CC BY
1006
УДК 591.28
Метаболизм холестерина мозга и его нарушения: связь с нейродегенерацией и синаптической дисфункцией
А. М. Петров*, М. Р. Касимов, А. Л. Зефиров
Казанский государственный медицинский университет МЗ РФ, кафедра нормальной физиологии, 420012, Казань, ул. Бутлерова, 49 *E-mail: [email protected] Поступила в редакцию 11.09.2015
РЕФЕРАТ Холестерин биологических мембран является не только важным структурным компонентом, но и принимает участие в компартментализации и сигнализации. Особенно высоко содержание холестерина в мозге, где он концентрируется в миелине и синаптических мембранах. Исследования последних лет указывают на особое значение холестерина в осуществлении синаптической передачи, также предполагается наличие взаимосвязей между изменениями гомеостаза холестерина и дисфункциями нервной системы. Нарушение синтеза, утилизации и транспорта холестерина в мозге наблюдается при многих нейродегенеративных заболеваниях. Однако до сих пор непонятно, на каком этапе происходят альтерации метаболизма холестерина и какое место это занимает в патогенезе. Одной из причин когнитивных нарушений и массивной нейродегенерации могут быть процессы, связанные с дефектами синаптической передачи. При этом аномалии в обмене холестерина могут выступать в роли пусковых факторов развития дисбаланса синаптической передачи. В данном обзоре мы сфокусировались на описании гомеостаза мозгового холестерина в норме и при ряде патологий (болезни Гентингтона, Нимана-Пика типа С, синдроме Смита-Лемли-Опица), рассмотрели возможные механизмы влияния мембранного холестерина на синаптические процессы. Нарушения обмена холестерина при болезни Альцгеймера, Паркинсона и расстройствах аутистического спектра будут рассмотрены в следующей статье.
КЛЮЧЕВЫЕ СЛОВА липидные рафты, нейродегенеративные заболевания, оксистеролы, синаптическая передача, холестерин.
СПИСОК СОКРАЩЕНИЙ ABC - АТР-связывающие кассетные транспортеры; ACAT1 - ацетил-СоА-хо-лестерин-ацилтрансфераза; ApoE - аполипопротеин E; BDNF - нейротрофический фактор мозга; ГМГ-СоА - 3-гидрокси-3-метилглутарил-СоА; ГХ - гидроксихолестерин; ГЭБ - гематоэнцефалический барьер; Dhcr7 - 7-дегидрохолестеролредуктаза; LDL-рецептор - рецептор липопротеинов низкой плотности; LRP -белок, подобный рецептору LDL; LX-рецептор - печеночный рецептор Х; МЦД - метил-Р-циклодекстрин; СYP46A1 - холестерин-24-гидроксилаза; CYP27A1 - холестерин-27-гидроксилаза; CYP7B1 - оксистерол-7а-гидролаза; ЭПР - эндоплазматический ретикулум.
БАЛАНС ХОЛЕСТЕРИНА В МОЗГЕ
Общие сведения об источниках холестерина в мозге
Холестерин - основной липидный компонент мозга (23-25% всего холестерина сосредоточено в мозге), содержание которого поддерживается на уровне 15-30 мг/г ткани, средний показатель в других тканях - 2-3 мг/г [1]. В течение эволюции холестерин приобрел специфические функции в ЦНС. Обогащенные холестерином миелиновые муфты
уменьшают проницаемость для ионов, позволяя электрическим импульсам распространяться вдоль аксонов с высокой скоростью. Изобилие холестерина в синаптических мембранах необходимо для формирования и стабилизации синаптического контакта, осуществления нейропередачи. Продукция холестерина является лимитирующим фактором роста нервных отростков [2, 3].
В клетках млекопитающих холестерин синтезируется при участии более 30 ферментов. Вне ЦНС холестерин образуется как эндогенно (около 50-60%),
так и захватывается из липопротеинов (с усвоенными из пищи липидами), циркулирующих в крови. Однако липопротеины плазмы не проникают (или очень слабо проникают) через гематоэнцефалический барьер (ГЭБ), и почти весь (более 95%) холестерин мозга синтезируется in situ преимущественно в глиальных клетках [1]. Интенсивное проникновение стеролов из плазмы в мозг наблюдается только при нарушении ГЭБ [4]. Частичное нарушение проницаемости ГЭБ может происходить в процессе старения. Более выраженные повреждения ГЭБ выявлены при ней-родегенеративных заболеваниях, что способствует развитию патологии [5, 6]. Так, у мышей с дефицитом перицитов, важного компонента ГЭБ, возникает прогрессирующая с возрастом нейродегенерация [4, 6].
Холестерин мозга сосредоточен в двух основных пулах. Меньший по размеру относительно быстро метаболизирующийся пул (время жизни 5-10 месяцев, 8 мг/г) представлен холестерином плазматических мембран нейронов (10%) и глии (20%). Большая часть (70%) холестерина ЦНС содержится в миелине (40 мг/г) и метаболически стабильна (время жизни ~ 5 лет) [7]. Максимальный синтез холестерина происходит во время активной миелинизации (первые недели-месяцы постнатального развития) мозга олигодендроцитами. При этом олигодендроциты используют для синтеза холестерина кетоновые тела (за счет метаболизирующих кетоны ферментов), концентрация которых в крови на порядок выше в период миелинизации. Если специфично нарушить синтез холестерина в олигодендроцитах, то они начнут захватывать холестерин из внеклеточных источников, но скорость миелинизации будет крайне медленной [8]. После завершения миелинизации синтез холестерина снижается на 90% и в зрелом мозге протекает с низкой интенсивностью преимущественно в астроцитах, а также в 5 раз медленнее - в нейронах [1]. Нейроны производят холестерин, необходимый для выживания, дифференцировки аксонов и ден-дритов, формирования новых «неэффективных» синапсов. Стимулировать образование холестерина нейронами может нейротрофический фактор мозга (BDNF) [9]. Для масштабного формирования функциональных синапсов (особенно пресинаптических частей, удаленных от сомы) требуется холестерин астроцитарного происхождения. Нейроны в культуре проявляют в 10 раз больше возбуждающей синаптической активности и образуют в 5-7 раз больше синапсов в присутствии астроцитов, что частично связано с продукцией холестерина астро-цитами. В целом, продукция холестерина нейронами важна на ранних стадиях развития мозга, тогда как для взрослого организма не требуется синтез холестерина нейронами [1, 7].
Регуляция синтеза холестерина
Синтез холестерина начинается с превращения ацетил-СоА ферментом ГМГ-СоА-синтетазой в 3-гидрокси-3-метилглутарил-СоА (ГМГ-СоА), который затем конвертируется ГМГ-СоА-редуктазой в мевалонат. Последняя реакция представляет собой лимитирующий и необратимый этап биосинтеза холестерина, который ингибируется статинами. Существуют два пути синтеза холестерина (рис. 1). В нейронах обнаруживаются преимущественно стеролы, принадлежащие к пути Kandutsch-Russell (7-дегидрохолестерин, ланостерол), тогда как в астроцитах - к пути Bloch (десмостерол) [10]. Холестерин синтезируется на территории эндоплаз-матического ретикулума (ЭПР). Причем содержание холестерина в ЭПР подвержено более сильным колебаниям, чем в плазматической мембране, и именно от концентрации холестерина в ЭПР зависит его синтез клеткой. ЭПР содержит неактивный связанный с мембраной фактор транскрипции SREBP-2 (белок, связывающий регулируемый стеролами элемент), который взаимодействует с неактивной протеа-зой SCAP (белок, расщепляющий и активирующий SREBP), содержащей чувствительный к холестерину домен. Когда холестерина много, комплекс SREBP-2/ SCAP удерживается в ЭПР молекулами INSIG-1 и -2 (белки 1 и 2, индуцируемые инсулином). При снижении содержания холестерина в ЭПР INSIG отсоединятся от комплекса SREBP-2/SCAP, при этом комплекс направляется в аппарат Гольджи, где SREBP-2 расщепляется протеазой SCAP с образованием активного несвязанного с мембраной N-концевого домена SREBP-2, проникающего в ядро и запускающего экспрессию более 30 генов, содержащих SRE (элемент, регулируемый стеролами) в промоторной области и ответственных за синтез холестерина (рис. 2) [1, 10-12].
При дефиците SCAP содержание холестерина в мозге снижается на 30-40%, что сопровождается нарушением синаптической передачи [13]. Мутация SCAP в астроцитах ведет к микроцефалии, моторным и поведенческим дефектам, которые можно снизить, увеличив потребление холестерина с пищей [14]. Отсутствие SCAP в шванновских клетках вызывает задержку формирования миелина с типичными неврологическими симптомами, тремором и атакти-ческой походкой [15]. Блокирование синтеза холестерина снижает экспрессию ряда белков, образующих комплексы с холестерином, например, основных белков миелина [8].
Однажды синтезированный холестерин покидает ЭПР везикулярным и невезикулярным путем (при участии переносчиков) и направляется в плазматическую мембрану, в результате в ЭПР поддержи-
Глюкоза
гликолиз
Долихилпирофосфат
Убихинон ■
Геранилгеранилпирофосфат-
Пренилирование белков
желчные кислоты
- Ацил-СоА+ Ацил-СоА
\ ГМГ-СоА-синтаза
ГМГ-СоА
| ГМГ-СоА-редуктаза Мевалонат
Фарнезилпирофосфат
Сквален
| Скваленэпоксидаза Ланостерол
-окисление
Пальмитат
путь Bloch
Зимостерол 7-дегидродесмостерол
|DHCR7 Десмостерол
DHCR24
CYP46A1
24-гидроксихолестерин
Холестерин АФК
ферменты
путь Kandutsch-Russell
24,25-дигидроланостерол Местенол Латостерол 7-дегидрохолестерин
7-дегидрохолестерол-редуктаза ACAT1 ш
■ Эфиры холестерина
CYP27A1
27-гидроксихолестерин
Холестан-3в,5а,6в-триол
Дендрогенины
3в,7а-дигидроксихолест-5-ен-26-овая кислота
7а-гидроксихолестерин холестерол- 7в-гидроксихолестерин эпоксид-
, гидролаза 5,6а-эпоксихолестерин 5,6в-эпоксихолестерин
7-кетохолестерин 3в-гидроксихолест-5-ен-26-овая
CYP7B1
кислота
Протекция
Токсичность
Рис. 1. Синтез холестерина и образование оксистеролов. Холестерин образуется из ацетил-СоА в ходе многоступенчатого ферментативного процесса. Известны два пути синтеза холестерина, Bloch и Kandutsch-Russell. Холестерин может депонироваться в виде эфиров или окисляться ферментативным и неферментативным путем с образованием оксистеролов. Описано большое разнообразие оксистеролов, каждый из которых может специфически влиять на клеточные процессы. Подробные объяснения в тексте
вается низкий уровень холестерина. Образование контакта между ЭПР и плазматической мембраной может быть кратчайшим путем транспорта липидов из мест синтеза к поверхности клетки [11, 16].
Депонирование, эфиры холестерина
В нейронах и других клетках избыток холестерина может превращаться в эфиры холестерина. Во взрослом мозге ~1% холестерина представлен эфирами и входит в состав липидных капель. Кратковременный пик этерификации, которой подвергаются более 5% холестерина, наблюдается в отдельном регионе мозга в начале периода миелиниза-ции. Эфиры холестерина могут служить резервом, который используется при миелинизации и формировании синаптических контактов. Накопление эфиров может быть связано с увеличением активности ацетил-СоА-холестерин-ацилтрансферазы (ACAT1/SOAT1), вызванного повышением уровня холестерина в ЭПР. Ингибирование ACAT1 сильно (на 86%) снижает концентрацию эфиров холестерина. Нейротоксичные компоненты и окислительный стресс, наоборот, увеличивают активность АСАТ1 [17]. ACAT1 более активна в нейронах, чем в глиаль-ных клетках. Однако в астроцитах ACAT1 активируется при нарушении выброса холестерина или перегрузки экзогенным холестерином [18]. Основной субстрат для этерификации холестерина поставляет фермент ЭПР стерол-СоА-десатураза, которая катализирует синтез мононенасыщенных жирных кислот из насыщенных жирных кислот [11].
В клетке эфиры холестерина постоянно разрушаются гидролазой. В норме уровень эфиров холестерина в мозге низкий и гидролаза способна превращать их в холестерин. При значительном повышении концентрации эфиров гидролаза «не справляется», и эфиры холестерина образуют липидные капли в цитоплазме нейронов [1].
Межклеточный транспорт холестерина
Для транспорта холестерина мозг использует свои собственные липопротеины, состоящие из апо-липопротеинов (в основном E, 39 кДа) и липидов. Астроциты - главные продуценты холестерина и аполипопротеина Е (ApoE), которые вместе с фосфолипидами собираются в липопротеиновые комплексы (ApoE-частицы) (рис. 2). Сердцевина липопротеиновых частиц собирается в ЭПР, а обогащение липидами и секреция ApoE-частиц осуществляются с помощью одного или нескольких АТР-связывающих кассетных транспортеров (ABC), таких, как ABCA1, ABCG1 и ABCG4 [19-21]. ABCA1 катализирует начальную стадию переноса липидов на «свободные» аполипопротеины, формируя «рож-
дающиеся» частицы, которые затем полностью «наполняются» липидами и выбрасываются из клетки на второй стадии процесса с участием ABCG1/ ABCA1 [22]. Недостаточно обогащенные липидами частицы (например, при дефиците ABCA1) быстрее катаболизируются, что сопровождается снижением уровня ApoE в мозге. Инактивация ABCA1 в мозге вызывает астроглиоз и усиление экспрессии воспалительных генов, а также изменяет синаптическую передачу и сенсомоторное поведение [23].
Главными потребителями липопротеинов являются нейроны, которые захватывают липопротеины с помощью рецепторов, принадлежащих к семейству рецепторов липопротеинов низкой плотности: LDL-рецепторы и белки, подобные LDL-рецепторам (LRP, LRP1B, LRP2/мегалин, LRP4, LRP5/6, LRP8/ APOER2, LRP11/SORL1). Эти рецепторы связывают также белки, участвующие в развитии мозга (Sonic hedgehog, Wnt, релин), протеазы и ингибиторы про-теаз (а2-макроглобин), переносчики витаминов, ша-пероны, медиаторы воспаления [21]. Основной рецептор, опосредующий захват ApoE-частиц - LRP1, характеризуется высокой транспортной емкостью за счет высокой скорости эндоцитозного рециклирования (рис. 2). LRP1 экспрессируется преимущественно в нейронах, а рецептор LDL - в глии [24]. Делеция LRP1 в нейронах ведет к глобальному нарушению метаболизма холестерина и нейродеге-нерации [25]. После рецептор-опосредованного эн-доцитоза везикулы доставляют липидные частицы в поздние эндосомы/лизосомы. Сразу после эндо-цитоза ApoE отделяется от липидных компонентов и не направляется в лизосомы, а возвращается обратно на поверхность, т.е. подвергается рецикли-зации (рис. 2) [26]. Холестерин покидает поздние эндосомы/лизосомы при участии белков NPC1 и NPC2 и направляется в плазматическую мембрану или мембрану ЭПР, содержанием холестерина в которой по принципу отрицательной обратной связи (через путь SREBP-2/SCAP/INSIG-1) регулируются гены, вовлеченные в гомеостаз холестерина [16]. Предполагается, что в полости эндолизосомы холестерин связывается с NPC2 (трансмембранный белок), а затем взаимодействует с NPC1 (внутри-люменальный белок). В итоге холестерин оказывается огражденным от водной среды белками NPC1 и NPC2, после чего перебрасывается в ЭПР или плазматическую мембрану [27].
Взаимодействие между ApoE-частицами и рецепторами запускает пути внутриклеточной сигнализации, что важно для нормального функционирования и выживания нейронов [20, 21]. Например, синтез ApoE глиальными клетками более чем в 150 раз ускоряет репарацию нерва после повреждения [28].
ФерментЫ,
Нейрон
Рис. 2. Метаболизм холестерина в мозге. Нейрон-глиальные отношения. Основное количество холестерина (Х) во взрослом мозге продуцируется астроцитами с помощью ферментов эндоплазматического ретикулума (ЭПР). Синтез холестерина регулируется белками 1№Ю, SREBP и SCAP. При высоком уровне холестерина все белки удерживаются в составе комплекса в ЭПР, а снижение уровня холестерина вызывает распад комплекса, перемещение SREBP и SCAP в комплекс Гольджи, где протеаза SCAP отщепляет от SREBP активный фактор транскрипции, проникающий в ядро и запускающий экспрессию генов, отвечающих за синтез и транспорт холестерина. На территории ЭПР собирается липопротеиновая частица с АроЕ, которая попадает в эндосомы и секретируется во внеклеточную среду. Вновь синтезированный холестерин невезикулярным путем с помощью АТР-связывающих кассетных транспортеров (АВСА1) переносится из ЭПР в эндосомы или во внеклеточную среду. Инкрустированные холестерином АроЕ-частицы взаимодействуют с рецепторами на нейронах (LRP1), захватываются посредством эндоцитоза и направляются в лизосомы/поздние эндосомы. В эндолизосомах холестерин при участии белков №С1 и 2 перемещается в плазматическую мембрану или в ЭПР. В доставке холестерина в плазматическую мембрану принимает участие кавеолин-1 (Cav-1). В ЭПР находится СYP46A1, окисляющий холестерин до 24-гидроксихоле-стерина (24-ГХ), способного проникать через гематоэнцефалический барьер (ГЭБ) и попадать в циркуляцию, где связывается с липопротеинами низкой и высокой плотности (ЛНП, ЛВП). Избыток 24-ГХ в крови может окислять липопротеины плазмы (О-ЛП), которые с помощью скавенджер-рецептора ^-Р) могут аккумулироваться в лейкоцитах. 24-ГХ связывается с цитоплазматическими LX-рецепторами астроцитов (и нейронов), затем комплекс 24-ГХ^Х-рецептор проникает в ядро и индуцирует экспрессию генов АроЕ и АВСА1, способствующих доставке холестерина из астроцитов в нейроны. Часть холестерина в составе комплексов с АроА1 может выбрасываться из нейронов и перебрасываться через ГЭБ. Избыток холестерина в ЭПР подвергается этерификации при участии фермента АСАТ1, образующиеся эфиры холестерина откладываются в виде капель в цитоплазме. Фермент стерол-СоА-десатураза (SCD) поставляет мононенасыщенные жирные кислоты для этерификации холестерина. Образование эфиров холестерина (в составе АроЕ-частиц, АроЕ-ХЭ) во внеклеточной среде связано с ферментом LCAT, секретируемым астроцитами. В митохондриях многих клеток (в частности, макрофагов) присутствует фермент CYP27A1, окисляющий холестерин до 27-гидроксихолестерина (27-ГХ), который может проникать в мозг через ГЭБ и менее эффективно, чем 24-ГХ, активировать LX-рецептор. 27-ГХ может преобразовываться ферментом нейронов CYP7B1 в 7а-гидрокси-3-оксо-4-холестеновую кислоту (ХК), которая выбрасывается из мозга в циркуляцию. Хотя ГЭБ не пропускает холестерин крови в мозг, эндотелиальные клетки ГЭБ содержат АВС-транспортеры, LRP1 и S-Р, что указывает на существование путей взаимного влияния мозгового и периферического холестерина
Экскреция холестерина из мозга. Оксистеролы
Из организма человека ежедневно выводится около 1 г холестерина: 0.5 г в виде желчных кислот, 0.5 г -как неметаболизированный холестерин или бактериальный метаболит копростанол. В мозге практически отсутствуют механизмы разрушения холестерина. Однако 0.02-0.04% (6-12 мг) холестерина мозга удаляются каждый день [1] преимущественно в форме 24-гидроксихолестерина (24-ГХ, 6-8 мг/день). 24-ГХ (в гомогенате мозга, 30 мкМ) проникает через ГЭБ (диффузией или при участии анионного транспортера, oatp2), в крови связывается с липопротеинами низкой плотности, поглощается гепатоцитами и выводится в составе желчи [7]. Небольшая часть холестерина покидает мозг в виде АроЕ/А-частиц через ГЭБ. Экспрессирующийся преимущественно в нейронах ABCA1 способен освобождать избыток холестерина в виде АроА1-частиц, которые перебрасываются через ГЭБ при участии LRP1 и скавенджер-рецептора класса 1 B (SR1B) [29]. Увеличение или снижение экспрессии ABCA1 в нейронах усиливает или снижает выведение холестерина соответственно [20].
24-ГХ продуцируется холестерин-24-гидрокси-лазой (CYP46A1), которая в норме экспрессируется в телах и дендритах некоторых нейронов (больших пирамидных клетках коры, гиппокампа, амигдалы, скорлупы, таламуса, клетках Пуркинье) (рис. 2) [7]. При патологических состояниях и после травмы CYP46A1 может появиться в ненейрональных клетках (астроциты, микроглия, макрофаги) [11]. В мозге 24-ГХ (как и другие оксистеролы) активирует ядерный LX-рецептор астроцитов и нейронов, который усиливает экспрессию белков, обеспечивающих синтез холестерина и его транспорт (ABCA1, ApoE). Следовательно, увеличение выведения холестерина из мозга способствует его синтезу в астроцитах и доставке нейронам. Повышение же уровня холестерина в ЭПР может стимулировать CYP46A1 [1]. Таким образом, в мозге формируется кругооборот продукции и экскреции холестерина. Если его остановить за счет мутации гена CYP46A1 (мыши CYP46A1 -/-, содержание 24-ГХ у которых составляет 5% от уровня у мышей дикого типа), то концентрация холестерина в мозге не возрастет, так как на 40-50% уменьшится его производство [7]. Сверхэкспрессия CYP46A1, увеличивающая продукцию 24-ГХ, также не изменяет уровень холестерина, так как возрастает его синтез [30]. Образование 24-ГХ в нейронах подавляется этерификацией холестерина, поэтому удаление гена ACAT1, на 13% снижающее общее содержание холестерина в мозге, на 32% повышает уровень 24-ГХ [17].
Повышение активности CYP46A1 наблюдается при стимуляции синаптической передачи. Уже через 30 мин синаптической активности в глутаматер-
гическом синапсе уровень мембранного холестерина немного, но достоверно снижается за счет освобождения 24-ГХ во внеклеточное пространство. При этом СYP46A1 перемещается от ЭПР к плазматической мембране и активируется. Этот процесс зависит от повышения уровня цитозольного Са2+ и функционирования чувствительного к Са2+ белка STIM2 в полости ЭПР [31]. По мере старения, в нейронах повышается продукция активных форм кислорода, которые усиливают экспрессию СYP46А1, в результате чего наблюдается прогрессирующая потеря холестерина синаптическими мембранами [32].
Другой оксистерол - 27-ГХ - главный метаболит холестерина в системной циркуляции, где его концентрация в норме составляет 0.15-0.73 мкМ, а при ряде патологий (например, при атеросклерозе) может достигать миллимолярного уровня [33]. 27-ГХ синтезируется из холестерина митохондриальным ферментом CYP27A1 почти во всех клетках (рис. 2). В нейронах, астроцитах и олигодендроцитах 27-ГХ образуется в очень низкой концентрации и выводится из мозга через ГЭБ [34]. Однако 27-ГХ, продуцируемый периферическими тканями, может проникать в мозг (5 мг/день). В норме соотношение 27-ГХ : 24-ГХ составляет 1 : 8 во фронтальной коре, 1 : 5 в затылочной коре и 1 : 10 в базальных ядрах [35]. Оксистерол-7а-гидролаза (CYP7B1) катализирует превращение 27-ГХ в 7а-гидрокси-3-оксо-4-холестеновую кислоту, которая удаляется через ГЭБ [1]. Интенсивное образование 27-ГХ происходит при гиперхолестеринемии и окислительном стрессе [34]. При окислительном стрессе существенная часть холестерина может превращаться в 27-ГХ, который аккумулируется в мозге, увеличивая риск нейродегенерации [33].
Макрофаги могут в значительных количествах производить 25-гидроксихолестерин (25-ГХ) с помощью холестерин-25-гидролазы, локализованной в ЭПР. В тканях (в том числе в мозге) экспрессия этого фермента повышается при индукции врожденного иммунного ответа, а образующийся 25-ГХ оказывает противовирусный эффект и способствует этери-фикации холестерина за счет усиления активности АСАТ1. В мозге концентрация 25-ГХ составляет примерно 1 мкМ и может локально повышаться при ней-родегенеративных заболеваниях. Следует отметить, что синтез следовых количеств 25-ГХ могут катализировать CYP46A1 и CYP27A1, а метаболизируется 25-ГХ при участии CYP7B1 [36].
ОСТРОВКИ ХОЛЕСТЕРИНА В МОЗГЕ
Кратко о липидных рафтах
В нервной системе связь между организацией мембраны и клеточными процессами более выражена,
чем в других тканях. Нейроны и в меньшей степени глия - высокополяризованные клетки, содержащие различные мембранные компартменты: аксон, ден-дриты, синаптические мембраны, миелиновые муфты, перехваты и т.п. Даже внутри отдельного региона мембраны молекулы движутся не свободно, а формируют микродомены, обогащенные холестерином и сфинголипидами (липидные рафты). Холестерин выступает в роли «клея», объединяя липидные и белковые компоненты в микродомен [37]. Сфинголипиды (в частности, гликолипиды) мозга характеризуются высокой степенью структурного разнообразия, и отдельные популяции нейронов, глиальных клеток и разные рафты одной клетки обогащены различными гликолипидами. В ходе развития мозга и дифференцировки нейронов наблюдается увеличение экспрессии и разнообразия гликолипидов [3]. Нарушение синтеза сложных гликолипидов в нейронах вызывает тяжелые неврологические/синап-тические нарушения и гибель в течение 3 недель после рождения [38]. В целом, липидный состав раф-тов мозга зависит от региона, типа клетки и стадии развития. Отдельные рафты могут включать специфичные белковые компоненты (рецепторы, ионные каналы, белки экзо- и эндоцитоза, ферменты), которые на территории рафта создают сигнальные комплексы/специализированные компартменты [3, 24]. Например, высокое содержание холестерина/раф-тов - одна из причин существенно более медленной диффузии многих белков в синаптических сайтах, чем во внесинаптических регионах [39]. Увеличение концентрации холестерина и сфинголипидов усиливает объединение (коалесценцию) рафтов, вызывая появление в мембране больших (микрометровых) стабильных суперрафт-доменов (платформ). В живых клетках липидные платформы могут формироваться за счет сцепления содержащихся в разных рафтах белков при их связывании с одной и той же молекулой внеклеточного лиганда (например, фактора роста) или каркасными белками и белками цито-скелета. Фосфорилирование обычно облегчает слияние белков рафтов за счет усиления белок-белковых взаимодействий. Слияние рафтов имеет значение в мембранном транспорте, в трансдукции сигналов и других процессах [3].
С рафтами ассоциированы многие вовлеченные в сигнализацию белки, в том числе кавеолины, которые имеют каркасный домен, служащий сайтом взаимодействия с метаботропными рецепторами, G-белками, NO-синтазой, аденилатциклазой, фосфоинозитол-3-киназой, MAP-, Src-киназами, протеинкиназами А и С [40]. В нейронах кавеолин-1 колокализуется со специфичным каркасным постси-наптическим белком PSD-95, глутаматными NMDA-
рецепторами, а его нокаут вызывает потерю синапсов [41]. Ишемия мозга может разрушать ассоциированные с кавеолинами сигнальные комплексы в нейронах. Высокая экспрессия кавеолина-1 усиливает активность сигнальных молекул, обеспечивающих выживание и рост, делая мозг более устойчивым к ишемическому повреждению [40].
Липидные рафты и внутренне неупорядоченные белки
Белки, у которых отсутствует хорошо определяемая трехмерная структура, относятся к внутренне неупорядоченным белкам. Они составляют часть протеома, называемую unfoldome, и зачастую участвуют в сигнализации и мембранном транспорте [42, 43]. В число этих белков входят а-синуклеин, АРР (белок-предшественник амилоида), PrP (прионные белки), белок гентингтин и tau. Конформация этих белков зависит от окружения и может существенно изменяться. При определенных условиях (сверхпродукция, мутации, «пагубное» окружение) а-синуклеин, APP, PrP могут приобретать «патологическую» трехмерную структуру. Возможно, ведущую роль в превращении нормальных белков в патологические играют мембраны. При оседании на мембранах происходит концентрирование белков, что способствует образованию их агрегатов. а-Синуклеин, амилоидный пептид ß (продукт расщепления APP), PrP взаимодействуют избирательно с липидными рафтами [44], в результате чего изменяется конформация белков, что может ускорять их агрегацию. Амилоидный пептид ß узнает специфичные для рафтов гликосфин-голипиды (ганглиозид GM1, асиалоганглиозид GM1, галактозилцерамид) и холестерин, а-синуклеин -ганглиозиды GM1 и GM3, PrP - сфингомиелин, галактозилцерамид, ганглиозиды GM1 и GM3 [42]. Эти белки в изобилии представлены в синапсах, мембраны которых особенно богаты упомянутыми ганглио-зидами [45]. От локальных значений рН, концентрации холестерина, текучести микроучастка зависят сила взаимодействия и тип получающегося агрегата (глобулярная или фибриллярная структура) и, следовательно, его токсичность. Холестерин усиливает/ослабляет связывание этих белков со сфинго-липидами, включающими негидроксилированные/ гидроксилированные ацильные группы. При увеличении концентрации ганглиозидов GM1, снижении количества холестерина и белков в рафтах амилоидный пептид ß связывается с мембраной и образует токсичные фибриллы, тогда как повышение содержания холестерина в мембранах ингибирует агрегацию амилоидного пептида ß [46]. Мембраны могут катализировать превращение зрелых амилоидных фибрилл (слабо токсичных) в протофибриллярное
состояние, характеризующееся высокой токсичностью [47], т.е. амилоидные бляшки могут быть нестабильными и при изменении состояния липидных рафтов могут превращаться в источник токсичных протофибрилл. Олигомеры амилоидных пептидов в могут взаимодействовать с белками - резидентами рафтов, такими, как глутаматный NMDA-рецептор, метаботропный глутаматный рецептор 5, РгР. В итоге олигомеры способствуют формированию больших платформ, нарушающих функционирование синап-тического аппарата [24, 44]. В целом, сами внутренне неупорядоченные белки потенциально способны изменять структуру рафтов и мембран [42, 43].
ХОЛЕСТЕРИН И СИНАПТИЧЕСКАЯ ПЕРЕДАЧА
В самом общем виде механизм передачи информации в синапсе можно представить следующим образом (рис. 3). Пресинаптические нервные окончания содержат большое количество синаптических везикул, заполненных медиатором. В ответ на вызванный потенциалом действия вход Са2+ через потенциал-зависимые Са-каналы везикулы сливаются с пре-синаптической мембраной (экзоцитоз), освобождая медиатор в синаптическую щель. Достигнув постси-наптических рецепторов, медиатор активирует их, в результате изменяется потенциал постсинапти-ческой мембраны. Синаптическая передача - один из самых высокорегулируемых клеточных процессов. Длительные изменения ее эффективности лежат в основе интегративных феноменов и влияют на выживаемость и функционирование нейронов [37].
Пресинаптические механизмы и холестерин
Роль холестерина в пресинаптических процессах, обеспечивающих высвобождение нейромедиатора, связана с его способностью непосредственно влиять на биофизические свойства мембран; прямо взаимодействовать с белками, регулирующими экзо- и эн-доцитоз; участием в организации липидных рафтов.
В ходе экзоцитоза происходят радикальные изменения кривизны мембран, которые определяются составом липидов. Холестерин, в большом количестве представленный в синаптических везикулах (40% всех липидов) и пресинаптической мембране, поддерживает формирование сильно искривленных промежуточных мембранных структур в процессе слияния [48]. За счет способности к относительно легкому переходу между монослоями (флип-флопу) холестерин снижает «натяжение» мембран при деформациях, стабилизируя пору слияния. Холестерин способствует слиянию благодаря взаимодействию с везикулярными (синаптофизин) и пресинаптиче-скими (синтаксин-1) белками [37, 49]. В сайтах экзо-цитоза и мембранах везикул холестерин участвует
в формировании липидных рафтов [45]. В составе рафтов обнаружены ключевые белки везикул - протонный насос, синаптотагмины, синаптофизины, SV2, а также экзоцитозные белки пресинаптической мембраны - синтаксин, SNAP-25, синаптобревин, Munc18, потенциал-зависимые Са-каналы [50]. Чем выше содержание белков экзоцитоза в рафтах, тем эффективнее протекает экзоцитоз. Разные изофор-мы синтаксина холестерин-зависимым образом могут формировать в мембране отдельные скопления. Это предполагает возможность образования сайтов экзо-цитоза с различными свойствами [51]. Возможно, эк-зоцитоз может модулироваться слиянием/разделением отдельных рафтов. Например, с одной стороны, потенциал-управляемые Са-каналы и SNARE-белки, а с другой, белок NCS-1 (нейрональный сенсор кальция 1), усиливающий активность Са-каналов, локализуются в разных микродоменах, слияние которых может облегчать экзоцитоз [52]. Мутации в гене синапс-специфичной церамидазы SLAB, приводящие к перераспределению холестерина в пресинапти-ческой мембране, уменьшают на ~70% способность везикул к слиянию. В рафтах могут концентрироваться анионные липиды, фосфатидилинозитол-4,5-бисфосфаты, которые влияют на активность белков экзоцитоза и способность мембраны к деформации [49]. Оксистерол, 5а-холестан-3-он, нарушающий стабильность синаптических рафтов, угнетает эк-зоцитоз и ограничивает популяцию синаптических везикул, вовлекаемую в нейропередачу [53]. В целом, удаление даже небольшой фракции холестерина, ослабление его синтеза приводит к угнетению вызванного освобождения медиатора при низко-и высокочастотной активности [54, 55]. Нарушение метаболизма холестерина может нарушать кластеризацию синаптических везикул и угнетать ионные токи, формирующие потенциал действия [56, 57].
Мембранный холестерин избирательно способствует протеканию вызванного экзоцитоза, в то время как спонтанное освобождение нейромедиатора, наоборот, угнетается холестерином [54, 55, 58]. Возможно, холестерин ограничивает спонтанный экзоцитоз, предотвращая избыточную активацию ряда проте-инкиназ (в частности, протеинкиназ А, С, CAMK-II) и сигнального пути NADPH-оксидаза-активные формы кислорода-TRPV1-каналы-Са2+-кальцинейрин [58-60]. Поэтому при истощении мембранного холестерина усиливается спонтанный экзоцитоз, в результате может истощаться запас синаптических везикул, происходить десенситизация рецепторов, уменьшаться локальный белковый синтез. Кроме того, снижение содержания холестерина усиливает невезикулярное освобождение нейромедиаторов в периферических и центральных синапсах [61, 62].
синапсин
актин
сигнальные ферменты ПКА, ПКС, CAMK-
синаптофизин синаптобревин
А*
PUÍU
Н+-насос
STG
синтаксин
NCS-1
NoX /
EAAT1
« V"iLL
* • t«m > * • • * i
клатрин ^ЖГ -AP-2
динамин .....**" ^ j
SNAP-25 Са2+-канал
24-ГХ NMDA-P AMpA-P MARCKS
>ФТИ-4,5-Ф,
ФИ-3-K
Cdc42 (^ab1
Эндосома J
GSK3p
Akt
Рис. 3. Синаптическая передача: липид-белковые взаимодействия. Нейромедиатор освобождается из синапти-ческих везикул, которые сливаются (экзоцитоз) в специализированном участке пресинаптической мембраны, активной зоне, в ответ на вход Са2+ через потенциал-зависимые Са-каналы. Слияние везикул опосредуется белками, формирующими SNARE-комплекс (синаптобревин, синтаксин, SNAP-25), и регулируется многими холестеринсвязывающими белками (синаптотагмин/STG, Munc18, NCS-1) и сигнальными молекулами (проте-инкиназами, NADPH-оксидазой/Мох). После слияния белковые и липидные компоненты везикул подвергаются клатрин-опосредованному эндоцитозу. Большая часть синаптических везикул формирует резервный пул, который освобождает нейромедиатор только в период длительной синаптической активности. Доставка этих везикул в сайты экзоцитоза зависит от актина и синапсинов. В глутаматергическом синапсе освобождающийся нейромедиатор изменяет №+/Са2+-проводимость постсинаптической мембраны, активируя AMPA/NMDA-рецепторы. Количество постсинаптических рецепторов зависит от экзо- и эндоцитозного трафика рецепторов, который управляется малыми GTP-азами (Rabil) и киназами (Cdc42, GSK3P, фосфоинозитол-3-киназа/ФИ-3-К). Зависимая от рецепторов сигнализация связана со многими белками (Src, ERK, Cav-1). На схеме изображены молекулы холестерина (черные) и их скопления, фосфоинозитол-4,5-бифосфаты (ФИ-4,5-Ф2, красные), и белки, взаимодействующие с холестерином и ФИ-4,5-Ф2. Подробные объяснения в тексте
Эндоцитоз синаптических везикул. Эндоцитоз си-наптических везикул предотвращает истощение их запаса при синаптической активности. После эндо-цитоза везикулы заполняются нейромедиатором и доставляются в соответствующий пул. Холестерин может требоваться для облегчения инвагинации мембраны при эндоцитозе [37, 49]. Участки мембраны, обогащенные холестерином, способны активировать белки, участвующие в эндоцитозе [50]. Не исключено, что рафты в мембранах везикул предотвращают смешивание везикулярных белков с пресинаптически-ми, упрощая их сортировку в ходе эндоцитоза [45]. Фосфоинозитиды рафтов вовлечены в запуск эндо-цитоза и кластеризацию везикулярных белков [49]. Удаление даже небольшого количества холестерина из мембран везикул ведет к блокированию эндоци-тоза и накоплению мембранного материала везикул в плазматической мембране [54, 62].
Постсинаптические процессы и холестерин
Изменения в количестве/составе постсинаптических рецепторов требуются для феномена синаптической пластичности. Подобные изменения происходят за счет эндо- и экзоцитоза рецепторов, их латеральной диффузии между экстра- и синаптическими участками (рис. 3). Транспорт рецепторов контролируется как взаимодействием рецепторов с каркасными белками, так и липидным составом мембраны [3]. Активность рецепторов и последующая сигнализация также часто зависят от содержания мембранного холестерина. Многие из постсинаптических рецепторов локализуются в рафтах [2, 3, 11, 12]. В целом, постсинаптическая плотность - массивный мульти-белковый комплекс, включающий молекулы, участвующие в постсинаптической сигнализации и пластичности, физически ассоциирована с рафтами [39, 63]. В представленном обзоре мы уделим внимание только глутаматным AMPA- и NMDA-рецепторам.
Быстрое удаление холестерина подавляет токи через AMPA-рецепторы и их встраивание путем экзоцитоза [64]. Удаление холестерина/сфинголи-пидов в течение длительного времени увеличивает конститутивный эндоцитоз AMPA-рецепторов [63]. В нейронах с уровнем холестерина, сниженным (~ на 25%) в ходе естественного старения, наблюдается накопление AMPA-рецепторов на поверхности клетки вследствие нарушения их эндоцитоза и латеральной мобильности. Предполагается, что потеря холестерина ведет к отсоединению белка MARCKS от фосфоинозитол-4,5-бифосфатов мембраны, которые переводятся фосфоинозитол-3-киназой в фосфоинозитол-3,4,5-трифосфаты. Накопление последних стабилизирует F-актин, снижая подвижность постсинаптических AMPA-рецепторов,
и способствует активации киназы Akt, которая инактивирует киназу 3В гликогенсинтазы (GSK3ß), участвующую в эндоцитозе AMPA-рецепторов [12].
Локализация NMDA-рецепторов в рафтах облегчает их олигомеризацию, а удаление холестерина угнетает вход Са2+ через NMDA-рецепторы, способствует их десенситизации и ингибирует долговременную потенциацию в гиппокампе [65]. Наоборот, 24-ГХ, действуя как аллостерический модулятор, в субмикромолярных концентрациях потенцирует опосредуемый NMDA-рецепторами ответ, способствуя индукции долговременной потенциации в срезах гиппокампа. Интересно, что 25-ГХ (в субмикро-молярной концентрации) препятствует развитию данного эффекта 24-ГХ [66]. Вход Са2+ через NMDA-рецепторы может вызывать как феномены синапти-ческой пластичности, так и гибель клетки (эксайто-токсичность), что зависит от величины потока Са2+ и локализации рецепторов (в рафтах или нет, в си-наптическом или внесинаптическом регионе). NMDA-рецепторы рафтов взаимодействуют с кавеолином-1, что важно для активации сигнального пути Src-киназа/ERK-киназа, способствующего выживанию нейронов. Поэтому локализованные в рафтах рецепторы в меньшей степени опосредуют эксайтотоксич-ность. При длительном воздействии агониста и ишемии NMDA-рецепторы перемещаются в жидкую фазу мембраны [67]. Сверхактивация внесинаптиче-ских NMDA-рецепторов преимущественно вовлекается в эксайтотоксичность [12]. В липидных рафтах располагается транспортер возбуждающих аминокислот (EAAT1-4), и удаление холестерина снижает опосредуемый транспортером Na+-зависимый захват глутамата в глиальные и нейрональные клетки [68], способствуя эксайтотоксичности. Интересно, что активация NMDA-рецепторов вызывает быстрое снижение внутриклеточного содержания холестерина (возможно, рециклирующих эндосом), что ведет к активации Cdc42- и RabH-зависимого перемещения AMPA-рецепторов в постсинаптическую мембрану. Это способствует возникновению долговременной си-наптической потенциации [69].
ХОЛЕСТЕРИН И НЕЙРОДЕГЕНЕРАТИВНЫЕ ЗАБОЛЕВАНИЯ
В последнее время увеличивается количество данных, указывающих на связь дефектов в метаболизме холестерина и синаптической передаче с развитием нейродегенеративных заболеваний [2, 11, 12]. На значимость холестерина для мозга указывает большое число редких наследственных заболеваний с выраженными неврологическими симптомами, вызванных мутациями генов, прямо или косвенно вовлеченных в метаболизм холестерина. Мы проанализировали
данные об изменении обмена холестерина при ряде патологий ЦНС, непосредственно связанных с мутациями в генах, продукты которых вовлечены в биосинтез холестерина (синдром Смита-Лемли-Опица), его внутриклеточный трафик (болезнь Нимана-Пика типа С) и регуляцию синтеза (болезнь Гентингтона).
Синдром Смита-Лемли-Опица
Причиной некоторых заболеваний, вызывающих нейродегенерацию и пороки развития, являются нарушения путей биосинтеза холестерина. При латостеролозах обнаруживается дефект в 3в-гидроксистероид-5-десатуразе, при десмо-стеролозах - в 3в-гидроксистерол-24-редуктазе, при церебротендинальном ксантоматозе -в холестерин-27-гидроксилазе. Синдром Смита-Лемли-Опица - наиболее распространенное ау-тосомно-рецессивное заболевание этого класса (1/20000 живорожденных), вызывается мутациями в гене dhcr7, кодирующем 7-дегидрохолестеролре-дуктазу [70]. В наиболее тяжелых случаях мутации ведут к гибели плода или младенца. Dhcr7 катализирует последний этап пути Kandutsch-RusseU синтеза холестерина. В результате мутаций активность
Dhcr7 снижается, что ведет к увеличению содержания 7-дегидрохолестерина и недостатку холестерина в клетках, плазме и мозге (рис. 4). При синдроме Смита-Лемли-Опица концентрация 24-ГХ в плазме снижается, а 27-ГХ увеличивается [71]. При этом заболевании наблюдаются множественные аномалии развития мозга и органов, снижение умственных способностей, эмоциональные расстройства и проблемы со сном. У пациентов с сильно выраженными симптомами концентрация холестерина в плазме может составлять 2% от нормальных значений. При умеренных симптомах уровень холестерина в плазме может быть нормальным, однако это не может компенсировать дефицит функций мозга, что указывает на участие холестерина мозга в гене-зе неврологических симптомов [70]. С другой стороны, эти симптомы могут быть обусловлены накоплением субстрата Dhcr7 - 7,8-дегидродесмостерола и его окисленных метаболитов [72]. Некоторые тератогенные эффекты при синдроме Смита-Лемли-Опица вызваны, вероятно, дефектами в SHH-сигнализации, поскольку для активности белка SHH (морфогенный фактор, Sonic Hedgehog) требуется ковалентное присоединение холестерина [70].
dhcr7i
7-дегидрохолестерин t холестеринi
t текучесть мембраны дефектные рафты
tRho GTP-азы
цитоскелет
24-ГХ i
iSHH-сигнализация
окисленные метаболиты холестерина
-снижение реакции на глутамат
-нарушение сигнализации через 5НТаГР
-изменение экзо/эндоцитоза
t
Нарушение синоптической передачи
„JL-
Рис. 4. Нарушение синтеза холестерина при синдроме Смита-Лемли-Опица. Связь с си-наптической дисфункцией. Подробные объяснения в тексте
При синдроме Смита-Лемли-Опица холестерин в мембранах замещается 7-дегидрохолестерином, а поскольку его свойства сходны со свойствами холестерина, в функционировании мембран наблюдаются тонкие изменения. В частности, уменьшаются жесткость мембраны и способность стабилизировать изгибы, что важно при экзо- и эндоцитозе. Также формируются дефектные рафты с нарушенным белковым составом [73]. Снижение уровня холестерина может влиять на сигнализацию, зависимую от многих рецепторов. У мутантных мышей с синдромом Смита-Лемли-Опица нарушен ответ ММЮА-рецепторов на глутамат [74]. 7-Дегидрохолестерин окисляется активными формами кислорода с формированием десятков вариантов оксистеролов, некоторые из них проявляют активность в субмикромолярных концентрациях [72] и потенциально могут воздействовать на экзо- и эндоцитоз [55]. 7-Дегидрохолестерин может нарушать связывание с лигандом серотони-новых рецепторов 1А [75]. При синдроме Смита-Лемли-Опица в аксонах и дендритах нейронов гиппокампа, возможно, в результате изменения состояния липидных рафтов повышена активность малых GTP-аз семейства [76], вовлеченных в управление динамикой актинового цитоскелета. При синдроме Смита-Лемли-Опица происходит ги-
перфосфорилирование кофилина-1, который утрачивает способность разрушать актиновые филамен-ты. Стабилизация цитоскелета может опосредованно воздействовать на процессы экзо- и эндоцитоза, трафик синаптических везикул/рецепторов. Все это может приводить к нарушению высвобождения различных нейромедиаторов (серотонина, дофамина) и развитию неврологических симптомов [77].
Болезнь Нимана-Пика типа С
Прямая связь между нарушением метаболизма холестерина в мозге и нейродегенерацией ясно показана при болезни Нимана-Пика типа С, редкой аутосомно-рецессивной патологии (1/150000 новорожденных), при которой наблюдается прогрессирующая гибель нейронов и преждевременная смерть, часто развивается гепатоспленомегалия и болезни легких. При болезни Нимана-Пика типа С в головном мозге наблюдается массивная потеря клеток Пуркинье мозжечка, что согласуется с нарушением двигательного контроля [2]. Причиной заболевания являются мутации в генах NPC1 (95% случаев) или NPC2 (5%), которые приводят к дефициту соответствующих белков (рис. 5). При недостатке МРС1 или МРС2 в нейронах и глии холестерин и в меньшей степени другие липиды (в частности, гликолипи-
увеличение холестерина в поздних эндосомах/лизосомах
снижение холестерина в плазматической мембране и ЭПР
ТАРР/ВАСЕ в лизосомах 3|3,5а,6|3-
холестантриол, 6-кетостерол
I
окислительный изменение состава
стресс синаптических мембран
(в т.ч. синаптических везикул)
Внутрилизосомное накопление Ав *
нарушение экзоцитоза и рециклирования (в основном в ГАМК-ергических синапсах)
Рис. 5. Изменение обмена холестерина при болезни Нимана-Пика типа С. Влияние на синаптиче-скую передачу. Подробные объяснения в тексте
Нарушение синаптической передачи ♦
Когнитивные дефекты
ды) «запираются» в поздних эндосомах/лизосомах и не поступают в плазматическую мембрану и ЭПР [16]. Интересно, что при дефиците NPC1 содержание холестерина в дистальных частях аксонов резко уменьшается и повышается в телах нейронов. Возможно, неврологические дефекты при болезни Нимана-Пика типа С обусловлены снижением холестерина в аксонах, особенно в нервных окончаниях. Согласуется с этой идеей изменение состава и морфологии синаптических везикул, рециклирующих эндосом в нервном окончании при дефиците NPC1 [18]. При болезни Нимана-Пика типа С наблюдается усиленное образование ряда оксистеролов, 3р,5а,бр-холестантриола и 6-кетостерола в мозге, вызванное окислительным стрессом [2].
При болезни Нимана-Пика типа С дегенерация сомы нейронов является конечным звеном патологического каскада. Сначала же развивается дегенерация пресинаптических нервных терминалей, здесь же в рециклирующих эндосомах локализуется поврежденный белок NPC1 [18]. По-видимому, нейродегенерация может начинаться из нервных окончаний. На ранних стадиях заболевания (до ней-родегенерации и исчезновения синапсов) наблюдаются пресинаптические нарушения: угнетаются процессы вызванного экзоцитоза и доставки синап-тических везикул в сайты экзоцитоза [78]. Причем нарушения экзоцитоза и замедление кругооборота синаптических везикул сильнее выражены в ГАМК-ергических нервных окончаниях, что может рождать дисбаланс возбуждающей/тормозной нейропе-редачи [79]. Возможно, альтерации синаптической передачи являются причинами ряда симптомов болезни Нимана-Пика типа С, таких, как атаксия, катаплексия, нарушение рефлексов. Схожие изменения в экзоцитозе синаптических везикул наблюдаются при удалении мембранного холестерина высокими дозами метил-Р-циклодекстрина (МЦД) [78]. Обнаружение NPC1 в рециклирующих эндосомах в нервных окончаниях указывает на возможность участия NPC1 в медленном пути рециклирования везикул, важном для сохранения численности синапти-ческих везикул в течение длительной синаптической активности [18].
На сегодняшний день не существует эффективных методов лечения болезни Нимана-Пика типа С. Однако последние исследования дали повод надеяться на появление адекватной терапии. Однократное подкожное введение холестеринсвязывающего компонента (МЦД) животным с делецией генов NРС1 замедляло развитие нейродегенерации и вдвое увеличивало продолжительность жизни [80]. Хотя МЦД не может эффективно проникать через ГЭБ, малые его количества все же попадают в мозг. Высокие дозы
МЦД (5-10 мМ), обычно используемые для удаления существенного количества мембранного холестерина, токсичны для нейронов и блокируют синаптиче-скую передачу [3]. Низкие же дозы МЦД (например, 0.1 мМ) слабо влияют на мембранный холестерин [62] и могут подвергаться эндоцитозу, попадая в нейроны. Захваченные молекулы МЦД, возможно, могут освобождать «запертый» в поздних эндосомах/лизосомах холестерин и направлять его в ЭПР и плазматическую мембрану. Инъекции 2-гидроксипролил-ß-циклодекстрина в спинномозговую жидкость снижают накопление холестерина в эндо/лизосомах и улучшают выживаемость клеток Пуркинье [16]. Недавно были разработаны соединения (полиро-таксаны), которые могут расщепляться в лизосомах с освобождением ß-циклодекстринов. Они проявляют высокую эффективность, препятствуя накоплению холестерина в лизосомах при болезни Нимана-Пика типа С [81]. Следует заметить, что те же формы ци-клодекстринов обладают нейропротекторной активностью в клеточных и мышиных моделях болезни Альцгеймера [82].
При болезни Нимана-Пика типа С происходит внутриклеточное накопление амилоидного пептида ß (в нагруженных холестерином лизосомах) и фибриллярных клубков из гиперфосфорилированного белка tau. В спинномозговой жидкости при болезни Нимана-Пика типа С увеличивается концентрация амилоидных пептидов ß из 38, 40 и 42 аминокислотных остатков. Однако амилоидные бляшки не образуются, что, вероятно, связано с ранней летальностью при этом заболевании [83]. Диффузные амилоидные бляшки могут появиться при болезни Нимана-Пика типа С у носителей аллеля Apoe4, у которых снижен клиренс амилоидного пептида ß. Носительство ал-леля Apoe4 коррелирует с более тяжелым течением и ранним началом неврологических проявлений болезни Нимана-Пика типа С [84].
Болезнь Гентингтона
Это аутосомно-доминантное нейродегенеративное заболевание характеризуется когнитивными и моторными нарушениями. Болезнь Гентингтона возникает в результате увеличения количества остатков глутамина (более 36 копий, полиглутаминовая экспансия) в белке гентингтин. Токсичному воздействию данного белка подвержены нейроны стриа-тума и коры [85]. Биосинтез холестерина снижен в мозге при болезни Гентингтона [10]. Мутантный гентингтин снижает активность фактора транскрипции SREBP, что подавляет экспрессию его генов-мишеней и ведет к уменьшению образования холестерина в нейронах коры и стриатума (рис. 6). Уровень холестерина снижается сначала в си-
Мутантный гентингтин
синаптически везикулы
4- холестерина в синаптических
мембранах (кора, стриатум)
Рис. 6. Влияние мутантного белка гентингти-на на синаптиче-скую передачу и обмен холестерина. Подробные объяснения в тексте
Когнитивные дефекты
наптосомальных мембранах, а затем в миелине. Добавление экзогенного холестерина (до 15 мкМ) к нейронам стриатума, экспрессирующим мутант-ный гентингтин, увеличивает их выживаемость [86]. Чем больше длина полиглутаминового участка ген-тингтина, тем сильнее подавлен синтез холестерина и тяжелее протекает заболевание [34]. С возрастом различие в содержании холестерина у здоровых животных и животных с болезнью Гентингтона увеличивается [86]. При болезни Гентингтона наблюдается уменьшение на 50% синтеза холестерина в фибробластах, снижение общего содержания холестерина в плазме. Причем содержание холестерина в плазме значительно уменьшено уже на бессимптомной стадии [87]. Наоборот, концентрация 24-ГХ в начале болезни Гентингтона увеличивается, а на более поздних стадиях снижается за счет прогрессирующего снижения метаболизма холестерина при атрофии стриатума [10]. Начальный всплеск 24-ГХ может отражать последнюю «попытку» организма компенсировать недостаток обмена холестерина. Дальнейшее снижение 24-ГХ в мозге может способствовать уменьшению синтеза холестерина за счет ослабления активации LX-рецепторов и экспрессии
зависимых от LX-рецептора транскриптов (АВСА1, ABCG4, АроЕ). В итоге астроциты с мутантным ген-тингтином синтезируют и секретируют меньше АроЕ, а выделяемые АроЕ-частицы меньше по размеру и содержат меньше липидов, поэтому менее эффективно доставляют холестерин от астроцитов к нейронам и менее эффективно удаляют избыток холестерина [86]. Агонисты LX-рецепторов могут частично подавлять симптомы болезни Гентингтона [10]. В условиях сниженной продукции холестерина в мембранах и лизосомах/эндосомах могут образовываться скопления холестерина и его эфиров за счет снижения интенсивности удаления холестерина в составе АроЕ-частиц и 24-ГХ. Появление скоплений холестерина может быть связано с нарушением транспорта кавеолина-1 под влиянием мутантного гентингтина [88]. BDNF, освобождаемый из нервных окончаний кортикальных нейронов в стриатуме, вовлечен не только в синаптическую пластичность и контроль выживаемости, но и стимулирует синтез холестерина в постсинаптических нейронах. Мутантный гентингтин угнетает продукцию холестерина, воздействуя на транспорт и освобождение BDNF [10].
Белок гентингтин дикого типа может связываться с рядом ядерных рецепторов, вовлеченных в липид-ный метаболизм, например, LX-рецептор, PPARy (peroxisome-proliferator-activated receptor gamma), рецептор витамина D [10]. Сверхэкспрессия гентинг-тина активирует LX-рецептор, тогда как при его отсутствии наблюдается ингибирование транскрипции, опосредуемой LX-рецептором. Возможно, мутантный гентингтин в меньшей степени может стимулировать LX-рецептор и экспрессию его генов-мишеней, в том числе SREBP. В олигодендроцитах мутантный гентингтин подавляет эффект коактиватора 1 PPARy (PGCla) на экспрессию ферментов синтеза и метаболизма холестерина, белков миелина, нарушая образование миелиновой оболочки [89]. Еще на бессимптомной стадии при болезни Гентингтона снижена экспрессия PGCla в средних шипиковых нейронах стриатума. Это может быть одной из причин выраженной митохондриальной дисфункции, так как PGCla вовлечен в биогенез митохондрий и окислительный метаболизм, регулирует экспрессию компонентов электронно-транспортной цепи [90]. Нарушение функционирования митохондрий может вести к недостатку АТР, NADPH и субстратов, необходимых для синтеза холестерина. При болезни Гентингтона значительно возрастает текучесть мито-хондриальной мембраны, что может быть опосредовано нарушением синтеза холестерина. Холестерин-подобная молекула, олесоксим, способная проникать в клетку и накапливаться в мембране митохондрий, проявляет терапевтическую эффективность при коррекции митохондриальной дисфункции в моделях амиотрофического бокового склероза, периферической нейропатии и болезни Гентингтона. В последнем случае олесоксим понижает текучесть
мембран митохондрий, а при хроническом применении повышает в них содержание холестерина [91].
Перед клинической манифестацией болезни Гентингтона нарушаются процессы экзо- и эндоци-тоза синаптических везикул (рис. 6). Сам гентингтин концентрируется в пресинапсе и связывается с си-наптическими везикулами. У мышей с мутантным гентингтином наблюдается аномальное фосфорили-рование синапсина I и прогрессирующее снижение концентрации комплексина II, SNAP-25, рабфилина ЗА в нервных окончаниях специфических участков коры [92]. В итоге угнетается экзоцитоз и уменьшается размер пула синаптических везикул. Уровень цитоплазматического Са2+ в терминалях повышается, возможно, в результате ослабления ингибиторно-го влияния со стороны CSP (cysteine-string protein) или непосредственно гентингтина на кальциевые каналы N-типа или ITP-рецепторы соответственно [93]. Некоторые белки, участвующие в эндоцитозе, специфично связываются с гентингтином, - это HIP1 (huntingtin interacting protein 1), HIP1R, синдапин I, эндофилин. При болезни Гентингтона из пресинап-тических регионов пропадает эндоцитозный каркасный белок - синдапин, а HIP1 перестает должным образом функционировать, что приводит к сильному нарушению эндоцитоза. Кроме того, при болезни Гентингтона страдает связанная с эндосомами и зависимая от Rab11 рециклизация синаптических везикул, что ведет к появлению аномально маленьких синаптических везикул и угнетению синаптической передачи [94]. •
Работа поддержана грантом РФФИ (№ 14-0400094), а также частично другими грантами
РФФИ (№ 16-34-00127) и РНФ (№ 14-15-00847).
СПИСОК ЛИТЕРАТУРЫ
1. Dietschy J.M. // Biol. Chem. 2009. V. 390. № 4. P. 287-293.
2. Vance J.E. // Disease Models Mechanisms. 2012. V. 5. P. 746755.
3. Петров А.М., Зефиров А.Л. // Успехи физиологических наук. 2013. Т. 44. № 1. С. 17-38.
4. Saeed A.A., Genove G., Li T., Lütjohann D., Olin M., Mast N., Pikuleva I.A., Crick P., Wang Y., Griffiths W. // J. Biol. Chem. 2014. V. 289. № 34. P. 23712-23722.
5. Elahy M., Jackaman C., Mamo J.C.L., Lam V., Dhaliwal S.S., Giles C., Nelson D., Takechi R. // Immunity Ageing. 2015. V. 12. A. 2.
6. Sagare A.P., Bell R.D., Zhao Z., Ma Q., Winkler E.A., Ramana-than A., Zlokovic B.V. // Nat. Commun. 2013. V. 4. A. 2932.
7. Russell D.W., Halford R.W., Ramirez D.M., Shah R., Kotti T. // Annu. Rev. Biochem. 2009. V. 78. P. 1017-1040.
8. Saher G., Brügger B., Lappe-Siefke C., Möbius W., Tozawa R., Wehr M.C., Wieland F., Ishibashi S., Nave K.A. // Nat. Neuro-sci. 2005. V. 8. № 4. P. 468-475.
9. Numakawa T., Suzuki S., Kumamaru E., Adachi N., Richards M., Kunugi H. // Histol. Histopathol. 2010. V. 25. № 2. P. 237-258.
10. Leoni V., Caccia C. // Biochim. Biophys. Acta. 2015. pii: S1388-1981(15)00003-7.
11. Anchisi L., Dessl S., Pani A., Mandas A. // Front. Physiol. 2013. V. 3. P. 1-12.
12. Martin M.G., Ahmed T., Korovaichuk A., Venero C., Menchon S.A., Salas I., Munck S., Herreras O., Balschun D., Dotti C.G. // EMBO Mol. Med. 2014. V. 6. № 7. P. 902-917.
13. Suzuki R., Ferris H.A., Chee M.J., Maratos-Flier E., Kahn C.R. // PLoS Biol. 2013. V. 11. № 4. P. e1001532.
14. Camargo N., Brouwers J.F., Loos M., Gutmann D.H., Smit A.B., Verheijen M.H. // FASEB J. 2012. V. 26. № 10. P. 43024315.
15. Verheijen M.H., Camargo N., Verdier V., Nadra K., de Preux Charles A.S., Medard J.J., Luoma A., Crowther M., Inouye H., Shimano H. // Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 2009. V. 106. № 50. P. 21383-21388.
16. Peake K.B., Vance J.E. // J. Biol. Chem. 2012. V. 287. P. 92909298.
17. Bryleva E.Y., Rogers M.A., Chang C.C., Buen F., Harris B.T., Rousselet E., Seidah N.G., Oddo S., LaFerla F.M., Spencer T. A., et al. // Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 2010. V. 107. P. 3081-3086.
18. Karten B., Campenot R.B., Vance D.E., Vance J.E. // J. Lipid Res. 2006. V. 47. P. 504-514.
19. Bu G. // Nat. Rev. Neurosci. 2009. V. 10. № 5. P. 333-344.
20. Hayashi H. // Biol. Pharm. Bull. 2011. V. 34. № 4. P. 453-461.
21. Lane-Donovan C., Philips G.T., Herz J. // Neuron. 2014. V. 83. № 4. P. 771-787.
22. Vaughan A.M., Oram J.F. // J. Lipid. Res. 2006. V. 47. № 11. P. 2433-2443.
23. Karasinska J.M., de Haan W., Franciosi S., Ruddle P., Fan J., Kruit J.K., Stukas S., Lütjohann D., Gutmann D.H., Wellington C.L. // Neurobiol. Dis. 2013. V. 54. P. 445-455.
24. Rushworth J.V., Griffiths H.H., Watt N.T., Hooper N.M. // J. Biol. Chem. 2013. V. 288. № 13. P. 8935-8951.
25. Liu Q., Trotter J., Zhang J., Peters M.M., Cheng H., Bao J., Han X., Weeber E.J., Bu G. // J. Neurosci. 2010. V. 30. № 50. P. 17068-17078.
26. Rensen P.C., Jong M.C., van Vark L.C., van der Boom H., Hendriks W.L., van Berkel T.J., Biessen E.A., Havekes L.M. // J. Biol. Chem. 2000. V. 275. № 12. P. 8564-8571.
27. Vance J.E., Karten B. // J. Lipid Res. 2014. V. 55. № 8. P. 1609-1621.
28. Ignatius M.J., Gebicke-Härter P. J., Skene J.H., Schilling J.W., Weisgraber K.H., Mahley R.W., Shooter E.M. // Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 1986. V. 83. P. 1125-1129.
29. Gosselet F., Saint-Pol J., Fenart L. // Biochem. Biophys. Res. Commun. 2014. V. 446. № 3. P. 687-691.
30. Hudry E., Van Dam D., Kulik W., De Deyn P.P., Stet F.S., Ah-ouansou O., Benraiss A., Delacourte A., Bougneres P., Aubourg P. // Mol. Ther. 2010. V. 18. № 1. P. 44-53.
31. Sodero A.O., Vriens J., Ghosh D., Stegner D., Brachet A., Pallotto M., Sassoe-Pognetto M., Brouwers J.F., Helms J.B., Nieswandt B. // EMBO J. 2012. V. 31. № 7. P. 1764-1773.
32. Sodero A.O., Weissmann C., Ledesma M.D., Dotti C.G. // Neurobiol. Aging. 2011. V. 32. № 6. P. 1043-1053.
33. Marwarha G., Ghribi O. // Exp. Gerontol. 2014. pii: S0531-5565(14)00270-8.
34. Brown A.J., Jessup W. // Mol. Aspects Med. 2009. V. 30. № 3. P. 111-122.
35. Heverin M., Bogdanovic N., Lütjohann D., Bayer T., Pikuleva I., Bretillon L., Diczfalusy U., Winblad B., Björkhem I. // J. Lipid Res. 2004. V. 45. № 1. P. 186-193.
36. Lathe R., Sapronova A., Kotelevtsev Y. // BMC Geriatrics. 2014. V. 14. A. 36
37. Zefirov A.L., Petrov A.M. // Neurosci. Behav. Physiol. 2012. V. 42. № 2. P. 144-152.
38. Jennemann R., Sandhoff R., Wang S., Kiss E., Gretz N., Zuliani C., Martin-Villalba A., Jäger R., Schorle H., Kenzel-mann M. // Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 2005. V. 102. № 35. P. 12459-12464.
39. Suzuki T., Zhang J., Miyazawa S., Liu Q., Farzan M.R., Yao W.D. // J. Neurochem. 2011. V. 119. № 1. P. 64-77.
40. Stary C.M., Tsutsumi Y.M., Patel P.M., Head B.P., Patel H.H., Roth D.M. // Front. Physiol. 2012. V. 3. P. 393.
41. Head B.P., Peart J.N., Panneerselvam M., Yokoyama T., Pearn M.L., Niesman I.R., Bonds J.A., Schilling J.M., Miyano-hara A., Headrick J. // PLoS One. 2010. V. 5. № 12. P. e15697.
42. Fantini J., Yahi N. // Adv. Exp. Med. Biol. 2013. V. 991. P. 15-26.
43. Uversky V.N. // Adv. Exp. Med. Biol. 2015. V. 855. P. 33-66.
44. Rushworth J.V., Hooper N.M. // Int. J. Alzheimers. Dis. 2011. P. 603052.
45. Petrov A.M., Kudryashova K.E., Odnoshivkina Yu.G., Ze-firov A.L. // Neurochem. J. 2011. V. 5. № 1. P. 13-19.
46. Matsuzaki K. // Int. J. Alzheimers. Dis. 2011. V. 2011. P. 956104.
47. Martins I.C., Kuperstein I., Wilkinson H., Maes E., Vanbra-bant M., Jonckheere W., van Gelder P., Hartmann D., D'Hooge R., De Strooper B. // EMBO J. 2008. V. 27. № 1. P. 224-233.
48. Tong J., Borbat P.P., Freed J.H., Shin Y.K. // Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 2009. V. 106. № 13. P. 5141-5146.
49. Rohrbough J., Broadie K. // Nat. Rev. Neurosci. 2005. V. 6. № 2. P. 139-150.
50. Jia J.Y., Lamer S., Schümann M., Schmidt M.R., Krause E., Haucke V. // Mol. Cell Proteomics. 2006. V. 5. № 11. P. 20602071.
51. Sieber J. J., Willig K.I., Heintzmann R., Hell S.W., Lang T. // Biophys. J. 2006. V. 90. № 8. P. 2843-2851.
52. Taverna E., Saba E., Linetti A., Longhi R., Jeromin A., Righi M., Clementi F., Rosa P. // J. Neurochem. 2007. V. 100. № 3.
P. 664-677.
53. Kasimov M.R., Giniatullin A.R., Zefirov A.L., Petrov A.M. // Biochim. Biophys. Acta. 2015. V. 1851. № 5. P. 674-685.
54. Petrov A.M., Kasimov M.R., Giniatullin A.R., Tarakanova O.I., Zefirov A.L. // Neurosci. Behav. Physiol. 2010. V. 40. № 8. P. 894-901.
55. Petrov A.M., Kasimov M.R., Giniatullin A.R., Zefirov A.L. // Neurosci. Behav. Physiol. 2014. V. 44. № 9. P. 1020-1030.
56. Zamir O., Charlton M.P. // J. Physiol. 2006. V. 571. № 1. P. 83-99.
57. Tarakanova O.I., Petrov A.M., Zefirov A.L. // Doclady Biol. Sci. 2011. V. 438. P. 138-140.
58. Petrov A.M., Yakovleva A.A., Zefirov A.L. // J. Physiol. 2014. V. 592. № 22. P. 4995-5009.
59. Smith A.J., Sugita S., Charlton M.P. // J. Neurosci. 2010. V. 30. № 17. P. 6116-6121.
60. Petrov A.M., Zakyrjanova G.F., Yakovleva A.A., Zefirov A.L. // Biochem. Biophys. Res. Commun. 2015. V. 456. № 1. P. 145-150.
61. Tarasenko A.S., Sivko R.V., Krisanova N.V., Himmelreich N.H., Borisova T.A. // J. Mol. Neurosci. 2010. V. 41. № 3.
P. 358-367.
62. Petrov A.M., Naumenko N.V., Uzinskaya K.V., Giniatullin
A.R., Urazaev A.K., Zefirov A.L. // Neuroscience. 2011. V. 186. P. 1-12.
63. Hering H., Lin C.C., Sheng M. // J. Neurosci. 2003. V. 23. № 8. P. 3262-3271.
64. Hou Q., Huang Y., Amato S., Snyder S.H., Huganir R.L., Man H.Y. // Mol. Cell Neurosci. 2008. V. 38. № 2. P. 213-223.
65. Korinek M., Vyklicky V., Borovska J., Lichnerova K., Kania-kova M., Krausova B., Krusek J., Balik A., Smejkalova T., Horak M. // J. Physiol. 2015. V. 593. № 10. P. 2279-2293.
66. Paul S.M., Doherty J. J., Robichaud A.J., Belfort G.M., Chow
B.Y., Hammond R.S., Crawford D.C., Linsenbardt A.J., Shu H.J., Izumi Y. // J. Neurosci. 2013. V. 33. № 44. P. 17290-17300.
67. Head B.P., Patel H.H., Tsutsumi Y.M., Hu Y., Mejia T., Mora R.C., Insel P.A., Roth D.M., Drummond J.C., Patel P.M. // FASEB J. 2008. V. 22. № 3. P. 828-840.
68. Butchbach M.E., Tian G., Guo H., Lin C.L. // J. Biol. Chem. 2004. V. 279. № 33. P. 34388-34396.
69. Brachet A., Norwood S., Brouwers J.F., Palomer E., Helms J.B., Dotti C.G., Esteban J.A. // J. Cell Biol. 2015. V. 208. № 6. P. 791-806.
70. Nowaczyk M.J., Irons M.B. // Am. J. Med. Genet. C Semin. Med. Genet. 2012. V. 160C. № 4. P. 250-262.
71. Bjorkhem I., Starck L., Andersson U., Lütjohann D., von Bahr S., Pikuleva I., Babiker A., Diczfalusy U. // J. Lipid Res. 2001. V. 42. № 3. P. 366-371.
72. Korade Z., Xu L., Shelton R., Porter N.A. // J. Lipid Res. 2010. V. 51. № 11. P. 3259-3269.
73. Staneva G., Chachaty C., Wolf C., Quinn P.J. // J. Lipid Res. 2010. V. 51. № 7. P. 1810-1822.
74. Wassif C.A., Zhu P., Kratz L., Krakowiak P.A., Battaile K.P., Weight F.F., Grinberg A., Steiner R.D., Nwokoro N.A., Kelley R.I. // Hum. Mol. Genet. 2001. V. 10. № 6. P. 555-564.
75. Singh P., Paila Y.D., Chattopadhyay A. // Biochem. Biophys. Res. Commun. 2007. V. 358. № 2. P. 495-499.
76. Jiang X.S., Wassif C.A., Backlund P.S., Song L., Holtzclaw L.A., Li Z., Yergey A.L., Porter F.D. // Hum. Mol. Genet. 2010. V. 19. № 7. P. 1347-1357.
77. Sparks S.E., Wassif C.A., Goodwin H., Conley S.K., Lanham D.C., Kratz L.E., Hyland K., Gropman A., Tierney E., Porter F.D. // J. Inherit. Metab. Dis. 2014. V. 37. № 3. P. 415-420.
78. Hawes C.M., Wiemer H., Krueger S.R., Karten B. // J. Neu-rochem. 2010. V. 114. P. 311-322.
79. Xu S., Zhou S., Xia D., Xia J., Chen G., Duan S., Luo J. // Neuroscience. 2010. V. 167. P. 608-620.
80. Liu B., Turley S.D., Burns D.K., Miller A.M., Repa J.J., Dietschy J.M. // Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 2009. V. 106. P. 2377-2382.
81. Tamura A., Yui N. // J. Biol. Chem. 2015. V. 290. № 15. P. 9442-9454.
82. Malnar M., Hecimovic S., Mattsson N., Zetterberg H. // Neu-robiol. Dis. 2014. V. 72 Pt A. P. 37-47.
83. Yamazaki T., Chang T.Y., Haass C., Ihara Y. // J. Biol. Chem. 2001. V. 276. № 6. P. 4454-4460.
84. Fu R., Yanjanin N.M., Elrick M.J., Ware C., Lieberman A.P., Porter F.D. // Am. J. Med. Genet. A. 2012. V. 158A. № 11. P. 2775-2780.
85. Margulis B.A., Vigont V., Lazarev V.F., Kaznacheyeva E.V., Guzhova I.V. // FEBS Lett. 2013. V. 587. № 13. P. 1997-2007.
86. Valenza M., Leoni V., Karasinska J.M., Petricca L., Fan J., Carroll J., Pouladi M.A., Fossale E., Nguyen H.P., Riess O. // J. Neurosci. 2010. V. 30. P. 10844-10850.
87. Wang R., Ross C.A., Cai H., Cong W.N., Daimon C.M., Carlson O.D., Egan J.M., Siddiqui S., Maudsley S., Martin B. // Front. Physiol. 2014. V. 5. P. 231.
88. Trushina E., Canaria C.A., Lee D.Y., McMurray C.T. // Hum. Mol. Genet. 2014. V. 23. № 1. P. 129-144.
89. Xiang Z., Valenza M., Cui L., Leoni V., Jeong H.K., Brilli E., Zhang J., Peng Q., Duan W., Reeves S.A. // J. Neurosci. 2011. V. 31. № 26. P. 9544-9553.
90. Tsunemi T., La Spada A.R. // Prog. Neurobiol. 2012. V. 97. № 2. P. 142-151.
91. Eckmann J., Clemens L.E., Eckert S.H., Hagl S., Yu-Taeger L., Bordet T., Pruss R.M., Muller W.E., Leuner K., Nguyen H.P. // Mol. Neurobiol. 2014. V. 50. № 1. P. 107-118.
92. Smith R., Klein P., Koc-Schmitz Y., Waldvogel H.J., Faull R.L., Brundin P., Plomann M., Li J.Y. // J. Neurochem. 2007. V. 103. № 1. P. 115-123.
93. Bezprozvanny I.B. // Acta Naturae. 2010. V. 2. № 1(4). P. 72-80.
94. Steinert J.R., Campesan S., Richards P., Kyriacou C.P., Forsythe I.D., Giorgini F. // Hum. Mol. Genet. 2012. V. 21. № 13. P. 2912-2922.
