CC BY
50
КЛИНИЧЕСКАЯ МИКРОБИОЛОГИЯ И АНТИМИКРОБНАЯ ХИМИОТЕРАПИЯ
Том 23 №4
2021
Межрегиональная ассоциация по клинической микробиологии и антимикробной химиотерапии
Научно-исследовательский институт антимикробной химиотерапии ФГБОУ ВО СГМУ Минздрава России
Учредитель
Межрегиональная ассоциация по клинической микробиологии и антимикробной химиотерапии
Издатель
Межрегиональная ассоциация по клинической микробиологии и антимикробной химиотерапии www.iacmac.ru
Журнал зарегистрирован Комитетом РФ по печати 30.09.1999 г. (№019273) Тираж 3000 экз.
Подписка на сайте издателя
https://service.iacmac.ru
Адрес для корреспонденции
214019, г. Смоленск, а/я 5. Тел./факс: (4812)45 06 02
Электронная почта: cmac@antibiotic.ru
Электронная версия журнала: https://cmac-journal.ru
Журнал входит в Перечень рецензируемых научных изданий, в которых должны быть опубликованы основные научные результаты диссертаций на соискание ученой степени кандидата наук, на соискание ученой степени доктора наук
Присланные в редакцию статьи проходят рецензирование
Мнение редакции может не совпадать с точкой зрения авторов публикуемых материалов
Ответственность за достоверность рекламных публикаций несут рекламодатели
При перепечатке ссылка на журнал обязательна
© Клиническая микробиология и антимикробная химиотерапия, 2021.
Содержание
Болезни и возбудители
340
347
359
Сацук А.В., Солопова Г.Г., Чурилова Н.С., Власенко Н.В., Панасюк Я.В., Плоскирева А.А., Акимкин В.Г.
Вирусный гепатит С у иммунокомпрометированных пациентов педиатрического профиля: эпидемиологический анализ данных центра детской гематологии, онкологии и иммунологии
Баранова И.Б., Яременко А.И., Зубарева А.А., Карпищенко С.А., Попова М.О., Курусь А.А., Портнов Г.В., Пинегина О.Н., Лукина О.В., Маляревская М.В., Калакуцкий И.Н., Илюхина М.О., Климко Н.Н.
Мукормикоз костей лицевого черепа, полости носа и околоносовых пазух у пациентов, перенесших COVID-19
Степин А.В.
Структура возбудителей и основные проблемы антибиотикорезистентности при инфекции области хирургического вмешательства в кардиохирургии
Антимикробные препараты
Сычев И.Н., Федина Л.В., Сычев Д.А. 367 Антибактериальная терапия в условиях полипрагмазии: курс на безопасность
Антибиотикорезистентность
Гостев В.В., Пунченко О.Е., Сидоренко С.В. 375 Современные представления об устойчивости Staphylococcus aureus к бета-лактамным антибиотикам
Садеева З.З., Новикова И.Е., Шакирзянова Р.А., Алябьева Н.М., Лазарева А.В., Мелков М.С., Карасева О.В., Вершинина М.Г., Фисенко А.П. 388 Молекулярно-генетическая характеристика механизмов антибиотикорезистентности штаммов Klebsiella pneumoniae, Pseudomonas aeruginosa и Acinetobacter baumannii, выделенных из крови и ликвора у детей
Опыт работы
Лёдов В.А.
400 Определение функциональных и антиген-специфических антител в сыворотке у мышей после иммунизации кандидатной вакциной против Shigella flexneri 1b, 2a, 3a, 6, Y
Умпелева Т.В., Еремеева Н.И., Вахрушева Д.В. 404 Разработка технологии длительного хранения культур микобактерий туберкулеза
RM'A'X
https://cmac-joumal.ru
КЛИНИЧЕСКАЯ МИКРОБИОЛОГИЯ И АНТИМИКРОБНАЯ ХИМИОТЕРАПИЯ
Том 23 №4
2021
DOI: 10.36488/cmac.2021.4.388-399
Оригинальная статья
Молекулярно-генетическая характеристика механизмов антибиотикорезистентности штаммов Klebsiella pneumoniae, Pseudomonas aeruginosa и Acinetobacter baumannii, выделенных из крови и ликвора у детей
Садеева З.З.1, Новикова И.Е.1, Шакирзянова Р.А.1, Алябьева Н.М.1, Лазарева А.В.1, Мелков М.С.1 Карасева О.В.2, Вершинина М.Г.1, Фисенко А.П.1
1 ФГАУ «Национальный медицинский исследовательский центр здоровья детей» Минздрава России, Москва, Россия
2 НИИ неотложной детской хирургии и травматологии, Москва, Россия
Контактный адрес:
Зульфиря Закиевна Садеева
Эл. почта: zulfiryasadeeva@yandex.ru
Ключевые слова: дети, нозокоми-альные инфекции, гемокультура, ан-тибиотикорезистентность, гены резистентности, карбапенемазы.
Конфликт интересов: авторы заявляют об отсутствии конфликтов интересов.
Внешнее финансирование: исследование проведено без внешнего финансирования.
Цель. Оценить чувствительность к антибиотикам и определить наличие генов резистентности и фе-нотипические группы изолятов K. pneumoniae, P. aeruginosa и A. baumannii, выделенных из крови и ликвора у детей с нозокомиальными инфекциями в отделениях реанимации и интенсивной терапии c 2014 по 2020 г.
Материалы и методы. Всего в исследование были включены 63 штамма K. pneumoniae, 23 штамма P. aeruginosa и 14 штаммов A. baumannii. Минимальные подавляющие концентрации антибиотиков определяли методом серийных микроразведений в бульоне. Выявление генов, кодирующих карбапенемазы, проводили с помощью гибридизационно-флуоресцентной детекции. Результаты. K. pneumoniae была выявлена в 10,3% случаев. P. aeruginosa выделяли с частотой 3,5%. На долю A. baumannii пришлось 2,3% исследованных образцов. Доля резистентных к меропенему и имипенему штаммов K. pneumoniae составила 33% и 37% соответственно. Резистентность к колис-тину и полимиксину у изолятов K. pneumoniae составила 33% и 24% соответственно. Продукция карбапенемаз OXA-48 выявлена у 25 (89%) изолятов K. pneumoniae. Карбапенемаз NDM, VIM, KPC выявлено не было. Среди P. aeruginosa резистентными к меропенему оказались 65% штаммов, к имипенему - 74%. Наиболее высокую in vitro активность в отношении P. aeruginosa проявляли полимиксины. Нечувствительных к колистину штаммов выявлено не было. Частота выявления металло-бета-лактамаз (МБЛ) у штаммов P. aeruginosa составила 48%, все они были представлены только МБЛ VIM-типа (другие типы МБЛ обнаружены не были). A. baumannii был нечувствительным к меропенему в 64% случаев, к имипенему - 71%. Наиболее высокую активность в отношении A. baumannii проявил полимиксин, к нему не было обнаружено ни одного резистентного штамма. К колистину резистентными оказались 29% штаммов A. baumannii. Гены 0XA-40 и OXA-23 были выявлены у 5 и 3 штаммов A. baumannii соответственно.
Выводы. Среди штаммов K. pneumoniae, P. aeruginosa и A. baumannii, выделенных из крови и ликвора у детей с нозокомиальными инфекциями, наблюдается широкое распространение резистентности к большинству антибиотиков, а также рост резистентности к карбапенемам. Резистентность к кар-бапенемам у K. pneumoniae была обусловлена продукцией карбапенемаз OXA-48, у P. aeruginosa -МБЛ VIM-типа, у A. baumannii - карбапенемаз 0XA-40 и OXA-23.
Original Article
Genetic characteristics of antimicrobial resistance mechanisms in Klebsiella pneumoniae, Pseudomonas aeruginosa and Acinetobacter baumannii isolated from blood and cerebrospinal fluid of children
Sadeeva Z.Z.1, Novikova I.E.1, Schakirzyanova R.A.1, Alyabyeva N.M.1, Lazareva A.V.1, Melkov M.S.1, Karaseva O.V.2, Vershinina M.G.1, Fisenko A.P.1
1 National Medical Research Center for Children's Health, Moscow, Russia
2 Research Institute of Emergency Pediatric Surgery and Trauma, Moscow, Russia
Contacts:
Zulfirya Z. Sadeeva
E-mail: zulfiryasadeeva@yandex.ru
Key words: children, nosocomial infections, blood culture, antimicrobial resistance, resistance genes, carbapenemase.
Objective. To assess antimicrobial susceptibility, presence of resistance genes and determine the phenotypic groups of K. pneumoniae, P. aeruginosa and A. baumannii isolated from blood and cerebrospinal fluid of children with nosocomial infections in intensive care units from 2014 to 2020.
Materials and methods. Minimum inhibitory concentrations of antibiotics were determined using the serial broth microdilution method. The identification of genes encoding the production of carbapenemases was carried out using hybridization fluorescence detection.
Садеева З.З. и соавт.
Conflicts of interest: all authors report no conflicts of interest relevant to this article.
External funding source: no external funding received.
Results. A total of 63 isolates of K. рneumoniae, 23 isolates of P. aeruginosa and 14 isolates of A. baumannii were tested in this study. K. pneumoniae was detected in 10.3%. P. aeruginosa was isolated at a frequency of 3.5%. A. baumannii accounted for 2.3%. The proportion of carbapenem-resistant K. pneumoniae strains to meropenem and imipenem was 33% and 37%, respectively, of all isolates. Resistance to colistin and polymyxin in K. pneumoniae isolates was 33% and 24%, respectively. The production of carbapenemases OXA-48 was detected in 25 (89%) isolates. The presence of NDM, VIM, KPC carbapenemases was not detected. Among P. aeruginosa, 65% were resistant to meropenem, and 74% to imipenem. The highest activity against P. aeruginosa in vitro was exhibited by polymyxins. There were no strains that were insensitive to colistin. The detection rate of metallo-ß-lactamases (MBL) in P. aeruginosa strains was 48%. Only VIM-type MBLs were identified. No other types of MBL have been found. A. baumannii was non-susceptible to meropenem in 64% and to imipenem in 71%. The highest in vitro activity against A. baumannii was shown by polymyxin. Rate of colistin resistance was 29%. The OXA-40 and OXA-23 genes were detected in 5 and 3 isolates, respectively.
Conclusions. There were high resistance rates to most antimicrobials among K. pneumoniae, P. aeruginosa u A. baumannii isolated from blood and cerebrospinal fluid in children with nosocomial infections. The increase in carbapenem resistance rates was also observed. Carbapenem resistance was due to OXA-48 carbapenemases in K. pneumoniae, VIM-type MBLs in P. aeruginosa, and OXA-40 and OXA-23 carbapenemases in A. baumannii.
Введение
Klebsiella pneumoniae, Pseudomonas aeruginosa и Aci-netobacter baumannii являются наиболее частыми и проблемными возбудителями нозокомиальных инфекций [1]. Данные микроорганизмы обладают способностью к формированию вторичной резистентности к антимикробным препаратам (АМП) разных классов и поэтому входят в группу наиболее проблемных бактериальных возбудителей нозокомиальных инфекций - ESKAPE [2-4].
В данной статье представлены результаты оценки чувствительности к АМП, а также определения генов резистентности и фенотипических групп 63 изолятов K. рneumoniae, 23 штаммов P. aeruginosa и 14 штаммов A. baumannii, выделенных из крови и ликвора у детей в отделениях реанимации и интенсивной терапии (ОРИТ) c 2014 по 2020 г.
Энтеробактерии являются ведущими бактериальными возбудителями инфекций в ОРИТ. Особую настороженность вызывает прогрессирующая устойчивость грамотрицательных бактерий к карбапенемам [5, 6]. Главным механизмом резистентности к карбапенемам является продукция карбапенемаз - ферментов, разрушающих АМП [7, 8]. В распространении устойчивости к карбапенемам большую роль играют неферментирую-щие грамотрицательные бактерии (НГОБ) - Р. аeruginosa и A. baumannii [9, 10]. Они обладают высокой природной резистентностью к АМП, что существенно затрудняет лечение инфекций, вызванных данными возбудителями [11, 12].
В настоящее время появление и распространение у возбудителей нозокомиальных инфекций устойчивости к карбапенемам является реальной угрозой и определяет необходимость регулярного мониторинга чувствительности.
Цель исследования - определить чувствительность к АМП и наличие генов резистентности у штаммов K. pneumoniae, P. aeruginosa и A. baumannii, выделенных из крови и ликвора у детей в ОРИТ.
Садеева З.З. и соавт.
Материалы и методы
Нами были отобраны штаммы K. pneumoniae, P. aeruginosa и A. baumannii, выделенные из крови и ликвора у детей, находящихся в ОРИТ г. Москвы с 2014 по 2020 г.
Все образцы крови инкубировали в анализаторе ге-мокультур BACTEC 9050 (Becton Dickinson, США) до момента регистрации микробного роста, затем проводили посев на плотные питательные среды для выделения чистой культуры возбудителя классическими микробиологическими методами.
Посевы биологического материала производили на кровяной агар и Uri-select агар (Bio-Rad, США), затем инкубировали в термостате при температуре 37°С в течение 24-48 ч. Идентификацию микроорганизмов до вида проводили методом MALDI-TOF масс-спектроме-трии (Bruker Daltonics, Германия). Рекомендуемые значения Score > 2,0 были использованы в качестве критерия надежной идентификации.
Минимальные подавляющие концентрации (МПК) АМП определяли методом серийных микроразведений в бульоне Мюллера - Хинтон (bioMerieux, Франция) Sensititre™ (ThermoScinetific, Великобритания). Результаты интерпретировали, руководствуясь оценочными критериями Европейского комитета по определению чувствительности к АМП (EUCAST), версия 10.0 [13].
Для выделения ДНК использовали суточную культуру, полученную при посеве на плотные питательные среды. Бактериальную ДНК выделяли с помощью коммерческих наборов «ГК-экспресс» (ЦНИИ эпидемиологии Роспотребнадзора, Россия) согласно инструкции производителя. Полученные образцы хранили до использования при температуре -20°С. Выявление генов, кодирующих карбапенемазы, проводили с использованием наборов с гибридизационно-флуоресцентной детекцией «АмплиСенс® MDR MBL-FL» (IMP, NDM, VIM), «АмплиСенс® MDR KPC/OXA-48-FL» (KPC, OXA-48), «АмплиСенс MDR Ab-OXA-FL» (OXA-23, 0XA-40, OXA-58), производства ЦНИИ эпидемиологии Роспотребнадзора.
Проведение ПЦР в режиме реального времени включало в себя следующие этапы: выделение ДНК, амплификация с гибридизационно-флуоресцентной детекцией в режиме реального времени, анализ и интерпретация результатов. Общий объем реакционной смеси составил 25 мкл, включая 1 0 мкл пробы ДНК. Компоненты реакционной смеси смешивали непосредственно перед проведением амплификации. В качестве положительного и отрицательного контролей использовали соответствующие образцы, входящие в состав набора. Реакцию амплификации проводили в соответствии с инструкцией производителя.
Результаты
Спектр микроорганизмов, выделенных из гемокуль-тур и ликвора
В период 2014-2020 гг. была проанализирована 621 положительная проба гемокультур и ликвора, полученная от детей с симптомами бактериальной инфекции. Лидирующее место по частоте выделения занимали коа-гулазонегативные стафилококки (КНС) - Staphylococcus hominis и Staphylococcus haemolyticus - 189 (30,4%) и 109 (17,6%) изолятов соответственно. Вторым по значимости микроорганизмом была K. pneumoniae - 10,1% (n = 63). Энтерококки были представлены E. faecalis (6,1%) и E. faecium (5,3%). P. aeruginosa выделяли в 23 (3,7%) случаях. Staphylococcus aureus был обнаружен в 3,4% исследованных образцов, Stenotrophomonas maltophilia - в 2,7%. Escherichia coli и Serratia marcescens были выделены из положительных образцов с одинаковой частотой (2,6%). На долю A. baumannii пришлось 2,3% (n = 14) исследованных образцов, Enterobacter cloacae - 2,1%. Другие микроорганизмы суммарно составили 11,1% (n = 69) (Рисунок 1).
■ Staphylococcus hominis
2 g 2,3 2,1 ■ Staphylococcus haemolyticus
2,6 '
2,7 ^^ 4 4 ^^^^^^^^ 30 4 ' Klebsiella pneumoniae ^ ■ Enterococcus faecalis
■ Enterococcus faecium
■ Другие
11,1 Я Pseudomonas aeruginosa
Я Staphylococcus aureus I Stenotrophomonas maltophilia ' ^^^^^^^^^^^^^^^^^^^^ Я Serratia marcescens
6,1 ' I Escherichia coli
1 1 Acinetobacter baumannii
Enterobacter cloacae
Рисунок 1. Спектр микроорганизмов, выделенных из гемокультур и ликвора
Другие: Citrobacter giiienii, Proteus mirabilis, Pantoea calida, Burkholderia cenocepacia, Haemophilus influenzae, Enterobacter spp., Streptococcus pneumoniae, Pseudomonas spp., Leuconostoc spp., Klebsiella spp., Staphylococcus warneri, Acinetobacter spp., Achromobacter spp., Staphylococcus capitis.
Всего было исследовано 63 изолята K. pneumoniae, 23 изолята P. aeruginosa и 14 изолятов A. baumannii, выделенных из крови и ликвора у детей (Рисунок 2). Мониторинг антибиотикорезистентности и определение генов резистентности и фенотипических групп проводились для грамотрицательных микроорганизмов - K. pneumoniae, P. aeruginosa и A. baumannii, представляющих наибольшую опасность при инфекциях кровотока. Все штаммы были разделены на 3 категории чувствительности к АМП: чувствительные, чувствительные при увеличенной экспозиции и резистентные.
Таблица 1. Чувствительность к АМП штаммов K. pneumoniae, выделенных из крови и ликвора у детей в ОРИТ в 2014-2020 гг. (n = 63)
АМП Чувствительные Чувствительные при увеличенной экспозиции Резистентные
n % n % n %
Меропенем 33 52 9 14 21 33
Имипенем 35 55 5 8 23 37
Колистин 42 67 - - 21 33
Тобрамицин 6 10 - - 57 90
Амикацин 22 35 - - 41 65
Гентамицин 12 19 - - 51 81
Фосфомицин 33 52 - - 30 48
Азтреонам 4 6 - - 59 94
Цефепим 2 3 6 10 55 87
Цефтазидим 3 4 1 2 59 94
Тикарциллин/клавуланат 1 2 1 2 61 96
Пиперациллин/тазобактам 9 14 3 5 51 81
Ко-тримоксазол 16 25 - - 47 75
Ципрофлоксацин 11 17 6 10 46 73
Садеева З.З. и соавт.
A. baumannii
Р. aeruginosa
К. pneumoniae
Чувствительные
MDR
XDR
PDR
Рисунок 2. Частота выделения из крови и ликвора
Рисунок 4. Фенотипические группы К. pneumoniae (п = 63)
2014-15 2016-17 (п = 15) (п = 20)
2018-19 (п = 20)
Продуценты карбапенемаз,%
Рисунок 3. Динамика устойчивости к карбапенемам и продукции карбапенемаз у изолятов K. pneumoniae
Рисунок 5. Частота продукции карбапенемаз у K. рneumoniae в зависимости от фенотипа
Результаты определения чувствительности штаммов K. pneumoniae выявили низкую in vitro активность азтреонама, тикарциллина/клавуланата и пиперацил-лина/тазобактама, резистентность к которым составила 94%, 96% и 81% соответственно (Таблица 1).
Среди аминогликозидов резистентность к амикацину составила 65%, к гентамицину и тобрамицину - 81% и 90% соответственно. Фторхинолоны также показали низкую активность. Так, доля резистентных к ципрофлок-сацину штаммов составила 73%. К фосфомицину были резистентны 48% изолятов. Резистентность к колис-тину составила 33%. К цефалоспоринам резистентность штаммов K. рneumoniae выявлена в 94% случаев для цефтазидима и до 87% для цефепима. Резистентность к карбапенемам - меропенему и имипенему - проявили 33% и 37% всех изолятов соответственно.
Определение карбапенемаз проводили у карбапе-неморезистентных штаммов. Продукция карбапенемаз, относящихся к группе OXA-48, выявлена у 25 (89%) изолятов. Карбапенемаз NDM, VIM, KPC выявлено не было. При сравнении результатов, полученных в разные годы, наблюдается рост устойчивости к карбапенемам (Рисунок 3).
В соответствии с принятыми критериями, фенотипом множественной лекарственной устойчивости (MDR, т.е. резистентность как минимум к одному препарату
трех и более классов АМП) обладали 23 (37%) изолята (Рисунок 4). Среди них только у трех изолятов была обнаружена карбапенемаза OXA-48. Фенотипом экстремальной резистентности (XDR, т.е. резистентность как минимум к одному препарату из всех классов АМП, кроме двух и менее классов) - 31 (50%) изолят. Из них 18 обладали OXA-48 (Рисунок 5). Фенотипом панрези-стентности (PDR, т.е. резистентность ко всем классам АМП) обладали 5 (8%) изолятов, и 4 из них обладали карбапенемазой OXA-48.
Не менее значимыми микроорганизмами при бактериемии являются НГОБ. В нашем исследовании второй по частоте встречаемости была P. aeruginosa. Результаты оценки чувствительности P. aeruginosa представлены в Таблице 2.
Резистентными к пиперациллину/тазобактаму были 43% изолятов. К антисинегнойному цефалоспорину цефтазидиму оказались резистентны 74% изолятов. Резистентность к аминогликозидам (тобрамицину, ами-кацину) была выявлена у 65% и 39% штаммов соответственно. К ципрофлоксацину резистентными оказались 70% изолятов. К комбинированным препаратам - цеф-тазидиму/авибактаму и цефтолозану/тазобактаму -были резистентны 61% и 57% исследованных изолятов соответственно. Наиболее высокую in vitro активность в отношении протестированных штаммов P. aeruginosa
Садеева З.З. и соавт.
Таблица 2. Чувствительность к АМП штаммов P. aeruginosa, выделенных из крови и ликвора у детей в ОРИТ в 2014-2020 гг. (n = 23)
АМП Чувствительные Чувствительные при увеличенной экспозиции Резистентные
п % n % n %
Меропенем 6 26 2 9 15 65
Имипенем - - 6 26 17 74
Колистин 23 100 - - - -
Тобрамицин 8 35 - - 15 65
Амикацин 14 61 - - 9 39
Ципрофлоксацин - - 7 30 16 70
Пиперациллин/тазобактам 13 57 - - 10 43
Цефтолозан/тазобактам - - 10 43 13 57
Цефтазидим/авибактам 9 39 - - 14 61
Азтреонам - - 18 78 5 22
Цефтазидим - - 6 26 17 74
100 90 80 70 60 50 40 -30 20 10 0
/
2014-15 2016-17 (п = 4) (п-6)
2018-19 (п-5)
2020 (п-8)
Меропенем II Имипенем
Продуценты карбапенемаз,/
Чувствительные
MDR
XDR
Рисунок 6. Динамика устойчивости к карбапенемам и продукции МБЛ у изолятов P. аeruginosa
Рисунок 7. Фенотипические группы P. aeruginosa (п = 23)
проявляли полимиксины; нечувствительных к колистину штаммов выявлено не было. Доля штаммов, устойчивых к карбапенемам, за период с 2014 по 2020 г. составила 65% для меропенема и 74% для имипенема (Рисунок 6).
Определение карбапенемаз проводили у карбапе-неморезистентных штаммов. Частота выявления метал-ло-бета-лактамаз (МБЛ) у штаммов P. aeruginosa составила 48%. Стоит отметить, что были выявлены только МБЛ VIM-типа, другие типы обнаружены не были.
Фенотипом MDR обладали 5 (22%) изолятов, фенотипом XDR - 15 (65%) изолятов (Рисунок 7). Все продуценты VIM входили в XDR-группу (11/15 штаммов) (Рисунок 8). Штаммов с фенотипом PDR выявлено не было.
Также важное место среди НГОБ при инфекциях кровотока в нашем исследовании занял A. baumannii. Результаты оценки чувствительности A. baumannii представлены в Таблице 3.
Резистентностью к ко-тримоксазолу обладали 64% изолятов A. baumannii. Крайне высокие показатели устойчивости отмечены для аминогликозидов - амика-
Рисунок 8. Частота продукции карбапенемаз у P. аeruginosa в зависимости от фенотипа
цина и гентамицина - 86%. Доля штаммов, резистентных к тобрамицину, составила 64%. Резистентными к колистину оказались 4 изолята. Высокие показатели устойчивости также были определены для фторхиноло-нов: к ципрофлоксацину были резистентны 86% изоля-
Садеева З.З. и соавт.
Таблица 3. Чувствительность к АМП штаммов А. ЬаитаппИ, выделенных из крови и ликвора у детей в ОРИТ в 2014-2020 гг. (п = 14)
АМП Чувствительные Чувствительные при увеличенной экспозиции Резистентные
п % n % n %
Меропенем 4 29 1 7 9 64
Имипенем 4 29 - - 10 71
Колистин 10 71 - - 4 29
Тобрамицин 5 36 - - 9 64
Амикацин 2 14 - - 12 86
Гентамицин 2 14 - - 12 86
Ко-тримоксазол 4 29 1 7 10 64
Ципрофлоксацин - - 2 14 12 86
Рисунок 9. Динамика устойчивости к карбапенемам и продукции карбапенемаз у изолятов А. ЬаитаппИ
■ Чувствительные
■ MDR XDR
■ PDR
Рисунок 10. Фенотипические группы А. ЬаитаппИ (п = 1 4)
тов. Из всех исследованных штаммов резистентными к меропенему были 64%, к имипенему - 71% изолятов. В период с 2014 по 2020 г. вырос уровень резистентности А. ЬаитаппИ к карбапенемам (Рисунок 9).
Наличие карбапенемаз исследовали у карбапене-морезистентных штаммов. Ген 0ХА-40 был выявлен у 5 штаммов, ген ОХА-23 - у 3 штаммов (Рисунок 9). Фенотипом MDR обладал 1 изолят (Рисунок 10), у которого была выявлена карбапенемаза 0ХА-40. Фенотипом XDR обладали 5 изолятов. Из них у трех
Садеева З.З. и соавт.
Рисунок 11. Частота продукции карбапенемаз у А. ЬаитаппИ в зависимости от фенотипа
был обнаружен ген 0ХА-40. Четыре изолята обладали фенотипом PDR, все они несли гены карбапенемаз. Только 1 штамм имел 0ХА-40, а 3 изолята - ОХА-23 (Рисунок 11).
Обсуждение
Инфекция кровотока - одно из самых опасных осложнений в ОРИТ. Оно имеет далеко идущие последствия, приводящие к увеличению продолжительности пребывания в больнице, увеличению расходов для физических лиц и казначейства, а также во многих случаях к гибели людей [14-16].
В настоящее время наблюдается увеличение количества вмешательств у пациентов в критическом состоянии, способствующих формированию очагов, из которых бактерии могут получить доступ к кровотоку. На них приходится около 15% всех внутрибольничных инфекций и около 1% всех госпитализированных пациентов [14]. Инфекции могут считаться связанными с оказанием медицинской помощи (ИСМП) через 48 ч. пребывания пациента в стационаре [17]. Инфекция кровотока является первичной, когда центральный катетер представляет собой единственный вероятный
источник инфекции, и вторичной, когда существует основная причина (мочеполовая/респираторная инфекция или любой другой очевидный источник инфекции в организме).
Среди грамположительных микроорганизмов наиболее распространенными бактериальными причинами инфекции кровотока являются S. aureus, КНС и E. faecalis; среди Enterobacterales - E. coli, K. pneumoniae и Serratia spp.; среди НГОБ - Pseudomonas spp. и A. baumannii [15, 18].
Исследование Weinstein M. и соавт., посвященное 843 случаям положительных посевов крови у госпитализированных пациентов из трех больниц, показало, что ряд микроорганизмов следует рассматривать как возбудителей истинной бактериемии или фунге-мии при выделении из крови [19]. К этой группе относились S. aureus, S. pneumoniae, E. coli, другие энтеро-бактерии, P. aeruginosa и Candida albicans. Кроме того, следующие бактерии почти всегда представляют собой истинную инфекцию при выделении из гемокуль-туры: S. agalactiae, S. pyogenes, Listeria monocytogenes, Neisseria gonorrhoeae, Neisseria meningitidis, H. influenzae, представители Bacteroides fragilis, все виды Candida и Cryptococcus neoformans [20].
В нашем случае K. pneumoniae составила 10,3% микробного спектра. P. aeruginosa выделяли с частотой 3,5%, S. aureus был обнаружен с частотой 3,4%. E. coli и S. marcescens выделяли из положительных образцов с одинаковой частотой - 2,6%. A. baumannii обнаруживали в 12,3% случаев. Доля других микроорганизмов суммарно составила 11,1%.
Определенные микроорганизмы представляют собой контаминацию в значительной части случаев. Эти микроорганизмы включают КНС, Corynebacterium spp., Bacillus spp., отличные от Bacillus anthracis, Propionibacterium acnes, Micrococcus spp., стрептококки группы viridans, энтерококки и Clostridium perfringens. Важно признать, что каждый из этих микроорганизмов также может являться причиной истинной бактериемии с тяжелыми последствиями.
Несмотря на то что некоторые микроорганизмы чаще других оказываются контаминантами, определение вероятности истинной бактериемии может быть сложной задачей для клиницистов. Например, когда речь идет о КНС. В начале XXI в. считалось, что КНС представляют собой контаминацию при выделении из посевов крови. Фактически данные микроорганизмы являются наиболее распространенными загрязняющими агентами культур крови, обычно составляя от 70% до 80% всех положительных гемокультур [21-25].
В нашем исследовании доля КНС составила 48%. Однако есть работы, показывающие, что КНС часто являются источником истинной бактериемии у пациентов с протезами и центральными венозными катетерами [19, 23, 26-28]. Хотя большинство изолятов КНС из крови продолжают оставаться контаминантами, Weinstein M. и соавт. обнаружили, что только 12,4% КНС были клинически значимыми и занимали третье место среди наиболее частых причин бактериемии [19].
В педиатрической практике имеются дополнительные факторы риска. Часто педиатры вместо периферической венепункции для уменьшения дискомфорта используют уже установленные венозные катетеры для получения образца крови [23]. Данные о влиянии этой практики на уровень контаминации неоднозначны. В двухлетнем исследовании Norberg А. и соавт., сравнивающем уровни контаминации образцов, взятых у детей с помощью венепункции, и образцов, взятых с помощью венозных катетеров, было обнаружено статистически значимое снижение количества ложноположитель-ных результатов посева крови (с 9,1% до 2,8%) после того, как их учреждение приняло тактику, исключающую использование венозных катетеров для этой цели [22]. Ramsook C. и соавт. получили сходные результаты в 6-месячном исследовании 2431 образцов детских ге-мокультур с уровнем контаминации 3,4% для образцов, собранных с помощью венозных катетеров, и 2% -полученных с помощью венепункции (p = 0,043) [29]. Учитывая нежелание педиатров подвергать детей лишним болезненным процедурам, а также отсутствие четких доказательств того, какой подход лучше всего предотвращает контаминацию образцов, использование уже установленных катетеров для взятия крови на исследование в этой категории пациентов продолжается
[30]. Однократные посевы крови особенно распространены у детей раннего возраста; этот факт в сочетании с более частым использованием культур из катетера затрудняет разграничение истинной бактериемии и контаминации, особенно когда в культуре выявляются КНС
[31]. Для полученных от детей гемокультур, содержащих КНС, необходимы дополнительные данные для правильной интерпретации результатов. В конечном итоге контаминация посевов крови - сложная проблема, требующая системного подхода.
При выделении клинически значимых микроорганизмов из гемокультур крайне важно своевременное определение чувствительности к АМП и детерминант резистентности. Высокая распространенность различных детерминант резистентности затрудняет выбор АМП для эмпирической терапии и требует проведения регулярного микробиологического мониторинга с использованием современных методов [32].
Бактерии порядка Enterobacterales часто регистрируются в качестве возбудителей внутрибольничных инфекций [33]. В других исследованиях результаты определения чувствительности к АМП свидетельствуют о наиболее высокой активности цефтазидима/авибак-тама в отношении изолятов Enterobacterales: доля резистентных к нему изолятов составила 3,5%. Устойчивость к колистину выявлена у 18,6% от всех изолятов, принадлежащих в основном к видам Enterobacterales с природной резистентностью. Приобретенная резистентность к колистину выявлена у 9,4% изолятов K. pneumoniae. Резистентность к фосфомицину составила 51,2% у K. pneumoniae. Среди аминогликозидов наименьшей резистентностью обладал амикацин - 19,8% [34]. Отмечался рост резистентности штаммов K. pneumoniae к ингибиторозащищенным пенициллинам с 51,6% в
Садеева З.З. и соавт.
2012 г. до 83,7% в 2017 г. Существенный рост устойчивости K. pneumoniae наблюдался к карбапенемам: с 7,8% в 2012 г. до 82,9% в 2017 г. Напротив, к ами-кацину и тигециклину чувствительность K. pneumoniae увеличилась. Все штаммы K. pneumoniae сохраняли чувствительность к полимиксину [35].
По результатам нашего исследования, была выявлена довольно низкая in vitrn активность в отношении K. pneumoniae для азтреонама, тикарциллина/клавула-ната и пиперациллина/тазобактама, резистентность к которым составила 94%, 96% и 81% соответственно. Среди аминогликозидов резистентность к амикацину составила 65%, к гентамицину и тобрамицину - 81% и 90% соответственно.
Доля резистентных к ципрофлоксацину штаммов составила 73%, к левофлоксацину были резистентны все исследованные изоляты K. рneumoniae. К фосфомицину резистентными оказались 48% изолятов, к колистину и полимиксину - 33% и 24% соответственно. К цефало-споринам резистентность штаммов K. рneumoniae выявлена в 94% случаев для цефтазидима и до 87% для це-фепима. Резистентность к карбапенемам - меропенему и имипенему - проявили 33% и 37% всех изолятов соответственно.
P. aeruginosa - один из наиболее значимых возбудителей нозокомиальных инфекций [36]. Возможности лечения инфекций, вызываемых этим патогеном, сильно ограничены из-за широкого спектра его природной резистентности, а также способности к формированию приобретенной устойчивости к АМП [10]. По результатам исследования «МАРАФОН» 2013-2014 гг., нечувствительность P. aeruginosa к пиперациллину/ тазобактаму выявлена у 57,9% изолятов, к цефтази-диму - у 55,9%, к цефепиму - у 51,9%, к меропенему -у 59,7% [39]. В более поздних исследованиях большинство изолятов P. aeruginosa проявляли высокие уровни устойчивости к ингибиторозащищенным пенициллинам -тикарциллину/клавуланату (97,6%) и пиперациллину/та-зобактаму (62,0%). Резистентность к антисинегнойным цефалоспоринам - цефтазидиму и цефепиму - проявляли 56,8% и 51,5% изолятов соответственно. Устойчивость к цефтазидиму/авибактаму выявлена у 41,6% изолятов. Согласно новым критериям EUCAST, 41,5% изолятов были резистентны к азтреонаму. Резистентность к карбапенемам - меропенему и имипенему - была отмечена у 55,5% и 67,5% изолятов соответственно. Среди не-бета-лактамных АМП наиболее высокий уровень резистентности отмечен для ципрофлоксацина (63,3%). Резистентность к аминогликозидам - гентамицину, то-брамицину и амикацину - проявляли 56,3%, 54,2% и 47,7% изолятов соответственно. Наиболее активными in vitro были полимиксины. К колистину были устойчивы только 1,4% изолятов [37].
В другом исследовании изоляты P. aeruginosa также обладали высокой устойчивостью к АМП, при этом отмечался значительный рост резистентности к пиперацил-лину/тазобактаму - с 32,4% в 2012 г. до 79,2% в 2017 г. Также наблюдался рост устойчивости к амикацину с 44,1% до 73,4%. У 3 (1,7%) штаммов P. aeruginosa, выде-
Садеева З.З. и соавт.
ленных в 2017 г., была выявлена резистентность к АМП всех исследуемых классов. У штаммов P. aeruginosa, выделенных в 2017 г., обнаружена более высокая устойчивость (> 70% ко всем анализируемым классам АМП, кроме полимиксинов) [35]. В нашем исследовании резистентными к пиперациллину/тазобактаму были 43% изо-лятов, к цефтазидиму - 74%. Резистентностью к аминог-ликозидам обладали до 65%, к ципрофлоксацину - 70% штаммов. Изолятов P. aeruginosa, резистентных к колистину, выявлено не было.
Бактерии рода Acinetobacter являются еще одной распространенной причиной нозокомиальных инфекций [38-40]: A. baumannii занимает второе место по частоте после P. aeruginosa. Известно, что A. baumannii обладает высокой природной резистентностью к большинству бета-лактамных АМП. Согласно результатам исследований, проведенных в 20102014 гг., нечувствительность к оксииминоцефалоспо-ринам выявлена более чем у 90% исследованных штаммов A. baumannii, а к карбапенемам - более 70% [11, 38-41]. В исследованиях 2015-2016 гг. большинство изолятов A. baumannii характеризовались высоким уровнем устойчивости к пиперациллину/тазо-бактаму, цефтазидиму и цефепиму. Резистентными к карбапенемам (имипенему и меропенему) были 77,4% и 77,1% соответственно. Крайне высокие показатели устойчивости отмечены для ципрофлоксацина (99%). Частота резистентности к аминогликозидам (амикацину, гентамицину, нетилмицину и тобрамицину) составляла 89,2%, 77,4%, 64,2% и 50,6% соответственно. Устойчивость к ко-тримоксазолу выявлена у 41,2% изо-лятов. Среди не-бета-лактамных АМП наиболее высокой in vitro активностью обладал колистин (0,9% резистентных изолятов) [42].
По результатам исследования, резистентность штаммов A. baumannii, выделенных в 2017 г., достигала 100% как к оксииминоцефалоспоринам, так и к карбапенемам. Единственным активным препаратом для лечения инфекции, вызванной A. baumannii, оставался поли-миксин. Однако в 2017 г. 2,5% выделенных штаммов A. baumannii оказались резистентны и к полимиксину, что свидетельствует о появлении серьезной проблемы при выборе АМП для лечения этих инфекций [35]. В нашей работе резистентность к ко-тримоксазолу составила 64%, а к остальным группам АМП - почти 100%. В динамике мы отмечали рост резистентности к меропенему и имипенему до 71%.
В настоящее время бактерии с множественной лекарственной устойчивостью, обитающие в экологических нишах больниц, создают проблемы при лечении [43]. Бактериологический профиль и паттерны лекарственной устойчивости, как правило, присущи учреждению, которое имеет дело с особой категорией пациентов [15]. Выявление распространенности генов резистентности среди микроорганизмов позволяет получить доказательства в пользу регулирования применения АМП. Такие данные обосновывают внедрение программ рационального использования АМП и стандартизированных руководств по инфекционному кон-
тролю. Знание модели устойчивости к АМП может мотивировать на разработку новых лекарств.
Наиболее распространенные карбапенемазы относятся к МБЛ класса В (VIM-, IMP- и NDM-типов) и серино-вым карбапенемазам класса D (OXA-48) и класса А (KPC). Быстрая диагностика инфекции и механизмов резистентности существенно влияет на исход заболевания [44]. На основании исследования, проведенного нашими коллегами, можно сделать вывод об увеличении продукции карбапенемаз у представителей порядка Enterobaderales в стационарах России. Это ведет к росту числа случаев неэффективной терапии, антибиотикорезистентно-сти и необходимости использования новых АМП [45].
У энтеробактерий чаще встречаются карбапене-мазы молекулярного класса D, относящиеся к группе OXA-48 (11,4%); молекулярного класса B, относящиеся к группе NDM-1 (2,7%); молекулярного класса А, относящиеся к группе KPC (< 0,1%). У 8 изолятов (0,3%) K. pneumoniae обнаружено одновременное наличие генов групп OXA-48 и NDM-1 [34].
По сравнению с результатами исследования «МАРАФОН» в 2015-2016 гг., у P. aeruginosa отмечается увеличение частоты продукции карбапенемаз, главным образом МБЛ группы VIM и сериновых карбапенемаз группы GES-5 [37]. У A. baumannii отмечают наличие генов приобретенных карбапенемаз молекулярного класса D, относящихся к группам 0XA-24/40 (57,5%), OXA-23 (18,4%) и OXA-58 (0,1%), причем у некоторых изолятов наблюдается одновременное наличие генов OXA-24/40-и OXA-23-подобных бета-лактамаз [42].
В нашем исследовании резистентность к карбапене-мам у изолятов K. pneumoniae была обусловлена продукцией карбапенемаз OXA-48, у P. aeruginosa - наличием гена VIM, у A. baumannii - 0XA-40 и OXA-23. Полученные нами результаты совпадают с данными других исследований.
Заключение
Результаты данного исследования свидетельствуют о широком распространении резистентности к большинству АМП среди штаммов K. pneumoniae, P. aeruginosa и A. baumannii, выделенных из крови и ликвора. Особенно вызывает настороженность рост резистентности к кар-бапенемам и полимиксинам. Это сопровождается увеличением количества продуцентов карбапенемаз. Так, доля штаммов K. pneumoniae, резистентных к меропенему и имипенему, составила 33% и 37% от всех изолятов соответственно. Резистентность к колистину и полимиксину у изолятов K. pneumoniae составила 33% и 24% соответственно. Среди P. aeruginosa резистентными к меропенему были 65% изолятов, к имипенему - 74%. Наиболее высокую in vitro активность в отношении P. aeruginosa проявляли полимиксины. Штаммов, нечувствительных к колистину, выявлено не было. A. baumannii оказались нечувствительным к меропенему в 64% случаев, к имипенему - 71%. Наиболее высокую in vitro активность в отношении A. baumannii проявил полимиксин, к нему не было ни одного резистентного штамма. К колистину оказались резистентны 29% изолятов.
Литература
1. Shamina O.V., Samoilova E.A., Novikova I.E., Lazareva A.V. Klebsiella pneumoniae: microbiological characteristics, antibiotic resistance and virulence. Rossijskij pediatricheskij zhurnal. 2020;23(3):191 -197. Russian. (Шамина О.В., Самойлова Е.А., Новикова И.Е., Лазарева А.В. Klebsiella pneumoniae: микробиологическая характеристика, ан-тибиотикорезистентность и вирулентность. Российский педиатрический журнал. 2020;23(3):191 -197.) DOI: 10.18821/1560-9561-2020-23-3-191-197
2. Santajit S., Indrawattana N. Mechanisms of antimicrobial resistance in ESKAPE pathogens. Biomed Res Int. 2016;2016:1-8. DOI: 10.1155/2016/2475067
3. Pendleton J.N., Gorman S.P., Gilmore B.F. Clinical relevance of the ESKAPE pathogens. Expert Rev Anti Infect Ther. 2013;11(3):297-308. DOI: 10.1586/eri.13.12
4. Boucher H.W., Talbot G.H., Bradley J.S., Edwards J.E., Gilbert D., Rice L.B., et al. Bad bugs, no drugs: no ESKAPE! An update from the Infectious Diseases Society of America. Clin Infect Dis. 2009;48(1):1-12. DOI: 10.1086/595011
5. Bassetti M., Vena A., Croxatto A., Righi E., Guery B. How to manage Pseudomonas aeruginosa infections.
Drugs Context. 2018; 29;7:212527. DOI: 10.7573/ dic.212527
6. Savinova T.A., Lazareva A.V., Shamina O.V., Kryzhanovskaya O.A., Chebotar I.V., Mayanskiy N.A Genotypes and metallo-beta-lactamases carriage in carbapenem-resistant Pseudomonas aeruginosa isolated from children in Moscow. Kliniceskaa mikrobiologia i antimikrobnaa himioterapia. 2018;20(4):370-374. Russian. (Савинова Т.А., Лазарева А.В., Шамина О.В., Крыжановская О.А., Чеботарь И.В., Маянский Н.А. Генотипы и носительство металло-бета-лактамаз среди карбапенеморезистентных Pseudomonas aeruginosa, выделенных у детей в г. Москве. Клиническая микробиология и антимикробная химиотерапия. 2018;20(4):370-374.) DOI: 10.36488/cmac.2018.4.370-374
7. Pfeifer Y., Cullik A., Witte W. Resistance to cephalosporins and carbapenems in Gram-negative bacterial pathogens. Int J Med Microbiol. 2010;300(6):371 -379. DOI: 10.1016/j.ijmm.2010.04.005
8. Russo T.A., Thomas A., Luke N.R., Beanan J.M., Olson R., Sauberan S.L., et al. The K1 capsular polysaccharide of Acinetobacter baumannii strain 307-0294 is a major
Садеева З.З. и соавт.
virulence factor. Infect Immun. 2010;78(9):3993-4000. DOI: 10.1128/iai.00366-10
9. Lazareva A.V., Chebotar I.V., Kryzhanovskaya O.A., Chebotar V.I., Mayansky N.A. Pseudomonas aeruginosa: pathogenicity, pathogenesis and pathology. Kliniceskaa mikrobiologia i antimikrobnaa himioterapia. 2015;17(3):170-186. Russian. (Лазарева А.В., Чеботарь И.В., Крыжановская О.А., Чеботарь В.И., Маянс-кий Н.А. Pseudomonas aeruginosa: патогенность, патогенез и патология. Клиническая микробиология и антимикробная химиотерапия. 2015;17(3):170-186.)
10. Zarrilli R., Pournaras S., Giannouli M., Tsakris A. Global evolution of multidragresistant Acinetobacter baumannii clonal lineages. Int J Antimicrob Agents. 2013;41(1):11-19. D0I:10.1016/j.ijantimicag.2012.09.008
11. Potron A., Poirel L., Nordmann P. Emerging broad-spectrum resistance in Pseudomonas aeruginosa and Acinetobacter baumannii: Mechanisms and epidemiology. Int J Antimicrob Agents. 2015;45(6):568-585. DOI: 10.1016/j. ijantimicag.2015.03.001
12. European Committee on Antimicrobial Susceptibility Testing. Clinical breakpoints - breakpoints and guidance. Version 10.0. 2020. Available at: www.eucast.org/ clinical_breakpoints. Accessed May 2020.
13. Exline M.C., Ali N.A., Zikri N., Mangino J.E., Torrence K., Vermillion B., et al. Beyond the bundle-journey of a tertiary care medical intensive care unit to zero central line-associated bloodstream infections. Crit Care. 2013;17(2):41. DOI: 10.1186/cc12551
14. Hugonnet S., Sax H., Eggimann P., Chevrolet J., Pittet D. Nosocomial bloodstream infection and clinical sepsis. Emerg Infect Dis. 2004;10(1):76-81. DOI: 10.3201/ eid1001.030407
15. Parameswaran R., Sherchan J. B., Muralidhar V. D., Mukho-padhyay C., Vidyasagar S. Intravascular catheterrelated infections in an Indian tertiary care hospital. J Infect Dev Ctries. 2010;5(6):452-458. DOI: 10.3855/jidc.1261
16. Healthcare Infection Control Practices Advisory Committee (HICPAC). Meeting Summary Report. October 11-12, 2012. Available at: www.cdc.gov/hicpac/minutes. Accessed May 2020.
17. Datta S., Wattal C., Goel N., Oberoi J. K., Raveendran R., Prasad K.J. A ten year analysis of multi-drug resistant blood stream infections caused by Escherichia coli and Klebsiella pneumoniae in a tertiary care hospital. Indian J Med Res. 2012;135(6):907-912. PMID: 22825611
18. Weinstein M.P., Towns M.L., Quartey S.M., Mirrett S., Reimer L.G., Parmigiani G., et al. The clinical significance of positive blood cultures in the 1990s: a prospective comprehensive evaluation of the microbiology, epidemiology, and outcome of bacteremia and fungemia in adults. Clin Infect Dis. 1997;24(4):584-602. DOI: 10.1093/clind/24.4.584
19. Weinstein M.P. Blood culture contamination: persisting problems and partial progress. J Clin Microbiol. 2003;41(6):2275-2278. DOI: 10.1128/jcm.41.6.2275-2278.2003
Садеева З.З. и соавт.
20. Calfee D.P., Farr B.M. Comparison of four antiseptic preparations for skin in the prevention of contamination of percutaneously drawn blood cultures: a randomized trial. J Clin Microbiol. 2002;40(5):1660-1665. DOI: 10.1128/ jcm.40.5.1660-1665.2002
21. Norberg A., Christopher N.C., Ramundo M.L., Bower J.R., Berman S.A. Contamination rates of blood cultures obtained by dedicated phlebotomy vs intravenous catheter. JAMA. 2003;289(6):726-729. DOI: 10.1001/jama.289.6.726
22. Rubin L. G., Sanchez P.J., Siegel J., Levine G., Saiman L., Jarvis W. R., et al. Evaluation and treatment of neonates with suspected late-onset sepsis: a survey of neonatologists' practices. Pediatrics. 2002;110(4):42. DOI: 10.1542/ peds.110.4.e42
23. Schifman R.B., Strand C.L, Meier F.A., Howanitz P.J. Blood culture contamination: a College of American Pathologists Q-Probes study involving 640 institutions and 497134 specimens from adult patients. Arch Pathol Lab Med. 1998;122(3):216-221. PMID: 9823858
24. Souvenir D., Anderson D.E., Palpant Jr.S., Mroch H., Askin S., Anderson J., et al. Blood cultures positive for coagulase-negative staphylococci: antisepsis, pseudo-bacteremia, and therapy of patients. J Clin Microbiol. 1998;36(7):1923-1926. DOI: 10.1128/jcm.36.7.1923-1926.1998
25. Chandrasekar P.H., Brown W.J. Clinical issues of blood cultures. Arch Intern Med. 1994;154(8):841. DOI: 10.1001/archinte.1994.00420080023003
26. Huang A.H., Yan J.J., Wu J.J. Comparison of five days versus seven days of incubation for detection of positive blood cultures by the Bactec 9240 system. Eur J Clin Microbiol Infect Dis. 1998;17(9):637-641. DOI: 10.1007/ s100960050147
27. Tokars J.I. Predictive value of blood cultures positive for coagulase-negative staphylococci: implications for patient care and health care quality assurance. Clin Infect Dis. 2004;39(3):333-341. DOI: 10.1086/421941
28. Ramsook C., Childers K., Cron S.G., Nirken M. Comparison of blood-culture contamination rates in a pediatric emergency room: newly inserted intravenous catheters versus venipuncture. Infect Control Hosp Epidemiol. 2000;21(10):649-651. DOI: 10.1086/501708
29. McQuillen K.K., Santucci K.A., Conrad M.A., Nelson D.G., Lewander W., Duffy S.J., et al. Intravenous catheter blood cultures: utility and contamination. Pediatrics. 1999;103(4):52. DOI: 10.1542/peds.103.4.e52
30. Buttery J.P. Blood cultures in newborns and children: optimising an everyday test. Arch Dis Child Fetal Neonatal Ed. 2002;87(1):25-28. DOI: 10.1136/fn.87.1.f25
31. Kutsevalova O.Yu., Kozel Yu.Yu., Rosenko D.A., Marty-nov D.V., Korshunkova O.V. Analysis of antibiotic resistance of the main gram-negative pathogens in hospitals in Rostov-on-Don and the region. Kliniceskaa mikrobio-logia i antimikrobnaa himioterapia. 2020;22(2):143-148. Russian. (Куцевалова О.Ю., Козель Ю.Ю., Ро-зенко Д.А., Мартынов Д.В., Коршункова О.В. Анализ антибиотикорезистентности основных грамотрицатель-
ных возбудителей в больницах Ростова-на-Дону и области. Клиническая микробиология и антимикробная химиотерапия. 2020;22(2):143-148.) DOI: 10.36488/ cmac.2020.2.143-148
32. Sukhorukova M.V., Eidelshtein M.V., Skleenova E.Yu., Ivanchik N.V., Mikotina A.V., Dekhnich A.V., et al. Antimicrobial resistance of nosocomial Enterobacteriaceae isolates in Russia: results of a multicentre epidemiological study "MARATHON" 2013-2014. Kliniceskaa mikrobio-logia i antimikrobnaa himioterapia. 2017;19(1):49-56. Russian. (Сухорукова М.В., Эйдельштейн М.В., Склеенова Е.Ю., Иванчик Н.В., Микотина А.В., Дех-нич А.В. и соавт. Антибиотикорезистентность но-зокомиальных штаммов Enterobacteriaceae в стационарах России: результаты многоцентрового эпидемиологического исследования "МАРАФОН" 20132014. Клиническая микробиология и антимикробная химиотерапия. 2017;19(1):49-56.)
33. Sukhorukova M.V., Edelstein M. V., Ivanchik N.V., Skleenova, E.Yu., Shajdullina E.R., Azizov I., et al. Antimicrobial resistance of nosocomial Enterobacterales isolates in Russia: results of multicenter epidemiological study "MARATHON 2015-2016". Kliniceskaa mikrobiologia i antimikrobnaa himioterapia. 2019;21(2):147-159. Russian. (Сухору-кова М.В., Эйдельштейн М.В., Иванчик Н.В., Скле-енова Е.Ю., Шайдулина Е.Р., Азизов И. и соавт. Устойчивость к антибиотикам внутрибольничных штаммов Enterobacterales в стационарах России: результаты многоцентрового эпидемиологического исследования «МАРАФОН 2015-2016». Клиническая микробиология и антимикробная химиотерапия. 2019;21(2):147-159.) DOI: 10.36488/cmac.2019.2.147-159
34. Pervukhin S.A., Statsenko I.A., Ivanova E.Yu., Palmash A.V., Vitkovskaya I.V., Zhidkova O.V., et al. Antimicrobial resistance of Gram-negative pathogens of nosocomial pneumonia in intensive care unit patients. Kliniceskaa mikrobiologia i antimikrobnaa himioterapia. 2019;21(1):62-68. (Первухин С.А., Стаценко И.А., Иванова Э.Ю., Пальмаш А.В., Витковская И.В., Жидкова О.В. и соавт. Устойчивость к антибиотикам грамотрицательных возбудителей внутрибольничной пневмонии у больных реанимации. Клиническая микробиология и антимикробная химиотерапия. 2019;21(1):62-68.) DOI: 10.36488/ cmac.2019.1.62-68
35. Eidelshtein M.V., Sukhorukova M.V., Skleenova E.Yu., Ivanchik N.V., Mikotina A.V., Shek E.A., et al. Antimicrobial resistance of nosocomial Pseudomonas aeruginosa isolates in Russian: results of a multicentre epidemiological study "MARATHON" 2013-2014. Kliniceskaa mikrobiologia i antimikrobnaa himioterapia. 2017;19(1):37-41. Russian. (Эйдельштейн М.В., Сухорукова М.В., Склеенова Е.Ю., Иванчик Н.В., Микотина А.В., Шек Е.А. и соавт. Анти-биотикорезистентность нозокомиальных штаммов Pseudomonas aeruginosa в стационарах России: результаты многоцентрового эпидемиологического исследования «МАРАФОН» 2013-2014. Клиническая микробиология и антимикробная химиотерапия. 2017;19(1):37-41.)
36. Eidelstein M.V., Sukhorukova E.A., Skleenova E.Yu ., Ivanchik N.V., Shajdullina E.R., Mikotina A.V. et al. Antimicrobial
resistance, carbapenemase production, and genotypes of nosocomial Pseudomonas aeruginosa isolates in Russia: results of multicenter epidemiological study "MARATHON 2015-2016". Kliniceskaa mikrobiologia i antimikrobnaa himioterapia. 2019;21(2):160-170. Russian. (Эйдельштейн М.В., Сухорукова Е.А., Склеенова Е.Ю., Иванчик Н.В., Шайдулина Е.Р., Микотина А.В. и соавт. Устойчивость к антибиотикам, продукция карбапенемаз и генотипы внутрибольничных штаммов Pseudomonas aeruginosa в российских больницах: результаты многоцентрового эпидемиологического исследования «МАРАФОН 2015-2016». Клиническая микробиология и антимикробная гемотерапия. 2019;21(2):160-170.) DOI: 10.36488/cmac.2019.2.160-170
37. Gordinskaya N.A., Sabirova E.V., Abramova N.V., Dudareva E.V., Savochkina Yu.A. Characteristics of nosocomial strains of Acinetobacter spp. in a trauma center. Kliniceskaa mikrobiologia i antimikrobnaa himioterapia. 2013;15(2):143-146. Russian. (Гординская Н.А., Сабирова Е.В., Абрамова Н.В., Дударева Е.В., Савочкина Ю.А. Особенности внутрибольничных штаммов Acinetobacter spp. в травматологической клинике. Клиническая микробиология и антимикробная химиотерапия. 2013;15(2):143-146.)
38. Sukhorukova M.V., Eidelshtein M.V., Skleenova E.Yu., Ivanchik N.V., Shek E.A., Dekhnich A.V., et al. Antimicrobial resistance of nosocomial Acinetobacter spp. isolates in Russia: results of multicenter epidemiological study "MARATHON" 2013-2014. Kliniceskaa mikrobiologia i antimikrobnaa himioterapia. 2017;19(1):42-48. Russian. (Сухорукова М.В., Эйдельштейн М.В., Склеенова Е.Ю., Иванчик Н.В., Шек Е.А., Дехнич А.В и соавт. Антибиотикорезистентность нозокомиальных штаммов Acinetobacter spp. в стационарах России: результаты многоцентрового эпидемиологического исследования «МАРАФОН» 2013-2014. Клиническая микробиология и антимикробная химиотерапия. 2017;19(1):42-48.)
39. Bogomolova N.S., Bolshakov L.V., Kuznetsova S.M. Problems of treatment of purulent-inflammatory complications caused by Acinetobacter. Anesteziologija i reanimatologija. 2014;1:26-32. Russian. (Богомолова Н.С., Большаков Л.В., Кузнецова С.М. Проблемы лечения гнойно-воспалительных осложнений, вызванных Acinetobacter. Анестезиология и реаниматология. 2014;1:26-32.)
40. Martinovich A.A. Resistance trends and epidemiology of Acinetobacter infections in Russia. Kliniceskaa mikrobiologia i antimikrobnaa himioterapia. 2010;12(2):96-105. Russian. (Мартинович А.А. Динамика устойчивости к противоми-кробным препаратам и эпидемиология инфекций, вызываемых Acinetobacter spp. в России. Клиническая микробиология и антимикробная химиотерапия. 2010;12 (2):96-105.)
41. Shek E.A., Sukhorukova M.V., Edelstein M.V., Skleenova E.Yu., Ivanchik N.V., Shajdullina E.R., et al. Antimicrobial resistance, carbapenemase production, and genotypes of nosocomial Acinetobacter spp. isolates in Russia: results of multicenter epidemiological study "MARATHON 2015-2016". Kliniceskaa mikrobiologia
Садеева З.З. и соавт.
i antimikrobnaa himioterapia. 2019;21(2):171 -180. Russian. (Шек Е.А., Сухорукова М.В., Эдельштейн М.В., Склеенова Е.Ю., Иванчик Н.В., Шайдуллина Е.Р. и со-авт. Устойчивость к антибиотикам, образование кар-бапенемаз и генотипы внутрибольничных штаммов Acinetobacter spp. в больницах России: результаты многоцентрового эпидемиологического исследования «МАРАФОН 2015-2016». Клиническая микробиология и антимикробная химиотерапия. 2019;21(2):171-180.) DOI: 10.36488/cmac.2019.2.171 -180
42. Kang C.I., Kim S.H., Park W.B., Lee K.D., Kim H.B., Kim E.C., et al. Bloodstream infections caused by antibiotic-resistant gram-negative bacilli: risk factors for mortality and impact of inappropriate initial antimicrobial therapy on outcome. Antimicrob Agents Chemother. 2005;49(2):760-766. DOI: 10.1128/aac.49.2.760-766.2005
43. Kumar A., Roberts D., Wood K.E., Light B., Parrillo J.E., Sharma S., et al. Duration of hypotension before
initiation of effective antimicrobial therapy is the critical determinant of survival in human septic shock. Crit Care Med. 2006;34(6):1589-1596. DOI: 10.1097/01. ccm.0000217961.75225.e9
44. Shaidullina E.R., Eidelstein M.V., Skleenova E.Yu., Sukhorukova M.V., Kozlov R.S. Antibiotic resistance of nosocomial carbapenemase-producing strains of Ente-robacterales in Russia: results of an epidemiological study 2014-2016. Kliniceskaa mikrobiologia i antimikrobnaa himioterapia. 2018;20(4):362-369. Russian. (Шайдул-лина Е.Р., Эйдельштейн М.В., Склеенова Е.Ю., Сухо-рукова М.В., Козлов Р.С. Устойчивость к антибиотикам внутрибольничных штаммов Enterobacterales, продуцирующих карбапенемазы, в России: результаты эпидемиологического исследования 2014-2016 гг. Клиническая микробиология и антимикробная химиотерапия. 2018;20(4):362-369.) DOI: 10.36488/ cmac.2018.4.362-369
Садеева З.З. и соавт.
