CC BY
92ею. Если ребенок привит ОПВ, то в ближайшее время показатели иммунитета у него будут высокими. Нам кажется, что очень важно обследовать детей спустя несколько лет после вакцинации и ревакцинации, хотя бы в возрасте 10 лет. Перенос обследования детей с 14 лет, когда их в очередной раз ревакцинировали, на 16 — 17 лет надо приветствовать.
Касаясь изучения штаммоспецифических антител к диким полиови-русам, надо отметить, что исследование 287 сывороток из 6 городов Московской области, проведенное на несколько лет раньше [2], выявило наличие штаммоспецифических антител к дикому полиовирусу типа 1 у 3 (1,0%) обследованных из 3 городов, к дикому полиовирусу типа 2 у 2 (0,7%) обследованных из 2 городов и к дикому полиовирусу типа 3 у 23 (8,0%) обследованных из всех 6 городов. Штаммоспецифические антитела к диким полиовирусам были обнаружены у детей и подростков старшего возраста, родившихся во второй половине 90-х годов, когда дикие полиовирусы еще циркулировали на территории России. Отсутствие штаммоспецифических антител к диким полиовирусам в настоящем исследовании позволяет говорить об отсутствии их циркуляции среди населения в последнее десятилетие.
ЛИТЕРАТУРА
1. Профилактика инфекционных болезней. Организация и проведение серологического мониторинга состояния коллективного иммунитета к инфекциям, управляемым средствами специфической профилактики (дифтерия, столбняк, коклюш, корь, краснуха, эпидемический паротит, полиомиелит, гепатит В). Методические указания, МУ 3.1.2943-11.
2. Сейбиль В.Б., Малышкина Л.П., Тамазян Г.В.и др. Коллективный иммунитет к полиомиелиту у детей в Московской области. Вопросы вирусологии. 2009, 6: 13-17.
Поступила 16.10.12
Контактная информация: Сейбиль В.Б.,
142782, Московская обл., ин-т полиомиелита, р.т. (495)841-90-07
ЭКСПЕРИМЕНТАЛЬНАЯ И КЛИНИЧЕСКАЯ ИММУНОЛОГИЯ
© КОЛЛЕКТИВ АВТОРОВ, 2013
М.В.Пащенков, В.Г.Пак, Б.И.Алхазова, В.Л.Львов, Б.В.Пинегин
ИНДУКЦИЯ И ЗАЩИТНЫЕ СВОЙСТВА АНТИТЕЛ К МУРАМИЛПЕПТИ-ДАМ ГРАМОТРИЦАТЕЛЬНЫХ БАКТЕРИЙ
ГНЦ — Институт иммунологии, Москва
Цель. Охарактеризовать роль гуморального иммунного ответа в механизмах действия мурамилпептидных иммуностимуляторов. Материалы и методы. Мышей иммунизировали комплексом мурамилпептидов (КМП), полученным из пептидогликана Salmonella typhi и состоящим из трех ком-
понентов: 1) ^ацетил^-глюкозаминил-ф1^4)^-ацетил^-мурамоил-L-аланил-D-изоглютаминил-мезо-диаминопимелиновой кислоты (ГМтри); 2) ^ацетил^-глюкозаминил-ф1^4)-^ацетил^-мурамоил^-аланил-D-изоглютаминил-мезо-диаминопимелоил-D-аланина (ГМтетра) и 3) димера ГМтетра (диГМтетра), в котором мономерные остатки ГМтетра соединены путем амидной связи между карбоксильной группой терминального D-аланина одного остатка ГМтетра и ю-аминогруппой мезо-диаминопимелиновой кислоты другого остатка ГМтетра. Результаты. Иммунизация приводила к многократному повышению титров IgM, IgG1 и IgG2a к КМП. Антитела (АТ) были направлены против цельной молекулы диГМтетра и не распознавали ее фрагменты. Сыворотки мышей, иммунизированных КМП, защищали мышей от летальной инфекции грамо-трицательным (S. typhimurium), но не грамположительным (Staphylococcus aureus) микроорганизмами. Заключение. Индукция защитных АТ может представлять собой новый механизм действия мурамилпептидных иммуностимуляторов.
Журн. микробиол., 2013, № 2, С. 64—73
Ключевые слова: мурамилпептиды, антитела, пептидогликан, IgM, IgG
M.V.Paschenkov, V.G.Pak, B.I.Alkhazova, V.L.Lvov, B.V.Pinegin
INDUCTION AND PROTECTIVE PROPERTIES OF ANTIBODIES AGAINST MU-RAMYL PEPTIDES OF GRAM-NEGATIVE BACTERIA
State Scientific Centre — Institute of Immunology, Moscow, Russia
Aim. Characterize the role of humoral immune response in mechanisms of action of muramyl dipeptide immune stimulators. Materials and methods. Mice were immunized by a complex of muramyl peptides (CMP) obtained from Salmonella typhi peptidoglycan and consisting of 3 components: 1) N-acetyl-D-glucoasminyl-(P1->4)-N-acetyl-D-muramoyl-L-alanyl-D-isoglutaminyl-meso-diaminopimelic acid (GMtri); 2) N-acetyl-D-glucosaminyl-(P1->4)-N-acetyl-D-muramoyl-L-alanyl-D-isoglutaminyl-meso-diaminopimeloyl-D-alanine (GMtetra) and 3) GMtetra dimer (diGMtetra), in which monomeric residues of GMtetra are linked by an amid bond between carboxyl group of terminal D-alanine of one of GMtetra residues and ю-amino group of meso-diaminopimelic acid of the other GMtetra residue. Results. Immunization resulted in a multifold increase of IgM, IgG1 and IgG2a titers against CMP. Antibodies were directed against the whole molecule of diGMtetra and did not recognize its fragments. Sera of mice immunized with CMP protected the mice from lethal infection with Gram-negative (S. typhimurium) but not Gram-positive (Staphylococcus aureus) microorganisms.
5. ЖМЭИ 2 № 5183
65
Conclusion. Induction of protective antibodies may present a novel mechanism of action of muramyl dipeptide immune stimulators.
Zh. Mikrobiol. (Moscow), 2013, No. 2, P. 64—73
Key words: muramyl peptides, antibodies, peptidoglycan, IgM, IgG
ВВЕДЕНИЕ
Основным свойством бактериальных иммуностимуляторов и их синтетических аналогов является способность активировать клетки врожденного иммунитета, что ведет к быстрому, неспецифическому и кратковременному повышению резистентности организма к инфекциям. Влияние этих препаратов на адаптивный иммунитет, в частности на его гуморальное звено, недооценено.
Мощным активатором врожденной иммунной системы является пеп-тидогликан (ПГ). Нативный ПГ может распознаваться поверхностным рецептором TLR2 [7], тогда как продукты ферментативного гидролиза ПГ — мурамилпептиды — распознаются цитозольными рецепторами NOD1 и NOD2 [6, 12]. Активация всех этих рецепторов приводит к индукции синтеза провоспалительных цитокинов, антимикробных пептидов и других факторов неспецифической защиты. Естественные и синтетические мурамилпептиды успешно применяются в качестве иммуностимуляторов [4, 17] и обладают мощной адъювантной активностью [8, 11].
ПГ не только активирует врожденную иммунную систему, но и служит мишенью АТ, которые могут быть направлены против гликановых цепей ПГ, против нескольких коротких пептидных эпитопов, а также против гликопептидных эпитопов [9, 10, 19, 21, 22]. Некоторые мурамилпептиды, в частности глюкозаминилмурамилдипептид (ГМДП, N-ацетил^-глюкозаминил-ф1^4)-^ацетил^-мурамоил^-аланил^-изоглю-тамин), являются и иммуностимуляторами, применяемыми в клинике [16], и мишенями циркулирующих АТ [19]. Роль АТ в механизмах действия мурамилпептидных иммуностимуляторов на сегодня не изучена.
Недавно мы сообщили о свойствах комплекса мурамилпептидов (КМП), полученного из ПГ S. typhi путем расщепления его лизоцимом с последующим выделением низкомолекулярных фрагментов [1]. КМП состоит из трех мурамилпептидов: 1) ^ацетил^-глюкозаминил-ф1^4)^-ацетил^-мурамоил^-аланил^-изоглютаминил-мезо-диаминопи-мелиновой кислоты (ГМтри); 2) ^ацетил^-глюкозаминил-ф1^4)-^ацетил^-мурамоил^-аланил^-изоглютаминил-мезо-диамино-пимелоил^-аланина (ГМтетра) и 3) димера ГМтетра (диГМтетра), в котором мономерные остатки ГМтетра соединены путем амидной связи между карбоксильной группой терминального D-аланина одного остатка ГМтетра и ю-аминогруппой мезо-диаминопимелиновой кислоты другого остатка ГМтетра. КМП активирует врожденную иммунную систему и существенно повышает резистентность мышей к грамположительным и грамотрицательным бактериям [1]. Клинические испытания КМП, по-
лучившего название Полимурамил, показали его способность активировать врожденный иммунитет у человека и ускорять выздоровление пациентов с гнойными инфекциями [2, 3].
При исследовании сывороток мышей, получивших КМП, мы обнаружили в них АТ против КМП. В настоящей работе приведены некоторые характеристики этих АТ, а также показана их способность защищать мышей от летальной сальмонеллезной инфекции.
МАТЕРИАЛЫ И МЕТОДЫ
Методика получения КМП описана ранее [1]. Соотношение ГМтри, ГМтетра и диГМтетра в КМП составляло примерно 1:2:4. Фракции ГМтри+ГМтетра и диГМтетра выделяли из КМП с помощью гель-хроматографии на колонке с Sephadex G-50 (Sigma) с элюцией 0,2M хлоридом натрия и последующим обессоливанием деионизированной апиро-генной водой на колонке TSK-40 (Tosoh Bioscience, Германия).
Иммунизировали самок мышей F1 (C57/BL6 х CBAlac) массой 18 — 20 г. Указанные ниже дозы КМП вводили подкожно в подушечку задней лапы на 50 мкл стерильного физиологического раствора (ФР) (0,85% NaCl). Контрольная группа получала 50 мкл чистого ФР. При ежесуточных инъекциях чередовали правую и левую лапы. В указанные сроки после иммунизации брали кровь из ретробульбарного венозного сплетения для получения сывороток, после чего мышей забивали путем цервикальной дислокации. Для каждой группы готовили пуловую сыворотку, смешивая равное количество исходных сывороток. Пуловые сыворотки хранили при -70°С.
Для покрытия планшетов использовали следующие антигены (АГ): 1) КМП; 2) конъюгат БСА с ГМДП [19]; 3) конъюгат БСА с тетрасахаридом ГМГМ ^-ацетил^-глюкозаминил-ф1^4)-^ацетил^-мурамоил-ф1^4)-^ацетил^-глюкозаминил-ф1^4)-^ацетил^-мурамовой кислотой); 4) ЛПС Escherichia coli O111:B4; 5) ЛПС S. typhi (оба ЛПС — Sigma, США). Все АГ разводили на ФСБ, pH 7,3: КМП — до 100 мкг/мл, остальные АГ — до 10 мкг/мл. Растворы АГ вносили в плоскодонные 96-луночные планшеты (Polysorp; Nunc, Дания) по 100 мкл на лунку и оставляли на ночь при +4°С. Лунки, покрытые АГ, отмывали ФСБ и блокировали 2% БСА на ФСБ (1 ч, 37°С). Разведения сывороток, приготовленные на разводящем буфере (ФСБ с 0,5% БСА), вносили в лунки в дублях. В контрольные лунки добавляли только буфер. Планшеты инкубировали 1 ч при 37°C, после чего трижды отмывали ФСБ с 0,05% Твин-20, вносили приготовленные на разводящем буфере растворы вторичных АТ, меченных пероксидазой. Для определения АТ к КМП использовали вторичные козьи АТ, распознающие все мышиные иммуноглобулины (Sigma, США). Для определения отдельных изотипов АТ к КМП использовали вторичные козьи АТ к IgM (Sigma), к IgG1 и IgG2a (оба Jackson Immunoresearch, США), к IgE (Serotec, Великобритания). Планшеты инкубировали 1 ч при 37°C, трижды промывали и вносили однокомпонентный субстратный раствор с тетраметилбензидином. Реакцию останавливали добавлением 1М раство-
ра серной кислоты. ОП считывали при 450 нм, вычисляли среднюю ОП в каждом дубле. Титром АТ считали такое максимальное разведение сыворотки, при котором ОП еще была более чем вдвое выше, чем в контрольных лунках (без сывороток). Все результаты представляли в виде обратных титров (1/разведение).
При конкурентном ИФА планшеты покрывали КМП, как описано выше. К иммунной сыворотке (1/160 на разводящем буфере) добавляли КМП, ГМтри+ГМтетра или диГМтетра до требуемой конечной концентрации (от 1 до 5000 мкг/мл). Контролем служила сыворотка без добавления КМП и его фракций. Образцы инкубировали 30 мин. при 37°C, после чего вносили в лунки ИФА-планшетов. Далее следовали описанной выше методике; в качестве вторичных АТ использовали АТ к мышиным иммуноглобулинам.
АТ к тейхоевым кислотам, одно- и двуспиральной ДНК определяли с помощью наборов реактивов (Навина, Москва), заменяя детектирующие АТ к человеческому IgG на АТ к мышиным иммуноглобулинам.
Чтобы получить иммунные сыворотки, группе из 20 мышей вводили по 100 мкг КМП подкожно, дважды с интервалом 10 сут. Контрольная группа получала 2 инъекции изотонического раствора с тем же интервалом. Сыворотки получали через 10 сут после второй инъекции, готовили пулы и замораживали при —70°С.
Все опыты по антимикробной защите ставили на 3 группах из 10 мышей (самки линии CBA массой 12 — 14 г). Мыши первой группы получали по 500 мкл иммунной сыворотки, второй группы — по 500 мкл контрольной сыворотки, третьей — по 500 мкл изотонического раствора. Сыворотки и изотонический раствор вводили внутрибрюшинно. Через 3 ч после инъекции мышам вводили внутрибрюшинно 1 DCL S. aureus Wood 46 или 1 DCL S. typhimurium 415. Мышей, зараженных стафилококком, наблюдали 3 сут, сальмонеллами — 12 сут Отмечали сроки гибели мышей и количество мышей, выживших в каждой группе.
Группы сравнивали с помощью t-критерия Стьюдента в модификации Уэлча, доли выживших мышей — с помощью %2 с поправкой Йетса.
РЕЗУЛ ЬТАТЫ
В сыворотках неиммунизированных мышей АТ к КМП выявляли в очень низких титрах (1/40 — 1/80; рис. 1а, в). После первичной иммунизации КМП в дозе 100 мкг/мышь происходило повышение титра специфических АТ, которое начиналось с 3 суток и продолжалось до 10 суток после иммунизации, когда титр АТ был на 2 порядка выше исходного (рис. 1а, в). Первым — на 3 сутки — повышался титр специфического IgM, на 5 сутки —титр IgG2a, после чего титры обоих субклассов выходили на плато (рис. 1б). Титр специфического IgG1 оставался на исходном уровне вплоть до 5 суток и повышался лишь на 10 сутки, причем менее выраженно, чем титры IgM и IgG2a (рис. 1б). Специфические антитела субкласса IgE в сыворотках не определялись (при разведении сывороток 1/40).
Бустерная иммунизация в дозе 100 мкг/мышь, которую делали через
10 сут после первичной, существенно не влияла на титры специфических ^М и IgG2a, однако вызывала 16-кратный прирост титра специфического IgG1 по сравнению с его титром после первичной иммунизации (рис. 1г).
Рис. 1. Характеристики АТ к КМП. Титры АТ к КМП (а) и их отдельных изотипов (б) через указанное количество суток после введения ФР или первичной иммунизации КМП (100 мкг/мышь). Титры АТ к КМП (в) и их отдельных изотипов (г) через 10 суток после: 1 — введения ФР; 2 — первичной иммунизации КМП (100 мкг/мышь); 3 — бустерной иммунизации; 4 — форсированной иммунизации; д — титры АТ к КМП через 10 сут после бустерной иммунизации КМП в указанных дозах; е — ингибирование связывания АТ к КМП в ИФА с помощью КМП, ГМтри+ГМтетра и диГМтетра. а, б, г, д, е — 1 опыт из двух с аналогичными результатами, в — M±o по 4 независимым опытам. В каждом опыте анализировали пуловые сыворотки, полученные не менее чем от 10 мышей. * р<0,05 в сравнении с режимом 1 (1-тест Стьюдента).
Рис. 2. Выживаемость мышей после внутрибрю-шинного введения 500 мкл физиологического раствора (треугольник), контрольной сыворотки (от мышей, получивших физиологический раствор) (ромб) или иммунной сыворотки (от мышей, получивших КМП) (квадрат) и последующего внутрибрюшинного заражения 1 DCL S. typhi-murium 415 (106 м.к.).
Был применен также форсированный режим иммунизации, состоящий из 10 ежесуточных инъекций 100 мкг КМП, перерыва в 10 суток и 1 дополнительной инъекции в дозе 100 мкг. Через 10 сут после окончания иммунизации титры IgM к КМП были такие же, как после одно- или двукратной иммунизации КМП, однако титры специфических IgG1 и IgG2a были на 1 — 2 порядка выше, чем у мышей, получивших двукратную иммунизацию (рис. 1г).
Поскольку разовая доза КМП, равная 100 мкг/мышь, может быть нефизиологично высока, мы исследовали титры АТ к КМП после иммунизации более низкими дозами. Мышей иммунизировали дважды с интервалом 10 сут тремя различными дозами КМП, сыворотку брали через 10 сут после бустерной иммунизации. Снижение дозы КМП со 100 до 10 мкг/ мышь не приводило к изменению титра специфических АТ, однако доза 1 мкг/мышь оказалась существенно менее эффективной (рис. 1д).
Эпитопную специфичность АТ к КМП исследовали на пуловой сыворотке от мышей, получивших первичную и бустерную иммунизацию КМП в дозе 100 мкг. Из трех компонентов, входящих в состав КМП, ГМтри и ГМтетра являются небольшими молекулами, которые, вероятно, могут функционировать только как гаптены. Однако третий компонент — диГ-Мтетра — представляет собой разветвленный октапептид, фланкированный двумя дисахаридными остатками, и потому в большей степени удовлетворяет характеристикам «классического» АГ. При конкурентном ИФА диГМтетра ингибировал связывание АТ к КМП, причем степень ингиби-рования была сопоставима с таковой у нефракционированного КМП (рис. 1е). Фракция ГМтри+ГМтетра связывание АТ к КМП не ингибировала (рис. 1е).
Минимальными эпитопами ПГ, к которым возможно образование АТ, являются ГМДП и тетрасахарид ГМГМ [19]. Из них эпитоп ГМДП присутствует в составе ГМтри, ГМтетра и диГМтетра. Иммунизация КМП не вызывала повышение титров АТ ни к ГМДП, ни к ГМГМ. Таким образом, основной мишенью АТ к КМП служит вся молекула диГМтетра и/или разветвленный октапептид, входящий в ее состав.
Чтобы убедиться, что повышение титров АТ к КМП не является следствием поликлональной активации B-клеток, исследовали титры АТ к ЛПС E. coli, ЛПС S. typhi и тейхоевым кислотам. Все три являются тимус-независимыми АГ. Существенного повышения титров этих АТ после иммунизации КМП выявлено не было.
Исследовали также титры АТ к двум аутоантигенам — одно- и двуспи-ральной ДНК. Титры обоих АТ были высоки уже у неиммунизированных мышей; иммунизация КМП не приводила к их дальнейшему повышению.
Таким образом, повышение титров АТ к КМП, скорее всего, не является результатом поликлональной активации B-клеток.
Защитные свойства сыворотки, полученной от мышей, иммунизированных КМП, исследовали на модели заражения S. typhimurium и S. aureus. Иммунная сыворотка значительно улучшала выживаемость мышей при заражении 1 DCL S. typhimurium (рис. 2). На 12 сут с момента заражения доля выживших мышей в группе, получившей контрольную неиммунную сыворотку, составила 0%, в группе, получившей иммунную сыворотку — 70% (p=0,005 в тесте %2). Влияние сыворотки на выживаемость от летальной стафилококковой инфекции (1 DCL S. aureus Wood 46, 5х109 м.к.) было менее значительным и статистически недостоверным.
ОБСУЖДЕНИ Е
Таким образом, иммунизация мышей комплексом мурамилпептидов, полученных из ПГ S. typhi, приводит к индукции специфических АТ, которые защищают животных от инфекции грамотрицательным микроорганизмом — S. typhimurium. Эти АТ направлены преимущественно против разветвленного октапептида, входящего в состав диГМтетра, либо против всей молекулы диГМтетра. Этот эпитоп характерен для ПГ грамотрица-тельных бактерий и, за редким исключением, отсутствует в ПГ грампо-ложительных бактерий [20]. АТ к КМП не распознают более мелкие эпитопы диГМтетра — ГМтетра, ГМтри, ГМДП и дисахаридный компонент.
Последовательность появления изотипов АТ к КМП после первичной иммунизации (IgM, затем IgG1 и IgG2a) характерна для первичного иммунного ответа. Этому выводу не противоречит и динамика изотипов после бустерной иммунизации (отсутствие изменений титра IgM, дальнейшее повышение титров IgG1 и IgG2a). Поскольку мыши постоянно контактируют с ПГ и мурамилпептидами, высвобождаемыми естественной микрофлорой, то не до конца ясно, почему у мышей нет естественных АТ к этому эпитопу ПГ, наподобие тех, которые описаны для ряда эпитопов ПГ у человека [9, 10, 19, 21, 22].
Известно, что мурамилпептиды обладают выраженной адъювантной активностью [11, 14]. Поэтому возможно, что диГМтетра выступает одновременно и в роли АГ, и в роли адъюванта, потенцируя выработку АТ против самого себя. Однако необходимо учитывать, что диГМтетра значительно слабее активирует антигенпредставляющие клетки, чем ГМтри и ГМтетра [18]. Поэтому адъювантные свойства диГМтетра, вероятно, слабее, чем у двух других компонентов КМП — ГМтри и ГМтетра. В последующих опытах необходимо установить, достаточна ли иммунизация изолированным диГМтетра для индукции специфических АТ, или все же диГМтетра необходимо применять в сочетании с ГМтри, ГМтетра или другими адъювантами.
Нативный ПГ, состоящий из множества повторяющихся дисахаридных звеньев, является представителем тимус-независимых АГ 2 типа, АТ к которым вырабатываются в основном В1-клетками [13]. Однако АТ к КМП, охарактеризованные в данной работе, скорее всего, продуцируются «обычными» В2-клетками, так как: 1) для иммунизации использовался не нативный ПГ, а мономерные и димерные мурамилпептиды; 2) АТ к КМП
направлены против «классического» пептидного (или гликопептидного) эпитопа; 3) среди изотипов АТ к КМП преобладают IgG1 и IgG2a, особенно после бустерной иммунизации, тогда как В1-клетки вырабатывают в основном IgM и IgG3 [15].
Наиболее важная находка в данной работе — обнаружение защитных свойств АТ к КМП. В 2011 г. Capparelli R. et al. [5] показали, что иммунизация мышей ПГ S. aureus вызывает образование АТ, которые защищают животных от летальной дозы того же микроорганизма и двух других грам-положительных бактерий — S. epidermidis и Listeria monocytogenes. Эти АТ направлены, в частности, против пентаглицинового эпитопа, характерного для ПГ грамположительных бактерий. АТ, обнаруженные в нашей работе, направлены против эпитопа ПГ грамотрицательных бактерий. Хотя эти АТ получены путем иммунизации мурамилпептидами S. typhi, они обладают протективным действием против другого грамотрицательного микроба — S. typhimurium, но при этом не защищают от грамположительных бактерий — S. aureus. Таким образом, защитное действие АТ к мура-милпептидам может быть относительно неспецифическим, то есть направленным против различных видов бактерий, несущих данный эпитоп ПГ. Необходимо изучение защитной роли этих АТ при более широком спектре грамотрицательных инфекций.
Поскольку ПГ у грамотрицательных бактерий скрыт под внешней мембраной, то АТ к КМП, вероятно, не связываются с интактными бактериями. Возможно, АТ к КМП опсонизируют бактерии, у которых целостность внешней мембраны нарушена в результате действия антимикробных пептидов. Кроме того, АТ к КМП могут опсонизировать ПГ, высвободившийся из разрушенных бактерий, результатом чего может быть ускорение клиренса ПГ из межклеточной среды и предотвращение избыточной про-воспалительной стимуляции.
Таким образом, в настоящей работе показано, что иммунизация животных комплексом мурамилпептидов приводит к образованию АТ, способных защищать от летальной инфекции грамотрицательными бактериями. Таким образом, выявлен новый потенциальный механизм действия мурамилпептидных иммуностимуляторов.
ЛИТЕРАТУРА
1. Пащенков М.В., Попилюк С.Ф., Алхазова Б.И. и др. Иммунобиологические свойства мурамилпептидных фрагментов пептидогликана грамотрицательных бактерий. Иммунология. 2010, 31: 119-125.
2. Пащенков М.В., Будихина А.С., Голубева Н.М. и др. Результаты I фазы клинических испытаний иммуномодулятора «Полимурамил». Иммунология. 2011, 32: 239-243.
3. Пащенков М.В., Будихина А.С., Голубева Н.М. и др. Клиническая и иммунологическая эффективность иммуномодулятора Полимурамил при гнойной хирургической инфекции. Физиология и патология иммунной системы. Иммунофармакогеномика. 2011, 15: 12-18.
4. Azuma I. Development of the cytokine inducer romurtide: experimental studies and clinical application. Trends Pharmacol Sci. 1992, 13: 425-428.
5. Capparelli R., Nocerino N., Medaglia C. et al. The Staphylococcus aureus peptidog-lycan protects mice against the pathogen and eradicates experimentally induced infection. PLoS One. 2011, 6: e28377.
6. Chamaillard M., Hashimoto M., Horie Y. et al. An essential role for NOD1 in host
recognition ofbacterial peptidoglycan containing diaminopimelic acid. Nat. Immunol. 2003,4:702-707.
7. Dziarski R., Gupta D. Staphylococcus aureus peptidoglycan is a toll-like receptor 2 activator: a reevaluation. Infect. Immun. 2005, 73: 5212-5216.
8. Ellouz F., Adam A., Ciorbaru R. et al. Minimal structural requirements for adjuvant activity ofbacterial peptidoglycan derivatives. Biochem. Biophys. Res. Commun. 1974, 59:1317-1325.
9. Franken N., Seidl P.H., Kuchenbauer T. et al. Specific immunoglobulin A antibodies to a peptide subunit sequence ofbacterial cell wall peptidoglycan. Infect. Immun. 1984, 44: 182-187.
10. Franken N., Seidl P.H., Zauner E. et al. Quantitative determination of human IgG antibodies to the peptide subunit determinant of peptidoglycan by an enzyme-linked immunosorbent assay. Mol. Immunol. 1985, 22: 573-579.
11. Fritz J.H., Le Bourhis L., Sellge G. et al. Nod1-mediated innate immune recognition of peptidoglycan contributes to the onset of adaptive immunity. Immunity. 2007, 26: 445-459.
12. Girardin S.E., Boneca I.G., Viala J. et al. Nod2 is a general sensor of peptidoglycan through muramyl dipeptide (MDP) detection. J. Biol. Chem. 2003, 278: 88698872.
13. Hardy R.R. B-1 B cells: development, selection, natural autoantibody and leukemia. Curr Opin. Immunol. 2006, 18: 547-555.
14. Magalhaes J.G., Fritz J.H., Le Bourhis L. et al. Nod2-dependent Th2 polarization of antigen-specific immunity. J. Immunol. 2008, 181: 7925-7935.
15. Martin F., Kearney J.F. B1 cells: similarities and differences with other B cell subsets. Curr. Opin. Immunol. 2001, 13: 195-201.
16. Meshcheryakova E., Makarov E., Philpott D. et al. Evidence for correlation between the intensities of adjuvant effects and NOD2 activation by monomeric, dimeric and lipophylic derivatives of N-acetylglucosaminyl-N-acetylmuramyl peptides. Vaccine. 2007, 25:4515-4520.
17. Nardin A., Lefebvre M.L., Labroquere K. et al. Liposomal muramyl tripeptide phos-phatidylethanolamine: Targeting and activating macrophages for adjuvant treatment of osteosarcoma. Curr. Cancer Drug Targets. 2006, 6: 123-133.
18. Pashenkov M.V., Popilyuk S.F., Alkhazova B.I. et al. Muropeptides trigger distinct activation profiles in macrophages and dendritic cells. Int. Immunopharmacol. 2010, 10: 875-882.
19. Pinegin B.V., Kulakov A.V., Makarov E.A. et al. The occurrence of natural antibodies to minimal component of bacterial cell wall (N-acetylglucosaminyl-N-acetylmuramyl dipeptide) in sera from healthy humans. Immunol. Lett. 1995, 47: 33-37.
20. Schleifer K.H., Kandler O. Peptidoglycan types of bacterial cell walls and their taxo-nomic implications. Bacteriol. Rev. 1972, 36: 407-477.
21. Wergeland H.I., Endresen C. Antibodies to various bacterial cell wall peptidoglycans in human and rabbit sera. J. Clin. Microbiol. 1987, 25: 540-545.
22. Zeiger A.R., Tuazon C.U., Sheagren J.N. Antibody levels to bacterial peptidoglycan in human sera during the time course ofendocarditis and bacteremic infections caused by Staphylococcus aureus. Infect. Immun. 1981, 33: 795-800.
Поступила 19.06.12
Контактная информация: Пинегин Борис Владимирович, д.м.н., проф.,
115478, Москва, Каширское ш., 24/2, р.т. (499)617-76-49
