CC BY
27
УДК 577.21;579.23
Механизмы контроля качества бактериальной трансляции
А. С. Зареченская1, П. В. Сергиев2,3,4, И. А. Остерман2,4,5*
Московский государственный университет им. М.В. Ломоносова, факультет биоинженерии и биоинформатики, Москва, 119991 Россия
2Сколковский институт науки и технологии, Центр наук о жизни, Сколково, 143028 Россия 3Московский государственный университет им. М.В. Ломоносова, Институт функциональной геномики, Москва, 119991 Россия
4Московский государственный университет им. М.В. Ломоносова, химический факультет, Москва, 119991 Россия
5Научно-технологический университет «Сириус», Научный центр генетики и наук о жизни,
Сочи, 354340 Россия
*E-mail: [email protected]
Поступила в редакцию 02.04.2021
Принята к печати 13.05.2021
DOI: 10.32607/actanaturae.11401
РЕФЕРАТ Остановки рибосом, возникающие в процессе трансляции, приводят к значительному снижению жизнеспособности клеток, которые вынуждены тратить ресурсы на синтез новых рибосом, поэтому все бактерии выработали те или иные механизмы спасения рибосом. Обычно высвобождению рибосом предшествует гидролиз связи тРНК-пептид, однако в ряде случаев рибосома оказывается способной продолжить трансляцию благодаря действию определенных факторов. В данном обзоре описаны механизмы высвобождения рибосом в ходе транс-трансляции, активности факторов АНА, АНВ, ВНА, АНТ, Ш1Х и RqcP/H, а также возобновления трансляции под действием EF-P, EF-4 и ЕйА. Несмотря на возможность некоторых систем дублировать друг друга, большинство из них играют собственную функциональную роль, связанную с контролем качества бактериальной трансляции при определенных нарушениях, возникших в результате мутаций, стрессовых условий культивирования или действия антибиотиков. КЛЮЧЕВЫЕ СЛОВА трансляция, бактерии, контроль качества, терминация, транс-трансляция.
ВВЕДЕНИЕ
В бактериальной клетке синтез белка происходит при помощи 70S рибосомы, в состав которой входят малая 30S и большая 50S субчастицы (рис. 1) [1 — 3]. Инициация трансляции начинается с взаимодействия 30S субъединицы в комплексе с фактором №3 с участком посадки рибосомы на мРНК. Затем фактор инициации №2 в комплексе с GTP доставляет ини-циаторную fMet-тРНК в Р-сайт, а №1 связывается в А-сайте. Завершается инициация связыванием 508 субъединицы, гидролизом GTP и уходом факторов инициации. В ходе элонгации с А-сайтом рибосомы связывается тройной комплекс аа-тРНК (аминоацил-тРНК)-EF-Tu-GTP. В случае правильного распознавания кодона антикодоном тРНК GTP подвергается гидролизу. Ацилированный конец тРНК перемещается в пептидилтрансферазный центр (ПТЦ), а EF-Ти высвобождается. Посредством транспептидазной реакции, катализируемой большой субчастицей рибосомы, пептидная цепь переносится на аминоацил-
тРНК, занимающую А-сайт. Фактор EF-G катализирует перемещение рибосомы на один кодон вперед по мРНК, вследствие чего деацилированная тРНК перемещается в Е-сайт, а пептидил-тРНК занимает Р-сайт, освобождая тем самым А-сайт для следующей аа-тРНК. После диссоциации EF-G цикл элонгации повторяется. Когда в А-сайт попадает стоп-кодон, его узнают факторы терминации класса I, RF1 или RF2, что запускает остановку синтеза белка. Оба фактора содержат консервативный мотив GGQ, который катализирует гидролиз связи пептидил-тРНК и тем самым высвобождает новосинтезированный пептид. Фактор терминации класса II, RF3, также обладающий GTPазной активностью, обеспечивает диссоциацию комплекса RF1 или RF2 с рибосомой. Далее белки RRF и EF-G способствуют разборке 308 и 508 субъединиц рибосомы, а последующее присоединение №3 к малой субъединице освобождает ее от тРНК и мРНК. Таким образом цикл трансляции завершается.
Преждевременная терминация транскрипции
Прочтение стоп-кодона
Сдвиг Кластер редких рамки кодонов
Разрезание мРНК
Образование нон-стоп-комплексов
Голод Антибиотики ПолиР
Остановка рибосомы
Тепловой шок
Диссоциация субчастиц
А^А, ВгМ КР2
с|с|л|с |л|д|и|с|д|и |С|Л|и|С |с |и|
Рис. 1. Основные причины остановки трансляции и пути их решения. Схематично изображены возможные причины остановки биосинтеза белка в бактериальной клетке и факторы, используемые клеткой для решения этой проблемы. Слева - образовавшийся в процессе трансляции нон-стоп-комплекс. Такой тип субстрата распознается факторами, вызывающими аварийную терминацию с последующим гидролизом пептидил-тРНК (тмРНК, АКА, ВКА, АКВ, Аг1Т). В центре - заблокированный комплекс на интактной матрице. В случае голода такая рибосома стабилизируется в состоянии гибернации при помощи ЕНА, при прохождении полипролиновой последовательности возобновлению трансляции способствует EF-P. Возобновление трансляции также обеспечивает EF-4. Если такой комплекс образуется под действием антибиотика, он может быть субстратом для ряда белков АВС^, а также НАХ и, возможно, НАХг. Если же причиной остановки был кластер редких кодонов мРНК, то, вероятнее всего, с рибосомой связывается АКВ. Справа - незапланированная диссоциация рибосомных субчастиц. Высвобождению 50S субъединицы могут способствовать факторы RqcP/H и ^р15. (Все иллюстрации выполнены при помощи BioRender.com)
В отличие от эукариот, в клетках которых трансляции предшествует процессинг мРНК, бактерии практически не имеют возможности контролировать качество матрицы перед началом синтеза белка. Трансляция в бактериальной клетке происходит одновременно с транскрипцией. Подобное сопряжение двух важнейших процессов во времени и пространстве, с одной стороны, является преимуществом: оно не только позволяет клетке производить белки с большей скоростью, но и лежит в основе регуля-торного механизма аттенюации. С другой стороны, отсутствие какой-либо проверки мРНК перед трансляцией неизбежно приводит к остановкам рибосомы в случае синтеза белка на матрице, поврежденной ввиду различных обстоятельств. Наиболее распространенной причиной подобных ситуаций является застревание рибосомы на поврежденной мРНК и образование так называемого нон-стоп-комплекса [3]. Список проблем, которые могут возникнуть в ходе трансляции, не ограничивается только отсутствием стоп-кодона в мРНК (рис. 1). Продвижение ри-
босомы может остановиться и на неповрежденной матрице, например, при трансляции «редких» кодонов, полипролиновых участков [4] или в условиях аминокислотного голода. Остановки рибосомы также возникают при действии на клетку антибактериальных агентов, нарушающих биосинтез белка [5]. Безусловно, такой широкий спектр возможных проблем привел к появлению разнообразных механизмов, направленных на их решение. В некоторых случаях остановка трансляции используется для регуляции экспрессии генов и тогда она не должна восприниматься клеткой как проблема, требующая специального решения [6]. В настоящем обзоре рассмотрены основные причины возникновения проблем при биосинтезе белка в бактериальной клетке и способы, при помощи которых бактерии высвобождают застрявшие рибосомы. Изучение некоторых из них представляет высокую практическую значимость, поскольку действие ряда систем спасения лежит в основе механизмов устойчивости к антибиотикам.
Факторы, решающие проблему остановленной трансляции, можно разделить на два типа:
1. Факторы, вызывающие аварийную терминацию трансляции, в первую очередь, с последующим гидролизом пептидил-тРНК и высвобождением рибосомы.
2. Факторы, вызывающие реактивацию трансляции в аварийных условиях.
Рассмотрим подробнее причины остановки трансляции и системы спасения, работающие в каждом конкретном случае.
ФАКТОРЫ, ВЫЗЫВАЮЩИЕ АВАРИЙНУЮ ТЕРМИНАЦИЮ ТРАНСЛЯЦИИ, С ПОСЛЕДУЮЩИМ ГИДРОЛИЗОМ ПЕПТИДИЛ-тРНК И ВЫСВОБОЖДЕНИЕМ РИБОСОМЫ
Однай из наиболее распространенных проблем, с которой рибосома может встретиться в процессе трансляции мРНК, - отсутствие стоп-кодона [3]. Подобная ошибка может возникнуть вследствие целого ряда причин. Среди них выделяют преждевременную тер-минацию транскрипции, сдвиг рамки считывания, активность эндо- и экзонуклеаз, а также прочитыва-ние стоп-кодона в качестве смыслового [3]. Нон-стоп-комплексы могут образовываться и в результате действия некоторых эндорибонуклеазных токсинов, необходимых для остановки трансляции при неблагоприятных стрессовых условиях [7]. Образование и накопление нон-стоп-комплексов токсично для клетки, и отсутствие специальных механизмов ликвидации таких комплексов приводит к быстрому снижению способности клетки синтезировать белки [3, 8, 9]. В таком случае на жизнеспособности клетки сказывается не только недостаток белков, синтез которых внезапно прервался, но и в большей степени - нехватка рибосом для осуществления трансляции других мРНК. Обычно рибосомы не могут легко диссоциировать, будучи частью нон-стоп-комплекса, так как взаимодействия между пептидил-тРНК, рибосомой и мРНК прочно удерживают комплекс вместе [1, 10]. Поэтому перед бактериями стоит первоочередная задача спасения рибосом, попавших в аварию. Ее сложность продиктована необходимостью избирательного гидролиза нужных пептидил-тРНК. Иными словами, механизм должен достаточно точно отличать нон-стоп-комплексы от рибосом, осуществляющих нормальную элонгацию.
транс-Трансляция
Наиболее распространенным механизмом спасения подобного рода комплексов рибосом является транстрансляция, осуществляемая при помощи транспор-тно-матричной РНК (тмРНК), которую кодирует ген ssrA, и белка 8трВ. Строение тмРНК и механизм транс-трансляции подробно описаны в ряде работ
[3, 11-14]. тмРНК получила свое название благодаря способности сочетать функции как транспортной, так и матричной РНК. 5'- и З'-концы тмРНК образуют структуру, напоминающую Ala-тРНК, которая распознается аланил-тРНК-синтетазой. Помимо тРНК-подобного домена, тмРНК содержит два-четыре псевдоузла и специализированную рамку считывания, кодирующую короткий пептид длиной 8-35 аминокислот в зависимости от вида. Она не имеет старт-кодона, что делает невозможным ее обычную трансляцию [3].
Для осуществления своей функции тмРНК необходим белок SmpB [15]. SmpB стабилизирует тмРНК, способствует ее распознаванию аланил-тРНК-синтетазой, а также обеспечивает присоединение EF-Tu, необходимого для доставки тмРНК к рибосоме. Взаимодействие тмРНК с EF-Tu аналогично связыванию EF-Tu и aa-тРНК, что подтверждается стабилизацией этого комплекса на рибосоме под действием кирромицина [16].
На первом шаге транс-трансляции комплекс тмРНК-SmpB-EF-Tu-GTP связывается в A-сайте рибосомы. В отличие от тройного комплекса, который взаимодействует с мРНК в А-сайте, комплекс тмРНК-SmpB-EF-Tu-GTP взаимодействует с пустым А-сайтом. В таком случае кодон-антикодоно-вое взаимодействие заменяется на взаимодействие SmpB с участком рибосомы в ходе стандартного протекания трансляции, связывающего мРНК с З'-сто-роны от Р-сайта. При этом комплекс тмРНК-SmpB-EF-Tu запускает гидролиз GTP. Если канал мРНК пуст, то тмРНК остается в А-сайте для продолжения трансляции по кодирующей части тмРНК. Если в канале находится мРНК, то взаимодействие не происходит из-за стерического перекрывания. Таким образом, механизм транс-трансляции не затрагивает транслирующие рибосомы [17]
Появление комплекса тмРНК-SmpB в A-сайте приводит к переносу полипептидной цепи на Ala-тмРНК и сопровождается последующей транслокацией деацилированной тРНК из P-сайта в E-сайт и пептидил-тмРНК-SmpB из A-сайта в P-сайт. Во время транслокации рамка считывания тмРНК входит в канал мРНК так, что ее первый кодон, известный как «кодон возобновления», вытесняет С-концевую часть SmpB из декодирующего центра. транс-Трансляция продолжается до тех пор, пока не будет достигнут стоп-кодон тмРНК, который узнают канонические факторы терминации RF1 или RF2, прекращающие трансляцию и высвобождающие полипептид с довеском, закодированным в тмРНК. Далее полипептид распознается несколькими проте-азами, включая ClpXP, ClpAP, HflB и Tsp13, что приводит к его быстрой деградации (рис. 2) [3, 18].
тмРНК+SmpB
ajaiS- a I ao аУ в ва аешт аггаа а
перенос полипептидной цепи на тмРНК
нон-стоп-комплекс
высвобождение пептида
ClpXP ClpAP HflB Tsp13
трансляция пептида закодированного в тмРНК
*
5'
Ф
расщепление мРНК з'-5' ехо
РНКаза R РНКаза II ПНФаза
диссоциация рибосомы протеолиз
Рис. 2. Освобождение рибосомы путем транс-трансляции. Комплекс тмРНК^трВ распознает рибосому в составе нон-стоп-комплекса, связывается в свободном А-сайте. Появление комплекса тмРНК^трВ в А-сайте приводит к переносу полипептидной цепи на А1а-тмРНК и сопровождается последующей транслокацией деацили-рованной тРНК из Р-сайта в Е-сайт и пептидил-тмРНК^трВ из А-сайта в Р-сайт. транс-Трансляция продолжается до тех пор, пока не будет достигнут стоп-кодон тмРНК, который узнают канонические факторы терминации RF1 или RF2, прекращающие трансляцию и высвобождающие полипептид с довеском, закодированным в тмРНК. Далее полипептид распознается несколькими протеазами, включая С1рХР, С1рАР, НАВ и Tsp13, что приводит к его быстрой деградации [3, 11-14]
Взаимодействие протеазы и ssrA-метки обеспечивает белок-посредник SspB. Деградации подвергается также исходная мРНК, входившая в нон-стоп-комплекс, во избежание повторной трансляции и повторения аварийных ситуаций [3]. В клетках Escherichia coli данный процесс осуществляет РНКаза R, которую привлекает тмРНК-SmpB [19]. Таким образом, тмРНК играет в жизнедеятельности клетки три важные роли: участвует в спасении рибосом, в контроле качества белка и мРНК [13].
Резервные пути высвобождения рибосомы с помощью ArfA и BrfA
Когда активность транс-трансляции ограничена, для спасения рибосомы используется запасной план - резервный путь высвобождения при помощи белка ArfA (от англ. alternative ribosome rescue
factor A). ArfA действует путем привлечения к рибосоме RF2, который в свою очередь гидролизует пептидил-тРНК в нон-стоп-комплексах (рис. 3) [20, 21].
Компенсируя отсутствие стоп-кодона в А-сайте, ArfA позволяет RF2 гидролизовать пептидил-тРНК [22]. Таким образом, в высвобождении рибосом с помощью ArfA основную роль играет мотив GGQ RF2, гидролизующий пептидил-тРНК, а мотив SPF, распознающий стоп-кодон, не имеет большого значения [23]. В отличие от транс-трансляции, действие ArfA приводит только к высвобождению рибосом, но не сопровождается последующей деградацией растущих полипептидов или мРНК [20-24]. Интересно, что ArfA привлекает исключительно RF2, но не RF1. RF2 сам по себе способен высвобождать арестованные рибосомы с достаточно низкой активностью,
6
ArfA
ArfA
Высвобождение полипептида
Диссоциация рибосомы
ArfA
Рис. 3. Высвобождение рибосомы при помощи АКА. АКА связывается на месте З'-кон-цевой части мРНК [22], компенсируя отсутствие стоп-кодона в А-сайте, он позволяет 1?Р2 гидролизовать пептидил-тРНК
ArfA
а ArfA усиливает эту активность [25] за счет непосредственного взаимодействия с RF2 [26].
Стоит отметить, что ArfA синтезируется с нон-стоп-мРНК и его экспрессия прямо регулируется работой системы транс-трансляции [27]. мРНК ArfA E. coli принимает структуру шпильки и содержит сайт расщепления РНКазой III, которая удаляет стоп-кодон и последние 18 кодонов открытой рамки считывания. Ген arfA Neisseria gonorrhoeae не имеет сайта расщепления РНКазой III, однако шпилька способствует терминации транскрипции перед стоп-кодоном, тем самым обеспечивая ингибирование синтеза ArfA [28]. Застрявшие на мРНК ArfA рибосомы высвобождаются в ходе транс-трансляции, а белок подвергается быстрому протеолизу [29]. В отдельных случаях мРНК ArfA может сохранить стоп-кодон, тогда осуществляется классический вариант терми-нации трансляции с образованием полноразмерного продукта, но на С-концевом участке полноразмерного ArfA находится гидрофобный участок, вследствие чего белок образует агрегаты и при этом все-таки расщепляется внутриклеточными протеазами. Если же активность транс-трансляции ограничена или нарушена, то образуется укороченный ArfA без довеска, вызывающего деградацию ssrA. Такой укороченный продукт приходит на замену системе тмРНК-SmpB. Подобный механизм регуляции делает ArfA истинной резервной системой спасения рибосом, функционирующей только тогда, когда активность транс-трансляции низкая или отсутствует [27].
Стратегию высвобождения рибосомы при помощи белка ArfA используют только грамотрицательные
бактерии. В клетках грамположительных бактерий реализуются другие механизмы. Долгое время считали, что канонические факторы высвобождения не принимают в них участие. Однако недавно описан способ спасения рибосом в клетках Bacillus subtilis, аналогичный действию ArfA [30]. Центральную роль в нем играет белок BrfA (от англ. Bacillus rescue factor A). Подобно ArfA он узнает нон-стоп-комплексы и привлекает к застрявшей рибосоме фактор тер-минации RF2. С-Концевой участок белка также связывается с каналом мРНК, только если он не занят частью мРНК с З'-конца от P-сайта. Сходство с ArfA проявляется и на уровне регуляции: BrfA синтезируется с нон-стоп-мРНК, а его экспрессия зависит от активности транс-трансляции. Тем не менее, белки ArfA и BrfA не имеют структурного сходства и эволюционно далеки друг от друга. Кроме того, несмотря на то что оба они привлекают на помощь RF2, взаимодействие каждого из этих белков с RF2 различно [30]. Вероятно, у грамположитель-ных и грамотрицательных бактерий параллельно сформировались резервные механизмы высвобождения рибосом, позволяющие подстраховать систему транс-трансляции.
ArfB: альтернативная спасательная система
Альтернативный способ спасения заблокированных рибосом обеспечивает белок ArfB (от англ. alternative ribosome rescue factor B). Ген arfB был впервые идентифицирован как супрессор летальности у мутанта E. coli, в котором отсутствовала как транс--трансляция, так и белок ArfA [24].
А
дааааддлаа.
ArfB
ArfB
Высвобождение полипептида
Высвобождение I
полипептида полипептида
Рис. 4. А - АКБ связывается в тоннеле мРНК рибосомы в составе нон-стоп-комплекса. После его связывания гибкий линкерный участок белка позволяет ^концевому домену проникнуть в ПТЦ для высвобождения пептида. Далее комплекс АКБ и рибосомы диссоциирует [24]. Б - сценарий спасения рибосомы при помощи АКБ при занятом А-сайте. Если протяженный фрагмент мРНК выступает из Р-сайта, то этот фрагмент перемещается за пределы мРНК тоннеля в межсубъединичное пространство и стабилизируется там при помощи дополнительной копии белка АКБ [35]. Каталитический АКБ при этом выполняет функцию гидролиза пептидил-тРНК. Далее комплекс АКБ и рибосомы диссоциирует
Б
Гомологи гена arfB обнаружены в 34% секвениро-ванных геномов как грамположительных, так и грам-отрицательных бактерий [31]. В отличие от ArfA, гомологи ArfB присутствуют также в клетках эукариот
[32].
N-Концевой домен ArfB гомологичен каталитическим доменам RF1 и RF2. Этот домен содержит мотив GGQ, который играет решающую роль в ArfB-опосредованном гидролизе пептидил-тРНК. При этом несколько важных аминокислотных остатков, необходимых для распознавания задержанного комплекса и связывания застрявшей рибосомы, располагаются вовсе не в N-, а напротив, в C-концевом домене белка. Домен, способный осуществлять взаимодействие со стоп-кодоном, у ArfB отсутствует
[33]. Очищенный ArfB из E. coli и C. crescentus способен гидролизовать пептидил-тРНК в нон-стоп-комплексах in vitro в отсутствие факторов термина-ции RF1 и RF2 (рис. 4А) [24, 31].
Субстратом тмРНК и ArfA служит рибосома со свободным А-сайтом, аналогичная ситуация предполагалась и для ArfB, однако выяснилось, что ArfB способен взаимодействовать с рибосомами и в том случае, когда небольшой отрезок мРНК выступает из P-сайта [34]. В такой ситуации нуклеотиды декодирующего центра перестраиваются, что приводит к расширению тоннеля мРНК. Подобная пластичность позволяет избежать стерического перекрывания С-концевого домена ArfB и короткого фрагмента мРНК, способствуя тем самым высвобождению рибосомы. C-Концевой домен служит своеобразным сенсо-
ром, распознающим рибосомы со свободным А-сайтом или перестроенным декодирующим центром. После его связывания в тоннеле мРНК гибкий линкерный участок белка позволяет ^концевому домену проникнуть в ПТЦ для высвобождения пептида. Далее вращение субчастиц рибосомы друг относительно друга приводит к перемещению деацилированного ССА-конца тРНК в Е-сайт. Комплекс АгШ и рибосомы диссоциирует, а ее последующей разборке способствует релизинг-фактор RRF [35]. Как и в случае ArfA, действие АгШ высвобождает рибосому, не вызывая деградацию синтезированного пептида.
Субстратами АгШ могут быть и рибосомы с достаточно протяженным фрагментом мРНК (рис. 4Б) [35]. В этом случае нуклеотиды центра декодирования не изменяют своего положения, и работает совершенно иной механизм. Выступающая мРНК перемещается за пределы мРНК тоннеля в межсубъединичное пространство и стабилизируется там при помощи дополнительной копии белка АгШ, в то время как каталитический АгШ выполняет функцию гидролиза. Таким образом, АгШ способен функционировать как в мономерной, так и в муль-тимерной форме, что позволяет ему эффективно распознавать две группы субстратов. Это придает ему способность высвобождать застрявшие рибосомы не только при обрыве матрицы, но и в случае набора редких кодонов или полипролиновых участков. В этом проявляется сходство АгШ с его эукариоти-ческим гомологом - белком 1СТ1, высвобождающим, по некоторым данным, митохондриальные рибосо-
Рис. 5. Возможные механизмы работы НАХ. А - НАХ может связываться со свободным Е-сайтом [38]. Застопорившийся пептид в ПТЦ является для НАХ сигналом к гидролизу GTP. Далее НАХ расщепляет 70S рибосому на 50Б и 30S субчастицы, которые впоследствии могут быть использованы в другом раунде трансляции. Б - НАХ способен связаться в А-сайте застопорившейся рибосомы [39]. Предварительно в такой модели пептид высвобождается при помощи фактора спасения АКА или АКВ. Далее HflX-GTP связывается с А-сайтом и вызывает диссоциацию рибосомных субчастиц
мы, застрявшие при трансляции кластера редких кодонов [32].
Удаление arfB у С. crescentus не сказывается на жизнеспособности, однако в сочетании с делеци-ей ssrA оно летально [31]. Тем не менее, АгШ не может полностью компенсировать потерю транстрансляции, так как штамм С. crescentus AssrA имеет выраженный дефект роста [3]. Кроме того, в отличие от АНА, синтез самого АгШ не связан с транстрансляционной активностью, поэтому он, скорее всего, не функционирует исключительно как резервная система транс-трансляции [24, 31]. Действие АгШ, как и AгfA, высвобождает рибосому, но не приводит к последующей направленной деградации синтезированного пептида или мРНК. Возможно АгШ необходим для распознавания и других возможных нарушений трансляции, например, высвобождения рибосомы из нон-стоп-комплексов, образованных под действием теплового шока [3, 35].
АНТ высвобождает рибосомы, используя иной механизм
Необычный способ спасения рибосом обнаружен у возбудителя туляремии Francisella tularensis. Данная бактерия не содержит АНА и АгШ, и тем не менее инактивация системы ssгA/SmpB не является летальной мутацией. Транспозонный мутагенез с последующим глубоким секвенированием выявил новый альтернативный фактор спасения рибосомы, получивший название АНТ [36].
Установлено, что удаление гена arfT приводит к потере жизнеспособности только у мутантов F. tularensis, не способных к транс-трансляции. Сверхэкспрессия ArfT, напротив, способствует интенсивному росту таких клеток [36]. ArfT имеет некоторое сходство с ArfA, и эти два фактора, возможно, распознают нон-стоп-комплексы похожим образом. С-Концевой «хвост» ArfA связывается в пустом канале мРНК застрявших рибосом, используя несколько остатков лизина и аргинина, включая консервативный мотив KGKGS. Ни один из этих остатков сам по себе не важен для активности ArfA, однако замена отдельных остатков снижает активность спасения рибосомы in vitro. Последовательность KKGGSTNKK вблизи С-конца ArfT содержит, как и ArfA, ряд положительно заряженных остатков, поэтому, по-видимому, ArfT может использовать эту последовательность для связывания рибосомы [37]. ArfT вызывает гидролиз пептидил-тРНК, работая совместно с факторами терминации, однако в отличие от ArfA, привлекающего только RF2, ArfT взаимодействует как с RF2, так и с RF1. Так, в ходе in vitro моделирования аварийной трансляции добавление к нон-стоп-комплексу ArfT и RF1 F. tularensis привело к гидролизу пептидил-тРНК с эффективностью 95%, а добавление ArfT и RF2 F. tularensis -к гидролизу с эффективностью 84% [36].
Несмотря на сходство С-концевой последовательности ArfT и ArfA, способность ArfT активировать как RF1, так и RF2 может означать, что ArfT взаимо-
действует с факторами высвобождения иначе, нежели ArfA. Кроме того, стоит отметить, что образование ArfT не регулируется посредством терминации трансляции.
ФАКТОРЫ, ВЫЗЫВАЮЩИЕ АВАРИЙНУЮ ТЕРМИНАЦИЮ ТРАНСЛЯЦИИ, НЕ СВЯЗАННУЮ С ГИДРОЛИЗОМ ПЕПТИДИЛ-тРНК
HflX
Тепловой шок - еще одна причина остановки трансляции. При этом системам спасения приходится иметь дело с 70S рибосомой с пептидил-тРНК в P-сайте и неповрежденной мРНК в А-сайте. Одним из факторов, способных распознать подобный субстрат, является белок HflX E. coli.
Известно несколько вариантов возможного механизма работы HflX. Согласно одному из них, Hf1X может связываться со свободным E-сайтом (рис. 5А) [38]. Застопорившийся пептид в ПТЦ служит сигналом к гидролизу GTP HflX. Далее HflX расщепляет 70S рибосому на 50S и 30S субчастицы, которые впоследствии могут использоваться в другом раунде трансляции. После расщепления рибосомы HflX может связываться с A-сайтом, чтобы предотвратить повторное связывание 50S и 30S субчастиц и блокировать присоединение других GTPаз [38]. Также показано, что HflX способен связаться в A-сайте застопорившейся рибосомы (рис. 5Б) [39]. Предварительно в такой модели пептид высвобождается при помощи фактора спасения ArfA или ArfB. Далее HflX-GTP связывается с A-сайтом и вызывает диссоциацию рибосомных субчастиц.
HflXr
В основе механизма действия значительного количества антибактериальных агентов лежит подавление трансляции. Многие из них связываются с ПТЦ, тем самым ингибируя пептидилтрансферазную реакцию [40]. Устойчивость к такого рода антибиотикам, как правило, обусловлена присутствием в бактериальной клетке эффлюксной помпы либо механизмов, модифицирующих или инактивирующих молекулу антибиотика [41]. Кроме того, недавно обнаружили, что делеция гена hflX у патогенной бактерии Mycobacterium abscessus приводит к усилению чувствительности к антибактериальным агентам класса макролидов. Продукт данного гена способен разбирать рибосомы, заблокированные под действием макролидов, и таким образом играет важную роль в развитии антибиотикорези-стентности у некоторых патогенов [42].
Нетривиальный механизм резистентности, связанный, возможно, с работой белка HflXr, описан у Listeria monocytogenes [5, 43]. Этот белок являет-
ся гомологом HflX E. coli, функция которого заключается в разборке остановленной рибосомы [5]. Хотя HflXr также способен разбирать рибосомные субчастицы, нельзя утвержать, что его действие прямо связано с вытеснением антибиотика. Так, несмотря на то что делеция гена hflXr делает бактерии более чувствительными к эритромицину и линкомицину, фенотип чувствительности проявлялся только при одновременной делеции еще одного гена - lmo0919 [5].
Высвобождение рибосомы с помощью RqcH и RqcP
Среди причин внезапной остановки биосинтеза белка есть и достаточно необычная - преждевременная диссоциация рибосомных субчастиц. Высвобождение 50S субъединицы из комплекса с пептидил-тРНК осуществляется при этом с помощью нескольких механизмов. Один из них реализуется белками RqcH и RqcP (рис. 6) [44]. Действие данных белков частично дублирует активность ssrA/тмРНК, поскольку также приводит к навешиванию на полипептид метки, распознаваемой внутриклеточными протеазами.
RqcH, обнаруженный у B. subtilis (от Rqc2 homolog), является гомологом эукариотического фактора контроля качества трансляции Rqc2. В модели, представленной на рис. 6, белок RqcP связывается с 50S субъединицей рибосомы и стабилизирует тРНК в P-сайте [44, 45]. RqcH доставляет к 50S заряженную аланиновую тРНК, которая занимает свободный A-сайт. RqcH специфично связывает Ala-тРНК благодаря тому, что нуклеотиды G35 и C36 антикодона тРНК и аминокислотные остатки NFACT-N-домена RqcH образуют взаимодействия наподобие уотсон-криковских [46]. Далее происходит перенос полипептидной цепи. Затем RqcP теряет сродство к рибосоме, что способствует ее перемещению наподобие транслокации: деацилированная тРНК при этом передвигается в E-сайт, пептидил-тРНК - в P-сайт. Позже для стабилизации пептидил-тРНК в P-сайте RqcP присоединяется вновь. RqcH либо диссоциирует, либо, будучи присоединенным к рибосоме, привлекает Ala-тРНК. Далее цикл подобной «элонгации» может повторяться до момента, пока фактор RqcH не диссоциирует и полипептид не будет высвобожден. Фактор, который при таком развитии событий проводит гидролиз пептидил-тРНК, на данный момент точно не установлен. Предполагается, что такую роль может выполнять ArfB [44].
Hsp15
Белки RqcH и RqcP отсутствуют у актинобактерий и гамма-протеобактерий. Однако стоит отметить, что белок RqcP является гомологом белка Hsp15 E. coli [44]. Обратим внимание, что, как и RqcH/RqcP, Hsp15 связывается с 50S субчастицей, заблокиро-
Ala-тРНК
RqcP
^ fci ^
RqcH
А1а-метка
У
RqcH
RqcP
RqcP
Рис. 6. Механизм действия белков RqсP и RqcH (YabO). RqcP связывается с 50S субъединицей рибосомы и стабилизирует тРНК в Р-сайте [44, 45]. RqcH доставляет к 50S заряженную аланиновую тРНК, которая занимает свободный А-сайт. Далее происходит перенос полипептидной цепи. Затем RqcP теряет стродство к рибосоме, что способствует ее перемещению наподобие транслокации: деацилированная тРНК при этом передвигается в Е-сайт, пептидил-тРНК - в Р-сайт. Позже для стабилизации пептидил-тРНК в Р-сайте RqcP присоединяется вновь. Присоединенный к рибосоме RqcH привлекает А1а-тРНК. Далее цикл подобной «элонгации» может повторяться до момента, пока фактор RqcH не диссоциирует и полипептид не будет высвобожден. Фактор, который при таком развитии событий проводит гидролиз пептидил-тРНК, на данный момент точно не установлен. Такую роль, по-видимому, может выполнять АКБ
ванной после внезапной разборки рибосомы. Hsp15 не взаимодействует с 70S рибосомами, поскольку присутствие малой субчастицы препятствует его связыванию. При незапланированной разборке рибосомы большая субчастица оказывается доступной для Hsp15. При этом пептидил-тРНК может располагаться в A-сайте ввиду отсутствия субъединицы 30S. Однако это неблагоприятная ситуация, поскольку при занятом A-сайте фактор высвобождения не способен связаться с 50S субчастицей. Установлено, что белок Hsp15 способствует перемещению пептидил-тРНК из A-сайта в P-сайт. Далее высвобождение полипептидной цепи предположительно может осуществлять ArfB. Существенное отличие данного механизма от действия белков RqcH и RqcP состоит в том, что синтезированная полипептидная цепь не направляется на деградацию [47].
PrfH
В 1992 году был идентифицирован участок генома E. coli K-12, кодирующий аминокислотную последовательность, обладающую значительным сходством
с последовательностью RF1 и RF2 [48]. Этот элемент получил название prfH (от англ. protein release factor homologue). Позже выяснилось, что значительное количество геномов бактерий, даже эволюционно далеких друг от друга, содержат ортологи данного гена. Белок PrfH имеет много общего с факторами терминации трансляции RF1 и RF2 и рассматривается как их паралог [49].
Существует несколько предложений относительно функции PrfH и того, какой комплекс рибосомы может быть его субстратом. Наиболее вероятной все же остается гипотеза о том, что PrfH является фактором спасения рибосомы [49].
Так, обнаружено, что сверхэкспрессия prfH увеличивает устойчивость бактерий Pseudomonas aeruginosa к действию азитромицина [50]. Кроме того, при помощи репортерной системы показано, что сверхэкспрессия prfH приводит к снижению числа задержанных комплексов рибосомы и модельной мРНК, образованных под влиянием азитромицина.
Тем не менее, роль PrfH на данный момент остается неизвестной и подлежит дальнейшему изучению.
Остановка рибосомы
Возобновление трансляции
Рис. 7. Механизм действия фактора EF-P. Связывание EF-P стимулирует элонгацию in vivo и in vitro, когда рибосомы останавливаются на полипролиновых участках. EF-P связывается между E- и P-сайтами на субъединице 50S в непосредственной близости от пептидил-тРНК. Считается, что EF-P спсообствует стабилизации продуктивной для пептидилтрансферазной реакции конформации субстратов ПТЦ [4]
ФАКТОРЫ, ВЫЗЫВАЮЩИЕ РЕАКТИВАЦИЮ ТРАНСЛЯЦИИ
Фактор элонгации Р
Стоит отметить, что не всегда причиной остановки рибосомы при трансляции являются повреждения матрицы - зачастую рибосомы застревают на неповрежденных мРНК. Подобная ситуация может развиваться по двум сценариям: либо элонгация возобновляется, либо мРНК разрезается с образованием нон-стоп-комплекса. Методом рибосомного профай-линга показано, что такие остановки краткосрочны, поскольку они не блокируют продвижение других рибосом, транслирующих ту же матрицу, и не нарушают экспрессию генов [51, 52]. Множество подобных случаев вызвано задержками элонгации, например, из-за нехватки необходимой аминоацил-тРНК. Кроме того, к задержке могут приводить псевдоузлы и некоторые элементы последовательности мРНК [52].
Застрявшие рибосомы способны к спонтанному возобновлению элонгации или терминации трансляции, однако помощь в этом часто оказывают специализированные факторы трансляции. Один из них - EF-P - высококонсервативный белок, гомолог эукариотического eIF5A, способствует синтезу полипролиновых последовательностей [4, 53, 54]. Ортологи EF-P у разных групп организмов содержат модифицированные аминокислотные остатки, идентичность которых может отличаться у разных таксонов [53]. Так, EF-P E. coli содержит остаток ли-зинил-гидроксилизина, создаваемый ферментами YfcM [55], YjeK и YjeA [56-58]. EF-P P. aeruginosa содержит остаток рамнозы [59, 60], а соответствующий остаток в EF-P B. subtilis - это 5-аминопентанол [61]. В клетках эукариот eIF5A, ортолог EF-P, несет остаток гипузина [62].
Формирование пептидной связи между аминокислотными остатками пролина затруднено и зачастую может привести к остановке синтеза белка
[63]. Показано, что подобные затруднения возникают при прохождении рибосомой участка из трех и более пролинов подряд [64]. Такой мотив встречается, в частности, в высококонсервативной валин-тРНК-синтетазе [63].
Структурные исследования EF-P на рибосоме показывают, что EF-P связывается между E-сайтом и P-сайтом на субъединице 50S в непосредственной близости от пептидил-тРНК. Связывание EF-P стимулирует элонгацию in vivo и in vitro, когда рибосомы останавливаются на последовательностях полипро-лина (рис. 7). Считается, что EF-P способствует стабилизации, продуктивной для пептидилтрансферазной реакции конформации субстратов ПТЦ. Несмотря на то что EF-P устраняет небольшой набор аварийных ситуаций, он достаточно важен для физиологии бактериальной клетки. Так, штаммы E. coli и S. enterica, в которых отсутствует EF-P, имеют дефекты целостности мембраны, а также повышенную чувствительность к действию некоторых антибактериальных агентов [64].
EF-4 (LepA)
Широко известный консервативный фактор трансляции EF-4, также называемый LepA, как предполагалось, способствует элонгации путем катализа обратной транслокации попавших в аварию рибосом [3]. Тем не менее, данные рибосомного профайлинга показывают, что EF-4 принимает участие в основном на стадии инициации, и пока не известно, играет ли этот белок роль в высвобождении рибосом [65]. Кроме того, показано, что EF-4 ремоделирует тРНК A-сайта, вызывая смещение акцепторного стебля тРНК от ПТЦ. Для понимания функционального значения A/L-искажения тРНК A-сайта требуются дополнительные исследования [66].
EttA
В качестве защиты рибосомы от действия антибиотиков особый интерес представляют белки
Факторы и механизмы высвобождения остановленных рибосом
Причина остановки Фактор спасения Механизм высвобождения рибосом Распространенность
Образование аварийных комплексов транс-Трансляция (тмРНК/SmpB) Возобновление трансляции при помощи тмРНК. Мечение полипептида и мРНК 99% бактериальных геномов
ArfA Привлечение фактора RF2 Грамотрицательные
BrfA Привлечение фактора RF2 Bacillus subtilis
ArfT Привлечение RF или RF2 Francisella tularensis
ArfB Самостоятельный гидролиз пептидил-тРНК Грамотрицательные и грамполо-жительные
HflX Разборка рибосомных субчастиц Грамотрицательные и грамполо-жительные
Внезапная диссоциация субчастиц RqcH/RqcP + ArfB (?) Имитация элонгации трансляции для присоединения А1а-метки к полипептиду. Гидролиз Кроме гамма-протеобактерий и актинобактерий
Hsp15 +ArfB(?) Перемещение пептидил-тРНК в Р-сайт. Гидролиз Грамотрицательные и грамполо-жительные
Кластер редких кодонов, полипро-линовый участок, вторичная структура EF-P Помощь в образовании пептидной связи при прохождении сложного участка Грамотрицательные и грамполо-жительные
EF-4 Помощь при прохождении сложного участка Грамотрицательные и грамполо-жительные
ArfB Гидролиз пептидил-тРНК Грамотрицательные и грамполо-жительные
Действие антибиотиков HflXr Разборка рибосомы Listeria monocytogenes
ABC-F-белки Диссоциация антибиотика Грамположительные
PrfH-? Неизвестен Грамотрицательные и грамположительные
ATP-связывающей кассеты (ABC) типа F, которые связываются с рибосомами и способствуют диссоциации комплекса рибосомы и антибиотика [43, 67, 68]. Отдельного упоминания заслуживает EttA - белок ABC-F, обнаруженный у E. coli [69]. EttA не способствует приобретению устойчивости к антибиотикам, но при этом действует как фактор трансляции, ограничивая активность рибосом в ответ на низкий уровень ATP [70, 71]. При высоких концентрациях ADP EttA связывается с 70S рибосомой в P-сайте, стабилизируя ее в так называемом состоянии гибернации. Это связывание препятствует синтезу белка и позволяет перенести неблагоприятные условия при помощи ограничения трансляции.
Также действие некоторых белков ABC-F лежит в основе механизмов устойчивости к антибиотикам. Подробный обзор белков ABC-F, защищающих рибосому от антибиотиков, представлен в работе [40]. Такие белки ABC-F связываются в E-сайте рибосомы. Связывание вызывает небольшое вращение 30S субъединицы против часовой стрелки относительно 50S, что приводит к сдвигу тРНК и позволяет ARD-домену белка проникнуть в ПТЦ, вызывая диссоциацию антибиотика. Предположительно, это происходит потому, что связывание белка вызывает аллостерические конформационные изменения в ну-клеотидах ПТЦ, которые содержат сайт связывания антибиотика. Белки ABC-F, обнаруженные у многих
бактерий, таких, как, например, Pseudomonas aeruginosa, Staphylococcus aureus, Enterococcus faecalis, B. subtilis, придают этим организмам устойчивость к широкому спектру антибиотиков [40].
ЗАКЛЮЧЕНИЕ
Способность высвобождать рибосомы, застрявшие на мРНК в процессе трансляции, заметно повышает жизнеспособность и поэтому закрепилась в процессе отбора (таблица). Большинству бактерий для жизни необходим по крайней мере один механизм спасения рибосом. При этом наибольшее распространение получила система транс-трансляции - гены ssrA и smpB обнаружены более чем у 99% видов бактерий [3]. Поскольку компоненты системы транстрансляции представлены практически во всех бактериальных геномах, а мутации в генах, кодирующих такие белки, снижают жизнеспособность клеток, белки-участники данной системы рассмотрены как привлекательные мишени для новых антибактериальных препаратов. Эти соображения подкреплялись также тем, что транс-трансляция специфична для бактериальных клеток, что снижает вероятность возможных побочных эффектов. Методом высокопроизводительного скрининга отобраны несколько соединений - потенциальных ингибиторов высвобождения нон-стоп-комплексов посредством транстрансляции [8]. В основе механизма одного из них
лежит предотвращение мечения полипептида, тогда как другие ингибируют протеолиз белков, содержащих метку. Одно из соединений ингибирует как присоединение метки, так и последующий протеолиз белка.
Клетки практически всех исследованных видов бактерий, способных выживать в отсутствие транстрансляции, содержат альтернативный фактор высвобождения [72]. Так, при делеции ssrA жизнеспособность клеток E. coli поддерживает arfA, B. subtilis - brfA, F. tularensis - arfT, а в клетках C. crescentus - arfB. Shigella flexneri и N. gonorrhoeae не способны выживать без транс-трансляции [27]. Возможно, данный факт объясняется тем, что эти патогены не содержат гомолога ArfA E. coli, способного заменить систему тмРНК-SmpB [27, 73]. Отметим, что ArfT взаимодействует с RF1/2 F. tularensis, но не способен связаться с RF1/2 E. coli. Фактор BrfA взаимодействует исключительно с RF2 B. subtilis. Таким образом, описанные выше системы спасения рибосом, не являются взаимозаменяемыми у разных видов [26]. При этом в отсутствие транс-трансляции абсолютно все альтернативные спасательные системы не обеспечивают достаточной активности. Делеция ssrA или smpB приводит к проявлению множества различных фенотипов. Так, лишенные ssrA мутанты могут обладать повышенной чувствительностью к действию антибиотиков, колебаниям температуры, а также иметь дефекты вирулентности [27, 74]. транс-Трансляция сохраняется у всех бактерий, ни один вид не приспособился использовать исключительно ArfA, ArfB или другие системы. Активность тмРНК/smpB не только высвобождает
СПИСОК ЛИТЕРАТУРЫ
1. Schmeing T.M., Ramakrishnan V. // Nature. 2009. V. 461. № 7268. P. 1234-1242.
2. Laursen B.S., Sorensen H.P., Mortensen K.K., Sperling-Petersen H.U. // Microbiol. Mol. Biol. Rev. 2005. V. 69. № 1. P. 101-123.
3. Keiler K.C. // Nat. Rev. Microbiol. 2015. V. 13. № 5. P. 285-297.
4. Rajkovic A., Ibba M. // Annu. Rev. Microbiol. 2017. V. 71. № 1. P. 117-131.
5. Duval M., Dar D., Carvalho F., Rocha E.P.C., Sorek R., Cossart P. // Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 2018. V. 115. № 52. P. 1335913364.
6. Ito K., Chiba S. // Annu. Rev. Biochem. 2013. V. 82. P. 171-202.
7. Bandyra K.J., Luisi B.F. // RNA Biol. 2013. V. 10. № 4. P. 627-635.
8. Ramadoss N., Alumasa. J.N., Chang H., Brinker A., Keiler K.C. // Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 2013. V. 110. № 25. P. 10282-10287.
9. Chadani Y., Ono K., Ozawa S., Takahashi Y., Takai K., Nanamiya H., Tozawa Y., Kutsukake K., Abo T. // Mol. Microbiol. 2010. V. 78. № 4. P. 796-808.
10. Ivanova N., Pavlov M.Y., Ehrenberg M. // J. Mol. Biol. 2005. V. 350. № 5. P. 897-905.
11. Komine Y., Yokogawa T., Nishikawa K., Inokuchi H. // Proc.
застрявшие рибосомы, но и способствует удалению недосинтезированных полипептидных цепей и поврежденных мРНК, что также дает ей значительное преимущество перед резервными системами спасения. Частичным аналогом транс-трансляции в каком-то смысле можно назвать систему RqcH-RqcP, работа которой также приводит к деградации неправильного полипептида.
Дополнительные системы спасения рибосом как резервные, так и самостоятельные сложно назвать механизмами контроля качества биосинтеза белка. В результате работы этих систем «некачественные» мРНК и синтезированные на их основе полипептиды не направляются на деградацию специально. Поскольку при всем разнообразии резервных механизмов ни один из них не дублирует транстрансляцию, возникает предположение, что в случае остановки трансляции первоочередную задачу представляет именно спасение рибосом. Безусловно, транс-трансляция наиболее выгодна, так как избавляет клетку от нежелательных и потенциально токсичных молекул. Однако, когда ее активность ограничена или отсутствует, реализуется главная потребность - спасение заблокированных рибосом-ных субчастиц для осуществления последующих раундов синтеза белка. Таким образом, бактерии приобрели разнообразные системы спасения трансляции, направленные главным образом не на контроль качества мРНК, а на высвобождение рибосом-ных субчастиц. •
Работа выполнена при поддержке гранта РНФ № 20-74-10031.
Natl. Acad. Sci. USA. 1994. V. 91. P. 9223-9227.
12. Atkins J.F., Gesteland R.F. // Nature. 1996. V. 379. № 6568. P. 3105-3114.
13. Janssen B.D., Hayes C.S. // Adv. Protein Chem. Struct. Biol. 2012. V. 86. P. 151-191.
14. Abo T., Ueda K., Sunohara T., Ogawa K., Aiba H. // Genes Cells. 2002. V. 7. № 7. P. 629-638.
15. Kyoko Hanawa-Suetsugu M.T., Inokuchi H., Himeno H., Muto A.// Nucl. Acids Res. 2002. V. 30. № 7. P. 1620-1629.
16. Shimizu Y., Ueda T. // J. Biol. Chem. 2006. V. 281. № 23. P. 15987-15996.
17. Neubauer C., Gillet R., Kelley A.C., Ramakrishnan V. // Science. 2012. V. 335. № 6074. P. 1366-1369.
18. Keiler K.C., Waller P.R., Sauer R.T. // Science. 1996. V. 271. № 5251. P. 990-993.
19. Richards J., Mehta P., Karzai A.W. // Mol. Microbiol. 2006. V. 62. № 6. P. 1700-1712.
20. Demo G., Svidritskiy E., Madireddy R., Diaz-Avalos R., Grant T., Grigorieff N., Sousa D., Korostelev A.A. // Elife. 2017. V. 6. P. e23687.
21. Kurita D., Chadani Y., Muto A., Abo T., Himeno H. // Nucl. Acids Res. 2014. V. 42. № 21. P. 13339-13352.
22. Huter P., Muller C., Beckert B., Arenz S., Berninghausen
O., Beckmann R., Wilson D.N. // Nature. 2017. V. 541. № 7631. P. 546-549.
23. Chadani Y., Ito K., Kutsukake K., Abo T. // Mol. Microbiol. 2012. V. 86. № 1. P. 37-50.
24. Chadani Y., Ono K., Kutsukake K., Abo T. // Mol. Microbiol. 2011. V. 80. № 3. P. 772-785.
25. Himeno H., Nameki N., Kurita D., Muto A., Abo T. // Biochimie. 2014. V. 114. P. 102-112.
26. Kurita D., Abo T., Himeno H. // J. Biol. Chem. 2020. V. 295. № 38. P. 13326-13337.
27. Abo T., Chadani Y. // Front. Microbiol. 2013. V. 5. P. 156.
28. Schaub R.E., Poole S.J., Garza-Sanchez F., Benbow S., Hayes
C.S. // J. Biol. Chem. 2012. V. 287. № 35. P. 29765-29775.
29. Garza-Sanchez F., Schaub R.E., Janssen B.D., Hayes C.S. // Mol. Microbiol. 2011. V. 80. № 5. P. 1204-1219.
30. Shimokawa-Chiba N., Muller C., Fujiwara K., Beckert B., Ito K., Wilson D.N., Chiba S. // Nat. Commun. 2019. V. 10. № 1. P. 5397.
31. Feaga H.A., Viollier P.H., Keiler K.C. // mBio. 2014. V. 5. № 6. P. e01916.
32. Akabane S., Ueda T., Nierhaus K.H., Takeuchi N. // PLoS Genet. 2014. V. 10. № 9. P. e1004616.
33. Burroughs A.M., Aravind L. // Int. J. Mol. Sci. 2019. V. 20. № 8. P. 1981.
34. Müller C., Crowe-McAuliffe C., Wilson D.N. // Front. Microbiol. 2021. V. 12. P. 652980.
35. Carbone C.E., Demo G., Madireddy R., Svidritskiy E., Korostelev A.A. // Nat. Commun. 2020. V. 11. № 1. P. 5552.
36. Goralski T.D.P., Kirimanjeswara G.S., Keiler K.C. // mBio. 2018. V. 9. № 6. P. e02436-02418.
37. James N.R., Brown A., Gordiyenko Y., Ramakrishnan V. // Science. 2016. V. 354. № 6318. P. 1437-1440.
38. Coatham M.L., Brandon H.E., Fischer J.J., Schummer T., Wieden H.J. // Nucl. Acids Res. 2016. V. 44. № 4. P. 1952-1961.
39. Zhang Y., Mandava C.S., Cao W., Li X., Zhang D., Li N., Zhang Y., Zhang X., Qin Y., Mi K., et al. // Nat. Struct. Mol. Biol. 2015. V. 22. № 11. P. 906-913.
40. Ero R., Kumar V., Su W., Gao Y.G. // Protein Sci. 2019. V. 28. № 4. P. 684-693.
41. Blair J.M., Webber M.A., Baylay A.J., Ogbolu D.O., Piddock L.J. // Nat. Rev. Microbiol. 2015. V. 13. № 1. P. 42-51.
42. Rudra P., Hurst-Hess K.R., Cotten K.L., Partida-Miranda A., Ghosh P. // Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 2020. V. 117. № 1. P. 629-634.
43. Wilson D.N., Hauryliuk V., Atkinson G.C. // Nat. Rev. 2020. V. 18. № 11. P. 637-648.
44. Crowe-McAuliffe C., Takada H., Murina V., Polte C., Kasvandik S., Tenson T., Ignatova Z., Atkinson G.C., Wilson
D.N., Hauryliuk V. // Mol. Cell. 2021. V. 81. № 1. P. 115-126.
45. Lytvynenko I., Paternoga H., Thrun A., Balke A., Muller T.A., Chiang C.H., Nagler K., Tsaprailis G., Anders S., Bischofs I., et al. // Cell. 2019. V. 178. № 1. P. 76-90.
46. Filbeck S.C.F., Paternoga H., Tsaprailis G., Joazeiro C., Pfeffer S. // Mol. Cell. 2021. V. 81. № 1. P. 1-11.
47. Jiang L., Schaffitzel C., Bingel-Erlenmeyer R., Ban N., Korber P., Koning R.I., de Geus D.C., Plaisier J.R., Abrahams J.P. // J. Mol. Biol. 2009. V. 386. № 5. P. 1357-1367.
48. Herman J., Pel M.R., Grivell L.A. // Nucl. Acids Res. 1992. V. 20. № 17. P. 4423-4442.
49. Baranov P.V., Vestergaard B., Hamelryck T., Gesteland R.F., Nyborg J., Atkins J.F. // Biol. Direct. 2006. V. 1. P. 28.
50. Shi J.L.Y., Zhang Y., Jin Y., Bai F., Cheng Z., Jin S., Wu W. // Antimicrob. Agents Chemother. 2018. V. 62. № 2. P. e01867-01817.
51. Li G.-W., Oh E., Weissman J.S. // Nature. 2012. V. 484. № 7395. P. 538-541.
52. Schrader J.M., Zhou B., Li G.-W., Lasker K., Childers W.S., Williams B., Long T., Crosson S., McAdams H.H., Weissman J.S., et al. // PLoS Genet. 2014. V. 10. № 7. P. e1004463.
53. Hummels K.R., Kearns D.B. // FEMS Microbiol. Rev. 2020. V. 44. № 2. P. 208-218.
54. Katz A., Solden L., Zou S.B., Navarre W.W., Ibba M. // Nucl. Acids Res. 2014. V. 42. № 5. P. 3261-3271.
55. Peil L., Starosta A.L., Virumae K., Atkinson G.C., Tenson T., Remme J., Wilson D.N. // Nat. Chem. Biol. 2012. V. 8. № 8. P. 695-697.
56. Park J.H., Johansson H.E., Aoki H., Huang B.X., Kim H.Y., Ganoza M.C., Park M.H. // J. Biol. Chem. 2012. V. 287. № 4. P. 2579-2590.
57. Roy H., Zou S.B., Bullwinkle T.J., Wolfe B.S., Gilreath M.S., Forsyth C.J., Navarre W.W., Ibba M. // Nat. Chem. Biol. 2011. V. 7. № 10. P. 667-669.
58. Navarre W.W., Zou S.B., Roy H., Xie J.L., Savchenko A., Singer A., Edvokimova E., Prost L.R., Kumar R., Ibba M., et al. // Mol. Cell. 2010. V. 39. № 2. P. 209-221.
59. Lassak J., Keilhauer E.C., Furst M., Wuichet K., Godeke J., Starosta A.L., Chen J.M., Sogaard-Andersen L., Rohr J., Wilson D.N., et al. // Nat. Chem. Biol. 2015. V. 11. № 4. P. 266-270.
60. Rajkovic A., Erickson S., Witzky A., Branson O.E., Seo J., Gafken P.R., Frietas M.A., Whitelegge J.P., Faull K.F., Navarre W., et al. // mBio. 2015. V. 6. № 3. P. e00823.
61. Rajkovic A., Hummels K.R., Witzky A., Erickson S., Gafken P.R., Whitelegge J.P., Faull K.F., Kearns D.B., Ibba M. // J. Biol. Chem. 2016. V. 291. № 21. P. 10976-10985.
62. Schnier J., Schwelberge H.G., Smit-McBride Z., Kang H.A., Hershey J.W. // Mol. Cell. Biol. 1991. V. 11. № 6. P. 3105-3114.
63. Starosta A.L., Lassak J., Peil L., Atkinson G.C., Woolstenhulme C.J., Virumae K., Buskirk A., Tenson T., Remme J., Jung K., et al. // Cell Rep. 2014. V. 9. № 2. P. 476483.
64. Peil L., Starosta A.L., Lassak J., Atkinson G.C., Virumae K., Spitzer M., Tenson T., Jung K., Remme J., Wilson D.N. // Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 2013. V. 110. № 38. P. 15265-15270.
65. Balakrishnan R., Oman K., Shoji S., Bundschuh R., Fredrick K. // Nucl. Acids Res. 2014. V. 42. № 21. P. 13370-13383.
66. Gagnona M.G., Lina J., Steitza T.A. // Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 2016. V. 113. № 18. P. 4994-4999.
67. Sharkey L.K.R., O'Neill A.J. // ACS Infect. Dis. 2018. V. 4. № 3. P. 239-246.
68. Crowe-McAuliffe C., Graf M., Huter P., Takada H., Abdelshahid M., Novacek J., Murina V., Atkinson J.C., Hauryliuk V., Wilson D.N. // Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 2018. V. 115. № 36. P. 8978-8983.
69. Chen B., Boel G., Hashem Y., Ning W., Fei J., Wang C., Gonzalez R.L.Jr., Hunt J.F., Frank J. // Nat. Struct. Mol. Biol. 2014. V. 21. № 2. P. 152-159.
70. Meir M., Rozenblit A., Fliger S., Geffen Y., Barkan D. // BMC Microbiol. 2020. V. 20. № 1. P. 288.
71. Murina V., Kasari M., Takada H., Hinnu M., Saha C.K., Grimshaw J.W., Seki T., Reith M., Putrins M., Tenson T., et al. // J. Mol. Biol. 2019. V. 431. № 18. P. 3568-3590.
72. Korostelev A.A. // RNA. 2011. V. 17. № 8. P. 1409-1421.
73. Ramadoss N.S., Zhou X., Keiler K.C. // PLoS One. 2013. V. 8. № 2. P. e57537.
74. Keiler K.C., Shapiro L. // J. Bacteriol. 2003. V. 185. № 2. P. 573-580.
