CC BY
73
УДК 576.35/^.36:575.117.2:616.153.96:579.842.11:663.12
КЛОНИРОВАНИЕ И АНАЛИЗ ЭКСПРЕССИИ СИНТЕТИЧЕСКИХ ГЕНОВ АПОЛИПОПРОТЕИНА А-I ЧЕЛОВЕКА В КЛЕТКАХ ESCHERICHIA COLI И МЕТИЛОТРОФНЫХ ДРОЖЖЕЙ PICHIA PASTORIS
Алексей Львович МАМАЕВ, Анатолий Борисович БЕКЛЕМИШЕВ
ФГБУ НИИ биохимии СО РАМН 630117, г. Новосибирск, ул. Тимакова, 2
В работе проведено клонирование и изучена экспрессия синтетических генов белка апо А-I человека в мети-лотрофных дрожжах Pichia pastoris X-33 и в клетках E. coli Rosetta 2(DE3). Показано, что в клетках дрожжей экспрессия гена белка апо А-I сопровождается лизисом клеток и накоплением в культуральной жидкости непро-цессированого белка апо А-I, что связано, вероятно, с его амфифильными свойствами. Экспрессия гена зрелого белка апо А-I в клетках E. coli позволяет получить целевой белок, при этом выход апо А-I составляет 50 мг/л культуры. По своему размеру и способности реагировать с антисывороткой к нативному апо А-I рекомбинант-ный полипептид соответствует нативному белку.
Ключевые слова: Клонирование, экспрессия генов, аполипопротеин А-I, Pichia pastoris X-33, E. coli Rosetta 2(DE3), рекомбинантный белок, аффинная очистка.
Аполипопротеин А-I (апо А-I) человека является главным белком плазмы крови, участвующим в образовании липопротеинов высокой плотности (ЛПВП). Апо А-I состоит из одной полипептидной цепи из 243 аминокислотных остатков, его молекулярная масса составляет 28,3 кДа [12, 13]. Как главный структурный белок частиц ЛПВП, апо А-I является многофункциональным обменным протеином и имеет широкий спектр физиологических функций. Апо А-I участвует в регуляции метаболизма холестерина, а также регулирует уровень липидов в крови. Апо А-I обладает противовоспалительными, антиокислительными и противоопухолевыми свойствами [3, 9]. Недавно на поверхности гепатоцитов были идентифицированы рецепторы к апо А-I и ЛПВП [1, 7, 14]. Предполагается, что апо А-I может быть использован в качестве переносчика лекарственных средств к клеткам печени, что особенно важно для терапии рака печени.
Ранее единственным источником для получения препаратов апо А-I была человеческая сыворотка. Однако выделение и очистка апо А-I из сыворотки крови - достаточно сложная, трудоемкая и дорогостоящая процедура при небольшом выходе белка. Для крупномасштабной наработки апо А-I человека в исследовательских и, тем более, в терапевтических целях более перспективным подходом представляется получение апо А-I генно-инженерными методами. Известны попыт-
ки наработки рекомбинантного апо А-I в клетках E. coli [2, 8, 11], в клетках яичника китайского хомячка (CHO) [5, 6], а также в клетках насекомых (бакуловирусная система экспрессии) [10, 15]. Ни в одной из названных гетерологичных систем экспрессии не был достигнут высокий уровень синтеза рекомбинантного апо А-I.
В последние годы начала широко использоваться система экспрессии гетерологичных генов в метилотрофных дрожжах Pichia pastoris, которая позволяет получать большие количества целевых белков, секретируемых в культуральную среду, практически не загрязненную секретируе-мыми белками дрожжей [4]. Целью настоящего исследования было получение рекомбинантных штаммов P. pastoris и E. coli, продуцирующих апо А-I человека.
МАТЕРИАЛ И МЕТОДЫ
Реактивы. Акриламид, ^№-метилен-биса-криламид, додецилсульфат натрия (SDS), персульфат аммония, ^^№,№-тетраметилэтилен-диамин, бромфеноловый синий, 2-меркаптоэта-нол, ЭДТА, канамицин, агароза, изопропил-ß-D-1-тиогалактопиранозид (ИПТГ) корпорации «Sigma-Aldrich» (США). Дрожжевой экстракт, бакто-триптон, агар фирмы «Difco» (Великобритания). Ni-NTA-сефароза 6B-CL, набор для выделения ДНК из агарозного геля фирмы «Qiagen»
Мамаев А.Л. - научный сотрудник лаборатории генной инженерии, e-mail: alexeymamaev@inbox.ru Беклемишев А.Б. - д.б.н., проф., зав. лаб. генной инженерии, e-mail: beklem@ niibch.ru
(США). Набор для быстрого лигирования фрагментов ДНК c применением ДНК-лигазы фага T4 фирмы «Thermo Scientific» (США). Трихлор-уксусная кислота, фенол, хлороформ, этиловый, изоамиловый и изопропиловый спирты, кислоты, щелочи, соли квалификации «ХЧ» или «ОСЧ» производства «Реахим» (Россия). Эндонуклеазы рестрикции XhoI, Sali, NdeI, BstXI - от компании «Сибэнзим» (РФ, Новосибирск).
Микроорганизмы. Штаммы E. coli: BL 21 (DE3) {F- ompT gal dcm lon hsdSB(rB mB-) X(DE3 [lacIlacUV5-T7gene 1 indi sam7nin5])},NovaXGF' Zappers™ {mcrA D(mcrC-mrr) endAi recAi f80dlacZDM15 DlacX74 araD139 D(ara-leu)7697 galUgalK rpsL nupG l- tonA F'[lacIqTn10] (TetR)}, поставленные фирмой EMD Biosciences (Германия) и Rosetta 2(DE3) {F~ ompThsdSB(rB mB-) gal dcm (DE3) pRARE2 (CamR)} фирмы Novagen (Германия). Штамм метилотрофных дрожжей дикого типа P. pastoris X-33 фирмы Invitrogen (США).
Плазмиды, гены. В работе использовались вектор pPICZaA, предназначенный для клонирования и экспрессии генов в клетках P. pastoris (Invitrogen), и три отличающихся по нуклеотид-ной последовательности варианта синтетического гена зрелого апо А-I человека в составе коммерческой плазмиды pJ201 фирмы DNA2.0 (США). Условные обозначения генов: ApoA1_1946/1, ApoA1_1946/21 и ApoA1_1946/15.
Клетки E. coli выращивали в среде LB (0,5 % дрожжевого экстракта, 1 % триптона и 0,5 % NaCl). Электрокомпетентные клетки этих штаммов трансформировали плазмидой и проводили отбор клонов на агаризованной среде LB (0,5 % дрожжевого экстракта, 1 % триптона, 0,5 % NaCl и 2 % агарозы) с антибиотиком канамицином (30 мкг/мл). Дрожжи P. pastoris выращивали в жидкой среде YPD (2 % пептона, 1 % дрожжевого экстракта и 2 % глюкозы) или агаризованной среде YPD (2 % пептона, 1 % дрожжевого экстракта, 2 % глюкозы и 2 % агарозы) без селективного антибиотика или с добавкой селективного антибиотика зеоцина (Invitrogen).
Конструирование рекомбинантных штаммов P. pastoris - продуцентов апо А-I. Каждый из двух вариантов гена зрелого апо А-I (1 и 21) был вырезан из плазмид pJ201:ApoA1_1946/1 и pJ201:ApoA1_1946/21 по сайтам рестрикции XhoI и SalI и встроен в плазмиду pPICZaА по тем же сайтам рестрикции при помощи ДНК-лигазы фага Т4. Полученными лигазны-ми смесями были трансформированы компетентные клетки NovaXGF' Zappers™, затем при помощи ПЦР отобраны клоны, содержащие плазмиды со вставками целевых генов. Выделены и наработаны в препаративных количе-
ствах две плазмиды: pPICZaА:ApoA1_1946/1 и pPICZaА:ApoA1_1946/21. Полученные плазми-ды были гидролизованы рестриктазой BstXI и использованы для трансформации компетентных клеток P. pastoris X-33 посредством электропора-ции. Немедленно добавляли 1,0 мл стерильного охлажденного на льду 1М сорбитола, разбавленные клетки переносили в подготовленную стерильную пробирку. Инкубировали пробирку при 30 °С в течение 30 мин без встряхивания; добавляли 1,0 мл 1М сорбитола и продолжали инкубирование еще в течение часа. Высеивали на чашки с агаризованной YPD с высокой концентрацией зеоцина (2 мг/мл) и инкубировали в течение 72 ч при 30 °С. Было получено около 30 колоний каждого варианта с высокой устойчивостью к зеоци-ну. Клетки из этих колоний были проверены на предмет встройки гена апо А-I при помощи ПЦР.
Аналитическая наработка рекомбинант-ного апо А-I в клетках P. pastoris. Клетки из отдельных колоний высевали в пробирки с 5 мл бессолевой среды LB c 1 % глицерина (1 % дрожжевого экстракта, 2 % пептона, 1 % глицерина) и инкубировали при 30 °С на орбитальном шейкере в течение 2-х суток. Затем проводили индукцию в течение 3-х суток, добавляя в пробирки 10 % метанол до конечной концентрации 0,5 % через каждые 24 ч. Клетки осаждали центрифугированием, супернатанты анализировали с помощью электрофореза в полиакриламидном геле (PAGE). Пробы предварительно концентрировали в 10 раз, осаждая белки трихлоруксусной кислотой. Пробы для вестерн-блота наносили без концентрирования.
Конструирование рекомбинантного штамма E. coli - продуцента апо А-I. Плазмида pJ201:ApoA1_1946/15 содержала ген предшественника человеческого апо А-I, оптимизированный для экспрессии в системе P. pastoris. При помощи двухраундовой ПЦР с праймера-ми PR 327 5'-CCATATGGACGAACCTCCTCA ATCTCCTTG-3' (прямой праймер для первого раунда), PR 328 5'-GGAATTCCATATGG ACGAACCTCCTC-3' (прямой праймер для второго раунда), обратного праймера PR 329 5'-GATGTTCGCGAGCTGCTGAATTC-3' и высокоточной термостабильной ДНК-полимеразы Phusion («Thermo Scientific») был наработан ам-пликон гена зрелого апо А-I с достроенными на 5'- и 3'-концах гена сайтами рестрикции NdeI и SalI соответственно. Ампликон (1 мкг) был гидролизован соответствующими рестриктаза-ми, очищен фенол-хлороформной экстракцией и осажден этанолом. Экспрессирующая плазмида pJExpress401 (DNA2.0) была обработана рестриктазами NdeI и XhoI, необходимый фраг-
мент выделен из агарозного геля и очищен набором «Qiagen». Лигирование гидролизованных рестриктазами плазмидной ДНК и ампликона гена зрелого апо А-I проводили Т4-лигазой, затем фермент инактивировали, лигазную смесь диализовали и проводили электропорацию компетентных клеток E. coli. ПЦР-анализ ДНК из полученных клонов показал наличие вставки целевого гена. Была наработана и выделена плазмида pJExpress401:ApoA1_1946/15. Далее проводили анализ экспрессии клонированного гена в полученных клонах. Ночной культурой, выращенной из единичной колонии, инокулировали пробирку с 5 мл среды LB с канамицином и растили культуру при 37 °C и 120 об/мин на орбитальном шейкере до оптической плотности OD = 1. Затем вносили ИПТГ до конечной концентрации 1 мМ и продолжали культивирование в течение ночи при 30 °С и 120 об/мин. Клетки осаждали центрифугированием, супернатант отбрасывали, к осадкам добавляли по 70 мкл 1х электродного буфера, 20 мкл 4х загрузочного буфера, инкубировали при 100 °С 5 минут и наносили на гель SDS-PAGE по 15 мкл.
Препаративная наработка апо А-I в клетках E. coli. Клетки E. coli штамм Rosetta 2(DE3), содержащие плазмиду pJExpress401: ApoA1_1946/15, выращивали в колбах, содержащих 500 мл среды LB с канамицином и хлорам-фениколом, на качалке при 37 °С и 120 об/мин до оптической плотности OD600 = 0,6, затем вносили ИПТГ до конечной концентрации 2 мМ и проводили индукцию в течение 3-х часов при 30 °С.
Очистка в нативных условиях. Клетки после индукции собирали центрифугированием, ре-суспендировали в буфере «А» (250 мМ NaH2PO4, pH 8,0, 0,25 M NaCl), озвучивали при 0 °С 8 раз по 30 с, полученный лизат центрифугировали 15 мин (15000 g, 4 °С), супернатант инкубировали при комнатной температуре с 2 мл смолы Ni-NTA, уравновешенной буфером «А», при перемешивании в течение 30 мин. Смолу промывали 10 мл буфера «А», содержащего 50 мМ имидазола, затем переносили смолу на колонку и элюировали фермент буфером «А», содержащим 250 мМ имидазола, собирая фракции по 500 мкл. Затем фракции анализировали электрофорезом по Лэммли (SDS-PAGE), фракции, содержащие целевой белок, объединяли, раствор белка диализовали против воды.
Электрофоретический анализ белка. Электрофорез по Лэммли проводили в 13 % PAGE с последующим окрашиванием кумасси G250.
Вестерн-блот. Рекомбинантный белок апо А-I анализировали вестерн-блоттингом. Белки разделяли в SDS-PAGE, переносили на поливини-
лиденфторидную мембрану, блокировали 5%-м обезжиренным молоком в 0,1М Трис-HCl буфере. Первичные поликлональные антитела (кроличьи IgG к человеческому апо А-I, любезно предоставленные Л.М. Поляковым) были использованы для детекции рекомбинантного апо А-I. Вторичные антитела, меченные пероксидазой хрена, были использованы для детекции кроличьих IgG. Блот окрашивали 4-хлор-1-нафтолом с H2O2 в 0,1М Трис-HCl буфере.
Определение концентрации белка проводили флуоресцентным методом при помощи прибора Qubit® (Invitrogen).
РЕЗУЛЬТАТЫ И ИХ ОБСУЖДЕНИЕ
Конструирование рекомбинантного штамма E. coli - продуцента апо А-I. Синтетический ген ApoA1_1946/15 с С-концевым участком, кодирующим шестигистидиновую аминокислотную последовательность, оптимизированный по встречаемости кодонов для экспрессии в клетках P. pastoris, клонирован в составе коммерческого экспрессирующего про-кариотического вектора pJExpress401. На основе специального штамма E. coli Rosetta 2(DE3), предназначенного для экспрессии генов чужеродных белков, и полученной рекомбинантной плазмиды pJExpress401:ApoA1_1946/15 сконструирован штамм-продуцент апо А-I. На рис. 1 показана электрофореграмма фракций, полученных при очистке рекомбинантного апо А-I с помощью двойной аффинной хроматографии на Ni-NTA-сефарозе 6B-CL в нативных условиях. Необходимо отметить, что как нативный апо А-I человека, так и рекомбинантные формы зрелого апо А-I имеют аномальную электрофоретиче-скую подвижность в SDS-PAGE и находятся на уровне примерно 22 кДа. На рисунке можно видеть, что в процессе аффинной хроматографии рекомбинантного апо А-I из цитоплазматической фракции штамма E. coli Rosetta 2(DE3), несущего плазмиду pJExpress401:ApoA1_1946/15, достигается удовлетворительная очистка целевого белка. Рекомбинантный апо А-I связывается с антителами к апо А-I человека и имеет такую же молекулярную массу. Количественная наработка рекомбинантного апо А-I и дальнейшая его аффинная очистка дает выход чистого белка около 50 мг/л культуры.
Конструирование рекомбинантных штаммов P. pastoris - продуцентов апоА-I. Сконструированы две плазмиды с двумя вариантами гена зрелого человеческого апо А-I, рРГС2аА: ApoA1_1946/1 и рРГС2аА:АроА1_1946/21; ими трансформированы клетки P. pastoris штамм X-33
Рис. 1. Электрофореграмма фракций, полученных при аффинной очистке на колонке с Ni-NTA-сефарозой 6B-CL рекомбинантного апо А-I человека, наработанного в клетках E. coli. Дорожки: М- маркер молекулярных масс; 1-14 - номера фракций, полученных при элюции
кДа
38
29 22
Рис. 2. Электрофореграмма белков, присутствующих в культуральной среде после индукции метанолом клеток Р. pastoris, трансформированных плазмидой рР!С1аА: АроА1_1946/21. Дорожки: М - маркер молекулярных масс белков; 1 - клон № 8
Рис. 3. Вестерн-блот анализ исследуемых образцов на присутствие в них апо А-I человека. Дорожки: М- маркер молекулярных масс белков; 1 - блот белков культуральной жидкости индуцированного клона № 8 Pichia pastoris. Справа указаны положения зрелой (апо А-I) и непроцессирован-ной (пре-апо А-I) форм апо А-I
и отобраны клоны, имеющие наиболее высокую устойчивость к зеоцину, а значит, и наибольшее количество копий гена апо А-I [4]. Анализ клонов при помощи ПЦР показал наличие встройки гена апо А-I в геномную ДНК клеток P. pastoris. При анализе клонов, содержащих оба варианта гена зрелого белка апо А-I, отобран единственный клон № 8, содержащий вариант гена ApoA1_1946/21, клетки которого, судя по результатам электрофо-ретического анализа, в процессе индуцируемого культивирования лизируются с выходом в куль-туральную среду наряду с собственными белками зрелой и непроцессированной форм реком-
бинантного апо А-I человека с молекулярными массами ~23 и ~40 кДа соответственно (рис. 2). Вестерн-блот показал, что рекомбинантные формы апо А-I (зрелый и непроцессированный) связываются с антителами, полученными к нативно-му апо А-I человека (рис. 3). Мы предполагаем, что это связано с высокой мембранотропностью рекомбинантного амфифильного белка. Связывание рекомбинантного апо А-I с мембраной дрожжевой клетки может, вероятно, приводить либо к лизису клеток, либо к нарушению каких-либо функций цитоплазматической мембраны и гибели клеток.
ЗАКЛЮЧЕНИЕ
1. Получены штаммы P. pastoris и E. coli, способные экспрессировать клонированные в них гены зрелого апо А-I человека.
2. Рекомбинантные формы апо А-I, полученные в клоне 8 P. pastoris, по своим размерам соответствуют пре-апо А-I и зрелому апо А-I человека и реагируют с антителами к нативному апо А-I человека.
3. Рекомбинантный белок, полученный экспрессией синтетического гена зрелого апо А-I человека в клетках E. coli, как по антигенным свойствам, так и по молекулярной массе, с учетом размера С-концевого шестигистидинового тракта, соответствует зрелой форме апо А-I человека.
4. Сконструированные штаммы E. coli и P. pastoris, продуцирующие рекомбинантный зрелый апо А-I человека, по-видимому, могут быть использованы для получения препаратов апо А-I человека, которые могут найти применение как в биологических исследованиях, так и в практической медицине для лечения атеросклероза и в качестве транспортеров лекарственных средств.
СПИСОК ЛИТЕРАТУРЫ
1. Acton S., Rigotti A., Landschulz K.T. Identification of scavenger receptor SR-BI as a high density lipoprotein receptor // Science. 1996. 271. 518-520.
2. Bergeron J., Frank P.G., Emmanuel F. Characterization of human apolipoprotein A-I expressed in Escherichia coli // Biochim. Biophys. Acta. 1997. 1344. 139-152.
3. Brouillette C.G., Anantharamaiah G.M., Engler J.A. Structural models of human apolipopro-tein A-I: a critical analysis and review // Biochim. Biophys. Acta. 2001. 1531. 40-46.
4. Cregg J.M. Distinctions between Pichia pastoris and other expression systems // Methods Mol. Biol. 2007. 389. 1-10.
5. Hartmut H.J., Janine J.G., Regina H. Expression and purification of recombinant human apolipoprotein A-I in Chinese hamster ovary cells // Protein Expr. Purif. 1997. 10. 226-236.
6. Mallory J.B., KusherP.J., ProtterA.A. Expression and characterization of human apolipoprotein A-I in Chinese hamster ovary cells // J. Biol. Chem. 1987. 262. 4241-4247.
7. Martines L.O., Jacquet S., Esteve J.P. Ectopic b-chain of ATP synthase is apolipoprotein A-I receptor in hepatic HDL endocytosis // Nature. 2003. 421. 7579.
8. Mcguire K.A., Davidson W.S., Jonas A. High yield overexpression and characterization of human recombinant proapolipoprotein A-I // J. Lipid Res. 1996. 37. 1519-1528.
9. Michael J.H., Mohammad H., Areyoud M. Suppression of apolipoprotein A-I gene expression in HepG2 cells by TNF and IL-1 // Biochim. Biophys. Acta. 2003. 1623. 120-128.
10. Pyle L.E., Fidge N.H., Barton P.A. Production of mature human apolipoprotein A-I in a Baculovirus-insect cell system: pro-peptide is not essential for intracellular processing but may assist rapid secretion // Anal. Biochem. 1997. 25. 253-258.
11. Robert O.R., Trudy M.F., Michael N.O. Optimized bacterial expression of human apolipoprotein A-I // Protein Expr. Purif. 2003. 27. 98-103.
12. Scanu A.M., Edelstein C., Keim P. Serum lipoproteins // The Plasma Proteins. Vol. 2. Ed. F. Puntam. N. Y.: Acad. Press, 1975. 317-391.
13. Vitello L.B., Scanu A.M. Studies on human serum high density lipoproteins: self-association of apolipoprotein A-I in aqueous solutions // J. Biol. Chem. 1976. 251. 1131-1136.
14. Wei Q., Wu M.P., Chen P.F. Cooperation of HDL receptor and hepatic lipase in the selective uptake of HDL2-CE by rat hepatic sinusoidal cells // Acta Biochim. Biophys. Sin. 1996. 28. 659-664.
15. Zhu Y.E., Xu H.B., Zhao Zh.A. Expression of human apolipoprotein A-I in Baculovirus-insect cell system // Chin. J. Biotechnol. 2003. 19. 692-697.
CLONING AND ANALYSIS OF EXPRESSION OF SYNTHETIC HUMAN APOLIPOPROTEIN A1 GENES IN ESCHERICHIA COLI AND METHYLOTROPHIC YEASTS PICHIA PASTORIS
Alexey L'vovich MAMAEV, Anatoly Borisovich BEKLEMISHEV
Institute of Biochemistry of SB RAMS 630117, Novosibirsk, Timakov str., 2
The expression of synthetic genes of human ApoA-I protein in the methylotrophic yeasts Pichia pastoris X-33 and E. coli Rosetta 2(DE3) cells were studied. It is shown that expression of the ApoA-I genes in yeast cells is accompanied by cell lysis and accumulation of unprocessed ApoA-I protein in the growth medium, which is probably due to the amphiphilic properties of the protein. Expression of ApoA-I gene in E. coli Rosetta ™ (DE3) cells provides the protein of interest with the yield of 50 mg/l. Recombinant polypeptide reacts with antibodies against native human ApoAI and has close molecular weight as native protein.
Key words: cloning, gene expression, apolipoprotein A-I, Pichia pastoris X-33, E. coli Rosetta 2(DE3), recombinant protein, affinity purification.
Mamaev A.L. - researcher of the genetic engineering laboratory, e-mail: alexeymamaev@inbox.ru Beklemishev A.B. - doctor of biological sciences, professor, head of the genetic engineering laboratory, e-mail: beklem@ niibch.ru
