CC BY
13
Известия Саратовского университета. Новая серия. Серия: Химия. Биология. Экология. 2022. Т. 22, вып. 4. С. 427-436 Izvestiya of Saratov University. Chemistry. Biology. Ecology, 2022, vol. 22, iss. 4, pp. 427-436
https://ichbe.sgu.ru https://doi.org/10.18500/1816-9775-2022-22-4-427-436, EDN: PLEYXB
Научная статья УДК 577.151
Исследование влияния солей металлов на активность ферментов фенолоксидазного комплекса бактерий рода Azospirillum
М. А. Купряшина12 Е. Г. Пономарева1
1Институт биохимии и физиологии растений и микроорганизмов, ФИЦ «Саратовский научный центр РАН» (ИБФРМ РАН), Россия, 410049, г. Саратов, пр. Энтузиастов, д. 13
2Саратовский государственный медицинский университет имени В.И. Разумовского, Россия, 410012, г. Саратов, ул. Большая Казачья, д. 112
Купряшина Мария Александровна, кандидат биологических наук, Заведующий лабораторией микробиологии, 2ассистент кафедры микробиологии, вирусологии и иммунологии, kupryashina_m@mail.ru, https://orcid.org/0000-0002-2136-5362 Пономарева Елена Геннадьевна, кандидат биологических наук, старший научный сотрудник лаборатории микробиологии, ponomareva_e@ibppm.ru, https://orcid.org/0000-0003-3701-9090
Аннотация. В последние годы особое внимание уделяется разработке технологий биоразрушения органополлютантов и поиску новых биодеструкторов. Накопление лигниноподобных соединений и синтетических красителей в окружающей среде представляет огромную опасность не только для экосистем и биоразнообразия, но и угрожает здоровью человека. Фенолоксидазы - это группа ферментов, обладающих широкой субстратной специфичностью, способных к окислению многих полифенолов и ароматических аминов, их каталитические свойства обеспечивают возможность применения в качестве агентов биоремедиации. В данной работе представлены результаты исследования влияния ионов металлов на активность ферментов фенолоксидазного комплекса азоспирилл и способность к биоредукции органополлютантов. На примере двух штаммов Azospirillum baldaniorum Sp245 и Azospirillum brasilense SR80 показано, что внеклеточные лакказы, лигнин- и Mn-пероксидазы данных бактерий достаточно стабильны в присутствии исследуемых солей металлов. Отмечено снижение энзиматической активности исследуемых штаммов и угнетение эффективности биодеградации органополлютантов ионами Zn2+. Установлена индукция лакказной и лигнин-пероксидазной активности ионами меди, положительно коррелирующая со способностью азоспирилл к деградации лигнина. Анализ полученных данных показал, что для ферментов азо-спирилл характерны ингибиторы и индукторы, аутентичные внеклеточным фенолоксидазам как грибного, так и бактериального происхождения.
Ключевые слова: Azospirillum, Mn-пероксидаза, лигнин-пероксидаза, лакказа
Для цитирования: Купряшина М. А., ПономареваЕ. Г. Исследование влияния солей металлов на активность ферментов фенолоксидазного комплекса бактерий рода Azospirillum // Известия Саратовского университета. Новая серия. Серия: Химия. Биология. Экология. 2022. Т. 22, вып. 4. С. 427-436. https://doi.org/10.18500/1816-9775-2022-22-4-427-436, EDN: PLEYXB
Статья опубликована на условиях лицензии Creative Commons Attribution 4.0 International (CC-BY 4.0) Article
The effect of metal salts on the activity of the phenol oxidase complex enzymes of bacteria of the genus Azospirillum M. A. Kupryashina12 E. G. Ponomareva2
""Institute of Biochemistry and Physiology of Plants and Microorganisms, Saratov Scientific Centre of the Russian Academy of Sciences (IBPPM RAS), 13 Prospekt Entuziastov, Saratov 410049, Russia
2Saratov State Medical University named after V. I. Razumovsky, 112 Bolshaya Kazachya St., Saratov 410012, Russia
Mariya A. Kupryashina, kupryashina_m@mail.ru, https://orcid.org/0000-0002-2136-5362 Elena G. Ponomareva, ponomareva_e@ibppm.ru, https://orcid.org/0000-0003-3701-9090
Abstract. Recently, much attention has been paid to the development of technologies for biodegradation of organopollutants and the search for promising biodestructors. The environmental accumulation of lignin-like compounds and synthetic dyes poses a huge threat not only to ecosystems and biodiversity, but also to human health. Phenol oxidases are enzymes with broad substrate specificity, with oxidizing ability towards various polyphenols and aromatic amines. Therefore the use of phenol oxydases as bioremediation agents is promising due to their unique catalytic properties. In this work we present the results of a study of the effect of metal ions on the activity of the azospirilla phenol oxidase complex. It was demonstrated that extracellular laccases of lignin- and Mn-peroxidases of strains Azospirillum baldaniorum Sp245 and Azospirillum
brasilense SR80 are quite stable in the presence of the studied metal salts. The enzymatic activity decreased and the effectiveness of the organo-pollutants' biodegradation efficacy was inhibited in the presence of Zn2+ ions. The laccase and lignin-peroxidase activity induced by copper ions positively correlated with the ability of lignin degradation by azospirillum. Analysis of the obtained data showed that inhibitors and inducers of authentic extracellular phenol oxidases of both fungi and bacteria are typical for azospirillum enzymes. Keywords: Azospirillum, Mn-peroxidase, lignin peroxidase, laccase
For citation: Kupryashina M. A., Ponomareva E. G. The effect of metal salts on the activity of the phenol oxidase complex enzymes of bacteria of the genus Azospirillum. Izvestiya of Saratov University. Chemistry. Biology. Ecology, 2022, vol. 22, iss. 4, pp. 427-436 (in Russian). https://doi. org/10.18500/1816-9775-2022-22-4-427-436, EDN: PLEYXB
This is an open access article distributed under the terms of Creative Commons Attribution 4.0 International License (CC-BY 4.0)
Введение
В последние годы не ослабевает интерес к исследованию ферментов, входящих в фенолок-сидазные и лигнинолитические комплексы грибов и бактерий, в связи с их каталитическими особенностями и возможностью широкого прикладного использования [1]. Лакказы, лигнин- и Мп-пероксидазы обладают большим потенциалом для применения в сельском хозяйстве при деградации целлюлозы, гемицеллюлозы, лигнина, а также в биоремедиации, в частности в деструкции органических загрязнителей, таких как полициклические ароматические углеводороды, хлорфенолы, промышленные красители и нитроароматические соединения [2, 3]. Актуальным остается не только поиск продуцентов данных ферментов, но и изучение физиологии их синтеза [4]. Исследования, проведенные на сегодняшний день, демонстрируют как сходства, так и различия каталитических свойств данной группы ферментов, продуцируемых различными организмами [5]. В наших предыдущих работах была обнаружена способность диазотрофов рода АгоэрМПит к продукции ряда внеклеточных фенолокисляющих ферментов. Ранее нами была установлена способность ряда штаммов бактерий родов АгоэрМПит к продукции оксидаз и пероксидаз фенолоксидазного комплекса, показано участие данных бактерий в деструкции модельных препаратов лигнина и азокрасителей [6-9].
Ионы металлов могут играть роль как катализаторов, так и ингибиторов фенолокис-ляющих ферментов [10, 11]. Актуальным является исследование влияния ионов металлов на ферментативную биодеградации органопол-лютантов, поскольку в промышленных стоках зачастую присутствуют ионы различных металлов [12].
Цель работы - изучение влияния солей металлов на продукцию внеклеточных лакказ, Мп- и лигнин-пероксидаз азоспириллами и эффективность бактериальной биодеструкции лигнина Классона и малахитового зеленого.
Материалы и методы
В настоящей работе были использованы два штамма азотфиксирующих ассоциативных бактерий рода Azospirillum: A. baldaniorum Sp245 и A. brasilense SR80, предоставленные коллекцией ризосферных микроорганизмов ИБФРМ РАН. Культивирование бактерий проводили при 37°C в колбах Эрленмейера (100 мл) на жидкой малатно-солевой среде. При пассаже бактериальной культуры в опытные колбы вносили CaC^, CUSO4, MnSO4, MgSO4, NaCl, ZnSO4, в концентрации 1, 5 и 10 мМ. В качестве модельного красителя, был выбран трифенилметановый краситель - малахитовый зеленый, рабочая концентрация 0,01 мМ. Пробы для определения лакказной, лигнин- и Mn-пероксидазной активности отбирали через 7 дней. Удельную активность ферментов определяли спектрофотометрически с использованием специфических субстратов согласно методике, описанной ранее, и выражали в единицах на 1 мг белка [9].
Степень обесцвечивания красителя оценивали через 7 суток культивирования по изменению оптической плотности раствора при длине волны 600 нм, эффективность деколоризации рассчитывали по формуле [13, 14]:
%деградации 100 х
А — А
нач кон
А.....
и выражали в процентах от контроля.
Лигниндеградирующую способность бактерий оценивали с использованием нитрированного лигнина. В работе использован модельный препарата лигнина (лигнин Классона), полученный из метанолизных опилок. Определение способности ферментов к деструкции лигнина проводили в полистироловых 96-луночных планшетах, на иммунофермент-ном анализаторе Multiskan Ascent («Thermo Electron», China) в Центре коллективного пользования в области физико-химической биологии и нанобиотехнологии при длине волны 414 нм («Симбиоз», ИБФРМ РАН), согласно методике [9].
Эксперименты выполняли минимум в трёх повторностях в трёх независимых экспериментах, полученные данные обрабатывали с использованием статистического пакета анализа данных программы Excel Microsoft Office XP.
Результаты и их обсуждение
Было исследовано влияние ионов металлов на активность основных ферментов фенолок-сидазного комплекса азоспирилл, а именно лакказ, лигнин- и Mn-пероксидаз, а также на способность данных бактерий к деградации лигнина Классона и малахитового зеленого. В предыдущих работах нами было показано, что штаммы A. baldaniorum Sp245 и A. brasilense SR80 имеют высокую ферментативную активность и выраженную способность к деструкции модельных соединений лигнина и биодеколоризации синтетических красителей [8, 9].
Воздействие ионов металлов на каталитические свойства ферментов многообразно и не всегда поддается четкой интерпретации. Ионы металлов участвуют в ферментативном катализе, играя важную роль во взаимодействии белка с лигандом, в результате чего могут изменяться как свойства центра связывания лиганда, так и самого каталитического центра [15]. В зависимости от типов взаимодействия ионов металлов с ферментом меняется его каталитическая активность, наибольшее значение при этом имеют ионы, участвующие в этапах биосинтеза фермента, в том числе уже на уровне трансляции. В связи с этим исследования влияния ионов металлов на ферментативную активность имеют существенное прикладное значение.
Для типичных фенолоксидаз как грибов, так и бактерий характерна стабилизация белковой глобулы в нативном состоянии за счет ионов кальция [16, 17]. Однако в нашем исследовании наблюдалось снижение активности лигнин-пероксидазы и лакказы для обоих взятых в эксперимент штаммов в присутствии СаС12 в среде (рис. 1). Активность Мп-пероксидазы А. ЪаМатогит Бр245 несущественно повышалась при внесении в среду культивирования 1 мМ СаС^, однако снижалась прямо пропорционально увеличению концентрации соли (см. рис. 1). Присутствие №С1 в среде (даже в низких концентрациях) оказывало ингибирующий эффект на ферментативный статус азоспирилл, активность всех исследуемых ферментов снижалась на 50%. Согласно данным литературы, продукция лак-каз различными биообъектами ингибируется хлорид-ионами [18].
Мощными ингибиторами многих энзи-матических реакций являются ионы тяжелых металлов [19, 20]. Культивирование азоспи-рилл в среде с 2пБй4 в большей степени влияло на продукцию Мп-пероксидаз и лакказ, чем лигнин-пероксидаз. Мп-пероксидазная и лакказная активность А. ЪаМатогит Бр245 и А. ЪгаБИвпБв БИ80 снижались на 50-90% по сравнению с контролем (см. рис. 1). Аналогичное воздействие ионов цинка на продукцию оксидаз и пероксидаз фенолоксидазного комплекса отмечалось для псевдомонад [12].
Медь, путем индукции окислительного стресса, вызывающего повреждение белков, также является ингибитором многих ферментов.
U J3 £ ^
у ^
8 I
& <
200 180 160 140 120 100 КО 60 40 20 0
I
1 2 3 4 5 6 7 8 9 10 11 12 13 14 15 16 17 18 19
а /a
14
12
10
¡М £ >
И
S U
Ё < <
1 2 3 4 5
йМ 6
В» i*tn Не
7 8 9 10 11 12 13 14 15 16 17 18 19
б/Ь
А 1 Й1
^ га ч в
у ^
§ >
И £
s и
Ь «с
20
18
16
14
12
10
л
[0
2 О
1 2 3 4 5 6 7 8 9 10 11 12 13 14 15 16 17 18 19
в/c
Рис. 1. Активность внеклеточной лигнин-пероксидазы (а), лакказы (б), Mn-пероксидазы (в) A. baldaniorum Sp245 (^)иА. brasilense SR80 (£П|): 1 - контроль, 2 -1 мМ MnS04,3 - 5 мМ MnS04,
4 -10 мМ MnS04,5 -1 мМ СаС12, 6 - 5 мМ СаС12, 7 -10 мМ СаС12,8 -1 мМ ZnS04,9 - 5 мМ ZnS04,
10 — 10 мМ ZnSO4, 11 — 1 мМ MgSO4, 12 — 5 мМ MgSO4, 13 — 10 мМ MgSO4, 14 — 1 мМ CuSO4,
15 — 5 мМ CuSO4, 16 — 10 мМ CuSO4, 17 — 1 мМ NaCl, 18 — 5 мМ NaCl, 19 — 10 мМ NaCl
Fig. 1. Activity of extracellular lignin peroxidase (a), laccase (b), Mn-peroxidase (c) A. baldanio-
rum Sp245 (^)иА brasilense SR80 (Щ]): 1 - control, 2 - 1 мМ MnS04, 3 - 5 мМ MnS04,4 -10 мМ
MnS04, 5 - 1 мМ CaCl2, 6 - 5 мМ CaCl2, 7 - 10 мМ CaCl2, 8 - 1 мМ ZnS04, 9 - 5 мМ ZnS04,
10 — 10 мМ ZnSO4, 11 — 1 мМ MgSO4, 12 — 5 мМ MgSO4, 13 — 10 мМ MgSO4, 14 — 1 мМ CuSO4, 15 — 5 мМ CuSO4, 16 — 10 мМ CuSO4, 17 — 1 мМ NaCl, 18 — 5 мМ NaCl, 19 — 10 мМ NaCl
В то же время ионы Си2+ являются кофакторами некоторых фенолоксидаз, например, в каталитическом центре голубых лакказ присутствуют четыре атома меди [21-23]. В ряде работ показано, что внесение сульфатов меди в среду
культивирования увеличивает лакказную активность как бактерий, так и грибов [4, 20, 24-26]. Медь регулирует продукцию лакказы уже на уровне транскрипции [27]. В ходе исследования мы также отмечали увеличение лакказной
активности азоспирилл в присутствии ионов меди (см. рис. 1). В большей степени присутствие меди в среде стимулировало активность внеклеточной лакказы штамма А. ЪгаБПепБв БИ80, по сравнению с А. ЪаМатогит Бр245. Относительно мало данных о влиянии меди на продукцию пероксидаз фенолоксидазного комплекса. Так, в некоторых работах показано, что внесение сульфатов меди в среду культивирования базидиоми-цетов не влияет на продукцию Мп-пероксидазы и снижает активность лигнин-пероксидазы, в других, наоборот, увеличивает продукцию ферментов [20, 24, 28, 29]. Данные о воздействии ионов меди на активность пероксидаз бактериального происхождения отсутствуют. При внесении сульфата меди в среду выращивания мы отмечали увеличение лигнин-пероксидазной активности более, чем на 50% для штамма А. ЪаМато-
гит Sp245, и на 80% для A. brasilense SR80. В то же время ионы меди снижали Mn-пероксидазную активность, при этом отмечалась концентрационная зависимость.
Показано, что культивирование базидиоми-цета Phanerochaete chrysosporium в присутствии солей марганца стимулирует продукцию перок-сидаз лигнинолитического комплекса [30]. Влияние ионов Мп2+ на продукцию Mn-пероксидаз идет на уровне транскрипции [31]. При анализе полученных нами данных установлена общая тенденция индукции ферментативной активности в присутствии низких концентраций марганца в среде (см. рис. 1). Высокие концентрации марганца снижали удельную активность Mn-пероксидазы A. brasilense SR80 на 20%, A. baldaniorum Sp245 - на 50% и полностью ингибировали лакказную активность азоспирилл (рис. 2, 3).
120
04
S no
S о4
« ^
m и
S с
а ш
5 £
О й!
« <Е
д .S
С-ч -I—1
s S
о
К £
в JS
S С
H и
« ou
& О ■&
m
100
80
60
40
20
lii
1
Fil
о4 S
s
та m S
n
о
ç
с «
120
100
и с
с с
с I в S
Е-
«
Ш
m
80
60
40
20
il
1 2 3 4 5 6
б/b
Рис. 2. Эффективность биодеградации малахитового зеленого A. baldaniorum Sp245 (а)
СаС12,3-ZnS04,
и A. brasilense SR80 (б) в присутствии солей металлов: 1 - MnS04,2 -
4 - MgS04, 5 - CuS04, 6 - NaCl в концентрации 1 мМ (Щ]), 5 мМ (Щ) и 10 мМ (Щ) Fig. 2. Efficiency of biodégradation of malachite green A. baldaniorum Sp245 (а) и
A. brasilense SR80 (b) in the presence of metal salts: 1
- NaCl в концентрации 1 мМ
MnS04, 2
- CaCL, 3 - ZnSO
4 -
MgSO4, 5 - CuSO4, 6
5 мМ ( ) и 10 мМ (
1
2
3
4
5
6
а/a
В
с
I—
3
р
С
<
18 16 14 12 10
Й
3
а /a
В
с
3
С S
Р
С
<
20 18 16 14
12 10
8 6 4 2 0
I
i
3 б/b
i
!
Рис. 3. Деградация модельного препарата лигнина A. baldaniorum (а) и A. brasilense SR80 (б) в присутствии солей металлов: 1 — MnSO4, 2 — CaCl2, 3 — ZnSO4, 4 — MgSO4, 5 — CuSO4,
6 - NaCl в концентрации 1 мМ (Щ), 5 мМ (РУ11) и 10 мМ (Щ), контроль [Щ Fig. 3. Degradation of the model preparation of lignin by A. baldaniorum Sp245 (а) и A. brasilense SR80 (b) in the presence of metal salts: 1 - MnS04
5 - CuS04, 6 - NaCl, 1 мМ (Щ), 5 мМ (0) и 10 мМ (Щ), control [
СаС12, 3 - ZnS04, 4 - MgS04,
1
2
4
5
6
2
4
5
6
Внесение ионов магния в культуральную среду снижало фенолоксидазную активность взятых в эксперимент штаммов, исключением является стимуляция продукции лакказы и Mn-пероксидазы штаммом A. baldaniorum Sp245 при выращивании бактерий в присутствии 1 мМ MgSÜ4. Стоит отметить, что для Pseudomonas aeruginosa также показано снижение активности лакказ, лигнин- и Mn-пероксидаз при внесении сульфата магния в среду культивирования [12].
Далее мы проанализировали влияние ионов металлов на способность азоспирилл к деколо-ризации малахитового зеленого и разложению лигнина Классона. Оценку влияния ионов металлов на лигнинолитическую активность
азоспирилл проводили с помощью детекции изменения оптической плотности раствора, происходящего вследствие образования окрашенных продуктов при деструкции молекулы лигнина. В работе использован лигнин Классона, характеризующийся повышенным содержанием метоксильных групп и мономерных, димерных и олигомерных производных фенолов.
Выращивание бактерий в присутствии №С1 во всем диапазоне исследуемых концентраций не оказывало существенного влияния на процесс обесцвечивания красителя как штаммом А. ЪаМатогит Бр245, так и А. ЪгаэПеиэе БЯБО (см. рис. 3), однако ингибировало лигнинде-градацию. Ионы Мп2+ снижали эффективность
биодеградации малахитового зеленого бактериями на 50% только при высоких концентрациях. По-разному влияло присутствие ионов Mg2+ на способность исследуемых штаммов к обесцвечиванию малахитового зеленого, для A. baldaniorum Sp245 отмечалась стимуляция биодеколоризации на 10%, а для штамма A. brasilense SR80 - снижение эффективности обесцвечивания красителя на 18-36%. При этом высокие концентрации магния снижали также и лигнинолитическую активность взятых в эксперимент штаммов.
Присутствие ионов Cu2+ в среде культивирование резко снижало обесцвечивание среды штаммом A. brasilense SR80. В то время как для A. baldaniorum Sp245 деколоризация инги-бировалась только высокими концентрациями сульфата меди. Полученные нами данные согласуются с рядом работ, в которых показано, что внесение CUSO4 в среду культивирования бактерий снижает процесс биоредукции синтетических красителей [32-34]. Известно, что при внесении 0,1 мМ CUSO4 степень деградации синтетических красителей представителями Halomonas sp. снижается до 17,5%, а при 0,5 мМ - ингибируется полностью [12], в то время как в нашей работе эффективность биодеградации красителя штаммом A. baldaniorum Sp245 снижалась при внесении 10 мМ CuSO4, а при использовании более низких концентраций наблюдалась стимуляция эффективности обесцвечивания. Отмечено, что присутствие в среде культивирования CUSO4 повышало эффективность окисления нитрированного лигнина (см. рис. 3), что коррелирует с увеличением уровня лакказной и лигнин-пероксидазной активности (см. рис. 1).
Присутствие солей цинка в среде выращивания даже в концентрации 1 мМ оказывало резкий ингибирующий эффект на способность азоспи-рилл к обесцвечиванию малахитового зеленого, эффективность биодеградации снижалась более чем в 8 раз (см. рис. 2). Лигнинолитическая активность взятых в эксперимент штаммов снижалась под действием ионов цинка в 2 раза.
Заключение
Таким образом, в ходе проведенной экспериментальной работы выявлено влияние ионов металлов на активность ферментов фенолокси-дазного комплекса азоспирилл. При сравнении полученных сведений с данными литературы выявлено, что для фенолоксидаз азоспирилл характерны ингибиторы и индукторы, аутентичные внеклеточным ферментам фенолокси-
дазных комплексов как бактерий, так и грибов. Установлены общие закономерности индукции фенолоксидазной системы азоспирилл ионами меди и ингибирования энзиматического статуса бактерий при внесении хлорид-ионов. Показано, что ионы Zn2+ снижают активность лакказ и Mn-пероксидаз азоспирилл, но не влияют на лигнин-пероксидазную активность, при этом отмечается угнетение эффективности биодеградации синтетических красителей и модельных препаратов лигнина. Культивирование бактерий в среде с высоким содержанием марганца приводило к ингибированию активности всех исследуемых ферментов, однако в низких концентрациях Mn2+ стимулировал ферментативную активность азоспирилл. Установлена индукция лакказной и лигнин-пероксидазной активности ионами меди, положительно коррелирующая со способностью азоспирилл к деградации лигнина Классона. Полученные данные косвенно свидетельствуют о разнонаправленном действии ферментов фенолоксидазного комплекса в энзимологии разложения лигнина и деградации синтетических красителей.
На сегодняшний день в различные отрасли промышленности активно внедряются биокаталитические методы и подходы, основанные на применении бактериальных ферментативных систем. В связи с этим главными тенденциями биотехнологии являются поиск новых биокатализаторов, дизайн и исследование их свойств.
Список литературы
1. Pollegioni L., Tonin F., Rosini E. Lignin-degrading enzymes // FEBS J. 2015. Vol. 282. P. 1190-1213.
2. Rao M. A., Scelza R., Acevedo F., Diez M. C., Gianfreda L. Removal of dyes from the effluent of textile and dyestuff manufacturing industry: A review of emergin techniques with reference to biological treatment // Chemosphere. 2014. Vol. 107. P. 145-162.
3. Falade A. O., Eyisia O. A. L, Mabinya L. V., Nwodo U. U, Okoh A. I. Peroxidase production and ligninolytic potentials of freshwater bacteria Raoultellaornithinolytica and Ensiferadhaerens // Biotechnol. Report. 2017. Vol. 16. P. 2-17.
4. Falade A. O., Nwodo U. U., Iweriebor B. C., Green E., Mabinya L. V., Okoh A. I. Lignin peroxidase functionalities and prospective applications // Microbiology Open. 2017. Vol. 6. P. e00394.
5. Bugg T. D. H., Ahmad M., Hardiman E. M., Rahmanpour R. Pathways for degradation of lignin in bacteria and fungi // Nat. Prod. Rep. 2011. Vol. 28. P. 1883-1896.
6. Никитина В. Е., Ветчинкина Е. П., Пономарева Е. Г., Гоголева Ю. В. Фенолоксидазная активность бактерий рода Azospirillum // Микробиология. 2010. Т. 79, № 3. С. 344-351.
7. Купряшина М. А., Селиванов Н. Ю., Никитина В. Е. Выделение и очистка Mn-пероксидазы Azospirillum brasilense Sp245 // Прикл. биохимия и микробиология. 2012. Т. 48, № 1. С.23—26.
8. Петров С. В., Купряшина М. А., Пономарева Е. Г., Воробьева С. А., Глинская Е. В., Никитина В. Е. &рининг бактерий рода Azospirillum по способности к продукции внеклеточной лигнин-пероксидазы и деградации модельных соединений лигнина и азо-красителей // Известия Саратовского университета. Новая серия. Серия: Химия. Биология. Экология. 2017. Т. 17, вып. 2. С. 170—176.
9. Купряшина М. А., Петров С. В., Пономарева Е. Г., Никитина В. Е. Лигнинолитическая активность бактерий родов Azospirillum и Niveispirillum // Микробиология. 2015. Т. 84, № 6. С. 691—696.
10. Baldrian P. Fungal laccases — occurrence and properties // FEMS Microbiol. Rev. 2006. Vol. 30. P. 215—242.
11. Mansur M., Suarez T., Gonzalez A. Diierential gene expression in the laccase gene family from basidiomy-cete I—62 (CETC 20197) // Appl. Environ. Microbiol. 1998. Vol. 64, № 2. Р. 771—774.
12. Soni R. K, Acharya P. B., Modi H. A. Effect of some metals on growth of Pseudomonas aeruginosa ARSKS20 and its decolorization ability of Reactive red 35 // Intern. J. Curr. Microbiol. App. Sci. 2014. Vol. 3. P. 411—419.
13. Nidadavolu S. B., Gudikandula K., Pabba S. K., Mar-inganti Ch. S. Decolorization of triphenyl methane dyes by Fomitopsis feei // Natural Science. 2013. Vol. 5. P. 30—35.
14. Joshi P. A., Mhatre K. J. Microbial efficiency to degrade сarbol fuchsin and malachite green dyes // Adv. Appl. Sci. Res. 2015. Vol. 6. P. 85—88.
15. Улахович Н. А., Медянцева Э. П., Бабкина С. С., Кутырева М. П., Гатаулина А. Р. Металлы в живых организмах : учеб. пособие. Казань : Казанский университет, 2012. 102 с.
16. Sutherland G. R. J., Schick Zapanta L., Tien M., Aust S. D. Role of calcium in maintaining the heme environment of manganese peroxidase // Biochemistry. 1997. Vol. 36. P. 3654—3662.
17. Banci L., Bartalesi I., Ciofi-baffoni S., Tien M. Ufolding and pH studies on manganese peroxidase: Role of heme and calcium on secondary structure stability // Biopolymers (Biospectroscopy). 2003. Vol. 72. P. 38—47.
18. Rodriguez-Couto S., Herrera L. T. Inhibitors of Laccases: A Review // Curr. Enzyme Inhibit. 2006. Vol. 2. P. 343—352.
19. Gasser C. A., Ammann E. M., Schaffer A., Shahgaldian P., Corvini P. F. X. Production of superparamagnetic na-nobiocatalysts for green chemistry applications // Appl. Microbiol. Biotechnol. 2016. Vol. 100. P. 7281—7296.
20. Vrsanska M., Voberkova S., Lange V., Moulick A., Adam V., Kopel P. Induction of laccase, lignin peroxidase and manganese peroxidase activities in white-rot fungi using copper complexes // Molecules. 2016. Vol. 21. P. 1553—1568.
21. Baldrian P. Interactions of heavy metals with white-rot fungi // Enzyme Microb. Technol. 2003. Vol. 32. P. 78—91.
22. Giardina P., Faraco V., Pezzella C., Piscitelli A., Van-hulle S., Sannia G. Laccases: A never-ending story // Cell. Mol. Life Sci. 2009. Vol. 67. P. 369-385.
23. Sadhasivam S., Savitha S., Swaminathan K., Lin F. H. Production, purification and characterization of mid-redox potential laccase from a newly isolated Tricho-derma harzianum Wl1 // Process Biochem. 2008. Vol. 43. P. 736—742.
24. Shah V., Dobiasova P., Baldrian P., Nerud F., Kumar A., Seal S. Influence of iron and copper nanoparticle powder on the production of lignocellulose degrading enzymes in the fungus Trametes versicolor // J. Hazard. Mater. 2010. Vol. 178. P. 1141-1145.
25. Plackova M., Svobodova K., Cajthaml T. Laccase activity profiling and gene expression in PCB-degrading cultures of Trametes versicolor // Intern. Biodeterior. Biodegrad. 2012. Vol. 71. P. 22-28.
26. Baldrian P., Gabriel J. Copper and cadmium increase laccase activity in Pleurotus ostreatus // FEMS Microbiol. Lett. 2002. Vol. 206. P. 69-74.
27. Galhaup C., Wagner H., Hinterstoisser B., Haltrich D. Increased production of laccase by the wood-degrading basidiomycete Trametes pubescens // Enzyme Microb. Technol. 2002. Vol. 30. P. 529-536.
28. Kostadinova N., Krumova E., Boteva R., Abrashev R., Miteva-Staleva J., Spassova B., Angelova M. Effect of copper ions on the ligninolytic enzyme complex and the antioxidant enzyme activity in the white-rot fungus Trametes trogii 46 // Plant Biosystems. 2018. Vol. 152. P. 1128-1133. https://doi.org/10.1080/11263504.2017.! 418450
29. Asgher M. Characterization of a novel manganese peroxidase purifi ed from solid state culture of Trametes versicolor IBL-04 // Bioresources. 2011. Vol. 6. P. 4317-4330.
30. Reddy C. A., D'Souza T. M. Physiology and peroxidases of molecular biology of the lignin Phanerochaete chrysosporium // FEMS Microbiol. Rev. 1994. Vol. 13. P. 137-152.
31. Li D., Alic M., Brown J. A., Gold M. H. Regulation of manganese peroxidase gene transcription by hydrogen peroxide, chemical stress, and molecular oxygen // Appl. Environ. Microbiol. 1995. Vol. 61. P. 341-345.
32. Gopinath K. P., Kathiravan M. N., Srinivasan R., Sankaranarayanan S. Evaluation and elimination of inhibitory effects of salts and heavy metal ions on biodegradation of Congo red by Pseudomonas sp. // Mutant. Bioresource Technology. 2011. Vol. 102. P. 3687-3693.
33. Kurade M. B., Waghmode T. B., Govindwar S. P. Preferential biodegradation of structurally dissimilar dyes from a mixture by Brevibacillus laterosprus // Journal of Hazardous Materials. 2011. Vol. 192. P. 1746-1755.
34. Telke A. A., Kalyani D. C, Dawkar V. V, Govindwar S. P. Influence of organic and in organic compounds on oxi-doreductive decolorization of sulphurated azo dye C. I. Reactive Orange 16 // Journal of Hazardous Materials. 2009. Vol. 172. P. 298-309.
References
1. Pollegioni L., Tonin F., Rosini E. Lignin-degrading enzymes. FEBS J., 2015, vol. 282, pp. 1190-1213.
2. Rao M. A., Scelza R., Acevedo F., Diez M. C., Gian-freda L. Removal of dyes from the effluent of textile and dyestuff manufacturing industry: A review of emergin techniques with reference to biological treatment. Che-mosphere, 2014, vol. 107, pp. 145-162.
3. Falade A. O., Eyisia O. A. L., Mabinya L. V., Nwodo U. U., Okoh A. I. Peroxidase production and ligni-nolytic potentials of freshwater bacteria Raoultellaor-nithinolytica and Ensiferadhaerens. Biotechnol. Report, 2017, vol. 16, pp. 2-17.
4. Falade A. O., Nwodo U. U., Iweriebor B. C., Green E., Mabinya L. V., Okoh A. I. Lignin peroxidase functionalities and prospective applications. Microbiology Open, 2017, pp. 6:e00394.
5. Bugg T. D. H., Ahmad M., Hardiman E. M., Rah-manpour R. Pathways for degradation of lignin in bacteria and fungi. Nat. Prod. Rep., 2011, vol. 28, pp. 1883-1896.
6. Nikitina V. E., Vetchinkina E. P., Ponomareva E. G., Gogoleva Yu. V. Phenol oxidase activity in bacteria of the genus Azospirillum. Microbiology, 2010, vol. 79, no. 3, pp. 327-333 (in Russian).
7. Kupryashina M. A., Selivanov N. Yu., Nikitina V. E. Isolation and purification of Mn-peroxidase from Azospirillum brasilense Sp245. Appl. Biochem. Microbiol., 2012, vol. 48, pp. 17-20 (in Russian).
8. Petrov S. V., Kupriashina M. A., Ponomareva E. G., Vorobieva S. A., Glinskaya E. V., Nikitina V. E. Screening of genus Azospirillum for their ability to produce extracellular lignin-peroxidase and the degradation of model lignin compounds and azo dyes. Izvestiya of Saratov University. Chemistry. Biology. Ecology, 2017, vol. 17, iss. 2, pp. 170-176 (in Russian). https://doi. org/10.18500/1816-9775-2017-17-2-170-176
9. Kupryashina M. A., Petrov S. V., Ponomareva E. G., Nikitina V. E. Ligninolytic activity of bacteria of the genera Azospirillum and Niveispirillum. Microbiology, 2015, vol. 84, no. 6, pp. 791-795 (in Russian).
10. Baldrian P. Fungal laccases - occurrence and properties. FEMS Microbiol. Rev., 2006, vol. 30, pp. 215-242.
11. Mansur M., Suarez T., Gonzalez A. Diierential gene expression in the laccase gene family from basidiomycete I-62 (CETC 20197). Appl. Environ. Microbiol., 1998, vol. 64, no. 2, pp. 771-774.
12. Soni R. K., Acharya P. B., Modi H. A. Effect of some metals on growth of Pseudomonas aeruginosa ARSKS20 and its decolorization ability of Reactive red 35. Intern. J. Curr. Microbiol. App. Sci., 2014, vol. 3, pp. 411-419.
13. Nidadavolu S. B., Gudikandula K., Pabba S. K., Mar-inganti Ch. S. Decolorization of triphenyl methane dyes by Fomitopsis feei. Natural Science, 2013, vol. 5, pp. 30-35.
14. Joshi P. A., Mhatre K. J. Microbial efficiency to degrade carbol fuchsin and malachite green dyes. Adv. Appl. Sci. Res., 2015, vol. 6, pp. 85-88.
15. Ulakhovich N. A., Medyantseva E. P., Babkina S. S., Kutyreva M. P., Gataulina A. R. Metally v zhivykh or-ganizmakh: ucheb. posobiye [Metals in Living Organisms. Textbook]. Kazan, Kazan University Publ., 2012. 102 p. (in Russian).
16. Sutherland G. R. J., Schick Zapanta L., Tien M., Aust S. D. Role of calcium in maintaining the heme environment of manganese peroxidase. Biochemistry, 1997, vol. 36, pp. 3654-3662.
17. Banci L., Bartalesi I., Ciofi-baffoni S., Tien M. Ufolding and pH studies on manganese peroxidase: Role of heme and calcium on secondary structure stability. Biopolymers (Biospectroscopy), 2003, vol. 72, pp. 38-47.
18. Rodriguez-Couto S., Herrera L.T. Inhibitors of Lac-cases: A Review. Curr. Enzyme Inhibit., 2006, vol. 2, pp. 343-352.
19. Gasser C. A., Ammann E. M., Schaffer A., Shahgaldian P., Corvini P. F. X. Production of superparamagnetic na-nobiocatalysts for green chemistry applications. Appl. Microbiol. Biotechnol., 2016, vol. 100, pp. 7281-7296.
20. Vrsanska M., Voberkova S., Lange V., Moulick A., Adam V., Kopel P. Induction of laccase, lignin per-oxidase and manganese peroxidase activities in white-rot fungi using copper complexes. Molecules, 2016, vol. 21, pp. 1553-1568.
21. Baldrian P. Interactions of heavy metals with white-rot fungi. Enzyme Microb. Technol., 2003, vol. 32, pp. 78-91.
22. Giardina P., Faraco V., Pezzella C., Piscitelli A., Van-hulle S., Sannia G. Laccases: A never-ending story. Cell. Mol. Life Sci., 2009, vol. 67, pp. 369-385.
23. Sadhasivam S., Savitha S., Swaminathan K., Lin F. H. Production, purification and characterization of mid-redox potential laccase from a newly isolated Tri-choderma harzianum Wl1. Process Biochem., 2008, vol. 43, pp. 736--742.
24. Shah V., Dobiasova P., Baldrian P., Nerud F., Kumar A., Seal S. Influence of iron and copper nanoparticle powder on the production of lignocellulose degrading enzymes in the fungus Trametes versicolor. J. Hazard. Mater., 2010, vol. 178, pp. 1141-1145.
25. Plackova M., Svobodova K., Cajthaml T. Laccase activity profiling and gene expression in PCB-degrading cultures of Trametes versicolor. Intern. Biodeterior. Biodegrad., 2012, vol. 71, pp. 22-28.
26. Baldrian P., Gabriel J. Copper and cadmium increase laccase activity in Pleurotus ostreatus. FEMS Microbiol. Lett., 2002, vol. 206, pp. 69-74.
27. Galhaup C., Wagner H., Hinterstoisser B., Haltrich D. Increased production of laccase by the wood-degrading basidiomycete Trametes pubescens. Enzyme Microb. Technol., 2002, vol. 30, pp. 529-536.
28. Kostadinova N., Krumova E., Boteva R., Abrashev R., Miteva-Staleva J., Spassova B., Angelova M. Effect of
copper ions on the ligninolytic enzyme complex and the antioxidant enzyme activity in the white-rot fungus Trametes trogii 46. Plant Biosystems, 2018, vol. 152, pp. 1128-1133. https://doi.org/10.1080/11263504.20 17.1418450
29. Asgher M. Characterization of a novel manganese peroxidase purifi ed from solid state culture of Trametes versicolor IBL-04. Bioresources, 2011, vol. 6, pp. 4317-4330.
30. Reddy C. A., D'Souza T. M. Physiology and peroxidases of molecular biology of the lignin Phanerochaete chrysosporium. FEMS Microbiol. Rev., 1994, vol. 13, pp. 137-152.
31. Li D., Alic M., Brown J. A., Gold M. H. Regulation of manganese peroxidase gene transcription by hydrogen peroxide, chemical stress, and molecular oxygen.
Appl. Environ. Microbiol., 1995, vol. 61, pp. 341-345.
32. Gopinath K. P., Kathiravan M. N., Srinivasan R., Sankaranarayanan S. Evaluation and elimination of inhibitory effects of salts and heavy metal ions on biodégradation of Congo red by Pseudomonas sp. Mutant. Bioresource Technology, 2011, vol. 102, pp. 3687-3693.
33. Kurade M. B., Waghmode T. B., Govindwar S. P. Preferential biodegradation of structurally dissimilar dyes from a mixture by Brevibacillus laterosprus. Journal of Hazardous Materials, 2011, vol. 192, pp. 1746-1755.
34. Telke A. A., Kalyani D. C., Dawkar V. V., Govindwar S. P. Influence of organic and in organic compounds on oxidoreductive decolorization of sulphurated azo dye C.I. Reactive Orange 16. Journal of Hazardous Materials, 2009, vol. 172, pp. 298-309.
Поступила в редакцию 30.06.22; одобрена после рецензирования 01.06.22; принята к публикации 06.09.22 The article was submitted 30.06.22; approved after reviewing 01.06.22; accepted for publication 06.09.22
