CC BY
364
G
обзоры
исследование аутофлюоресценции глазного дна УДгКрН1трі73756.073.6
с помощью конфокального сканирующего вак 14 00 08
лазерного офтальмоскопа
© Ю. С. Астахов, А. Б. Лисочкина, П. А. Нечипоренко
Кафедра офтальмологии с клиникой СПбГМУ им. академика И. П. Павлова, Санкт-Петербург
G Одной из важных функций пигментного эпителия сетчатки является фагоцитоз наружных сегментов фоторецепторов и их переработка в лизосомальном аппарате клеток пигментного эпителия сетчатки (ПЭС). Часть этого вещества, не подвергающаяся химическому разложению, и есть липофусцин, который, таким образом, накапливается в лизосомальном аппарате клеток ПЭС. Липофусцин ПЭС является основным источником аутофлюоресценции глазного дна за счет возбуждения коротковолновой частью спектра. Сигнал аутофлюоресценции глазного дна может быть записан при помощи конфокальной сканирующей лазерной офтальмоскопии. На сегодняшний день единственным доступным в клинической практике конфокальным сканирующим лазерным офтальмоскопом является Гейдельбергский ретинальный ангиограф. Исследование аутофлюоресценции глазного дна — это быстрый и неинвазивный метод наблюдения за ПЭС in vivo в процессе старения и при патологии.
G Ключевые слова: липофусцин; аутофлюоресценция глазного дна; конфокальный сканирующий лазерный офтальмоскоп; Гейдельбергский ретинальный ангиограф.
Впервые аутофлюоресценция глазного дна in vivo была показана в 1989 году при проведении флюорофотометрии стекловидного тела, когда на фотографиях, сделанных до введения красителя, определялось свечение («ретинальный пик»), которое с возрастом усиливалось [28, 37]. Эти наблюдения привели к появлению спектрофлюорометрии глазного дна [12, 13], позволяющей определять спектр аутофлюоресценции на небольших участках сетчатки и измерять ее в абсолютных величинах. При помощи этого метода на основе пространственного распределения аутофлюоресценции, ее спектральной характеристики и связи с возрастом впервые было показано, что именно липофусцин является основным источником аутофлюоресценции глазного дна [23]. Последующие многочисленные исследования подтвердили это предположение [24, 27,
38, 40, 41].
Одной из важных функций пигментного эпителия сетчатки (ПЭС) является фагоцитоз наружных сегментов фоторецепторов и их переработка в лизосомальном аппарате клеток ПЭС [1]. Этот процесс происходит постоянно в течение жизни. Считается, что не все вещества, фагоцитированные клетками ПЭС, содержащие полинасыщенные жирные кислоты в сочетании с побочными продуктами зрительного цикла, подвержены распаду. Небольшая фракция, не подвергающаяся химическому разложению, и есть липофусцин, который,
таким образом, накапливается в лизосомальном аппарате клеток ПЭС [10, 33, 45]. Скорее всего, флюорофоры (субмолекулярные структуры, обусловливающие флюоресценцию молекул, частями которых они являются) накапливаются в клетках ПЭС именно из-за своей специфической, не подверженной распаду структуры, а не из-за дефектов лизосомальных ферментов клеток ПЭС. В клетках многих тканей организма (печень, почки, головной мозг и пр.) липофусцин образуется внутриклеточно, но в ПЭС липофусцин первично поступает именно из фагоцитированных наружных сегментов фоторецепторов [21]. Исследования показывают, что липофусцин ПЭС уникален, так как он образуется вследствие световоспринимающей функции сетчатки. Происхождение липофусцина из ретиноидов (производных витамина А), покидающих зрительный цикл, подтверждается тем, что его накопление в ПЭС наиболее выражено в центральной зоне сетчатки, где концентрация зрительного пигмента наибольшая, а также тем, что при потере фоторецепторов, вызванной воздействием света, накопление липофусцина снижается [26]. Большое количество сопряженных двойных связей в этих флюорофорах, произошедших из ретиноидов, объясняет излучение с большой длиной волны при аутофлюоресценции липофусцина ПЭС.
Как и в других типах клеток, в ПЭС липофусцин скапливается в закрепленных на клеточной мемб-
ране органеллах лизосомного аппарата, которые из-за округлого вида их ультраструктуры называются гранулами липофусцина [2, 3, 5, 17, 34]. После достижения 70-летнего возраста 20—33 % свободного пространства цитоплазмы клетки ПЭС может быть занято гранулами липофусцина и мела-нолипофусцина (сложного продукта липофусцина и меланина) [18]. Получено много данных, указывающих, что избыточное накопление липофусцина в ПЭС может приводить к дисфункции клеток и способствовать старению и дегенерации сетчатки [33]. Считается, что главную роль в деградации клеток ПЭС играет один из основных флюорофоров липофусцина, ^ретинилидин-^ретинилэтаноламин (ретиноид А2Е) [14, 16, 25], образующийся в лизо-сомном аппарате клеток ПЭС. Важным свойством А2Е является широкий спектр световосприятия с пиками в видимом диапазоне, особенно в области голубой части спектра, что обусловливает его фототоксичность, проявляющуюся в виде повреждающего действия света на ПЭС [22, 30]. Когда его содержание достигает критической концентрации, А2Е блокирует протонную помпу лизосом [7], вызывая просачивание содержимого лизосом в цитоплазму клеток ПЭС [15] и изменяя внутриклеточный уровень pH. Кроме того, А2Е способен повреждать ДНК в ПЭС, митохондриальные мембраны [11] и митохондриальную цитохромоксидазу [4], вызывая окислительное поражение окружающих тканей [19, 29, 35]. Все перечисленные эффекты ведут к апоптозу [4].
К настоящему времени уже достоверно известно, что липофусцин ПЭС является основным источником аутофлюоресценции глазного дна за счет возбуждения коротковолновой частью спектра. Однако существуют и другие флюорофоры, расположенные как кпереди, так и кзади от ПЭС, также обладающие аутофлюоресцентными свойствами, даже в том же диапазоне возбуждения и излучения, что и липофусцин, но интенсивность их аутофлюоресценции значительно уступает сигналу, получаемому от липофусцина [31].
Интенсивность аутофлюоресценции глазного дна примерно в 2 раза ниже фона флюоресцентной ангиограммы на стадии самого интенсивного прохождения красителя. Поэтому для записи аутофлюоресценции глазного дна с удовлетворительным соотношением сигнал/шум при безопасной для сетчатки выдержке требуется камера с высокой чувствительностью и/или возможностью усреднения изображений (с выравниванием изображений, позволяющим скомпенсировать движения глаз) [42]. Е Fitzke для получения изображения аутофлюоресценции глазного дна [38, 40] предложил
использовать конфокальный сканирующий лазерный офтальмоскоп (cSLO — confocal scanning laser ophthalmoscope) [44], поскольку он оптимально соответствует этим требованиям.
Конфокальный сканирующий лазерный офтальмоскоп, разработанный R. H. Webb и коллегами в 1979 году [43], проецирует на сетчатку лазерный луч низкой мощности, который, после отклонения осциллирующими зеркалами, последовательно сканирует глазное дно по осям x и у. Интенсивность отраженного света в каждой точке, после прохождения через конфокальную диафрагму (pinhole), регистрируется с помощью детектора, после чего последовательно генерируются двухмерные изображения. Конфокальная оптика обеспечивает подавление свечения вне фокуса (т. е. свечения, возникающего вне настроенной фокусной плоскости, но в пределах пучка света), что позволяет повысить контрастность изображения. Степень подавления усиливается с удалением от фокальной плоскости, что позволяет эффективно ослаблять сигналы от источников, лежащих кпереди от сетчатки (хрусталик, роговица). Помимо точной фокусировки на интересующей структуре, такая оптика также позволяет корригировать погрешности рефракции.
Получение изображения аутофлюоресценции глазного дна (рис. 1, 2) с помощью cSLO было впервые описано A. von Ruckmann и соавторами в 1995 году [39]. Используя cSLO, им удалось визуализировать топографическое распространение липофусцина ПЭС на большой площади in vivo.
По сравнению с сигналом при флюоресцентной ангиографии, сигнал аутофлюоресценции характеризуется очень низкой интенсивностью. Чтобы уменьшить фоновый шум и повысить контрастность изображения, обычно записывают серию из нескольких изображений аутофлюоресценции [8, 20,
32, 36, 39]. Последовательно из 9—24 кадров автоматически высчитывается усредненное изображение и нормализуются уровни яркости пикселей. Благодаря высокой частоте (до 16 кадров в секунду) и высокой чувствительности cSLO, изображение аутофлюоресценции глазного дна может быть получено очень быстро и при невысоком уровне возбуждающей энергии. Важно, что этот уровень значительно ниже порогов максимально допустимого лазерного раздражения сетчатки, установленных различными международными стандартами [American National Standards Institute (2000): American national standard for the safe use of lasers: ANSI Z136.1. Laser Institute of America, Orlando, Florida].
До настоящего времени для получения изображения аутофлюоресценции глазного дна использовались три различных системы cSLO: Гейдельберг-
Рис. 1. Изображение нормальной картины аутофлюоресценции глазного дна.
Относительная гипофлюоресценция в центральной зоне обусловлена блокадой аутофлюоресценции макулярным пигментом и меланином клеток пигментного эпителия сетчатки. Аутофлюоресценция отсутствует в области ДЗН (т.к. здесь отсутствует ПЭС) и в проекции сосудов глазного дна (из-за блокады аутофлюоресценции кровью). Максимум аутофлюоресценции отмечается в 7-13° от фовеа, к периферии сигнал постепенно снижается
Рис. 2. Разные варианты аутофлюоресценции глазного дна при возрастной макулодистрофии.
Зоны гипофлюоресценции соответствуют атрофии ПЭС, зоны гиперфлюоресценции — зонам ПЭС с избыточным накоплением липофусцина. Твердые друзы могут быть как гипо-, так и гиперфлюоресцентными.
ский ретинальный ангиограф (HRA classic, HRA2 и Spectralis HRA+OCT), cSLO фирмы Rodenstock (RcSLO) и прототип SM 30 4024 фирмы Zeiss. Последние два, однако, не внедрены в широкую клиническую практику. Для визуализации аутофлюо-
ресценции глазного дна в этих приборах используется возбуждающее излучение с длиной волны 488 нм, генерируемое аргоновым или полупроводниковым лазером. Чтобы блокировать отраженный свет и позволить пройти свету аутофлюоресценции,
используется широкополосный барьерный фильтр, отсекающий коротковолновое излучение, установленный перед детектором. В HRA и HRA2 используется барьерный фильтр на 500 нм.
Анализ феномена аутофлюоресценции на глазном дне обещает стать одним из методов повседневной клинической практики, в частности, при неэкссудативной возрастной макулодистрофии, а также в ранней диагностике наследственных дистрофий сетчатки и приобретенной дегенерации сетчатки. Это, по сути дела, возможность in vivo наблюдать за ПЭС в процессе старения или при различных поражениях сетчатки [6].
Неинвазивность этого метода дает ему ощутимое преимущество перед флюоресцентной ангиографией, но для доказательства его ценности в клинической практике, в частности для принятия решений о тактике лечения, основываясь на результатах исследования аутофлюоресценции глазного дна, необходимы более широкие клинические исследования. Однако не вызывает сомнений то, что метод является полезным и информативным дополнением к флюоресцентной ангиографии и может применяться у пациентов с непереносимостью флюоресцеина.
Следует добавить, что в настоящее время известны еще не все диагностические возможности метода, и он имеет перспективы широкого применения в будущем в сочетании с другими методами. Так, в настоящее время в клинической практике стал доступен прибор, еще более расширяющий диагностические возможности cSLO — Spectralis HRA+OCT. Он сочетает в себе конфокальный сканирующий лазерный офтальмоскоп и оптический когерентный томограф, что позволяет получать одновременно изображение глазного дна в любом из режимов HRA2 и спектральную область томограммы с очень высоким разрешением по любому срезу в данной зоне с компенсацией движений глаз.
Опыт использования cSLO (HRA2) для исследования аутофлюоресценции глазного дна у пациентов с «сухой» формой возрастной макулодистрофии в клинике офтальмологии СПб-ГМУ им. акад. И. П. Павлова пока представлен результатами обследования 40 пациентов (72 глаза). При первичном обследовании, по мере накопления данных, стала явно наблюдаться неоднородность результатов обследования в этой группе, что привело к необходимости применения их классификации. При оценке результатов мы руководствовались классификацией паттернов аутофлюоресценции, которую в 2005 году предложили использовать A. Bindewald, A. Bird,
F. Fitzke, F. Holz и соавторы [9]. Согласно этой классификации мы выделяли, помимо нормального паттерна аутофлюоресценции: минимальные изменения аутофлюоресценции, фокальное усиление аутофлюоресценции, пятнистый паттерн аутофлюоресценции, линейный паттерн аутофлюоресценции, кружевоподобный, сетчатый и крапчатый паттерны аутофлюоресценции.
В глазах с минимальными изменениями, характерными для «сухой» формы возрастной макуло-дистрофии (в основном это перераспределение пигмента в центральной зоне глазного дна и твердые друзы), преобладали фокальное усиление аутофлюоресценции (14 глаз), ее минимальные изменения (9 глаз) и пятнистый паттерн аутофлюоресценции (8 глаз). Фокальное усиление аутофлюоресценции часто совпадало с расположением на глазном дне твердых друз (хотя в некоторых случаях твердые друзы не вызывали изменения аутофлюоресценции), а линейный паттерн соответствовал зонам гиперпигментации. Пятнистый паттерн аутофлюоресценции нередко соответствовал «мягким» и сливным друзам.
Следует отметить, что результаты исследования аутофлюоресценции в этих случаях не только подтверждали собой данные офтальмоскопии и фотографирования глазного дна, но и часто дополняли наше представление о состоянии ПЭС, так как предоставляли данные об изменениях в нем, которые невозможно было зарегистрировать ни одним из других доступных нам методов.
В более развитых случаях «сухой» формы возрастной макулодистрофии мы чаще всего получали крапчатый (12 глаз) и кружевоподобный (5 глаз) паттерны аутофлюоресценции. Еще в 13 глазах были выявлены зоны гипофлюоресценции, соответствующие географической атрофии ПЭС. Эти зоны обычно были окружены ободком крапчатой или кружевоподобной гиперфлюоресценции либо имели по краю очаги фокального усиления аутофлюоресценции. Такие зоны гиперфлюоресценции, соседствующие с полем географической атрофии, как мы полагаем, являются наиболее вероятным направлением расширения зоны атрофии с течением болезни.
Можно отметить, что в большинстве случаев выраженных изменений аутофлюоресценции такая картина была достаточно сходной в обоих глазах, тогда как незначительные изменения аутофлюоресценции часто встречались только в одном глазу.
Мы продолжаем обследование пациентов с «сухой» формой возрастной макулодистрофии, ставя целью наблюдать изменения различных паттернов аутофлюоресценции в динамике.
список литературы
1. Клинические рекомендации. Офтальмология / Под ред. Л. К. Мошетовой, А. П. Нестерова, Е. А. Егорова. — М.: ГЭО-ТАР-Медиа, 2006.
2. Офтальмология: национальное руководство / Под ред. С. Э. Аветисова, Е. А. Егорова, Л. К. Мошетовой, В. В. Нероева, Х. П. Тах-чиди. — М. : ГЭОТАР-Медиа, 2008.
3. Age-related changes in morphology, absorption and fluorescence of melanosomes and lipofuscin granules of the retinal pigment epithelium / Boulton M., Docchio F., Dayhaw-Barker P. et al. // Vision Res. — 1990. — Vol. 30. — P. 1291-1303.
4. Age-related macular degeneration: the lipofusion component N-retinyl-N-retinylidene ethanolamine detaches proapoptotic proteins from mitochondria and induces apoptosis in mammalian retinal pigment epithelial cells / Suter M., Reme C., Grimm C. et al. // J. Biol. Chem. — 2000. — Vol. 275. — P. 39625-39630.
5. Atomic force microscopy and near-field scanning optical microscopy measurements of single human retinal lipofuscin granules / Clancy C. M. R., Krogmeier J. R., Pawlak A. et al. // J. Phys. Chem. B. — 2000. — Vol. 104. — P. 12098-12101.
6. Autofluorescence distribution associated with drusen in age-related macular degeneration / Delori F. C., Fleckner M. R., Goger D. G. et al. // Invest. Ophthalmol. Vis. Sci. — 2000. — Vol. 41. — P. 496-504.
7. Bergmann M. Inhibition of the ATP-driven proton pump in RPE ly-sosomes by the major lipofuscin fluorophore A2-E may contribute to the pathogenesis of age-related macular degeneration / Bergmann M., Schutt F., Holz F. G., Kopitz J. // FASEB J. — 2004. — Vol. 18. — P. 562-564.
8. Bindewald A. cSLO digital fundus autofluorescence imaging / Bindewald A., Jorzik J. J., Roth F., Holz F. G. // Ophthalmologe. — 2005. — Vol. 102. — P. 259-264.
9. Classification of Fundus Autofluorescence Patterns in Early Age-Related Macular Disease / Bindewald A., Bird A. C., Fitzke F. W. et al. // Invest. Ophthalmol. Vis. Sci. — 2005. — Vol. 46. — P. 3309-3314.
10. Cuervo A. M. When lysosomes get old / Cuervo A. M., Dice J. R. // Exp. Gerontol. — 2000. — Vol. 35. — P. 119-131.
11. De Jong P. T. Age-related macular degeneration / De Jong P. T. // N. Engl. J. Med. — 2006. — Vol. 355. — P. 1474-1485.
12. Delori F. C. Fluorophotometer for noninvasive measurement of RPE lipofuscin / Delori F. C. // Noninvasive assessment of the visual system. OSA Technical Digest. — 1992. — Vol. 1. — P. 164-167.
13. Delori F. C. Spectrophotometer for noninvasive measurement of intrinsic fluorescence and reflectance of the ocular fundus / Delori F. C. // Applied Optics. — 1994. — Vol. 33. — P. 7439-7452.
14. Eldred G. E. Age pigments structure / Eldred G. E. // Nature. — 1993. — P. 364-396.
15. Eldred G. E. Lipofuscin fluorophore inhibits lysosomal protein degradation and may cause early stages of macular degeneration / Eldred G. E. //Gerontology. — 1995. — Vol. 42, Suppl. 2. — P. 15-28.
16. Eldred G. E. Retinal age-pigments generated by selfassembling lysosomotropic detergents / Eldred G. E., Lasky M. R. // Nature. — 1993. — Vol. 361. — P. 145-152.
17. Feeney-Burns L. The fate of the phagosome: conversion to “age pigment” and impact in human retinal pigment epithelium / Feeney-Burns L., Eldred G. E. //Trans. Ophthalmol. Soc. UK. — 1983. — Vol. 103. — P. 416-421.
18. Feeney-Burns L. Aging human RPE: Morphometric analysis of macular, equatorial and peripheral cells / Feeney-Burns L., Hilder-brand E. S., Eldridge S. // Invest. Ophthalmol. Vis. Sci. — 1984. — Vol. 25. — P. 195-200.
19. Gaillard E. R. Photophysical studies on human retinal lipofuscin / Gaillard E. R., Atherton S. J., Eldred G., Dillon J. // Photochem. Pho-tobiol. — 1995. — Vol. 61. — P. 448-453.
20. Jorzik J. J. Digital simultaneous fluorescein and indocyanine green angiography, autofluorescence and red-free imaging with a solid-state laser-based confocal scanning laser ophthalmoscope / Jorzik J. J., Bindewald A., Dithmar S., Holz F. G. // Retina. — 2005. — Vol. 25. — P. 405-416.
21. Influence of early photoreceptor degeneration on lipofuscin in the retinal pigment epithelium / Katz M. L., Drea C. M., Eldred G. E. et al. // Exp. Eye Res. — 1986. — Vol. 43. — P. 561-573.
22. Inhibition of lysosomal degradative functions in RPE cells by a retinoid component of lipofuscin / Holz F. G., Schutt F., Kopitz J. et al. // Invest. Ophthalmol. Vis. Sci. — 1999. — Vol. 40. — P. 737-743.
23. In vivo fluorescence of the ocular fundus exhibits retinal pigment epithelium lipofuscin characteristics / Delori F. C., Dorey C. K, Staurenghi G. et al. // Invest. Ophthalmol. Vis. Sci. — 1995. — Vol. 36. — P. 718-729.
24. In vivo measurement of Stargardt's disease — fundus flavimacula-tus / Delori F. C., Staurenghi G., Arend O. et al. // Invest. Ophthalmol. Vis. Sci. — 1995. — Vol. 36. — P. 2327-2331.
25. Isolation and one-step preparation of A2E and iso-A2E, fluorophores from human retinal pigment epithelium / Parish C. A., Hashimoto M., Nakanishi K. et al. // Proc. Natl. Acad. Sci. USA. — 1998. — Vol. 95. — P. 14609-14613.
26. KatzM. L. Retinal light damage reduces autofluorescent pigment deposition in the retinal pigment epithelium / Katz M. L., Eldred G. E. // Invest. Ophthalmol. Vis. Sci. — 1989. — Vol. 30. — P. 37-43.
27. Katz M. L. Formation of lipofuscin-like fluorophores by reaction of retinal with photorecpetor outer segments and liposomes / Katz M. L., Gao C. L., Rice L. M. // Mech. Ageing Dev. — 1996. — Vol. 92. — P. 159-174.
28. Kitagawa K. In vivo quantification of autofluorescence in human retinal pigment epithelium / Kitagawa K., Nishida S., Ogura Y. //Oph-thalmologica. — 1989. — Vol. 199. — P. 116-121.
29. Lipofuscin is a photoinducible free radical generator / Boulton M., Dontsov A., Jarvis-Evans J. et al. // J. Photochem. Photobiol. B. — 1993. — Vol. 19. — P. 201-204.
30. Schutt F. Isolation of intact lysosomes from human RPE cells and effects of A2-E on the integrity of the lysosomal and other cellular membranes / Schutt F., Bergmann M., Holz F. G., Kopitz J. // Graefe's Arch. Clin. Exp. Ophthalmol. — 2002. — Vol. 240. — P. 983-988.
31. Schweitzer D. Basic investigations for 2-dimensional time-resolved fluorescence measurements at the fundus / Schweitzer D., Kolb A., Hammer M., Thamm E. // Int. Ophthalmol. — 2001. — Vol. 23. — P. 399-400.
32. Solbach U. Imaging of retinal autofluorescence in patients with age-related macular degeneration / Solbach U., Keilhauer C., Knabben H., Wolf S. // Retina. — 1997. — Vol. 17. — P. 385-389.
33. Sparrow J. R. RPE lipofuscin and its role in retinal photobiology / Sparrow J. R., Boulton M. // Exp. Eye Res. — 2005. — Vol. 80. — P. 595-606.
34. Spectroscopic and morphological studies of human retinal li-pofuscin granules / Haralampus-Grynaviski N. M., Lamb L. E., Clancy C. M. R. et al. // Proc. Natl. Acad. Sci. USA. — 2003. — Vol. 100. — P. 3179-3184.
35. The role of oxidative stress in the pathogenesis of age-related macular degeneration / Beatty S., Koh H., Phil M. et al. // Surv. Ophthalmol. — 2000. — Vol. 45. — P. 115-134.
36. Topography of fundus autofluorescence with a new confocal scanning laser ophthalmoscope / Bellmann C., Holz F. G., Schapp O. et al. // Ophthalmologe. — 1997. — Vol. 94. — P. 385-391.
37. Vitreous fluorophotometry in diabetics: study of artifactual contributions / Delori F. C., Bursell S.-E., Yoshida A. et al. // Graefe's Arch. Clin. Exp. Ophthalmol. — 1985. — Vol. 222. — P. 215-218.
38. Von Ruckmann A. Distribution of fundus autofluorescence with a scanning laser ophthalmoscope / Von Ruckmann A., Fitzke F. W., Bird A. C. // Br. J. Ophthalmol. — 1995. — Vol. 119. — P. 543-562.
39. Von Ruckmann A. Distribution of fundus autofluorescence with a scanning laser ophthalmoscope / Von Ruckmann A., Fitzke F. W, Bird A. C. // Br. J. Ophthalmol. — 1995. — Vol. 79. — P. 407-412.
40. Von Ruckmann A. Fundus autofluorescence in age-related macular disease imaged with a laser scanning ophthalmoscope / Von Ruckmann A., Fitzke F. W., Bird A. C. // Invest. Ophthalmol. Vis. Sci. — 1997. — Vol. 38. — P. 478-486.
41. Von Ruckmann A. In vivo autofluorescence in macular dystrophies / Von Ruckmann A., Fitzke F. W., Bird A. C. // Arch. Ophthalmol. — 1997. — Vol. 115. — P. 609-615.
42. Wade A. R. A fast, robust pattern recognition system for low light level image registration and its application to retinal imaging / Wade A. R., Fitzke F. W. // Optics Express. — 1998. — Vol. 3. — P. 190-197.
43. Webb R. H. Scanning laser ophthalmoscope / Webb R. H., Hughes G. W. // IEEE Trans. Biomed. Eng. — 1981. — Vol. 28. — P. 488-492.
44. Webb R. H. Confocal scanning laser ophthalmoscope / Webb R. H., Hughes G. W., Delori F. C. // Appl. Opt. — 1987. — Vol. 26. — P. 1492-1449.
45. Yin D. Biochemical basis of lipofuscin, ceroid, and age pigmentlike fluorophores / Yin D. // Free Rad. Biol. Med. — 1996. — Vol. 21. — P. 871-888.
THE INVESTIGATION OF FUNDUS AUTOFLUORESCENCE CONFOCAL SCANNING LASER OPHTHALMOSCOPE
Astakhov Y. S., Lisochkina A. B., Nechiporenko P. A.
G Summary. One of the important roles of retinal pigment epithelium is to digest, by lysosomal action, the tips of photoreceptors outer segments. The material that cannot be degraded (and thus accumulates) is lipofuscin. Lipofuscin in the retinal pigment epithelial cells is the major source of fundus autofluorescence. Lipofuscin exhibits a characteristic autofluorescence when excited in ultraviolet or blue light. The fundus autofluorescence signal can be recorded using confocal scanning laser ophthalmoscopy. By now, Heidelberg Retina Angiograph is the only commercially available confocal scanning laser ophthalmoscope. Fundus autofluorescence imaging is a fast non-invasive method of observing retinal pigment epithelium in vivo through the ageing process and in pathology.
G Key words: lipofuscin; fundus autofluorescence; confocal scanning laser ophthalmoscope; Heidelberg Retina Angiograph.
Сведения об авторах:_____________________________________________________________________________________________
Астахов Юрий Сергеевич, д. м. н., профессор, заведующий, кафедра офтальмологии СПбГМУ им. акд. И. П. Павлова, 197089, Санкт-Петербург, ул. Л. Толстого, д. 6. корпус 16, e-mail: astakhov@spmu.rssi.ru.
Лисочкина Алла Борисовна, к. м. н., доцент, кафедра офтальмологии СПбГМУ им. акд. И. П. Павлова,
197089, Санкт-Петербург, ул. Л. Толстого, д. 6. корпус 16, e-mail: alan00@bk.ru.
Нечипоренко Павел Андреевич, очный аспирант, кафедра офтальмологии СПбГМУ им. акд. И. П. Павлова,
197089, Санкт-Петербург, ул. Л. Толстого, д. 6. корпус 16, e-mail: paul_because@mail.ru.
