНК принято разделять на короткие (~20-30 н.о.), к которым относят микроРНК (miR), малые интерферирующие (siPHK), а также РНК, взаимодействующие c белками PIWI (P-element induced wimpy testis, piPHK) [8]; малые нкРНК длиной до 200 н.о. и длинные нкРНК (>200 н.о.). Среди малых нкРНК широкую известность получили РНК, ассоциированные с промотором (раРНК), хотя в этом классе встречаются представители разной длины [9]. Термин длинные некодирующие РНК (1псРНК) чаще применяют к транскриптам длиной несколько тысяч нукле-отидов, относящихся к длинным межгенным нкРНК (ПпсРНК) и энхансерным РНК ^РНК) [10]. Тем не менее, встречаются и чрезвычайно протяженные нкРНК, состоящие из нескольких сотен тысяч ну-клеотидов - очень длинные межгенные нкРНК (very long intergenic псРНК, vlincРНК) и макроРНК [11].
DHFR
Рис. 1. Известные нкРНК, активирующие (зеленые) или ингибирующие (сиреневые) транскрипцию, взаимодействуя с РНКП II и/или основными транскрипционными факторами (TF), или другими регуляторными белками, включая ядерные рецепторы (NR)
Принимая во внимание многообразие классов и функций нкРНК, неудивительно, что многие из них участвуют в регуляции транскрипции в клетках эу-кариот. Это происходит, в первую очередь, за счет различных эпигенетических механизмов, в частности, ремоделирования хроматина (эта область функционирования нкРНК относится к наиболее изученным) [12, 13]. Среди таких нкРНК наиболее известны: XIST РНК (X-inactive specific transcript), roX РНК, HOTAIR (Hox transcript antisense intergenic RNA); энхансерные РНК NRIP1, GREB1 и KLK; NEAT1 РНК (nuclear enriched abundant transcript 1), ответственная за формирование параспеклов в ядрах опухолевых клеток. В регуляции котранскрипцион-ного сплайсинга участвуют MALAT1 РНК (metastasis associated lung adenocarcinoma transcript 1) и H19 РНК, служащие также терапевтическими мишенями при различных, в том числе онкологических, заболеваниях [14]. Кроме того, существуют нкРНК, взаимодействующие с РНК-полимеразой II (РНКП II) или транскрипционными факторами в составе преинициаторного (ПИК) или элонгационного комплексов. К последним относятся 7SK мяРНК и TAR РНК, регулирующие активность фактора элонгации транскрипции P-TEFb; малая ядерная РНК U1 (U1 мяРНК), взаимодействующая с инициаторным фактором TFIIF; SRA РНК, активирующая рецепторы стероидов, и некоторые другие (рис. 1). Эти нкРНК вовлечены в сложные многостадийные механизмы регуляции и взаимодействуют, как правило, с целым каскадом белков, косвенно воздействуя на процесс транскрипции. Кодируемые мобильными генетическими элементами (SINE) B1 и B2 РНК мыши и Alu РНК человека, напротив, способны связывать саму РНКП II [15]. К настоящему времени их комплексы с ферментом не закристаллизованы. Единственная
нкРНК, структура комплекса которой с РНКП II решена методом рентгеноструктурного анализа (РСА), - синтетический аптамер FC РНК, состоящий из двух коротких шпилек [16]. Поскольку во вторичной структуре почти всех перечисленных регу-ляторных нкРНК содержатся короткие шпилечные элементы, которые и взаимодействуют с активным центром РНКП II, их часто рассматривают как апта-меры к ферменту [17].
Согласно общепринятой классификации TAR РНК, B1 РНК, B2 РНК и U1 мяРНК следует относить к малым нкРНК, тогда как Alu РНК, 7SK РНК, DHFR РНК, SRA РНК и GAS5 РНК являются длинными нкРНК ^^РНК). Конкретные свойства и функции каждой из этих нкРНК подробно рассмотрены в настоящем обзоре. Структурные особенности взаимодействия FC РНК с РНКП II подробно описаны в работе [16].
РЕГУЛЯТОРНЫЕ РНК, КОДИРУЕМЫЕ ГЕНЕТИЧЕСКИМИ ЭЛЕМЕНТАМИ СЕМЕЙСТВА SINE
SINE (short interspersed elements) - это ретротран-спозоны длиной от 80 до 500 п.н., хаотично расположенные в геноме высших эукариот. Нуклеотидные последовательности SINE, обладающие 65-90% сходством, образуют семейства, и число гомологичных SINE может варьировать от 103 до 106 копий на клетку [18]. Исторически SINE рассматривали как «генетический мусор», используемый для установления филогенетических связей и изучения видообразования млекопитающих, пока не обнаружили, что транскрипция SINE-«генов» активируется в клетках в ответ на тепловой шок [19]. Предполагают, что это обусловлено повышением доступности SINE для транскрипции в процессе ремоделирования хроматина, а также активацией фактора транскрипции TFIIIC, связывающего про-моторные области SINE. Как оказалось, SINE вовлечены в процессы регуляции экспрессии генов, локализации мРНК и могут служить энхансерами или мобильными промоторами РНКП II [20]. На данный момент известно, что SINE не кодируют белки и транскрибируются РНКП III, образуя соответствующие SINE РНК. Неожиданным стало открытие способности некоторых SINE РНК связывать РНКП II и ингибировать транскрипцию. Основные результаты получены для B1 и B2 РНК мыши и Alu РНК человека [14, 21]. Повышение уровня экспрессии этих нкРНК в клетках происходит при воздействии УФ- и у-излучения, вирусных инфекциях, обработке этанолом, антибиотиками и противоопухолевыми препаратами [14]. Эти данные, несомненно, указывают на важную функциональную роль B1, B2 и Alu РНК в жизнедеятельности клетки.
B1 РНК Alu РНК
Рис. 2. Схема функционирования В1 РНК мыши (А) и Alu РНК человека (Б). Слева представлены схематические изображения вторичных структур нкРНК. Структурные элементы, обуславливающие ингибирующий эффект Alu РНК, выделены голубыми рамками; функциональный домен (Alu-RA РНК) - синим цветом. А-богатый линкер изображен прерывистой линией. Справа представлены условные схемы взаимодействия РНКП II с В1, scAlu и Alu РНК. Процесс транскрипции обозначен черной стрелкой. В1 и scAlu РНК вытесняются фактором TFIIF из комплекса с РНКП II и не способны ингибировать транскрипцию, в отличие от Alu РНК
Alu РНК человека и B1 РНК мыши
Свое название SINE-элемент Alu получил благодаря присутствию в нем участков, узнаваемых эндонуклеазой рестрикции из Arthrobacter luteus (R.AluI). В геноме человека содержится более 1 млн копий Alu, кодирующих Alu РНК, что составляет около 10.6% ядерной ДНК. В геноме мышей SINE, кодирующие B1 РНК, встречаются реже - не более 550000 на клетку. Обе эти РНК относятся к семейству ретроповторов малой цитоплазматической 7SL РНК [22] и имеют схожую вторичную структуру (рис. 2). Полноразмерная Alu РНК длиной ~280 н.о. представляет собой тандемный повтор двух В1-подобных элементов, соединенных 20-звенным А-богатым линкером. В ходе процессинга Alu РНК образуется scAlu РНК длиной 118 н.о., которая локализуется в цитоплазме и является полным аналогом B1 РНК мыши (рис. 2) [23]. Alu РНК имеет необычное строение, ее структурированные части были названы «левой» (идентичной scAlu РНК) и «правой рукой» (Alu-RA (right arm), 135-280 н.о. Alu РНК). Каждый домен Alu РНК может связывать одну молекулу РНКП II, но только взаимодействие Alu-RA (или полноразмерной Alu РНК) с ферментом приводит к ингибированию транскрипции. B1 РНК мыши, несмотря на высокое сродство к РНКП II, не способна влиять на транскрипцию (рис. 2А), хотя химерная РНК, состоящая из B1 РНК и Alu-RA, обладает всеми свойствами полноразмерной Alu РНК [24, 25].
Помимо двух РНКП-связывающих доменов, расположенных в «левой» и «правой руке», Alu РНК имеет два домена, обеспечивающих ингибирование транскрипции и локализованных в центральной об-
ласти «правой руки» и в районе А-богатого линкера (рис. 2Б). B1 РНК и scAlu РНК соответственно имеют только РНКП-связывающий домен. По данным кри-оэлектронной микроскопии как Alu, так и B1 РНК взаимодействуют с доменом «зажим» РНКП II вблизи активного центра фермента [26]. Каким же образом происходит транскрипция в случае нефункциональных B1 РНК и scAlu РНК? Показано, что за «освобождение» РНКП II от ассоциированных с ней B1 РНК и scAlu РНК отвечает фактор транскрипции TFIIF, вызывающий диссоциацию этих нкРНК из ПИК, в то время как Alu РНК остается связанной с полиме-разой (рис. 2). При этом контактов между самим TFIIF и B1 или scAlu РНК не обнаружено [27]. Вероятно, конформационные изменения в РНКП, вызываемые присоединением TFIIF, приводят к нарушению РНК-белковых контактов. Поскольку в условиях in vivo TFIIF обычно ассоциирован с РНКП II еще до сборки ПИК на промоторе, вероятно, «бесполезное» связывание нкРНК, не регулирующих транскрипционную активность РНКП, просто не происходит.
Точный механизм взаимодействия Alu РНК с ПИК до конца не выяснен. В условиях in vitro ингибиро-вание наблюдалось только при добавлении Alu РНК до инициации транскрипции с промотора, хотя эффективность синтеза абортивных транскриптов в присутствии Alu РНК падала в ~10 раз. При этом методом «торможения» в геле показано, что Alu РНК комигрирует вместе с ДНК в составе ПИК РНКП II [23]. Таким образом, ингибирование транскрипции осуществляется не за счет конкуренции с ДНК, а в результате изменения активности фермента вследствие образования специфических нкРНК-
белковых контактов. Тем не менее, Alu РНК не может остановить активную транскрипцию и выполняет свои функции до стадии инициации.
B2 РНК мыши
В2 РНК транскрибируется РНКП III в присутствии факторов TFIIIB и TFIIIC с соответствующих B2 SINE (относящихся к семейству ретроповторов тРНКА1а), количество которых оценивается в ~105 копий на клетку [28]. Эта РНК выделяется вместе с РНКП II при иммуносоосаждении ядерных экстрактов клеток, подвергнутых тепловому шоку [29], и способна ингибировать транскрипцию in vitro [25]. Нокдаун В2 РНК в клетках мыши приводит к повышению уровня экспрессии актина и гексокиназы II, тогда как в условиях теплового шока их гены репрессированы [24]. Увеличение количества B2 РНК зафиксировано при клеточном ответе на различные факторы стресса, а также в эмбриональных и опухолевых клетках [30]. Таким образом, важная роль этой нкРНК как ингибитора транскрипции не вызывает сомнений. К сожалению, количество данных о характере функционировании В2 РНК in vivo весьма незначительно, однако механизм действия этой нкРНК изучен достаточно детально.
Клетки мыши содержат не менее четырех вариантов В2-транскриптов различной длины: ~150, ~180, ~240 и ~500 н.о. Два наиболее протяженных варианта полиаденилированы и весьма стабильны (т = 60 мин), тогда как время деградации транскрипта 180 н.о. составляет всего 3-4 мин. Самый короткий 150-звенный вариант B2 РНК более устойчив и характеризуется значением т1/2 около 20 мин [31]. В 2004 г. была определена вторичная структура именно транскрипта длиной ~180 н.о. [25], в которой условно выделяют три части (рис. ЗА): (1) протяженный двухцепочечный участок (1-72 н.о.), в центре которого находится расплетенный фрагмент; (2) слабо структурированный участок (73-153 н.о.), содержащий три небольшие шпильки; (3) короткая 3'-конце-вая неструктурированная AU-богатая область (154178 н.о.), консервативная у всех SINE.
Методом футпринтинга установлено, что РНКП II связывает наименее структурированную половину молекулы (73-155 н.о.), а 5'-концевая шпилька не обязательна ни для связывания В2 РНК с РНКП II, ни для репрессии транскрипции. Анализ различных делеционных мутантов В2 РНК позволил определить участок длиной 51 н.о. (81-131 н.о.), который непосредственно взаимодействует с РНКП II и ингибирует транскрипцию in vitro с такой же эффективностью, как и полноразмерная В2 РНК [31]. Причем наиболее важную роль в ингибировании транскрипции играет неструктурированная область В2 РНК (99-115 н.о.),
фланкированная двумя шпильками. Удаление любой из них приводит к потере ингибирующей способности полностью функционального делеционного производного В2 РНК (81-131 н.о.). В то же время отсутствие этих шпилек в полноразмерной В2 РНК не сказывалось на ее свойствах. При этом все перечисленные делеционные мутанты В2 РНК специфически связывали РНКП при сборке ПИК на промоторе [31, 32]. Таким образом, для репрессии транскрипции необходимо правильное позиционирование одноцепочечного участка (99-115 н.о.) В2 РНК в комплексе с РНКП II, которое, по-видимому, может осуществлять любая из имеющихся шпилечных структур.
Сходство структурной организации B2 РНК и Alu РНК указывает на то, что помимо активного центра (блокирование которого приводит к глобальному ингибированию синтеза мРНК) РНКП II содержит дополнительный докинг-центр, высокоспецифичный к нкРНК. Как и в случае Alu РНК, в условиях in vitro образуется тройной комплекс РНКП II с В2 РНК и промотором одновременно [25]. Таким образом, В2 РНК может также связываться с РНКП после образования ее стабильного комплекса с промотором и ингибировать транскрипцию уже на стадии инициации. При этом невозможным становится не только синтез полноразмерных мРНК, но и абортивных транскриптов. В результате экспериментов по кросслинкингу и футпринтингу ПИК, связанного с В2 РНК, установлено, что эта нкРНК мешает правильной координации промотора в активном центре полимеразы, тем самым переводя ПИК в инертную форму. По сути, В2 РНК меняет конформацию «закрытого» комплекса РНКП и препятствует его переходу в «открытый» и, тем более, в инициатор-ный комплексы. В то же время все ассоциированные с ПИК факторы, в частности TBP и TFIIB, остаются связанными с промотором и удерживают комплекс на ДНК [25].
Напомним, что в клетках мыши экспрессируется также B1 РНК, связывающая РНКП II, но не способная ингибировать транскрипцию. В1 РНК имеет сравнимое с В2 РНК сродство к полимеразе и способна вытеснять B2 РНК из ПИК. Следовательно, B1 РНК должна препятствовать функционированию B2 РНК. Однако в экспериментах in vitro было показано, что B2 РНК может ингибировать транскрипцию даже в том случае, когда ПИК предварительно был связан с B1 РНК [27]. Как осуществляется конкуренция между этими двумя нкРНК in vivo не установлено. Поскольку нефункциональный аналог существует и у Alu РНК человека, можно предположить, что эти неактивные нкРНК - B1 и scAlu РНК, в определенных условиях могут заменять соответственно B2 и Alu РНК и вновь стимулировать транскрипцию.
A
B2 РНК
■ 153 1
TFIIH
' u u u AUU AU AU GU AAG UAC AC V - 3'
У
эВ2 РНК
Б
Г
В
Рис. 3. Схема функционирования В2 РНК мыши. А - схематичное изображение вторичной структуры В2 РНК мыши. Неструктурированные части молекулы обозначены пунктирной линией, функциональная часть - синим цветом, ингибирующий домен выделен голубой рамкой. Б - «выключая» киназную активность TFIIH, В2 РНК предотвращает инициацию транскрипции. Остатки Ser2 и Ser5 CTD Rpb1 обозначены как <^2» и <^5», фосфо-рилирование - «Р» в круге. В - нуклеотидная последовательность З'-концевого участка (145-178 н.о.) В2 РНК, удлиняющегося на 18 н.о. [34]. Г — в результате элонгации З'-конца В2 РНК (эВ2 РНК) образуется новая шпилька (выделена розовым цветом), приводящая к конформационным изменениям РНКП II (показаны серой стрелкой) и диссоциации РНК. Процесс транскрипции с ДНК-матрицы обозначен черной стрелкой, транскрипция на матрице В2 РНК - розовой
Интересно, что помимо непосредственного «физического» блокирования активного центра РНКП II, В2 РНК специфически ингибирует киназную активность фактора транскрипции TFIIH (рис. 3Б). В состав TFIIH входит циклинзависимая киназа 7 (CDK7), в обычных условиях фосфорилирующая остатки серина в составе гептапептидных повторов YSPTSPS (главным образом Ser5) С-концевого домена (CTD) большой субъединицы (Rpbl) РНКП II. Модификация Ser2 и Ser5 CTD Rpbl чрезвычайно важна для транскрипции. Она происходит на различных стадиях транскрипции: в инициаторном комплексе домен не фосфорилирован и, наоборот, гипер-фосфорилирован при элонгации транскрипции [33]. Таким образом, В2 РНК не только создает конфор-мационные затруднения самой РНКП II, но и делает невозможным переход в стадию элонгации, влияя на функционирование фактора транскрипции. Хотя TFIIH не является основной мишенью В2 РНК, и его репрессия обусловлена скорее всего взаимодействием В2 РНК с ПИК, этот случай уникален для подобных нкРНК.
Еще более удивительным свойством В2 РНК оказалась ее способность к собственной элонгации в комплексе с РКНП II [34]. При этом фермент использует З'-конец молекулы В2 РНК в качестве матрицы для транскрипции и синтезирует de novo 18 «дополнительных» нуклеотидных остатков, образу-
ющих протяженную стабильную шпильку (рис. 3В,Г). Элонгация B2 РНК приводит к диссоциации молекулы из ПИК и, по-видимому, обеспечивает обратимость ингибирования. Высвободившаяся удлиненная B2 РНК подвергается деградации. Анализ данных компьютерного моделирования свидетельствует о том, что удлинение цепи B2 РНК (как и любой другой РНК, находящейся в активном центре полиме-разы) должно приводить к частичному открытию домена «зажим» РНКП и, как следствие, к ослаблению связывания лиганда с ферментом. По сути, образующийся новый структурный элемент элонги-рованной B2 РНК «выталкивает» молекулу из ПИК. Отметим, что элонгация B2 РНК пока изучена в условиях in vitro только при обработке комплекса B2 РНК с РНКП II клеточным экстрактом [34]. Полагают, что РНК-зависимая транскрипция РНКП II инициируется белковым фактором, природа которого неизвестна.
Поскольку большинство РНК-полимераз являются ДНК-зависимыми (за исключением РНКП ретрови-русов), удлинение B2 РНК представляет своего рода исключение из правила, так как фермент меняет свою субстратную специфичность. На сегодняшний день известно лишь несколько подобных примеров, также связанных с функционированием нкРНК. Например, данный механизм используется вирусом гепатита б, а также вироидами растений для репликации соб-
ственных геномов. Не имея своей РНК-полимеразы, эти патогенные кольцевые нкРНК используют РНКП клеток хозяев, перепрограммируя их на синтез РНК с РНК-матрицы [35]. Более ярким примером может быть прокариотическая 6S РНК, которая, как и B2 РНК, ингибирует транскрипцию за счет взаимодействий с РНКП. В определенных условиях бактериальная РНКП может синтезировать на матрице 6S РНК короткие транскрипты длиной до 30 н.о. (пРНК). При этом фермент диссоциирует из комплекса с 6S РНК и возобновляет транскрипцию с промоторов генов [36]. Таким образом, несмотря на колоссальные различия в процессах транскрипции у про- и эукари-от, между функционированием 6S РНК бактерий и B2 РНК мыши можно отметить несомненное сходство.
НЕКОДИРУЮЩИЕ РНК, РЕГУЛИРУЮЩИЕ АКТИВНОСТЬ ОСНОВНЫХ ФАКТОРОВ ТРАНСКРИПЦИИ
U1 мяРНК
U1 мяРНК - одна из пяти основных мяРНК, формирующих ядро сплайсосомы. U1 мяРНК человека имеет длину 164 н.о. и ассоциирована с белками U1-A, U1-C и U1-70k, а также с восемью белками семейства Sm, образующими вместе комплекс U1 мяРНП (~245 кДа). Основная функция U1 мяРНП - узнавание пре-мРНК на первой (инициирующей) стадии сборки сплайсосомы, осуществляемое благодаря комплементарным взаимодействиям 5'-концевого участка U1 мяРНП с сайтом сплайсинга интронов [37]. Тем не менее, помимо своей основной роли, U1 мяРНК способна взаимодействовать с циклином Н (CycH) в составе TFIIH, что, в свою очередь, приводит к повышению киназной активности другой субъединицы этого фактора - CDK7 (рис. 4А). В условиях транскрипции in vitro было показано, что присутствие в реакционной смеси U1 мяРНК повышает скорость образования первой фосфодиэфирной связи, а эффективность инициации транскрипции увеличивается более чем в 10 раз. Кроме того, U1 мяРНК стимулирует абортивную инициацию, а также реинициацию транскрипции с промотора, предшествующего 5'-концево-му сайту сплайсинга [38]. Помимо TFIIH, U1 мяРНК может взаимодействовать с другим фактором транскрипции - TAF15, ассоциированным с TFIID в составе ПИК и предположительно участвующим в стадии элонгации [39]. Так или иначе, U1 мяРНК активирует процесс транскрипции, в отличие от других описанных выше регуляторных нкРНК.
DHFR нкРНК
Ген DHFR кодирует дигидрофолатредуктазу - один из основных ферментов метаболизма фолатов. Около
A
U1 мяРНК
DHFR РНК
TFIIB <-"
Рис. 4. Схема функционирования Ш мяРНК (А) и DHFR нкРНК (Б). Вторичная структура Ш мяРНК адаптирована из [37], для DHFR нкРНК структурные данные отсутствуют. Стимулируя TFIIH-зависимое фосфорилиро-вание CTD Rpb1 РНКП II, Ш мяРНК активирует процесс транскрипции (условно показан зеленой стрелкой). DHFR нкРНК ингибирует транскрипцию, вытесняя транскрипционный фактор TFIIB из ПИК
99% мРНК DHFR транскрибируются с основного промотора и содержат шесть экзонов. В условиях сывороточного голодания и замедления роста клеток «включается» альтернативный промотор, расположенный на расстоянии ~450 н.о. от основной точки инициации транскрипции. В результате преждевременной тер-минации транскрипции во втором интроне образуется короткий продукт экспрессии с минорного промотора - DHFR нкРНК, длина которой варьирует от 800 до 2-3 т.н.о. [40]. Функциональной частью молекулы считается участок длиной ~400 н.о., комплементарный промоторной области собственного гена и содержащий протяженные поли(dG)-последовательности, благодаря которым DHFR нкРНК образует с промотором пурин-пурин-пиримидиновый триплекс, имеющий Н-форму и препятствующий сборке ПИК [41]. Таким образом, DHFR нкРНК относится к классу нкРНК, ассоциированных с промотором [9]. Кроме того, она способна взаимодействовать с транскрипционным фактором TFIIB в составе ПИК, что приводит к его диссоциации [42]. Поскольку связывание TFIIB с промотором является ключевой стадией сборки ПИК, а DHFR нкРНК полностью предотвращает этот процесс, наступает ингибирование транскрипции. Какой
Б
именно участок DHFR нкРНК отвечает за взаимодействие с TFIIB, неизвестно, как, впрочем, и детали про-цессинга самой DHFR нкРНК.
7SK и TAR РНК
7SK РНК человека и TAR РНК ВИЧ являются, вероятно, самыми известными эукариотическими нкРНК, участвующими в регуляции элонгации транскрипции. Обе нкРНК выступают в роли платформ для сборки белковых ассоциатов, модулирующих активность элонгационного комплекса РНКП II, а также взаимодействуют с фактором P-TEFb [43-45].
P-TEFb - ключевой транскрипционный фактор, который стимулирует переход РНКП II, приостановленной на промоторе (так называемые паузы транскрипции, необходимые для 5'-кэпирования растущей цепи мРНК), в стадию активной элонгации. P-TEFb состоит из циклинзависимой киназы 9 (CDK9) и ци-клина Т1 или его аналогов СусТ2а и СусТ2Ь (далее CycT). Его основная функция состоит в фосфорили-ровании Ser2 CTD Rpb1 РНКП II, а также репрес-соров транскрипции NELF и DSIF [46] (рис. 5А). Привлечение P-TEFb к полимеразе осуществляется благодаря различным ДНК-связывающим белкам, в первую очередь Brd4, а также классическим транскрипционным факторам, таким, как NF-kB, HSF, p53, с-Мус и др. После преодоления паузы P-TEFb связывает ряд других белков, образующих суперэлонгаци-онный комплекс (SEC) РНКП II [47].
В отсутствие P-TEFb РНКП II способна синтезировать только короткие 5'-концевые последовательности пре-мРНК, т.е. этот фактор необходим для синтеза большинства клеточных мРНК. Взаимодействуя с P-TEFb, 7SK мяРНК ингибирует его активность, что является важным регуляторным механизмом экспрессии генов в клетках эукариот. С другой стороны, высвобождение P-TEFb из комплекса с 7SK мяРНК может служить сигналом для роста и пролиферации клеток [48]. TAR РНК ВИЧ, наоборот, активирует P-TEFb, что способствует инициации транскрипции с 5'-концевого вирусного промотора (5'-LTR) [45]. В данном обзоре описаны лишь основные особенности этих нкРНК и принципы их функционирования.
7SK мяРНК имеет длину 332 н.о. и состоит из четырех основных длинных шпилечных структур, соединенных неструктурированными участками, и дополнительных малых шпилек. Хотя геном человека содержит сотни псевдогенов 7SK мяРНК, эта РНК (~2Х105 копий на клетку) транскрибируется РНКП III с единственного истинного гена, расположенного в шестой хромосоме. Нуклеотидная последовательность этого гена высококонсервативна у позвоночных [49]. В процессе посттранскрипционной модифи-
кации нуклеазы отщепляют от 7SK РНК З'-концевые 1-3 н.о., а затем происходит аденилирование, приводящее к существованию в клетке трех различных вариантов 7SK мяРНК длиной 330, 331 и 332 н.о., из которых наиболее устойчив 331-звенный. Помимо этого, 7SK мяРНК кэпируется с 5'-конца: метил-трансфераза MePCE метилирует 5'-концевой остаток гуанозина по у-фосфатной группе. Такой процесс не характерен для транскриптов, синтезированных РНКП III, и к настоящему времени описан только для U6 и 7SK мяРНК [50].
Примерно 90% 7SK мяРНК в клетке остаются связанными с MePCE и вместе с белком LARP7 образуют так называемое ядро рибонуклеопротеинового комплекса 7SK мяРНП (рис. 5Б). MePCE и LARP7 также образуют контакты друг с другом, дополнительно обеспечивая стабильность мяРНП; в таком виде 7SK РНК надежно защищена от деградации. Далее с комплексом связывается белок HEXIM в форме димера, состоящего из взаимозаменяемых паралогов HEXIM1 и/или HEXIM2. Аргинин-богатый РНК-связывающий домен (ARM) HEXIM связывает 5'-концевую шпильку 7SK мяРНК, при этом кон-формация белка изменяется, и он может взаимодействовать с CycT P-TEFb. Дополнительно C-концевой домен LARP7 связывает CDK9, обеспечивая прочную структуру всего комплекса. По-видимому, 7SK РНК также участвует в образовании контактов с P-TEFb. В итоге фактор теряет киназную активность, что не позволяет ему обеспечивать элонгацию транскрипции [48, 51, 52].
Однако не весь P-TEFb оказывается связанным с 7SK мяРНП. Многочисленные экспериментальные данные свидетельствуют о том, что в клеточном ядре свободная и связанная формы P-TEFb находятся в постоянно поддерживаемом равновесии, контролируемом с помощью различных сигнальных механизмов. Например, ряд гетерогенных ядерных рибонуклеопротеинов (hnRNP) и РНК-хеликаза A (RHA), связываясь с ядром 7SK мяРНП, блокируют доступ P-TEFb (рис. 5Б). Еще один механизм связан с временной инактивацией P-TEFb, поскольку только активированная форма белка (с фосфорилирован-ным остатком Т186 в так называемой T-петле CDK9) может взаимодействовать с 7SK мяРНП. За этот процесс отвечают серин-треониновые фосфатазы, включая PPM1G, которую привлекает NF-kB. Ряд белков может также ацетилировать CycT, фосфорилиро-вать HEXIM, деметилировать 7SK мяРНК с 5'-конца или осуществлять протеолиз MePCE, что приводит к дестабилизации комплекса и диссоциации P-TEFb. После высвобождения из 7SK мяРНП фактор вновь модифицируется [52]. Отметим, что значительная часть P-TEFb в комплексе с 7SK мяРНП ассоции-
A
Инициация транскрипции
S,
TFIIH
РНК "
\
Пауза транскрипции
РНК
^ 5'-кэпирование
Элонгация транскрипции
РНК
NELF
7SK РНК
«ядро» 7SK РНП
«Блокирование» 7SK РНК
+HEXIM +P-TEFb
Ингибирование P-TEFb
hnRNP
+ Tat ВИЧ
Высвобождение P-TEFb P-TEFb
Tat j -
и е в
■ с s
Активация элонгации транскрипции с 5'-LTR ВИЧ
TAR РНК
О G rJG
С С
Ъ 8
ь и
1 S
G С
G U
и А
С G
О G
С G
5' 3'
5'-LTR
Б
Рис. 5. Регуляция транскрипции с участием 7SK РНК человека и TAR РНК ВИЧ. А - схема основных стадий транскрипции, осуществляемой РНКП II [46]. Для инициации транскрипции TFIIH фосфорилирует остатки Ser5 CTD Rpbl РНКП. Синтезировав короткий участок мРНК, РНКП останавливается, и с ней связываются негативные элонгаци-онные факторы NELF и DSIF: наступает транскрипционная пауза. После кэпирования 5'-конца растущей цепи РНК процесс транскрипции возобновляется: ДНК-связывающие белки привлекают фактор P-TEFb, фосфорилиру-ющий CTD Rpb1 РНКП и факторы NELF и DSIF. Последний превращается в активатор транскрипции (DSIF*, обозначен зеленым цветом), а модифицированная форма NELF диссоциирует из комплекса, позволяя РНКП перейти в стадию элонгации. Б - схема сборки альтернативных белковых комплексов на 7SK РНК. Связывание RHA и hnRNP с «ядром» 7SK РНП предотвращает ингибирование P-TEFb. Белок ВИЧ Tat способен вытеснять P-TEFb из 7SK РНП и привлекать его к РНКП, «приостановленной» вблизи стартовой точки транскрипции. TAR РНК, взаимодействуя с Tat и CycT, активирует киназную активность P-TEFb, и фактор гиперфосфорилирует CTD Rpbl РНКП и NELF/DSIF, что приводит к элонгации вирусного транскрипта
рована с хроматином (например, посредством белка Brd4, взаимодействующего с ацилированными гистонами H3 и H4), и описанные механизмы часто осуществляются котранскрипционно. Brd4 также может связывать P-TEFb в комплексе с 7SK мяРНП и инициировать изменение конформации CycT и диссоциацию CDK9 [53].
Более известен механизм диссоциации P-TEFb из комплекса с 7SK мяРНП в клетках, зараженных ВИЧ, в котором принимает участие TAR РНК (рис. 5Б). TAR РНК - это 5'-концевой структурный элемент (шпилька) растущей цепи вирусной РНК, синтезирующейся с 5'-LTR. В отсутствие дополнительной активации РНКП II не способна синтезировать с 5'-LTR транскрипты длиной более 60-80 н.о., и TAR РНК, состоящая из 59 н.о., является минимальным фрагментом, после которого наступает пауза транскрипции. Для стимуляции элонгации TAR РНК связывается с вирусным белком Tat, который привлекает к 5'-LTR различные транскрипционные факторы, включая P-TEFb [54]. Данное взаимодействие обусловлено специфическими контактами между аргинин-богатым РНК-связывающим доменом (ARM) Tat и тринуклеотидной боковой петлей 5'-UCU-3' в TAR РНК. При этом апикальная петля TAR РНК и фланкирующий ее участок взаимодействуют с CycT (рис. 5Б). Эта область молекулы имитирует 5'-концевую шпильку 7SK мяРНК, что позволяет TAR РНК также связывать ARM HEXIM и в отсутствие Tat не допускать активацию P-TEFb. Кроме того, Tat непосредственно взаимодействует с CycT и CDK9, образуя стабильный комплекс, кристаллическая структура которого была решена в 2010 г. [55]. Связывая так называемую T-петлю CDK9, Tat меняет субстратную специфичность киназы, которая начинает фосфорилировать не только Ser2 в CTD Rpb1, но и остатки Ser5 [56]. Это позволяет ВИЧ активировать элонгацию транскрипции даже без привлечения TFIIH (рис. 5Б). Формирование тройного комплекса Tat-TAR-P-TEFb регулируется набором ферментов, осуществляющих ацетилирование, фосфорилирова-ние, метилирование и убиквитинирование Tat [54].
Очевидно, что между комплексом Tat-TAR РНК и 7SK мяРНП должна существовать конкуренция за связывание с P-TEFb. Как оказалось, Tat может вытеснять фактор элонгации из его комплекса с 7SK мяРНП благодаря непосредственному взаимодействию Tat с CycT и изменению конформации P-TEFb [57, 58]. Похожий механизм описан для РНК-связывающих белков SRSF1 и SRSF2, вовлеченных в процессы сплайсинга и метаболизма РНК в клетках млекопитающих и, как правило, ассоциированных с промоторными областями активно транскрибируемых генов. Оба белка способны связывать 5'-кон-
цевую шпильку 7SK мяРНК, образуя альтернативный 7SK мяРНП. Если растущая цепь РНК содержит последовательность ESE (exonic-splicing enhancer), SRSF1 и SRSF2 связываются с ней, высвобождая активный P-TEFb в непосредственной близости от РНКП II и стимулируя элонгацию транскрипции нужного гена [59].
НЕКОДИРУЮЩИЕ РНК, ВЗАИМОДЕЙСТВУЮЩИЕ С ДРУГИМИ ТРАНСКРИПЦИОННЫМИ ФАКТОРАМИ
SRA РНК
SRA РНК (steroid receptor activator) человека -длинная нкРНК, участвующая в активации эстро-геновых (ER), прогестероновых (PR), глюкокортико-идных (GR) и других ядерных рецепторов. Так же, как и 7SK мяРНК, SRA РНК выступает в роли платформы для связывания (в том числе и конкурентного) различных факторов транскрипции, важнейшие из которых - CTCF, SLIRP и SHARP, а также РНК-хеликазы p68 и p72 [60, 61]. Кроме того, SRA РНК модулирует активность транскрипционного фактора MyoD, играющего ключевую роль в диффе-ренцировке мышечных клеток [62]. SRA РНК присутствует во всех тканях человека, хотя более высокий ее уровень наблюдается в тканях печени, сердца и в скелетных мышцах [63]. Экспрессия SRA РНК повышена при поликистозе яичников и раке молочной железы у женщин, что обуславливает растущий интерес к этой РНК как к одной из терапевтических мишеней [61].
Ген sral, кодирующий SRA РНК, высококонсервативен в геноме мыши, крысы и человека. Он имеет длину около 6500 н.о. и состоит из пяти экзонов. В клетках человека обнаружено не менее 20 различных изоформ SRA РНК длиной от 700 до 1500 н.о. Большинство транскриптов содержат кор-элемент длиной 687 н.о., соответствующий экзонам 2-5, и отличаются 5'- и З'-концевыми участками [64]. В 2012 г. методами химического и ферментативного пробинга была установлена вторичная структура 873-звенного варианта SRA РНК, состоящая из 25 шпилек (H1-H25) различной длины и формы, условно разделяемых на четыре домена D1-D4 и 12 главных структурных элементов STR1-STR12 (рис. 6А) [65]. Анализ делеционных производных позволил выявить шесть наиболее важных STR, ответственных за связывание с теми или иными белками. При этом удаление любого STR приводило к полной или частичной потере молекулой ее функциональных свойств, т.е. все основные взаимодействия осуществляются именно благодаря мультиплетной структуре SRA РНК [66].
Тем не менее, наиболее важным для взаимодействия с ядерными рецепторами является до-
A
STR5
873
* i С
D4 ? \
RAR Dicer
PRC2 TrxG TRBP
PACT
SF1
NANOG
CTCF SRC-1/2
p72 Puslp Pus3p
SHARP SLIRP MyoD P68
AR PR ERa
SRA РНК
Рис. 6. Схематичное изображение вторичной структуры SRA РНК человека (А) и ее известных на данный момент белков-партнеров (Б) согласно Лиу и соавт. [61]. Домены SRA РНК выделены цветом: D1 - зеленым, D2 - черным, D3 - синим, D4 - серым. Остаток и207, подвергающийся псевдоуридилированию, отмечен звездочкой. На панели А главные структурные элементы SRA РНК, образующие контакты с белками, выделены рамками. На панели Б условно изображены (и подписаны соответствующими цветами) белки, образующие контакты с SRA РНК. Ядерные рецепторы (AR - андрогенный, PR- прогестероновый, ERa - эстрогеновый а) выделены голубым. Серым шрифтом обозначены остальные белки, связывающиеся с SRA РНК
Б
мен D3 (494-699 н.о.). Входящий в его состав элемент H15-H18 (505-575 н.о.) высококонсервативен у позвоночных. Интересно, что индивидуальная экспрессия этого элемента приводит, наоборот, к ингибированию транскрипции ERa-зависимых генов [67]. Переключение функции SRA РНК с активации на репрессию ядерных рецепторов также наблюдалось при замене чрезвычайно важного остатка U207 в STR5 на аденозин. U207 является сайтом псевдоуридилирования, осуществляемого псевдо-уридинсинтазами Pus1p и Pus3p - коактиваторами ядерных рецепторов. Например, непосредственное взаимодействие SRA РНК с Pus1p в клетках мыши активирует транскрипцию генов, зависимых от рецепторов ретиноевой кислоты (mRARc) [68]. Синтетический олигонуклеотид, идентичный STR5, способен конкурировать с полноразмерной SRA РНК и блокировать Pus1p, предотвращая модификацию этой нкРНК, что приводит к ингибированию транскрипции AR- и ERa-зависимых генов [69].
STR7 SRA РНК взаимодействует с РНК-узнающими мотивами (RRM) факторов SHARP и SLIRP, инициируя тем самым как активацию, так и ингибирование транскрипции различных генов. Еще один партнер SRA РНК - рецептор PPARy, регулирующий экспрессию генов, вовлеченных в контроль адипогенеза и чувствительности к инсулину [60].
Так или иначе, SRA РНК это один из важнейших звеньев контроля активности ядерных рецепторов, участвующий в различных регуляторных механизмах, в которые вовлечены целые каскады белков (рис. 6Б).
Как и для других нкРНК в клетке существуют механизмы подавления активности SRA РНК, главным образом с участием белка SRAP, закодированного в 39% SRA РНК-транскриптов, что представляет собой пример своеобразной саморегуляции. Фактически SRA РНК является кодирующей РНК, хотя основную функцию все же выполняет некоди-рующий вариант транскрипта гена sra1. На данный момент не до конца ясно, способен ли SRAP непосредственно связывать SRA РНК и препятствовать ее взаимодействию с другими белками, или этот процесс осуществляется через факторы транскрипции, ассоциированные с SRA РНК или ядерными рецепторами [70]. Тем не менее, соотношение между количеством транслируемого и нетранслируемого продуктов транскрипции гена sra1 является одним из ключевых моментов регуляции транскрипции в клетке. Например, при дифференцировке миоци-тов равновесие сильно смещается в сторону некоди-рующей SRA РНК, и она может беспрепятственно взаимодействовать с активаторами транскрипции, привлекая их на MyoD-зависимый промотор и активируя транскрипцию соответствующих генов [71].
A
GAS5 РНК
GRE-1
Ja guggücu u и
3' UC GAGG GLTCGÜCHGA „ G UA С U
GRE-2
Рис. 7. Схема ингибирования транскрипции глюкокортикоидзависимых генов в присутствии GAS5 РНК. А — предсказанная вторичная структура GAS5 РНК (вверху) и нуклеотидная последовательность функциональной области (шпильки), содержащей участки GRE-1 и GRE-2, имитирующие промотор (внизу). Остатки G540 и С554 выделены розовым. Зеленым цветом выделен фрагмент GAS5 РНК, взаимодействующий с белком NS3 HCV; серым - домен, ответственный за взаимодействия с miR (его вторичная структура не описана). Оба домена, по-видимому, не участвуют в регуляции транскрипции. Б - GAS5 РНК ингибирует транскрипцию, связывая ядерные рецепторы и предотвращая их взаимодействие с GRE-содержащими промоторами
Б
GAS5 РНК
Еще одна длинная нкРНК, контролирующая транскрипцию через регуляцию ядерных рецепторов -GAS5 РНК (growth arrest-specific 5). В обычных условиях GAS5 РНК быстро подвергается деградации. Однако в условиях сывороточного голодания в остановленных на определенной стадии роста (арестованных) клетках или при обработке ингибиторами трансляции наблюдается индукция ее экспрессии и повышение стабильности, с чем и связано название этой нкРНК [72]. Основная функция GAS5 РНК - ин-гибирование глюкокортикоидного рецептора GR -фактора транскрипции, ответственного за активацию глюкокортикоидзависимых генов. GR является ДНК-связывающим белком, который узнает нуклеотидные последовательности GRE (gluticorticoid responsive element) в промоторных областях контролируемых генов. Функциональный участок GAS5 РНК имитирует GRE и, связываясь с GR, блокирует его доступ к промоторам, тем самым предотвращая активацию их транскрипции (рис. 7). GAS5 РНК может взаимодействовать не только с GR, но и с другими ядерными рецепторами, связывающими GRE, в частности с рецепторами андрогенов, прогестерона и др. [73]. Последние исследования, проведенные in vitro и in vivo, однозначно указывают на важную роль GAS5 РНК в инициации апоптоза различных видов опухолевых клеток и в ингибировании пролиферации
и метастазирования, а также в регуляции иммунного ответа при различных воспалительных, бактериальных и вирусных заболеваниях [74, 75].
GAS5 РНК человека кодируется геном gas5, который содержит 12 экзонов, перемежающихся с 10 интронами, кодирующими малые ядрышковые РНК. После транскрипции, осуществляемой РНКП II, пре-мРНК гена gas5 подвергается полиаденилированию и альтернативному сплайсингу, что приводит к появлению различных изоформ GAS5 РНК, основными из которых являются GAS5a (612 н.о.) и GAS5b (651 н.о.) РНК, содержащие экзоны 7а или 7b соответственно. Более длинные варианты GAS5 РНК (~1200-1800 н.о.) встречаются реже и содержат одну или несколько последовательностей, кодирующих малые ядрышковые РНК [72, 76]. В нормальных условиях GAS5 РНК локализуется в цитоплазме, оставаясь ассоциированной с рибосомой. Но при задержке роста клеток она транслоцируется в ядро, где и взаимодействует с рецептором GR [76].
Вторичная структура GAS5 РНК представлена набором шпилек, а функциональный участок, идентифицированный путем делеционного анализа, расположен в З'-концевой части молекулы (400-598 н.о., рис. 7А), которая встречается по всех изоформах GAS5 РНК. Основные контакты образуются между GR и стеблем шпильки GRE-1/GRE-2 (539-544 и 553-559 н.о.), имитирующей конформацию палин-
дромной GRE-последовательности ДНК d(5'-AGAA-CANNNTGTTCT-3'/3'-TCTTGTNNNACAAGA-5', где N = A, T, C, G). Остатки G540 и С554 в GAS5 РНК консервативны среди консенсусных GRE-последовательностей человека и взаимодействуют соответственно с K442 и R447 в ДНК-связывающем домене белка GR. Замена C554U в GAS5 РНК при сохранении стабильности двойной спирали приводила к потере способности этой РНК ингибировать GR-зависимую транскрипцию с промотора MMTV (mouse mammary tumor virus) in vivo [76]. Таким образом, GAS5 РНК конкурирует с GRE-содержащими промоторами за связывание с GR по аналогии с бактериальной 6S РНК, также имитирующей промотор и ингибирующей РНКП [36]. Было показано, что трансфекция опухолевых клеточных линий оли-годезоксирибонуклеотидами, идентичными участку 538-560 н.о. GAS5 РНК, приводит к эффективной индукции апоптоза и снижению выживаемости клеток [77], что, возможно, позволит в будущем использовать их в терапевтических целях.
Количество GAS5 РНК в клетке регулируется с помощью системы NMD (nonsense-mediated RNA decay), осуществляющей деградацию «бессмысленных» последовательностей мРНК, и сигнального пути, зависимого от киназы mTOR (mammalian target of rapamycin). Предполагается, что в условиях активного клеточного роста может происходить mTOR-зависимая трансляция короткой открытой рамки считывания (ORF), локализованной в GAS5 РНК (напомним, что нкРНК в этих условиях ассоциирована с рибосомой). Однако большое число стоп-кодонов в ORF и малая длина потенциально синтезируемого пептида приводят к активации NMD и деградации GAS5 РНК. В случае клеточного ареста и низкой концентрации комплекса mTOR GAS5 РНК не транслируется, и ее уровень возрастает [73].
Помимо своей основной функции GAS5 РНК связывает онкогенные miR-21, miR-222 и miR-103, выступая тем самым в роли миРНК-губки и предотвращая их влияние на экспрессию генов [74, 78]. Более того, в последних исследованиях обнаружено, что 5'-концевой участок GAS5 РНК (1-250 н.о.) способен связывать белок NS3 вируса гепатита С (HCV) и ингибировать его функцию, подавляя тем самым репликацию HCV [79]. Очевидно, мультифункцио-нальность GAS5 РНК обусловлена различными доменами молекулы, каждый из которых отвечает за взаимодействие с определенной мишенью (рис. 7).
ДРУГИЕ РНК, УЧАСТВУЮЩИЕ В РЕГУЛЯЦИИ АКТИВНОСТИ ТРАНСКРИПЦИОННЫХ ФАКТОРОВ
В настоящее время известны десятки различных нкРНК, модулирующих активность транскрипцион-
ных факторов. Большинство из них «работают» лишь в определенных (стрессовых) условиях и зачастую тканеспецифичны [13, 17]. Например, NRSE РНК (neuron-restrictive silencer element) экспрессирует-ся в стволовых клетках и связывается с транскрипционным репрессором NRSF/REST, ответственным за молчание нейронспецифичных генов. Механизм этого РНК-белкового взаимодействия аналогичен механизму GAS5 РНК: NRSE РНК представляет собой короткую (~20 п.о.) двухцепочечную РНК, имитирующую структуру промотора. Связанный с NRSE РНК фактор NRSF/REST превращается в активатор транскрипции и «включает» экспрессию нейронспецифичных генов [80]. TSU РНК (trophoblast STAT utron) - 5'-нетранслируемый конец мРНК гена, кодирующего фактор транскрипции STAT1, связывает собственный белок, имитируя STAT-связывающий промотор, и ингибирует тем самым экспрессию генов главного комплекса гистосовместимости [81]. Длинная некодирующая РНК HSR1 (~600 н.о.) активирует HSF1 - основной фактор транскрипции теплового шока, который инициирует работу элон-гационного комплекса РНКП II, остановленного на промоторах стрессовых генов [82]. Другие нкРНК влияют на активность факторов транскрипции, изменяя их клеточную локализацию, например, NRON РНК и ЬсРНК-р21 [83].
Отдельного внимания заслуживают кольцевые РНК (шгсРНК, или «РНК) - продукты альтернативного сплайсинга, в результате которого происходит замыкание 5'- и З'-концов молекулы. По последним данным более 100 кольцевых РНК ассоциировано с РНКП II, и, по крайней мере, некоторые из них активируют транскрипцию собственных генов [84]. Предполагается, что кольцевые нкРНК косвенно взаимодействуют с РНКП II через рибонуклеопротеино-вый комплекс U1 сплайсосомы, однако конкретный механизм их действия не известен [13].
ЗАКЛЮЧЕНИЕ
В последнее время появляются все новые данные о различных нкРНК, вовлеченных в регуляцию транскрипции в клетках эукариот как на уровне конкретных генов, так и в более глобальном масштабе. Чаще всего это длинные нкРНК, регулирующие этот процесс на стадиях ремоделирования хроматина. В данном обзоре описаны те нкРНК, механизмы действия которых тесно связаны с контролем функционирования транскрипционного комплекса РНКП II. Рассмотренные нкРНК имеют и ряд других, не менее важных свойств. Например, Alu РНК связывает белки SRP9/14 (signal recognition particle) и в составе этого РНП ингибирует инициацию трансляции. Отметим, что в свободном виде Alu РНК, на-
против, способна активировать этот процесс [85]. U1 мяРНК представляет собой один из основных компонентов сплайсосомы, и ее участие в активации транскрипционных факторов не столь значимо. В то же время способность GAS5 РНК взаимодействовать с онкогенными miR может оказаться не менее важной, чем способность связывать GR-рецепторы. Наконец, показано, что B2 РНК регулирует транскрипцию, не только взаимодействуя с РНКП II и подавляя ее активность, но и непосредственно связываясь с генами белков теплового шока и ингибируя
их экспрессию в отсутствие стресса. При повышении температуры В2 РНК подвергается деградации, инициированной белком EZH2 в составе комплекса PRC2, и освобождает эти гены для активной транскрипции [86]. Эти и другие факты свидетельствуют о многообразии свойств и функций нкРНК, и, несомненно, указывают на их чрезвычайную важность для жизнедеятельности клетки. •
Работа выполнена в рамках гранта РНФ (№ 14-24-00061).
ОПИСОК ЛИТЕРАТУРЫ
1. Yang Z., Li X., Yang Y., He Z., Qu X., Zhang Y. // Cell Death Dis. 2016. V. 7. № 9. P. e2389.
2. Francia S. // Front Genet. 2015. V. 13. № 6. P. 320.
3. Kaikkonen M.U., Lam M.T.Y., Glass C.K. // Cardiovasc. Res. 2011. V. 90. № 3. P. 430-440.
4. Castelnuovo M., Stutz F. // Curr. Opin. Cell Biol. 2015. V. 34. P. 16-22.
5. Esteller M. // Nat. Rev. Genet. 2011. V. 12. № 12. P. 861-874.
6. Khurana E., Fu Y., Chakravarty D., Demichelis F., Rubin M.A., Gerstein M. // Nat. Rev. Genet. 2016. V. 17. № 2. P. 93-108.
7. Lopez-Pajares V. // Pflug. Arch. 2016. V. 468. № 6. P. 971-981.
8. Iwasaki Y.W., Siomi M.C., Siomi H. // Annu. Rev. Biochem. 2015. V. 84. P. 405-433.
9. Yan B.X., Ma J.X. // Cell Mol. Life Sci. 2012. V. 69. № 17. P. 2833-2842.
10. Lam M.T., Li W., Rosenfeld M.G., Glass C.K. // Trends Biochem. Sci. 2014. V. 39. № 4. P. 170-182.
11. St. Laurent G., Wahlestedt C., Kapranov P. // Trends Genet. 2015. V. 31. № 5. P. 239-251.
12. Rutenberg-Schoenberg M., Sexton A.N., Simon M.D. // Annu. Rev. Genomics Hum. Genet. 2016. V. 17. P. 69-94.
13. Eidem T.M., Kugel J.F., Goodrich J.A. // J. Mol. Biol. 2016. V. 428. № 12. P. 2652-2659.
14. Boon R.A., Jae N., Holdt L., Dimmeler S. // J. Am. Coll. Cardiol. 2016. V. 67. № 10. P. 1214-1226.
15. Walters R.D., Kugel J.F., Goodrich J.A. // IUBMB Life. 2009. V. 61. № 8. Р. 831-837.
16. Kettenberger H., Eisenführ A., Brueckner F., Theis M., Famulok M., Cramer P. // Nat. Struct. Mol. Biol. 2006. V. 13. № 1. P. 44-48.
17. Mondragon E., Maher L.J. // Nucl. Acids Ther. 2016. V. 26. № 1. P. 29-43.
18. Kramerov D.A., Vassetzky N.S. // Heredity. 2011. V. 107. № 6. P. 487-495.
19. Fornace A.J.Jr., Alamo I.Jr., Hollander M.C., Lamoreaux E. // Exp. Cell Res. 1989. V. 182. № 1. P. 61-74.
20. Elbarbary R.A., Lucas B.A., Maquat L.E. // Science. 2016. V. 351. № 6274. P. aac7247.
21. Ponicsan S.L., Kugel J.F., Goodrich J.A. // Curr. Opin. Genet. Dev. 2010. V. 20. № 2. P. 149-155.
22. Vassetzky N.S., Ten O.A., Kramerov D.A. // Gene. 2003. V. 319. P. 149-160.
23. Mariner P.D., Walters R.D., Espinoza C.A., Drullinger L.F., Wagner S.D., Kugel J.F., Goodrich J.A. // Mol. Cell. 2008. V. 29. № 4. P. 499-509.
24. Allen T.A., Von Kaenel S., Goodrich J.A., Kugel J.F. // Nat. Struct. Mol. Biol. 2004. V. 11. № 9. P. 816-821.
25. Espinoza C.A., Allen T.A., Hieb A.R., Kugel J.F., Goodrich J.A. // Nat. Struct. Mol. Biol. 2004. V. 11. № 9. P. 822-829.
26. Kassube S.A., Fang J., Grob P., Yakovchuk P., Goodrich J. A., Nogales E. // J. Mol. Biol. 2013. V. 425. № 19. P. 3639-3648.
27. Wagner S.D., Kugel J.F., Goodrich J.A. // Mol. Cell Biol. 2010. V. 30. № 1. P. 91-97.
28. Kramerov D.A., Vassetzky N.S. // Wiley Interdiscip. Rev. RNA. 2011. V. 2. P. 772-786.
29. Allen T.A., Von Kaenel S., Goodrich J.A., Kugel J.F. // Nat. Struct. Mol. Biol. 2004. V. 11. № 9. P. 816-821.
30. Bladon T.S., Fregeau C.J., McBurney M.W. // Mol. Cell Biol. 1990. V. 10. № 8. P. 4058-4067.
31. Espinoza C.A., Goodrich J.A., Kugel J.F. // RNA. 2007. V. 13. № 4. P. 583-596.
32. Ponicsan S.L., Kugel J.F., Goodrich J.A. // Nonooding RNA. 2015. V. 1. P. 4-16.
33. Sanso M., Fisher R.P. // Transcription. 2013. V. 4. № 4. P. 146-152.
34. Wagner S.D., Yakovchuk P., Gilman B., Ponicsan S.L., Drullinger L.F., Kugel J.F., Goodrich J.A. // EMBO J. 2013. V. 32. № 6. P. 781-790.
35. Flores R., Ruiz-Ruiz S., Serra P. // Semin Liver Dis. 2012. V. 32. № 3. P. 201.
36. Буренина О.Ю., Елкина Д.А., Хартманн Р.К., Орецкая Т.С., Кубарева Е.А. // Биохимия. 2015. Т. 80. № 3. С. 1641-1661.
37. Guiro J., O'Reilly D. // WIREs RNA. 2015. V. 6. № 1. P. 79-92.
38. Kwek K.Y., Murphy S., Furger A., Thomas B., O'Gorman W., Kimura H., Proudfoot N.J., Akoulitchev A. // Nat. Struct. Biol. 2002. V. 9. № 11. P. 800-805.
39. Leichter M., Marko M., Ganou V., Patrinou-Georgoula M., Tora L., Guialis A. // Biochim. Biophys. Acta. 2011. V. 1814. № 12. P. 1812-1824.
40. Masters J.N., Attardi G. // Mol. Cell. Biol. 1985. V. 5. № 3. P. 493-500.
41. Blume S.W., Meng Z., Shrestha K., Snyder R.C., Emanuel P.D. // J. Cell Biochem. 2003. V. 88. № 1. P. 165-180.
42. Martianov I., Ramadass A., Serra Barros A., Chow N., Akou-litchev A. // Nature. 2007. V. 445. № 7128. P. 666-670.
43. Yang Z., Zhu Q., Luo K., Zhou Q. // Nature. 2001. V. 414. № 6861. P. 317-322.
44. Nguyen V.T., Kiss T., Michels A.A., Bensaude O. // Nature. 2001. V. 414. № 6861. P. 322-325.
45. Wei P., Garber M.E., Fang S.M., Fischer W.H., Jones K.A. // Cell. 1998. V. 20. № 4. P. 451-462.
46. Jonkers I., Lis J.T. // Nat. Rev. Mol. Cell. Biol. 2015. V. 16. № 3. P. 167-177.
47. McNamara R.P., Bacon C.W., D'Orso I. // Cell Cycle. 2016. V. 15. № 16. P. 2115-2123.
48. Peterlin B.M., Brogie J.E., Price D.H. // Wiley Interdiscip. Rev. RNA. 2012. V. 3. № 1. P. 92-103.
49. Wassarman D.A., Steitz J.A. // Mol. Cell. Biol. 1991. V. 11. № 7. P. 3432-3445.
50. Gupta S., Busch R.K., Singh R., Reddy R. // J. Biol. Chem. 1990. V. 265. № 31. P. 19137-19142.
51. D'Orso I. // RNA Biol. 2016. V. 13. № 6. P. 545-553.
52. Quaresma A.J.C., Bugai A., Barboric M. // Nucl. Acids Res. 2016. V. 44. № 16. P. 7527-7539.
53. Liu W., Ma Q., Wong K., Li W., Ohgi K., Zhang J., Aggarwal A., Rosenfeld M.G. // Cell. 2013. V. 155. № 7. P. 1581-1595.
54. Karn J., Stoltzfus M.C. // Cold Spring Harb. Perspect Med. 2012. V. 2. № 2. P. a006916.
55. Tahirov T.H., Babayeva N.D., Varzavand K., Cooper J.J., Se-dore S.C., Price D.H. // Nature. 2010. V. 465. № 7299. P. 747-751.
56. Zhou M., Halanski M.A., Radonovich M.F., Kashanchi F., Peng J., Price D.H., Brady J.N. // Mol. Cell. Biol. 2000. V. 20. № 14. P. 5077-5086.
57. Krueger B.J., Varzavand K., Cooper J. J., Price D.H. // PLoS One. 2010. V. 5. № 8. P. e12335.
58. Ott M., Geyer M., Zhou Q. // Cell Host Microbe. 2011. V. 10. № 5. P. 426-435.
59. Ji X., Zhou Y., Pandit S., Huang J., Li H., Lin C.Y., Xiao R., Burge C.B., Fu X.D. // Cell. 2013. V. 153. № 4. P. 855-868.
60. Leygue E. // Nucl. Recept. Signal. 2007. V. 5. P. e006.
61. Liu C., Wu H.-T., Zhu N., Shi Y.-N., Liu Z., Ao B.-X., Liao D.-F., Zheng X.-L., Qin L. // Clin. Chim. Acta. 2016. V. 459. P. 137-146.
62. Caretti G., Schiltz R.L., Dilworth F.J., Di Padova M., Zhao P., Ogryzko V., Fuller-Pace F.V., Hoffman E.P., Tapscott S.J., Sartorelli V. // Dev. Cell. 2006. V. 11. № 4. P. 547-560.
63. Colley S.M., Leedman P.J. // Biochimie. 2011. V. 93. № 11. P. 1966-1972.
64. Lanz R.B., Razani B., Goldberg A.D., O'Malley B.W. // Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 2002. V. 99. № 25. P. 16081-16086.
65. Novikova I.V., Hennelly S.P., Sanbonmatsu K.Y. // Nucl. Acids Res. 2012. V. 40. № 11. P. 5034-5051.
66. Sanbonmatsu K.Y. // Biochim. Biophys. Acta. 2016. V. 1859. № 1. P. 41-45.
67. Jung E., Jang S., Lee J., Kim Y., Shin H., Park H.-S., Lee Y. //
Mol. Biol. Rep. 2016. V. 43. № 10. P. 1019-1025.
68. Zhao X., Patton J.R., Ghosh S.K., Fischel-Ghodsian N., Shen L., Spanjaard R.A. // Mol. Endocrinol. 2007. V. 21. № 3. P. 686-699.
69. Ghosh S.K., Patton J.R., Spanjaard R.A. // Biochemistry. 2012. V. 51. № 41. P. 8163-8172.
70. McKay D.B., Xi L., Barthel K.K., Cech T.R. // J. Mol. Biol. 2014. V. 426. № 8. P. 1766-1785.
71. Hube F., Velasco G., Rollin J., Furling D., Francastel C. // Nucl. Acids Res. 2011. V. 39. № 2. P. 513-525.
72. Tani H., Torimura M., Akimitsu N. // PLoS One. 2013. V. 8. № 1. P. e55684.
73. Pickard M.R., Williams G.T. // Genes. 2015. V. 6. № 3. P. 484-499.
74. Yu X., Li Z. // Oncol Lett. 2015. V. 10. № 3. P. 1953-1958.
75. Mayama T., Marr A.K., Kino T. // Horm. Metab. Res. 2016. V. 48. № 8. P. 550-557.
76. Kino T., Hurt D.E., Ichijo T., Nader N., Chrousos G.P. // Sci. Signal. 2010. V. 3. № 107. P. ra8.
77. Pickard M.R., Williams G.T. // Oncotarget. 2016. V. 7. № 9. P. 10104-10116.
78. Guo C., Song W., Sun P., Jin L., Dai H. // J. Biomed. Sci. 2015. V. 22. P. 100.
79. Qian X., Xu C., Zhao P., Qi Z. // Virology. 2016. V. 492. P. 155-165.
80. Kuwabara T., Hsieh J., Nakashima K., Taira K., Gage F.H. // Cell. 2004. V. 116. № 6. P. 779-793.
81. Peyman J.A. // Biol. Reprod. 1999. V. 60. № 1. P. 23-31.
82. Shamovsky I., Ivannikov M., Kandel E.S., Gershon D., Nudler E. // Nature. 2006. V. 440. № 7083. P. 556-560.
83. Meng X., Li X., Zhang P., Wang J., Zhou Y., Chen M. // Brief Bioinform. 2017. V. 18. № 4. P. 547-557.
84. Li Z., Huang C., Bao C., Chen L., Lin M., Wang X., Zhong G., Yu B., Hu W., Dai L. // Nat. Struct. Mol. Biol. 2015. V. 22. № 3. P. 256-264.
85. Chen L.L., Yang L. // Trends Cell Biol. 2017. V. 27. № 7. P. 480-490.
86. Zovoilis A., Cifuentes-Rojas C., Chu H.P., Hernandez A.J., Lee J.T. // Cell. 2016. V. 167. № 7. P. 1788-1802.
