CC BY
11
ТРУДЫ МФТИ. 2022. Том 14, № 3
Биология
171
УДК 577.19
Е.А. Устинова1,2, Н.Д. Ефимова1'2, Я.Э. Сергеева1,2
Национальный исследовательский центр «Курчатовский институт» 2 Московский физико-технический институт (национальный исследовательский университет)
Исследование влияния состава питательных сред на продуктивность и биохимический состав цианобактерии АгШговргга pl.ate.nsis В-12619, а также способов консервации биомассы на сохранность биологически активных соединений
Цианобактерия А. рЫепзгз (врггиПпа) - перспективный биотехнологический объект, ее высушенная биомасса является ценной пищевой добавкой, богатой белком, незаменимыми аминокислотами, жирными кислотами, пигментами, витаминами и минералами. Целью исследования является оптимизация условий культивирования, а также изучение влияния метода консервации (сушки) биомассы А. рЫЬепзгз В-12619 на сохранность биологически активных соединений.
На основании полученных результатов сделаны выводы о наиболее благоприятных средах культивирования для получения тех или иных биологически активных соединений, а также об оптимальных способах консервации биомассы для их хранения.
Ключевые слова: АгЛгозргга рЫепзгз, фикоцианин, хлорофиллы, каротиноиды, жирные кислоты.
E.A. Ustinova1'2, N.D. Efimova1'2, Ya.E. Sergeeva1'2
1 National Research Center «Kurchatov Institute» 2 Moscow Institute of Physics and Technology
Study of the nutrient media composition influence on the cyanobacterium Arthrospira platensis B-12619 productivity and biochemical composition and methods of biomass conservation on the biologically active
compounds safety
The cyanobacterium A. platensis (Spirulina) is a promising biotechnological object; its dried biomass is a valuable food supplement which is rich in protein, essential amino acids, fatty acids, pigments, vitamins and minerals. The aim of the study is to optimize the cultivation conditions and study the effect of the method of preservation (drying) of A. platensis B-12619 biomass as to the safety of biologically active compounds.
Based on the results obtained, we make conclusions of the most favorable cultivation environments to obtain biologically active compounds and the optimal methods of biomass conservation for their storage.
Key words: Arthrospira platensis, phycocyanin, chlorophylls, carotenoids, fatty acids.
@ Устинова Е.А., Ефимова Н.Д., Сергеева Я.Э., 2022
(с) Федеральное государственное автономное образовательное учреждение высшего образования
«Московский физико-технический институт (национальный исследовательский университет)», 2022
1. Введение
Фототрофные микроорганизмы, в том числе и циаиобактерии, рассматриваются в качестве перспективных продуцентов биологически активных соединений. Нитчатая цианобак-терия Arthrospira pïatensis характеризуется высокой скоростью роста и способностью расти на щелочных средах, что снижает риск контаминации другими микроорганизмами. На данный момент высушенная биомасса циаиобактерии A. pïatensis (Spiruïina) является ценной пищевой добавкой, богатой белком, витаминами (особенно В12 и ^-каротином) и минералами. Также в ней содержится много незаменимых аминокислот и ценных жирных кислот (в том числе 7-линоленовая, C18:3w6) [1]. Обнаруженные в циаиобактерии пигменты, среди которых наибольший интерес представляют фикоцианин (С-РС) и хлорофиллы, обладают антиоксидантными свойствами [2]. В связи с ростом числа исследований и повышения коммерческого интереса в виду пищевой и медицинской ценности данных пигментов и расширения областей их применения, встает вопрос об увеличении производственных мощностей для их получения. Одной из главных задач, связанных с производством пигментов, является оптимизация условий культивирования.
Для создания оптимальных условий культивирования фототрофных микроорганизмов, в том числе и цианобактерий, как в промышленных масштабах, так и лабораторных условиях, необходимо учесть влияние освещенности, температуры культивирования и pH питательной среды на скорость и пути метаболизма, а следовательно, и на биохимический состав клеток, доступность и потребление питательных веществ, а также другие физические свойства водной среды клеток [3]. Согласно литературным данным, на скорость роста и биохимический состав A. pïatensis влияет состав и концентрации компонентов питательных сред [4, 5]. Так же на конечную стоимость и качество целевых продуктов влияют этапы сбора и сушки биомассы. Следует отметить, что процессы сбора и сушки должны быть простыми, быстрыми, недорогими и иметь высокую эффективность в сохранении биохимического качества биомассы [5]. Однако данных о воздействиях, вызываемых различными методами сушки, на сохранность целевых продуктов немного, а о совместном действии способа сбора и сушки биомассы - еще меньше. Подбор способа (метода), обеспечивающего наилучшие параметры для сбора и сушки с сохранением нативных свойств биомассы, важно для создания производственной цепочки любого биопродукта, полученного из микроводорослей.
Целью данной работы является оценка эффективности составов питательных сред с точки зрения продуктивности и биохимического состава циаиобактерии Arthrospira pïatensis В-12619, а также влияния методов консервации (сушки) биомассы циаиобактерии на сохранность биологически активных соединений.
2. Материалы и методы
В качестве объекта исследования была выбрана нитевидная цианобактерия Arthrospira pïatensis В-12619 (ВКПМ).
Культивирование проводилось в шейкере термостате Eppendorf New Brunswick Innova 42 при постоянном перемешивании (140 об/мин) и круглосуточном освещении 80 мкмоль/(м2 ■ с) при температуре 30 °С в колбах Эрленмейера рабочим объёмом 500 мл с 250 мл среды. Составы испытуемых сред приведены в табл. 1.
Рост и накопление биомассы контролировали спектрофотометрически по изменению величины OD750. Количество биомассы A. pïatensis (г/л) определяли с использованием установленной ранее корреляции:
АС Б [г/л ] = 1, 552 - О D750 + 0, 007.
Аликвоты суспензии клеток отбирали на 3, 7, 10 и 13 сутки культивирования. Биомассу отделяли центрифугированием (7500 об/мин, 10 мин), дважды отмывали дистиллированной водой от солей и хранили при -20 °С до проведения анализа.
Таблица 1
Составы питательных сред (г/л)
среда компонент среда 1 [6] среда 2 среда 3 [7] среда 4 среда 5 среда 6 [8]
ШНСОз 16,8 16,8 10,8 10,8 5,4 13,6
- - 7,6 7,6 3,8 4,0
КН2РО4 0,50 0,50 0,50 0,50 0,25 0,50
ШШз 2,5 2,5 2,5 2,5 1,25 2,5
К2Б04 1,0 1,0 1,0 1,0 0,5 1,0
ШС1 1,0 1,0 1,0 1,0 0,5 1,0
МёБ04 - 7Н2 О 0,20 0,20 0,20 0,20 0,10 0,20
СаСЬ - 2Н2 О 0,04 0,04 0,04 0,04 0,02 0,04
ГеБ04 - 7Н2 О 0,01 - 0,01 - - 0,01
ЕБТА 0,08 - 0,08 - - 0,08
* к каждой среде добавляли 0,5 мл/л стандартного раствора микроэлементов [6]
Способы обработки биомассы
При исследовании способов консервации биомассы кроме замораживания свежесобранной биомассы при -20 °С (способ 1), ее высушивали в термостате при непрерывном принудительном потоке воздуха при 45 °С до постоянного веса (способ 2), а также замораживали до -70 °С а затем лиофилизировали (Ргее2опе2'5 ЬАВССЖСО) при -50 °С и 0,1 мбар в течение 16 часов (способ 3).
Выделение пигментов
Выделение суммарных пигментов проводили согласно [9], спектр поглощения снимали в диапазоне 350-700 нм. Исчерпывающую экстракцию фикоцианина проводили согласно [10]. Спектр поглощения снимали в диапазоне 190-700 нм. На основании спектров поглощения рассчитывали содержание пигментов.
Количественный расчет содержания пигментов
Расчет концентрации хлорофиллов и суммарных каротинов (ксантофиллов и кароти-ноидов) проводили по формулам [11]:
С0(мкг/мл) = 11, 24 - А661,6 - 2, 04 • Аб44,8,
Сь(мкг/мл) = 20,13 - А644,8 - 4,19 - А661,6,
^ 1000 - А 470 - 1, 90 -С0 - 63,4 -С ь
Сж+с(мк г/мл) =-214-,
где а - хлорофилл а, Ь - хлорофилл Ь, х - ксантофиллы, с - каротины, Анм - оптическая плотность при соответствующей длине волны.
Расчет концентрации фикоцианина проводили по формуле [12]:
Г\ г,ги / \ ^620 - ° 474 - А650
С-РСДмг/мл) =---,
5, 34
где Ад - оптическая плотность при соответствующей длине волны Л. Чистоту (Р1) фикоцианина определяли по формуле [13]:
где Ад - оптическая плотность при соответствующей длине волны Л. Содержание пигментов в биомассе рассчитывали по формуле
Су (мг/мл) ■ V (мл) ■ Р
jy (mi / ) =-—-,
т(г)
Су (м г/г ) =
где (мг/мл) - концентрация соответствующего пигмента, V (мл) - объем суммарного экстракта, Р - коэффициент, учитывающий разбавление, т (г) - масса навески, взятой для экстракции пигментов в пересчете на сухой вес.
Анализ состава и содержания жирных кислот
Метиловые эфиры жирных кислот (МЭЖК) получали согласно [14]. Анализ МЭЖК проводили на газовом хроматографе Brukcr 430 GC, снабженном пламенно ионизационым детектором и кварцевой капиллярной колонкой SelectBio disci for FAME (30 м x 0,32 мм x 0,25 мкм), в режиме линейного программирования температуры: 190 °С (3 мин); увеличение температуры на 3 °С/мин; 230 °С (5 мин). Температура инжектора составляла 250 °С, температура детектора 250 °С линейная скорость потока газа-носителя (азота) 20 см/с, деление потока 1:20. Объем вводимой пробы 1 мкл. Идентификацию индивидуальных жирных кислот проводили путем сравнения времени удерживания образца и стандартов (FAME mix Supeleo 37, Supeleo, США).
Статистический анализ
Определение всех биохимических показателей было выполнено в двукратной повтор-ности, окончательные результаты представлены в виде средних значений и относительных стандартных отклонений для всех образцов. Статистическую обработку данных проводили с использованием пакета Microsoft Office Excel 2013.
3. Результаты и обсуждение Рост и накопление биомассы
Опыты но исследованию накопления биомассы при использовании шести вариантов сред проводили в течение 13 суток. Стационарная фаза роста, характеризующаяся максимальной величиной OD750, была достигнута на 12-13 сутки культивирования. На рис. 1 приведена типичная кривая роста A. platensis на примере классической среды Zarrouk (среды 1).
О 2 4 6 8 10 12 14 время культивирования, сутки
Рис. 1. Типичная кривая накопления биомассы A. platensis В-12619
На основании данных о зависимости величины сухой биомассы (г/л) от величины СЮ750, была рассчитана максимальная продуктивность на линейном участке роста. Как следует из данных, представленных в табл. 2, наибольшая максимальная продуктивность (0,193 г/л) была отмечена при культивировании цианобактерии на среде 5, характеризующейся минимальным содержанием компонентов питательной среды.
Т а б л и ц а 2
Максимальные показатели при культивировании А. platensis В-12619
на испытуемых средах
—вариант среды показатель ———— 1 2 3 4 5 6
продуктивность, г/(л - сутки) 0,182 0,177 0,168 0,154 0,193 0,153
биомасса, г/л 2,21 2,70 1,84 2,04 2,04 1,89
В среднем выход биомассы с литра питательной среды превысил 2 I', при этом максимальный выход (2,70 г/л) был отмечен при культивировании на среде 2.
При сравнении классической среды 2аггоик (среда 1), содержащей только НСО- и ее модификации (среды 3), в которой содержатся НСО- и С О-2, выход на модифицированной среде был ниже почти на 17% по сравнению с классической средой. Кроме того, при сравнении между собой сред 1 и 2, а также 3 и 4, отличающихся наличием/отсутствием двух компонентов (сульфата железа РеБС^ -7ЩО и ЕБТА) выявлена общая тенденция увеличения количества биомассы в отсутствие этих компонентов: на 22% при сравнении сред 1 и 2, на 11%; при сравнении сред 3 и 4.
Содержание (мг/г) и выход (мг/л) пигментов
Для определения фазы роста с максимальным содержанием целевых пигментов были проанализированы образцы биомассы середины (фаза I) и конца (фаза II) линейной фазы роста.
При исследовании гидрофильного С-РС были выявлены две тенденции изменения содержания в зависимости от стадия развития культуры (рис. 2а).
250 200 150
2 100
и
в.
6 50 -
400
llilll Ним
среда культивирования
| фаза I ■ фаза I
среда культивирования
Рис. 2. Содержание (мг/г) С-РС в биомассе (а) и выход С-РС (мг/л) (б) при культивировании А. р1аЛегтя В-12619 на разных средах
Так для сред 3-5, в составе которых соотношение НСО-/СО-2 составляло 1,82, выявлено повышение содержания С-РС в биомассе при увеличении времени культивирования цианобактерии, при этом максимум был достигнут в поздней логарифмической фазе. Обратная тенденция была отмечена при культивировании на средах 1, 2 и 6 снижение содержания С-РС в процессе роста А. рШетгя. Следует отметить, что в средах 1 и 2 присутствует только НСО-, в среде 6 - соотношение НСО-/СО- составляло 4,36.
При сравнении между собой сред, отличающихся только тином источника неорганических) углерода (среды номер 1, 3 и 6), наибольшее содержание С-РС в биомассе (194,94 мг/г) и выход С-РС (275,93 мг/л) были отмечены при культивировании на среде 1, содержащей только НСО-. При сравнении сред 1 и 2, отличающихся наличием/отсутствием РеБ04 ■ 7Н2О и ЕБТА, обнаружили, что при использовании среды 2 было достигнуто максимальное содержание С-РС (222,41 мг/г) и максимальный выход С-РС (319,10 мг/л).
При анализе содержания линофильных пигментов (хлорофиллов и каротиноидов) были выявлены иные закономерности (рис. 3).
Рис. 3. Содержание (мг/г) хлорофиллов (а) и каротиноидов (б) в биомассе А. р1аЛегтя В-12619 при культивировании на разных средах
Так, при культивировании на средах 1, 2 и 6 выявлено снижение содержания хлорофиллов и каротиноидов в биомассе при увеличении времени культивирования А. рШ-епзгз. Для среды 5, характеризующейся минимальным содержанием компонентов питательной среды, была отмечена обратная тенденция повышение содержания хлорофиллов и каротиноидов в процессе роста цианобактерии. В то время как для сред 3 и 4 содержание хлорофиллов и каротиноидов на разных стадиях развития культуры различалось незначительно.
При сравнении между собой сред, отличающихся только источником неорганического углерода (среды номер 1, 3 и 6) наибольшее содержание хлорофиллов (27,00 мг/г) и каротиноидов (7,03 мг/г) было достигнуто на среде 6, в составе которой соотношение НСО-/СО-2 составляло 4,36. При сравнении сред 3 и 4, отличающихся наличием/отсутствием РеБ04 ■ 7Н2О и ЕБТА, обнаружили, что при использовании среды 4 содержание хлорофиллов (20,86 мг/г) и каротиноидов (5,47 мг/г) было максимальным. Для сред 1 и 2, также отличающихся наличием/отсутствием ЕеБС^ ■ Ш2О и ЕБТА, содержание хлорофиллов различалось незначительно, а наибольшее содержание каротиноидов (8,48 мг/г) наблюдали при использовании среды 2. При сравнении сред 4 и 5 (содержание компонентов среды уменьшено в 2 раза) именно среда 5 показала максимальное содержание каротиноидов (7,58 мг/г).
Содержание жирных кислот
Линиды цианобактерии являются важным источником ненасыщенных, в том числе и полиненасыщенных жирных кислот (ПНЖК), содержание которых в исследуемых образцах составило чуть менее половины от общего количества жирных кислот. В качестве основных ЖК А. рЫЬепвгв можно выделить: пальмитиновую (16:0), стеариновую (18:0), олеиновую (18:1), линолевую (18:2) и 7-линоленовую (7-18:3) кислоты.
Значительных различий в содержании жирных кислот при использовании для культивирования разных сред не наблюдалось.
Т а б .л и ц а 3
Содержание жирных кислот в биомассе А. platensis В-12619 при культивировании на различных средах
среда 1 2 3 4 5 6
фаза I II I II I II I II I II I II
16:0 55,32 52,48 52,07 52,71 54,99 50,05 54,10 51,84 53,23 51,77 54,85 51,86
18:0 0,92 0,80 1,68 1,22 0,00 1,20 1Д1 1,25 0,93 1,24 0,00 1,34
18:1 4,49 6,31 6,19 7,04 6,08 7,81 6,78 9,56 5,68 7,85 5,77 8,65
18:2 16,85 17,75 16,30 15,00 15,95 18,23 14,61 13,39 16,37 16,19 16,37 18,07
7-18:3 22,42 22,65 23,75 24,02 22,98 22,71 23,40 24,87 23,79 22,96 23,02 20,09
Насыщенные 56,24 53,28 53,75 53,93 54,99 51,25 55,21 53,09 54,16 53,01 54,85 53,2
Ненасыщенные 39,27 40,40 40,05 39,02 38,93 40,94 38,01 38,26 40,16 39,15 39,39 38,16
Влияние способа консервации на содержание пигментов
Далее рассмотрено влияние способов консервации на содержание биологически активных соединений. Так, например, различные методы обработки биомассы для последующего хранения вызвали снижение содержания фотоеинтетичееких пигментов (рис. 4).
Рис. 4. Изменение содержания хлорофиллов (а) и каротиноидов (б) в биомассе А. р1аЛепягя В-12619 в зависимости от способа консервации
Термическая обработка биомассы (как нагрев, так и замораживание с последующей лиофилизацией) привела к потере более трети (около 36%) от исходного количества хлорофиллов. Каротиноиды были более чувствительны к нагреву (потери составили порядка 27%), чем к замораживанию (19%; потерь).
Высушивание в термостате (способ 2) привело к незначительной потере (менее 10%;) содержания С-фикоцианина по сравнению с замораживанием (способ 1), при этом его чистота снизилась почти на треть 0,97 и 1,50 соответственно. Самым высоким содержание фикоцианина (203,35 мг/г) было в лиофильно высушенном образце биомассы (способ 3), при этом его чистота также снизилась по сравнению с вариантом замороженной биомассы.
Влияние способа консервации на состав жирных кислот
Термические процессы, а также воздействие света могут повлиять на содержание ненасыщенных жирных кислот ввиду окисления ненасыщенных связей [15]. Кроме того, воздействие высоких температур приводит к химическим превращениям, полимеризации, геометрической изомеризации и внутримолекулярной циклизации молекул ненасыщенных ЖК [16, 17]. Согласно полученным данным, процесс консервации не оказал негативного влияния на химическую структуру линоленовой кислоты.
III
Рис. 5. Изменение содержания (мг/г) и чистоты фикоцианина А. р1аЬеп.з1.з В-12619 в зависимости от способа консервации
Высокое содержание ПНЖК увеличивает питательную ценность продуктов. Согласно [4] рекомендованное для рациона человека соотношение содержания полиненасыщенные ЖК/насыщенные ЖК должно быть выше 0,45. Полученные результаты показали, что, независимо от способа высушивания биомассы (хотя при лиофильной сушке (способ 3) этот показатель ниже), ЖК состав цианобактерии соответствует данному требованию.
Рис. 6. Изменение содержания отдельных жирных кислот в биомассе А. рШепя^я В-12619 в зависимости от способа консервации*
4. Заключение
Таким образом, в результате проведенного исследования изучены наиболее благоприятные условия для культивирования А. рШепвхБ В-12619 с целью получения определенных конечных продуктов, а также оптимальные методы консервации биомассы для наилучшей сохранности биологически активных соединений.
При наличии в составе питательной среды СО-2 продуктивность биомассы снижается на 17%, в то время как при добавлении сульфата железа (Ре804 • 7Н20) и ЕБТА продуктивность увеличивается на 10-20%.
При сравнении между собой сред, отличающихся только источником неорганического углерода (среды номер 1, 3 и 6) наибольшее содержание С-РС в биомассе (194,94 мг/г) и
выход С-РС (275,93 мг/л) были отмечены при культивировании на среде 1, содержащей -
- -2
* Цветное изображение иллюстраций данной статьи см.: https://mipt.ru/upload/medialibrary/8c8/18.pdf
-2
рофиллов.
При сравнении сред 1 и 2, отличающихся наличием/отсутствием РеБС^ ■ 7Н2О и ЕБТА, обнаружили, что при использовании среды 2 была достигнута максимальная продуктивность (2,70 г/л), максимальное содержание С-РС (222,41 мг/г) и максимальный выход С-РС (319,10 мг/л), а также максимальное содержание каротиноидов (8,48 мг/г). Таким образом, на среде, содержащей только НСО-, в отсутствие РеБ04 ■ 7Н20 и ЕБТА достигается максимальная продуктивность и биосинтез смещается в сторону фикобилинов.
Однако, проанализировав среды 3 и 4, также отличающиеся наличием/отсутствием РеБ04 ■ 7Н2О и ЕБТА, выявили, что при культивировании на среде 4 содержание хлорофил-лов (20,86 мг/г) и каротиноидов (5,47 мг/г) было наибольшим. Таким образом, на среде, в составе которой соотношение НСО-/СО-2 составляло 1,82, в отсутствии РеБ04 ■ 7Н20 и ЕБТА биосинтез смещается в сторону хлорофиллов.
В то же время значительных различий в содержании жирных кислот при использовании разных сред не наблюдалось. Также обнаружено, что оптимальным способом консервации для сохранения фикоцианина является лиофилизированная сушка. Наименьшие потери хлорофиллов и каротиноидов обеспечивает замораживание свежесобранной биомассы. При использовании различных методов консервации биомассы различия в жирно-кислотном составе оказываются не существенными.
Работа выполнена в рамках исследований по тематическому плану 1.10. НИЦ «Курчатовский институт» «Создание платформенной технологии для глубокой комплексной переработки биомассы фототрофных микроорганизмов с получением широкого спектра востребованной химической продукции».
Литература
1. de la Jara A., Ruano-Rodriguez С., Polifrone M., Assuncao P., Brito-Casillas Y., Wagner, L. Serra-Majem, A.M. Impact of dietary Arthrospira (Spirulina) biomass consumption on human health: main health targets and systematic review //J. Appl. Phvcol. 2018. V. 30. P. 2403-2423.
2. Manirafasha E., Ndikubwimana T., Zeng X., Lu Yi., Jing K. Phvcobiliprotein: Potential microalgae derived pharmaceutical and biological reagent // Biochem. Eng. J. 2016. V. 109. P. 282-296.
3. Furmaniak M.A., Misztak A.E., Franczuk M.D., Wilmotte A., Waleron M., Waleron K.F. Edible cvanobacterial genus Arthrospira: Actual state of the art in cultivation methods, genetics, and application in medicine // Frontiers in Microbiology. 2017. V. 8. P. 1-21.
4. Gomez C., Guzman-Carrasco A., Lafarga T., Aden-Fernandez F.G. Optimization of a new culture medium for the large-scale production of protein rich Arthrospira platensis (Oscillatoriales, Cyanophvceae) //J. Phycologv. 2020. V. 27. P. 636-644.
5. Bari E., Cascino F.C., Foglio L., Proietti L., Perteghella S., Torre M.L., Parati K. Alternative culture media and cold-drving for obtaining high biological value Arthrospira platensis (Cvanobacteria) // Phvcologia. 2021. V. 60. P. 237-246.
6. Zarrouk, C. Contribution a L'etude D'une Cvanobacterie: Influence de Divers Facteurs Physiques et Chimiques sur la Croissance et la Photosynthèse de Spirulina maxima (Setchell et Gardner) Geitler // Thèse: Sciences appliquées. 1966.
7. Cornet J.F., Dussap C.G., Cluzel P., Dubertret G. A structured model for simulation of cultures of the cvanobacterium Spirulina platensis in photobioreactors: II. Identification of kinetic parameters under light and mineral limitations // Biotechnology and Bioengineering. 1992. V. 40 P. 826-834.
8. Aiba S., Ogawa Т. Assessment of Growth Yield of a Blue-green Alga, Spirulina platensis, in Axenic and Continuous Culture // Journal of General Microbiology. 1977. V. 102. P. 179182.
9. Britton G., Young A.J. Methods for the isolation and analysis of carotenoids // Carotenoids in Photosynthesis. 1993. P. 409-457.
10. Труфанова А. С., Бабичепко Н.П., Сергеева Я.Э. Оптимизация процесса выделения фи-коцианина из цианобактерии Arthrospira platensis // Вестник биотехнологии и физико-химической биологии имени Ю.А. Овчинникова. 2019. Вып. 15(4). С. 11-16.
11. Lichtenthaler Н.К., Buschmann С. Chlorophylls and Carotenoids: Measurement and Characterization by UV-VIS Spectroscopy // Current Protocols in Food Analytical Chemistry. 2001. V. 1. P. F4.3.1-F4.3.8.
12. Bennett A., Bogorad L. Complementary chromatic adaptation in a filamentous blue-green alga // The Journal of cell biology. 1973. V. 58(2). P. 419-435.
13. Boussiba S., Richmond A.E. Isolation and characterization of phvcocvanins from the blue-green alga Spirulina platensis // Archives of Microbiology. 1979. V. 120(2). P. 155-159.
14. Kates M. Techniques of Lipidologv: Isolation, Analysis and Identification of Lipids. North-Holland Publishing Company, 1972.
References
1. de la Jara A., Ruano-Rodriguez C., Polifrone M., Assuncao P., Brito-Casillas Y., Wagner, L. Serra-Majem, A.M. Impact of dietary Arthrospira (Spirulina) biomass consumption on human health: main health targets and systematic review. J. Appl. Phvcol. 2018. V. 30. P. 2403-2423.
2. Manirafasha E., Ndikubwimana T., Zeng X., Lu Yi., Jing K. Phvcobiliprotein: Potential microalgae derived pharmaceutical and biological reagent. Biochem. Eng. J. 2016. V. 109. P. 282-296.
3. Furmaniak M.A., Misztak A.E., Franczuk M.D., Wilmotte A., Waleron M., Waleron K.F. Edible cvanobacterial genus Arthrospira: Actual state of the art in cultivation methods, genetics, and application in medicine. Frontiers in Microbiology. 2017. V. 8. P. 1-21.
4. Gomez C., Guzman-Carrasco A., Lafarga T., Acien-Fernandez F.G. Optimization of a new culture medium for the large-scale production of protein rich Arthrospira platensis (Oscillatoriales, Cyanophvceae). J. Phycologv. 2020. V. 27. P. 636-644.
5. Bari E., Cascino F.C., Foglio L., Proietti L., Perteghella S., Torre M.L., Parati K. Alternative culture media and cold-drving for obtaining high biological value Arthrospira platensis (Cvanobacteria). Phvcologia. 2021. V. 60. P. 237-246.
6. Zarrouk, C. Contribution a L'etude D'une Cvanobacterie: Influence de Divers Facteurs Physiques et Chimiques sur la Croissance et la Photosynthèse de Spirulina maxima (Setchell et Gardner) Geitler. Thèse: Sciences appliquées. 1966.
7. Cornet J.F., Dussap C.G., Cluzel P., Dubertret G. A structured model for simulation of cultures of the cvanobacterium Spirulina platensis in photobioreactors: II. Identification of kinetic parameters under light and mineral limitations. Biotechnology and Bioengineering. 1992. V. 40 P. 826-834.
8. Aiba S., Ogawa T. Assessment of Growth Yield of a Blue-green Alga, Spirulina platensis, in Axenic and Continuous Culture. Journal of General Microbiology. 1977. V. 102. P. 179-182.
9. Britton G., Young A.J. Methods for the isolation and analysis of carotenoids. Carotenoids in Photosynthesis. 1993. P. 409-457.
10. Trufanova A.S., Babichenko N.P., Sergeeva Ya.E. Optimization of the process of isolation of phvcocvanin from cvanobacteria Arthrospira platensis. Yu.A. Ovchinnikov bulletin of biotechnology and physical and chemical biology. 2019. V. 15(4). P. 11-16.
11. Lichtenthaler H.K., Buschmann C. Chlorophylls and Carotenoids: Measurement and Characterization by UV-VIS Spectroscopy. Current Protocols in Food Analytical Chemistry. 2001. V. 1. P. F4.3.1-F4.3.8.
12. Bennett A., Bogorad L. Complementary chromatic adaptation in a filamentous blue-green alga. The Journal of cell biology. 1973. V. 58(2). P. 419-435.
13. Boussiba S., Richmond A.E. Isolation and characterization of phycocvanins from the blue-green alga Spirulina platensis. Archives of Microbiology. 1979. V. 120(2). P. 155-159.
14. Kates M. Techniques of Lipidologv: Isolation, Analysis and Identification of Lipids. North-Holland Publishing Company, 1972.
Поступим в редакцию 10.06.2022
