CC BY
122
УДК 615.277.3; 577.323.23
Комплексообразование с альбумином как фактор фотодинамической активности новых производных бактериопурпуринимида
А. В. Акимова1*, Г. Н. Рычков2,3, М. А. Грин4, Н. А. Филипповa5, Г. В. Головина1, Н. А. Дурандин1, А. М. Виноградов1, Т. А. Кокрашвили6, А. Ф. Миронов4, А. А. Штиль5, В. А. Кузьмин1 1Институт биохимической физики им. Н.М. Эмануэля РАН, 119334, Москва, ул. Косыгина, 4 2Петербургский институт ядерной физики, 188300, Ленинградская область, Гатчина, Орлова роща 3Санкт-Петербургский государственный политехнический университет, 195251, Санкт-Петербург, ул. Политехническая, 29
4Московский государственный университет тонких химических технологий им. М.В. Ломоносова, 119571, Москва, просп. Вернадского, 86
5Российский онкологический научный центр им. Н.Н. Блохина РАМН, 115478, Москва, Каширское ш., 24
6Грузинский технический университет, 0175, Грузия, Тбилиси, ул. Костава, 77 *E-mail: alexa_karpenko@mail.ru Поступила в редакцию 21.02.2014
РЕФЕРАТ Оптимизация химической структуры противоопухолевых фотосенсибилизаторов (ФС) направлена на повышение аффинности к белку-транспортеру - альбумину, и на индукцию необратимых повреждений при освещении опухолевых клеток. Производные бактериопурпуринимида - перспективные ФС, поглощающие свет в ближней инфракрасной области спектра. Спектрофотометрически показано, что новые производные бактериопурпуринимида, отличающиеся заместителями при атомах азота в имидном экзоцикле и пиррольном кольце А, образуют нековалентные комплексы с сывороточным альбумином человека (ЧСА). Величина константы комплексообразования метилового эфира этилокси-ма ^этоксибактериопурпуринимида (соединение 1) существенно выше, чем у метилового эфира окси-ма ^метоксибактериопурпуринимида (соединение 2) (1.18 х 105 и 1.26 х 104 М-1 соответственно) (метод Бенеши-Хильдебрандта). Молекулярное моделирование комплексообразования с ЧСА выявило структурные особенности и энергии межатомных взаимодействий 1 и 2 с аминокислотными остатками в сайте связывания гемоподобных молекул белка. Установлено, что этоксильные группы стабилизируют расположение соединения 1 в этом сайте за счет гидрофобных взаимодействий с белком. Более высокая аффинность соединения 1 к ЧСА позволила использовать его в меньшей концентрации, чем соединения 2, для фотоповреждения культивируемых клеток рака толстой кишки. Фотоактивация 1 и 2 приводила к быстрому (в течение первых минут) некрозу опухолевых клеток. Этот механизм гибели может иметь практическое значение для элиминации опухолевых клеток, устойчивых к другим противоопухолевым воздействиям. КЛЮЧЕВЫЕ СЛОВА альбумин, константа комплексообразования, некроз, рак, фотодинамическая терапия, фотосенсибилизаторы.
СПИСОК СОКРАЩЕНИЙ ДМСО - диметилсульфоксид; ФБ - фосфатный буфер; ФДТ - фотодинамическая терапия; ФС - фотосенсибилизатор; ЧСА - сывороточный альбумин человека.
ВВЕДЕНИЕ
Биологическое действие экзогенных фотоактивиру-емых химических соединений в клетках про- и эу-кариот определяется формированием реакцион-носпособных частиц и индукцией многочисленных процессов, важнейший из которых - гибель клеток [1, 2]. Этот механизм используется в фотоди-
намической терапии (ФДТ) новообразований, неопухолевых и инфекционных заболеваний [3-5]. В качестве фотосенсибилизаторов (ФС) для ФДТ наиболее часто используются соединения, содержащие тетрапиррольные макроциклы: порфирины и их гидрированные аналоги - хлорины и бактерио-хлорины [3].
Оптимизация структуры ФС, направленная на повышение их клинической эффективности, включает следующие направления. Во-первых, необходимо добиться фотоповреждения глубоких слоев ткани в очаге поражения. С этой целью используют, в частности, производные бактериохло-рофилла а, поглощающие свет в длинноволновой области спектра (ближний инфракрасный диапазон) [6-9]. Во-вторых, ФС должен взаимодействовать с транспортными белками, главным образом с альбумином (сывороточный альбумин человека, ЧСА), для эффективной доставки в патологический очаг. Повышение аффинности такого взаимодействия может быть достигнуто введением в макроцикл катионов металлов и модификацией периферических заместителей [10-15]. Помимо транспортной функции, комплексы ЧСА с Pd-содержащим бактерио-хлорином выполняют функцию фотокаталитической оксидоредуктазы, существенно повышая выход активных форм кислорода и фотодинамический эффект [2].
Наконец, важна способность ФС вызывать необратимое фотоповреждение (гибель) клеток, устойчивых к другим терапевтическим воздействиям. Эта способность приобретает особое значение в ситуациях, когда нельзя использовать другие лечебные методы (невозможность радикального хирургического лечения, резидуальные опухоли после комбинированной терапии и др.). Фотоиндуцированная гибель клеток может протекать по механизму некроза; существенное отличие этого механизма - первичное необратимое повреждение плазматической мембраны и мембранных органелл [5].
Цель настоящей работы - исследование количественных параметров комплексообразования ЧСА с двумя производными бактериопурпуринимида, которые отличаются друг от друга периферическими заместителями. Эти параметры рассматриваются как фактор эффективности индукции фотонекроза опухолевых клеток.
ЭКСПЕРИМЕНТАЛЬНАЯ ЧАСТЬ
Исследованы производные бактериопурпуриними-да с различными заместителями при атоме азота в имидном экзоцикле (этокси 1- и метокси 2-группы) и пиррольном кольце А ^-этокси 1- и ^гидрокси 2-группы) (рис. 1). Соединения получали обработкой бактериопурпурина этоксиамином (1) [16] и гидрок-силамином (2) с последующим метилированием диа-зометаном [17], растворяли в диметилсульфоксиде (ДМСО; «Марбиофарм», РФ) до концентрации 10 мМ и хранили при 4°С. Концентрации 1 и 2 определяли по величине известных коэффициентов экстинкции в хлороформе [16, 17].
Для изучения комплексообразования ЧСА (Sigma Aldrich, США) растворяли в 20 мМ фосфатном буфере (ФБ), рН 7.0. Концентрации растворов 1 и 2 -1 х 10-5 М, ЧСА - 0 - 5 х 10-4 М. Соединения 1 и 2 добавляли в ФБ из исходного раствора в диметилсульфоксиде (ДМСО). Конечная концентрация ДМСО в экспериментальных растворах - 1%.
Спектры поглощения исследуемых растворов измеряли с использованием спектрофотометра Shimadzu UVVIS3101PC (Япония) в кварцевых кюветах (0.4 х 1.0 см), оптический путь составлял 1 см (спектральная ширина щели 1 нм). Спектры поглощения красителей в присутствии ЧСА регистрировали в диапазоне 380-950 нм.
Константу связывания 1 и 2 с ЧСА определяли по изменению оптической плотности в максимуме Q-полосы пигмента в комплексе с ЧСА при добавлении белка к раствору 1 или 2. Искомые величины вычисляли из уравнения Бенеши-Хильдебрандта [18]:
1
1
- + -
1
1
dD Ае[/] Kc(Ае[/]) [HSA]
(1)
где dD - изменение оптической плотности раствора без и при добавлении ЧСА, измеренное в максимуме поглощения комплекса с белком; Ле - изменение значения молярного коэффициента экстинкции в отсутствие и присутствии ЧСА, Кс - константа связывания, [¿] - концентрация лигандов 1 или 2, [Н£А] -концентрация ЧСА.
Фотосенсибилизирующую активность 1 и 2 изучали на клетках линии НСТ116 (рак толстой кишки человека). Клетки культивировали в модифицированной Дульбекко среде. Игла с добавлением 5% эмбриональной сыворотки теленка, 2 мМ Ь-глутамина, 100 мкг/мл стрептомицина и 100 ЕД/мл пенициллина
Рис. 1. Производные бактериопурпуринимида 1 и 2
(«ПанЭко», Россия) при 37°С в увлажненной атмосфере с 5% СО2. Клетки высевали в 35-мм чашки Петри (2 х 104 клеток в 3 мл культуральной среды). Через 16 ч вносили соединения 1 или 2 (конечные концентрации указаны в разделе «Результаты») и инкубировали в течение 30 мин при 37°С. Культуральную среду удаляли, монослой клеток промывали ФБ и освещали красным светом через водный фильтр (насыщенный водный раствор NaNO2) толщиной 1 см. В качестве источника излучения использовали лампу накаливания. Длительность освещения - до 20 мин. Контролем служили культуры, освещенные в отсутствие 1 или 2, а также клетки, нагруженные этими соединениями, но не подвергнутые освещению (тем-новое воздействие). Целостность клеток оценивали в тесте исключения трипанового синего.
Для проведения электронной микроскопии клетки линии НСТ116 высевали в 60-мм чашки Петри (105 клеток в 5 мл культуральной среды). Добавление 1 или 2 и освещение клеток проводили по вышеописанному методу. После окончания воздействий клетки открепляли от подложки с помощью версена и трипсина и фиксировали 1% раствором глутарового альдегида в ФБ. Препараты анализировали на электронном микроскопе Shimadzu (Япония).
Грубые пространственные модели молекул 1 и 2 были построены с использованием программ Molsoft ICM версии 3.7 [19] и Avogadro [20], на основе структуры пурпурина а, взятой из базы данных ChemSpider (www.chemspider.com) (номер записи 16736724 на 15.08.2013). Оптимизация их структуры проведена в программе Gamess US [21]. Мультиплетность электронного состояния молекул выбрана равной 1, зарядовое состояние - нейтральным. Структуру оптимизировали по стандартному протоколу методом квадратичной аппроксимации в MINI базисе Хузинаги [22]. Волновые функции самосогласованного поля рассчитывали ограниченным методом Хартри-Фока (RHF - Restricted Hartree Fock) [23].
Моделью ЧСА послужила пространственная структура 1N5U [24] из банка данных Protein Data Bank. Перед проведением процедуры «гибкого» до-кинга молекулы миристиновой кислоты, прото-порфирина IX и воды удаляли из структуры ЧСА, а каждому атому 1 и 2 присваивали заряд, рассчитанный ab initio по результатам оптимизации геометрии. Процедуру «гибкого» докинга проводили в пакете Molsoft ICM Pro 3.7 по протоколу, подробно описанному авторами программы [19, 25, 26]. Докинг запускали трижды из различных начальных положений и конформаций 1 и 2 и ЧСА. Полученный ансамбль конформаций использовали для вычисления средней свободной энергии связывания (ЕС) по формуле Гиббса-Больцмана:
Ec = IE
_En kT
n Z
(2)
где Z - статистическая сумма по свободным энергиям связывания En лигандов из ансамбля при температуре Т = 300 К. При расчете свободной энергии связывания учитывали только вклад электростатической и гидрофобной составляющих, а также энтропийный вклад боковых цепей аминокислот белка. Электростатическую составляющую рассчитывали методом REBEL [27]. Константа диэлектрической проницаемости ЧСА, 1, 2 и комплексов в соответствии с рекомендациями разработчиков программы была установлена равной 12.7; константа диэлектрической проницаемости водной среды, представленной непрерывной моделью, - 78.5. Гидрофобную составляющую каждого атома ЧСА оценивали на основе предположения о ее линейной пропорциональности поверхности атома, доступной растворителю. Коэффициент поверхностного натяжения выбран равным 0.012 ккал/(мольхА2). Потеря конфигурационной энтропии боковых цепей аминокислот белка при связывании с 1 или 2 проводилась на основе табулированных данных о ее максимально возможных величинах для каждого аминокислотного остатка [28].
РЕЗУЛЬТАТЫ
Спектрофотометрия
На рис. 2 показаны спектры поглощения производных бактериопурпуринимида 1 и 2 в отсутствие и в присутствии ЧСА. В ФБ полосы поглощения 1 соответствуют 539 и 899 нм. Отсутствие полосы при 899 нм в этиловом спирте и хлороформе (данные не приведены) указывает на то, что эта полоса соответствует J-агрегату [28]. Соединение 2 в ФБ характеризуется полосами поглощения при 421, 550 и 800 нм. Отсутствие дополнительных полос относительно этилового спирта и хлороформа указывает на то, что соединение 2 не образует J-агрегатов в ФБ.
При добавлении ЧСА наблюдали трансформацию основных полос поглощения обоих соединений. Для 1 это выражалось в уменьшении интенсивности полосы 899 нм, увеличении интенсивности полосы 539 нм и появлении полос 419 и 802 нм; последняя, вероятно, соответствует мономеру 1 (рис. 2А). Эти результаты свидетельствуют об образовании комплексов молекул 1 с ЧСА. Спектральные кривые проходят через изобестическую точку, что указывает на равновесие в системе мономер-агрегат. Таким образом, при увеличении концентрации белка происходит смещение равновесия мономер-агрегат в сторону мономера. Полученный результат согласуется с данными о раз-
рушении агрегатов при комплексообразовании производных порфиринов с альбумином [29].
На рис. 2Б приведены спектры поглощения 2 в присутствии ЧСА. При увеличении концентрации белка увеличивается значение оптической плотности пиков, соответствующих 422, 545 и 808 нм. Наблюдается гипсохромный сдвиг длинноволнового максимума на 10 нм. Полоса с максимумом в 545 нм претерпевает батохромный сдвиг на 3.5 нм к 548.5 нм. Изменения спектров поглощения при добавлении ЧСА указывают на комплексообразование с 2, а наличие изобестической точки в районе 835 нм -на одно равновесие мономер-комплекс с альбумином и образование стабильного комплекса мономера 2 и ЧСА.
Графики Бенеши-Хильдебрандта для 1 и 2 и ЧСА представлены на рис. 2В. Величина константы ком-плексообразования соединения 1 и ЧСА составила 1.18 х 105 M-1, тогда как у 2 этот показатель значительно меньше - 1.26 х 104 М-1, т.е. сродство к ЧСА соединения 1 на порядок выше, чем комплексов 2 с ЧСА.
Молекулярное моделирование
В ЧСА сайт связывания гемоподобных молекул (FA1) представляет собой узкую и достаточно глубокую «впадину» на поверхности субдомена IB, сформированную в основном гидрофобными остатками аминокислот [30]. Позиции соединений 1 и 2, найденные по результатам «гибкого» докинга, находятся внутри сайта FA1 в положениях, сходных с положением протопорфирина IX в кристаллической структуре с кодом 1N5U (Protein Data Bank) (рис. 3А). Именно у таких позиций наиболее низкая свободная энергия связывания ЕС, поэтому эти позиции наиболее вероятны. Макроцикл обоих соединений эффективно «прячет» поверхность своих гидрофобных групп внутри впадины. Гидроксильная группа Tyr161 располагается вблизи центра макроцикла, однако, в сравнении с протопорфирином IX макроцикл сдвинут в сторону входа в сайт связывания примерно на 1 А. Результаты молекулярного моделирования показывают, что у 2 многообразие конформаций в сайте связывания FA1 ЧСА шире, чем у 1. Однако конформации обоих соединений с наибольшей величиной оценочной функции практически совпадали в пространстве (рис. 3Б).
Важно отметить, что в указанной конформации гидроксильная группа пиррольного кольца А соединения 2 оказывается в гидрофобном окружении, образованном остатками Leu135, Leu139, Ala168 и алифатической частью Tyr161, внутри сайта связывания (рис. 4Б), теряя энергетически выгодную водородную связь. Поэтому маловероятно, что такая конформа-
ф
о ф
X
X
ф
о с
О
с
500 600 700 800 900 Длина волны, нм
В
60
Q тз
40
20
соединение 1 соединение 2
20
40
60 1/[ЧСА]
Рис. 2. Спектры поглощения соединений 1 (А) и 2 (Б) (20 мМ ФБ, рН 7.0) в присутствии и в отсутствие ЧСА и графики зависимости Бенеши-Хильдебрандта для 1 и 2 в комплексах с ЧСА (б). Стрелками показаны направления изменения спектров 1 и 2 при увеличении концентрации ЧСА
ция будет реализовываться при взаимодействии 2 с ЧСА. В свою очередь, этокси-группа пиррольного кольца 1 образует в этом месте плотный гидрофобный контакт с ЧСА (рис. 4А), что энергетически выгодно. Средняя свободная энергия связывания с ЧСА составила -10.5 ккал/моль для соединения 1 и -9.3 ккал/моль для соединения 2 (без учета указанных конформаций). Эти величины хорошо коррелируют с константами связывания 1 и 2 с ЧСА, полученными экспериментально (рис. 2).
Фотодинамическая активность в культуре клеток
В отсутствие освещения соединения 1 и 2 в концентрациях до 50 мкМ не вызывали гибель клеток ли-
0
Рис. 3. А - наиболее вероятная позиция соединения 1 в сайте FA1 ЧСА, найденная методом молекулярного «гибкого» докинга. На переднем плане указано положение остатка Tyr161. Б - наиболее вероятные конформации 1 и 2 в сайте FA1. Сине-зеленый цвет - соединение 1, оранжевый - 2. Макроциклы обоих соединений практически совпадают в пространстве
Рис. 4. Позы соединений 1 и 2 в сайте связывания FA1 ЧСА, обладающие наибольшей величиной оценочной функции. Сайт связывания FA1 отображен молекулярной поверхностью серого цвета. Цвета атомов: бежевый - углерод, серый - водород, синий - азот, красный - кислород. У соединения 1 в гидрофобном окружении оказывается неполярная метильная группа (А), у 2 - полярная гидроксильная группа (Б)
нии НСТ116 в условиях непрерывного воздействия в течение 72 ч. Напротив, фотосенсибилизирующая способность 1 и 2 оказалась высокой: для индукции повреждения клеток достаточны микромолярные концентрации 1 или 2. После 15 мин освещения клеток, обработанных каждым из исследованных соединений, доля поврежденных клеток составила 100% для 1 и 57.8% для 2 (рис. 5А). После инкубации с 1 мкМ каждого ФС доля погибших клеток возрастала при увеличении продолжительности освещения до 20 мин (для 1), тогда как в случае соединения 2 процент погибших клеток не увеличивался после освещения в течение 10-15 мин (рис. 5Б). Практически полная гибель культуры наблюдалась после 10-минутного воздействия света после инкубации клеток с 5 мкМ соединения 1 (рис. 5В).
Электронная микроскопия
С целью детального исследования механизма гибели клеток мы проанализировали ультраструктуру гибнущих клеток методом трансмиссивной электронной микроскопии. На рис. 6А-В представлены результаты электронной микроскопии клеток НСТ116, освещенных в отсутствие ФС (контроль) или после инкубации с 1. В контрольных клетках (рис. 6А) плазматические мембраны на свободных поверхностях образуют микроворсинки, характерные для эпителия кишечника. В цитоплазме определяются митохондрии, цистерны эндоплазматического ретикулу-ма, рибосомы, пузырьки пластинчатого комплекса. Хроматин распределен диффузно по ядру, образуя более плотные скопления преимущественно по периферии. Ядра имеют округлую форму с неглубокими инвагинациями ядерных мембран.
После 10-минутного освещения клеток, нагруженных соединением 1, отмечено набухание митохондрий и уменьшение плотности их матрикса (рис. 6Б). Встречаются митохондрии с поврежденными кри-стами и «вымытым» матриксом, липидные капли, небольшое расширение цистерн эндоплазматического ретикулума. Большинство клеток приобретают неправильную форму за счет выростов, образуемых плазматическими мембранами. Целостность плазматических мембран сохранена. В ядрах снижается количество хроматина, в ядрышках увеличиваются участки плотного фибриллярного компонента. После 20-минутного освещения в цитоплазме увеличивается число лизосом и липидных включений, а в ядрах уменьшается количество хроматина. Значительное число клеток разрушено (рис. 6В).
ОБСУЖДЕНИЕ
Установлено, что модификация периферических заместителей в молекуле бактериопурпуринимида
А
100 ■
90
и, к 80
ет 70
л
к е 60
XI н 50
н 40
е
д
ж 30
е
р в 20
о 10
О
0
■ соединение 1 □ соединение 2
1 5
Концентрация ФС, мкМ
соединение 1 соединение 2
10 15 20
Время облучения, мин
1 мкМ -5 мкМ
5 10 15 20
Время облучения, мин
25
Рис. 5. Зависимость фотоповреждения клеток рака кишки (линия НСТ116) от концентрации ФС и времени освещения. А - освещение 15 мин; Б — 1 мкМ 1 или 2; В — соединение 1
существенно изменяет фотодинамическую эффективность ФС. Производное бактериопурпуриними-да с этокси-группами при атомах азота в экзоцикле и пиррольном кольце А (соединение 1) образует более прочные комплексы с белком-переносчиком ЧСА. Данные результаты получены экспериментальным путем и подтверждены молекулярным мо-
Б
90 80 70
Ё 60 л
нн 50
<и 40
30 20 10 0
В
Цитоплазматическая мембрана
Митохондрии
* — Хроматин
Липидные включения
Дефект плазматической мембраны
Целостная ядерная мембрана
Целостная ядерная мембрана
Вакуолизация цитоплазмы
_ Нарушение
целостности плазматической мембраны
Рис. 6. Ультраструктурные признаки фотоповреждения клеток линии НСТ116. А — интактные клетки; освещение в течение 10 (Б) и 20 (б) мин. Увеличение Х5000
делированием комплексов ФС-ЧСА. Уменьшение аффинности соединения 2 к ЧСА обусловлено тем, что при связывании внутри сайта FA1 гидроксильная группа оксима оказывается в гидрофобном окружении. Теряется энергетически выгодная водородная связь с водой, что ослабляет связывание с белком. Напротив, этокси-группа соединения 1 способствует более прочному связыванию с белком за счет гидрофобных взаимодействий.
Соединения 1 и 2 оказались высокоактивными ФС: для индукции гибели клеток достаточны микромолярные концентрации и кратковременная инкубация. Важно, что более высокая константа комплексообразования с ЧСА соединения 1 соответствовала большей фотоактивности этого ФС в культуре клеток. Предстоит оценить влияние периферического заместителя на такие параметры
фотоактивности, как накопление и распределение ФС в клетках, способность генерировать реакцион-носпособные частицы (выход синглетного кислорода или кислородных радикалов).
Мы полагаем, что повышенная аффинность 1 к ЧСА обусловливает высокий выход активных форм кислорода при фотоактивации. Эти метаболиты - ключевые в процессах фотоповреждения биомакромолекул. Нековалентный комплекс 1-ЧСА может выступать в роли активируемой светом окси-доредуктазы и многократно катализировать перенос электрона от молекулы ФС в триплетном состоянии к молекулярному О2, усиливая образование активных форм кислорода. Механизм, при котором ФС в возбужденном триплетном состоянии может непосредственно взаимодействовать с субстратом и/или растворителем через перенос протона или электрона, описан ранее [2].
Высокая фотоактивность 1 и 2 для опухолевых клеток обусловлена их способностью вызывать некроз - первичное повреждение плазматической мембраны. Фотонекроз регистрировался в первые минуты воздействия света и сопровождался выраженными и необратимыми нарушениями структуры клеток. Эти нарушения выявлены в цитоплазме, тогда как ядро сохраняло свою структуру. Схожая картина фотонекроза выявлена при активации мем-бранотропного борированного производного хлорина е6 [5]. Эти особенности отличают 1 и 2 от других ФС, которые вызывают фотогибель клеток путем других механизмов - апоптоза и аутофагии [31-34]. Мы полагаем, что быстрая гибель опухолевых клеток как исход ФДТ желательна в клинических ситуациях, особенно для элиминации опухолей с первичной или приобретенной лекарственной устойчивостью. Вместе с тем требуется оценить значение возможных иммунологических реакций в ответ на некрозинду-цирующую ФДТ.
В представленной работе обоснована необходимость оптимизации длинноволновых (инфракрасных) ФС для ФДТ. Критериями оптимизации служат повышение аффинности к белку-переносчику ЧСА и способность вызывать фотонекроз. Действительно, химическая модификация бактери-опурпуринимида позволяет получить соединения с повышенным сродством к ЧСА и способностью вызывать необратимые фотоповреждения опухолевых клеток. Эти особенности, а также отсутствие темновой цитотоксичности и достаточная растворимость в водных средах (по крайней мере в диапазоне концентраций, необходимых для индукции фотонекроза) позволяют считать новые производные бак-териопурпуринов перспективными для дальнейшей разработки. •
Б
Г.Н. Рычков благодарит за поддержку Комитет по науке и высшей школе администрации г. Санкт-Петербурга. Работа поддержана РФФИ (грант №11-03-00620) и Федеральной целевой
программой «Исследования и разработки по приоритетным направлениям развития научно-технического комплекса России на 2007-2013 годы» (госконтракт № 14.512.11.0016).
СПИСОК ЛИТЕРАТУРЫ
1. Phillips D. // Int. Rev. J. 1997. V. 22. № 3/4. P. 3-50.
2. Ashur I., Goldschmidt R., Pinkas I., Salomon I., Szewczyk G., Sarna T., Scherz A. // J. Phys. Chem. A. 2009. V. 113.
P. 8027-8037.
3. Josefsen L.B., Boyle R.W. // Theranostics. 2012. V. 3. № 9. P. 916-966.
4. Chen Y., Li G., Pandey R.K. // Curr. Org. Chem. 2004. № 8. P. 1105-1134.
5. Moisenovich M.M., Ol'shevskaya V.A., Rokitskaya T.I., Ra-monova A.A., Nikitina R.G., Savchenko A.N., Tatarskiy V.V., Kaplan M.A., Kalinin V.N., Kotova E.A., et al. // PLoS One. 2010. V. 5. № 9. P. e12717.
6. Grin M.A., Mironov A.F., Shtil A.A. // Anti-Cancer Agents Med. Chem. 2008. V. 8. № 6. Р. 683-697.
7. Oertel M.l., Schastak S.I., Tannapfel A., Hermann R., Tannapfel A., Hermann R., Sack U., Mossner J., Berr F. // J. Photo-chem. Photobiol. B: Biology. 2003. V. 71. P. 1-10.
8. D^browski J.M., Arnaut L.G., Pereira M.M., Urbanska K., Simoes S., Stochel G., Cortes L. // Free Rad. Biol. Med. 2012. V. 52. P. 1188-1200.
9. Меерович И.Г., Грин М.А., Ципровский А.Г., Меерович Г.А., Оборотова Н.А., Лощенов В.Б., Барышников А.Ю., Миронов А.Ф. // Рос. биотер. журн. 2007. Т. 6. № 1. С. 22.
10. Ol'shevskaya V.A., Nikitina R.G., Guiul'malieva M.A., Zait-sev A.V., Luzgina V.N., Kononova E.G., Ivanov O.G., Burmistro-va N.V., Kaplan M.F., Kalinin V.N., et. al. // Org. Biomol. Chem. 2006. V. 4. P. 3815-3821.
11. Ol'shevskaya V.A., Nikitina R.G., Savchenko A.N., Malshako-va M.V., Vinogradov A.M., Golovina G.V., Belykh D.V., Kutchin A.V., Kaplan M.A., Kalinin V.N., et. al. // Bioorg. Med. Chem. 2009. V. 17. № 3. P. 1297-1306.
12. Ol'shevskaya V.A., Savchenko A.N., Zaitsev A.V., Kononova E.G., Petrovskii P.V., Ramonova A.A., Tatarskiy V.V. Jr., Moise-novich M.M., Kalinin V.N., Shtil A.A. // J. Organometal. Chem. 2009. V. 694. № 11. P. 1632-1637.
13. Пшенкина Н.Н. // Мед. акад. журн. 2011. Т. 11. № 3. С. 3-15.
14. Sharman W.M., van Lier J.E., Allen C.M. // Adv. Drug Delivery Rev. 2004. V. 56. P. 53-76.
15. Tsuchida T., Zheng G., Pandey R.K., Potter W.R., Bellnier D.A., Henderson B.W., Kato H., Dougherty T.J. // Photochem. Photobiol. 1997. V. 66. № 2. P. 224-228.
16. Миронов А.Ф., Грин М.А., Ципровский А.Г., Меерович Г.А., Меерович И.Г., Оборотова Н.А., Трещалина Е.М., Лощенов В.Б., Барышников А.Ю., Цыганков А.А. // Патент России № 2411943. Бюл. № 29. 2011.
17. Mironov A.F., Grin M.A., Tsiprovskiy A.G. // J. Porph. Phtha-locyan. 2002. V. 6. № 5. P. 358-361.
18. Benesi H.A., Hildebrant J.H. // J. Am. Chem. Soc. 1949. V. 71. P. 2703-2707.
19. Abagyan R., Totrov M., Kuznetsov D. // J. Comput. Chem. 1994. V. 15. P. 488-506.
20. Hanwell M.D., Curtis D.E., Lonie D.C., Vandermeersch T., Zu-rek E., Hutchison G.R. // J. Chem. Inform. 2012. V. 4. № 1. P. 17.
21. Schmidt M.W., Baldridge K.K., Boatz J.A., Elbert S.T., Gordon M.S., Jensen J.H., Koseki S., Matsunaga N., Nguyen K.A., Su S., Windus T.L., Dupuis M., Montgomery J.A. // J. Comput. Chem. 1993. V. 14. № 11. P. 1347-1363.
22. Huzinaga S., Andzelm J., Klobukowski M., Radzio-Andzelm E., Sakai Y., Tatewaki H. Gaussian Basis Sets for Molecular Calculations. Amsterdam: Elsevier, 1984. 240 р.
23. Roothaan C.C.J. // Rev. Modern Phys. 1951. V. 23. № 2. P. 69.
24. Wardell M., Wang Z., Ho J.X., Robert J., Ruker F., Ruble J., Carter D.C. // Biochem. Biophys. Res. Commun. 2002. V. 291. № 4. P. 813-819.
25. Fernández-Recio J., Totrov M., Abagyan R. // Proteins: Structure, Function, Bioinformatics. 2003. V. 52. № 1. P. 113-117.
26. Totrov M., Abagyan R. // Proteins. 1997. Suppl. 1. P. 215-220.
27. Totrov M., Abagyan R. // Peptide Sci. 2001. V. 60. № 2. P. 124-133.
28. Eisfeld A., Briggs J.S. // Chem. Phys. 2006. № 324. Р. 376-384.
29. Yao-Bing Y., Wang Y.-N., Ma J.-B. // Spectrochim. Acta. Part A. 2006. V. 64. P. 1032-1038.
30. Ascenzi P., Fasano M. // IUBMB Life. 2009. V. 61. № 12. P. 1118-1122.
31. Garg A.D., Bose M., Ahmed M.I., Bonass W.A., Wood S.R. // PLoS One. 2012. V. 7. № 4. P. e34475.
32. Chin W.W., Heng P.W., Bhuvaneswari R., Lau W.K., Olivo M. // Photochem. Photobiol. Sci. 2006. № 5. Р. 1031-1037.
33. Calin M.A., Paraska S.V. // J. Optoelectron. Adv. Mat. 2006. V. 8. № 3. P. 1173-1179.
34. Evans C.L., Abu-Yousif Adnan O., Jin P. Yong, Klein O.J., Celli J.P., Rizvi I., Zheng X., Hasan T. // PLoS One. 2011. V. 6. № 8. P. e23434.
