Хемосенсоры нутриентов в пищеварительном тракте

Хоха А.М.; Заводник Л.Б.

УДК 577.175.7 (476)

ХЕМОСЕНСОРЫ НУТРИЕНТОВ В ПИЩЕВАРИТЕЛЬНОМ ТРАКТЕ

Хоха А. М. ([email protected]), Заводник Л. Б. ([email protected]) УО «Гродненский государственный аграрный университет», Гродно, Беларусь

В статье представлены литературные данные о молекулярных механизмах детекции аминокислот, олиго-пептидов, сладких молекул, жирных кислот и их производных в пищеварительном тракте. Охарактеризован ре-цепторный аппарат энтероэндокринных клеток и основные пути трансдукции сигнала. Продемонстрировано, что важная роль в детекции принадлежит транслоказам нутриентов. На основе хемосенсорной информации энтеро-эндокринные клетки регулируют биосинтез и высвобождение кишечных пептидов - холецистокинина, глюкагоно-подобного пептида, глюкозозависимого инсулинотропного пептида, гастрина, пептида YY. Последние регулируют секреторную и двигательную активность желудочно-кишечного тракта, гомеостаз глюкозы, энергетический статус организма и пищевое поведение. Специфические рецепторы и транслоказы нутриентов представляют интерес с точки зрения создания фармакологических препаратов, предназначенных для лечения заболеваний пищеварительного тракта, метаболических нарушений, в том числе ожирения и диабета 2-го типа.

Ключевые слова: желудочно-кишечный тракт; энтероэндокринные клетки; рецепторы TAS1R, CaSR, GPRC6A, MGluR, LPA5, FFA1-4, GPR84, GPR119; транслоказы CD36, SGLT1, GLUT2, РерТ1

Присутствие питательных веществ и продуктов пищеварения в желудочно-кишечном тракте (ЖКТ) детектируется специализированными рецепторами и транслоказами. На основе этой хемосенсорной информации энтероэндокринные клетки (ЭЭК) формируют гормональный фон, регулирующий секреторную и двигательную активность ЖКТ, пищевое поведение, гомеостаз глюкозы и энергетический статус организма [8, 16, 36].

Названия рецепторов в статье приводятся по IUPHAR (The International Union of Basic and Clinical Pharmacology) [11], в скобках - наиболее употребительные синонимы.

Детекция аминокислот и пептидов Рецептор Tas1R1/Tas1R3 (T1R1/T1R3)

Вкусовые рецепторы экспрессируются не только в ротовой полости, но и на всем протяжении кишечника, а также в других органах, например поджелудочной железе. В кишечнике они не имеют афферентных контактов с нервными центрами, ответственными за распознавание вкуса. Их стимуляция приводит к импульсации в структуры мозга, ответственные за поддержание метаболического гомеостаза, формирование насыщения, пищевого поведения и подкрепления [15].

Димер Tas1R1/Tas1R3 - рецептор вкуса умами -присутствует на апикальной поверхности I-клеток и служит сенсором для аминокислот. Его активация сопровождается увеличением секреции холецисто-кинина [32]. Этот рецептор также экспрессируется в G-клетках желудка. Он опосредует подавление секреции грелина после поступления пищи в желудок [13].

В случае лиганд-рецепторного взаимодействия активируется внутриклеточный каскад с участием а-гастдуцина. После диссоциации субъединиц G-бел-ка димер GPy активирует изотип 02 фосфолипазы С, которая катализирует гидролиз фосфатидилино-зитол-4,5-дифосфата до диацилглицерола и инози-тол-1,4,5-трифосфата. Последний, взаимодействуя с изоформой 3 рецептора IP3 (IP3R3), приводит к мобилизации ионов кальция из эндоплазматического ретикулума, что в свою очередь активирует ионный канал TRPM5 и приводит к деполяризации мембраны за счет увеличения потока ионов натрия внутрь клетки. Следствием этого является активизация поступления ионов кальция через потенциал-управляе-

мые кальциевые каналы. В клетках ротовой полости деполяризация мембраны активизирует канал РХ1, АТФ высвобождается наружу клетки и возбуждает афферентные нервные волокна. В кишечнике ЭЭК не контактируют непосредственно с нервными волокнами, поэтому воздействие на клетки мишени происходит после диффузии выделившихся эффекторов. Повышение концентрации Ca2+ стимулирует экзоцитоз секреторных гранул и высвобождение пептидов, диффундирующих во внеклеточном пространстве в направлении других клеток и крове-носных капилляров. Описанный каскад идентичен для всех вкусовых рецепторов Tas1R1-Tas1R3 [19].

Рецептор CaSR

Функции этого рецептора выходят далеко за пределы поддержания кальциевого гомеостаза [22].

Экспрессируется во вкусовых сосочках. Аго-нисты CaSR усиливают, а антагонисты снижают вкусовые ощущения. В желудке рецептор регулирует образование соляной кислоты и гастрина париетальными и G-клетками, соответственно. В тонком кишечнике свободные аминокислоты активируют CaSR, что приводит к выделению холецистокинина I клетками, глюкозозависимого инсулинотропного пептида (GIP) - K-клетками, глюкагоноподобного пептида 1 (GLP-1) и пептида YY (PYY) L-клетками [21]. При этом агонистом рецептора являются ионы кальция, аминокислоты же выступают в роли ал-лостерических активаторов. Наиболее эффективны L-фенилаланин и L-триптофан, положительно заряженные - аргинин и лизин - оказывали меньшее действие, разветвленные аминокислоты были неактивны. Учитывая, что действие аминокислот снимается специфическими ингибиторами CaSR, а также то, что активация происходит при физиологических концентрациях эффектора, высказано предположение, что CaSR является кишечным сенсором, опосредующим действие аминокислот на постпран-диальную секрецию инкретинов [37]. Реагирует также на олигопептиды, усиливая секрецию GLP [28] .

CaSR присутствует как на апикальных, так и на базолатеральных мембранах, реагируя на уровень нутриентов как в кишечном содержимом, так и в плазме крови. Взаимодействует с широким спектром G-белков (Gq/11, Gi/0, G12/13 and Gs), индуцируя разные каскады передачи сигнала [4].

Рецептор GPRC6A

Клонирован в 2004-м, деорфанизирован в 2005-м. Широко представлен в органах и тканях, среди которых язык, желудок, тонкая и толстая кишка. В кишечнике экспрессируется в L-, G- и D-клет-ках, выполняя там роль сенсора аминокислот [27].

Присутствие GPRC6A в клетках вкусовых сосочков предполагает его участие в формировании вкусовых ощущений [2]. Ближайшим гомологом у млекопитающих является рецептор CaSR, имеющий сходную локализацию и способный образовывать гетеродимеры с GPRC6A. Это свидетельствует о возможном синергизме их действия в клетке [40].

Активируется основными аминокислотами в микромолярном диапазоне концентраций (L-аргинин, L-лизин и L-орнитин) и чуть менее эффективно короткоцепочечными алифатическими аминокислотами. Этот эффект потенцируется двухвалентными катионами, прежде всего ионами кальция. В зависимости от линии клеток, в которой он изучался, действие рецептора опосредовалось различными G-белками, однако преимущественно он функционирует с участием Gq [3].

Рецепторы MGluR

Глютамат - важный компонент пищи и интерме-диат обмена веществ. Пищевой глютамат, однако, практически не проникает в системный кровоток. На 95% он метаболизируется энтероцитами: окисляется, трансаминируется, используется для синтеза глютатиона и белка in situ. Гематоэнцефалический барьер непроницаем для глютамата (в мозге он синтезируется de novo из глюкозы) и оказать влияние на нейронную передачу пищевой глютамат не может. Тем не менее, известно, что он участвует в регуляции функций ЖКТ. Ранее считалось, что его действие опосредуется рецепторами на афферентных волокнах блуждающего нерва, однако впоследствии выяснилось, что, помимо этого, имеется соответствующий сенсорный аппарат в клетках эпителия [24].

Во вкусовых сосочках присутствует изофор-ма mGluRl с пониженным сродством к глютама-ту. Считается, что она наряду с Tas1R1/Tas1R3 участвует в формировании вкуса умами [9].

В желудке экспрессируются в той или иной степени все субтипы рецептора. Наибольшая концентрация mGluR присутствует в париетальных клетках, где глютамат регулирует образование соляной кислоты; энтерохромаффинных, продуцирующих серо-тонин; эндокринных D и G клетках, синтезирующих соматостатин и грелин, соответственно. Увеличение синтеза соматостатина под действием пищевого глютамата считается триггером нервных регуляций аппетита, насыщения и пищевых предпочтений.

Электрогенный натрий-зависимый транспорт L-глютамата также является хорошо документированным стимулом увеличения концентрации циклического АМФ и высвобождения GLP1 [30].

Рецептор LPA5 (GPR92, GPR93)

Помимо CaSR, сенсором олигопептидов в кишечном содержимом является один из шести подтипов лизофосфатидных рецепторов - LPA5 [42].

Связывание лигандов сопровождается увеличением образования холецистокинина и GLP1 ЭЭК кишечника [20]. LPA5, расположенные на G- клетках антрума, индуцируют синтез гастри-на, который в свою очередь оптимизирует образование пепсиногена и соляной кислоты [31].

LPA5 присутствует также на языке, что предполагает его участие в восприятии вкуса умами [10].

Транслоказа PepTl (SLC15)

Помимо свободных аминокислот в ЖКТ всасываются ди- и трипептиды. Более того, этот путь является преобладающим в абсорбции переваренного белка [7]. Всасывание происходит при участии пептид-водородного котранспортера PepTl (SLC15). Ионы водорода, поступившие в клетку, обмениваются впоследствии на ионы натрия с помощью натрий-водородного обменника [33]. Помимо энтероцитов, PepTl присутствует в I-клетках тонкого кишечника и опосредует выработку CCK в ответ на поступление пищевого белка, выполняя таким образом роль сенсора олигопептидов [18].

Детекция липидов Рецептор FFA-1 (GPR40)

В кишечнике экспрессируется главным образом в I, K и L клетках. Активируется средне- и длинно-цепочечными ненасыщенными жирными кислотами (ЖК). Наиболее эффективны эйкозапентаеновая, докозагексаеновая и линолевая кислоты. Рецептор действует через комплекс Gqll и фосфолипазу С, соответственно. В энтероэндокринных клетках активация FFA1 сопровождается усилением секреции GLP-1, GIP и холецистокинина. FFA-1 полости рта участвует в формировании вкуса жирной пищи [39]. Рецепторы FFA-2 (GPR43), FFA3 (GPR41) Активируются короткоцепочечными ЖК. Последние образуются при ферментации в толстом кишечнике непереваренных углеводов и пищевых волокон. По сродству к FFA-2 их можно расположить в следующий ряд: пропионат > ацетат ~ бути-рат > валериат > формиат. При активации другого рецептора этого семейства - FFA-3 (GPR41) - наиболее мощными агонистами являются пропионат и бутират (пропионат ~ бутират ~ валериат > ацетат > капроат). Оба рецептора функционируют с белком Gai/o и снижают образование циклического АМФ. FFA-2 также может использовать Gaq комплекс, активируя таким образом фосфолипазный путь и увеличивая концентрацию внутриклеточного кальция.

FFA-2 и FFA-3 присутствуют на поверхности L-клеток, продуцирующих пептиды YY и GLP-1, и бета-клеток островков Лангерганса [1, 25].

Рецептор FFA-4 (GPR120) Функционирует с участием Gq и активирует фосфолипазный путь образования вторичных мес-сенджеров. Активируется длинноцепочечными ЖК, включая а-линоленовую и докозагексаеновую кислоты. Стимулирует высвобождение GLP-1 L-клет-ками, ингибирует секрецию грелина в Gr-клетках двенадцатиперстной кишки. Присутствие FFA4 среди вкусовых рецепторов языка предполагает его участие в формировании вкусовых ощущений [23, 39].

Рецептор GPR84 Лигандами являются ЖК со средней длиной цепи (С9-14), причем наиболее эффективны С10, С11 и С12 [38]. Недавно было выяснено, что ЖК с гидрок-сильными группами во втором и третьем положении являются еще более эффективными агонистами [35].

Рецептор GPR119 Присутствует в K- и L-клетках, функционирует с участием Gas. Агонисты увеличивают внутриклеточный уровень циклического АМФ, стимулируют

секрецию GLP-1, GIP, и PYY в моделях на животных и у здоровых добровольцев [5].

Наиболее мощный агонист - олеилэтаноламид. Это соединение образуется в энтероцитах из олеиновой кислоты [29] и обладает способностью уменьшать потребление пищи и набор веса в исследованиях на животных. Кроме того, оно увеличивает потребление жирных кислот адипоцитами и энтероцитами за счет стимуляции экспрессии транслоказы жирных кислот и тормозит двигательную активность кишечника и пищевое поведение посредством активации ионного канала TRPV1. Аналогичным действием обладают и другие амиды ЖК, что делает их наиболее вероятными кандидатами на роль естественных лигандов GPR119 [6].

Транслоказа CD36 (FAT)

Транслоказа ЖК присутствует на поверхности эн-тероцитов, ЭЭК, клеток вкусовых сосочков. Реагирует на наличие длинноцепочечных ЖК в наномолярной концентрации. Наиболее документировано ее участие в восприятии вкуса жирной пищи совместно с GPR40 и GPR120, при этом источником ЖК является лингваль-ная липаза, секретируемая железами Эбнера [17].

Наиболее эффективны ненасыщенные ЖК, связывание которых приводит к изменению секреторной и двигательной активности кишечника и опосредует формирование пищевых предпочтений [34].

Детекция глюкозы и сладких молекул

Димер Tas1R2-Tas1R3 в сочетании с G-белком гастдуцином экспрессируется в K- и L-энтероэн-докринных клетках. Активация Tas1R2/Tas1R3 натуральными сахарами и подсластителями сопровождается усилением секреции GIP, пептида YY, GLP1 и GLP2, ускорением синтеза натрий-глюкозного ко-транспортера первого типа SGLT-1.

Учитывая большое разнообразие сладких веществ, предполагается, что в их распознавании могут принимать участие не только большой вне-клеточ-ный домен, именуемый «Венериной мухоловкой» (Venus Fly Trap), но и другие участки рецептор-ного белка. В частности, домен, богатый цистеином (cysteine rich domain, CRD), и С-конец белка. Последний, предположительно, участвует в связывании цикламата, а сладкие белки (тауматин, монел-лин, браззеин), возможно, реагируют с CRD [19].

Литература

1. Bindels, L. B. GPR43/FFA2: physiopathological relevance and therapeutic prospects/ L. B. Bindels, E. M. Dewulf, N. M. Delzenne//Trends in Pharmacological Sciences.- 2013.- Vol. 34, N4.- P. 226-232.

2. Functional expression of the extracellular-Ca2+-sensing receptor in mouse taste cells/ M. F. Bystrova [et al.] // J Cell Sci.-2010.- Vol.123.-P. 972-982.

3. The GPCR, class C, group 6, subtype A (GPRC6A) receptor: from cloning to physiological function/ C. Clemmensen// British Journal of Pharmacology.- 2014.-Vol.171, N5.- P. 1129-1141.

4. Conigrave, A. D. Calcium-sensing receptor (CaSR): pharmacological properties and signaling pathways/ A. D. Conigrave, D. T. Ward// Best Pract Res Clin Endocrinol Metab.- 2013.- Vol.27, N3.- P.315-331.

5. Gut Hormone Pharmacology of a Novel GPR119 Agonist (GSK1292263), Metformin, and Sitagliptin in Type 2 Diabetes Mellitus: Results from Two Randomized Studies/ J. Derek [et al.]// PLoS One.- 2014.- [Electronic resource].- Mode of access:

Роль Tas1R2/Tas1R3 ЭЭК в регуляции секреции инкретинов в последнее время подвергается сомнению [26]. Две группы белков участвуют в транспорте глюкозы через мембраны клеток: GLUT, осуществляющие облегченную диффузию, и SGLT, осуществляющие симпорт с ионами натрия. Из четырнадцати известных у человека переносчиков GLUT в клетках кишечника наибольшее значение имеет GLUT2; из шести белков семейства SGLT - транспортер первого типа (SGLT1) [41].

Ранее считалось, что глюкоза проникает в клетку через апикальную мембрану с участием SGLT1, а покидает через базолатеральную - с участием GLUT2. Однако впоследствии выяснено, что появление глюкозы в кишечном содержимом приводит к быстрой (в течение минут) транслокации GLUT2 на апикальную мембрану. При этом всасывание глюкозы с его участием становится преобладающим [12].

Оба транспортера стимулируют образование кишечных гормонов. SGLT1 деполяризует клеточную мембрану за счет симпорта двух ионов натрия на каждую молекулу глюкозы. GLUT2 производит то же действие за счет закрытия АТФ-зависимых К+ каналов, вызванного окислением глюкозы и сдвигом соотношения АТФ/АДФ. Деполяризация мембраны активирует потенциал-зависимые кальциевые каналы V-типа, приводя к мобилизации ионов Ca+ из внутриклеточных депо. Это в свою очередь является триггером экзоцитоза гормонов из энтероэндокрин-ных клеток [14].

В настоящее время SGLT1 считается основным сенсором глюкозы в химусе [43].

Выводы

1. ЖКТ располагает развитым хемосенсорным аппаратом, позволяющим контролировать химический состав содержимого. На основе полученной информации ЭЭК формируют гормональный фон, который служит основой для интегрированных метаболических, физиологических и поведенческих реакций организма, направленных на поддержание гомеостаза.

2. Специфические рецепторы и транслоказы представляют интерес с точки зрения создания лекарственных средств, предназначенных для лечения заболеваний пищеварительного тракта и метаболических нарушений,средикоторыхожирениеидиабет2-готипа.

Literatura

1. Bindels, L. B. GPR43/FFA2: physiopathological relevance and therapeutic prospects/ L. B. Bindels, E. M. Dewulf, N. M. Delzenne//Trends in Pharmacological Sciences.- 2013.- Vol. 34, N4.- P. 226-232.

2. Functional expression of the extracellular-Ca2+-sensing receptor in mouse taste cells/ M. F. Bystrova [et al.] // Cell Sci.-2010.- Vol.123.-P. 972-982.

3. The GPCR, class C, group 6, subtype A (GPRC6A) receptor: from cloning to physiological function/ C. Clemmensen// British Journal of Pharmacology.- 2014.-Vol.171, N5.- P. 1129-1141.

4. Conigrave, A. D. Calcium-sensing receptor (CaSR): pharmacological properties and signaling pathways/ A. D. Conigrave, D. T. Ward// Best Pract Res Clin Endocrinol Metab.- 2013.- Vol.27, N3.- P.315-331.

5. Gut Hormone Pharmacology of a Novel GPR119 Agonist (GSK1292263), Metformin, and Sitagliptin in Type 2 Diabetes Mellitus: Results from Two Randomized Studies/ J. Derek [et al.]// PLoS One.- 2014.- [Electronic resource].- Mode of access:

http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pmc/articles/PMC3974707/.-Date of access: 02.03.2016.

6. DiPatrizio, A. Intestinal lipid-derived signals that sense dietary fat/A. Dipatrizio, V. Nicholas, P. Daniele // J Clin Invest 125.3 (Mar 2015): 891-898.

7. Freeman, H. J. Clinical relevance of intestinal peptide uptake/H. J. Freeman// World J Gastrointest Pharmacol Ther.-2015.- Vol.6,N2.- P.22-27.

8. The gut as a sensory organ/ J. B. Furness [et al.]// Nat. Rev. Gastroenterol. Hepatol.-2013.-Vol.10,N3.-P.729-740.

9. Metabotropic glutamate receptor type 1 in taste tissue / A. S. Gabriel [et al.]// Am J Clin Nutr.- 2009.- Vol. 90,N3.-P.743-746.

10. Gustatory sensory cells express a receptor responsive to protein breakdown products (GPR92)/ D. Haid [et al.] // Histochem Cell Biol.- 2013.- Vol.140,N2.- P.137-145.

11. IUPHAR/BPS Gide to Parmacology [Electronic resource].- Mode of access: http://www.guidetopharmacology. org/GRAC/ReceptorFamiliesForward? type=GPCR.-Date of access: 02.03.2016.

12. Sugar absorption in the intestine: the role of GLUT2/ G.L. Kellet [et al]//.- Annu Rev Nutr.- 2008.- Vol.28.- P.35-54.

13. Kojima, I. The Role of the Sweet Taste Receptor in Enteroendocrine Cells and Pancreatic P-Cells/ I. Kojima, Y. Nakagawa// Diabetes Metab J.- 2011.- Vol.35, N5.-P.451-457.

14. Molecular Mechanisms of Glucose-Stimulated GLP-1 Secretion From Perfused Rat Small Intestine/ R. E. Kuhre [et al.]// Diabetes.-2015.-Vol. 64,N2.- P. 370-382.

15. Laffitte, A. Functional roles of the sweet taste receptor in oral and extraoral tissues / A. Laffitte, A. F. Neiers, L. Briand // Curr Opin Clin Nutr Metab Care.- 2014.- Vol. 17, N4.-P. 379-385.

16. Enteroendocrine cells: a review of their role in brain-gut communication/R. Latorre [et al.] // Neurogastroenterol Motil. 2015.- [Electronic resource]- Mode of access: http:// onlinelibrary.wiley.com/doi/10.1111/nmo.12754/ abstract?us erIsAuthenticated=false&deniedAccessCustomisedMessage= Date of access: 02.03.2016.

17. CD36 involvement in orosensory detection of dietary lipids, spontaneous fat preference, and digestive secretions/ F. Laugerette [et al.]// J Clin Invest.- 2005.- Vol.115, N11.-P.3177-3184.

18. Protein hydrolysate-induced cholecystokinin secretion from enteroendocrine cells is indirectly mediated by the intestinal oligopeptide transporter PepT1/ A. Liou [et al.]// American Journal of Physiology.- 2011.- Vol. 300,N5, P.895-902.

19. Low, Y. Q. The Role of Sweet Taste in Satiation and Satiety / Y. Q. Low, K. Lacy, R. Keast // Nutrients.- 2014, Vol. 6, N9.- P.3431-3450.

20. Mace, O. J. Pharmacology and physiology of gastrointestinal enteroendocrine cells/O. J. Mace, B. Tehan, F. Marshall// Pharmacol Res Perspect.- 2015.- Vol.4, N1.-P.1-26.

21. Mace, O.J. The regulation of K- and L-cell activity by GLUT2 and the calcium-sensing receptor CasR in rat small intestine/ O. J. Mace, M. Schindler, S. Patel// J Physiol. - 2012 .- Vol. 590,N 12.- P.2917-2936.

22. Macleod, R.J. CaSR function in the intestine: Hormone secretion, electrolyte absorption and secretion, paracrine non-canonical Wnt signaling and colonic crypt cell proliferation/ R.J. Macleod //Best Pract Res Clin Endocrinol Metab.- 2013.-Vol.27, N3.- P.385-402.

23. Moniri, N.H. Free-fatty acid receptor-4 (GPR120): Cellular and molecular function and its role in metabolic