CC BY
285. Коротков В.Б., Наумов А.В., Самойлова Л.В. Геморрагическая лихорадка с почечным синдромом в Саратовской области (эпидемиологические аспекты). Саратов, 1996.
6. Лещинская Е.В., Ткаченко Е.А., Рыльцева Е.В. и др. К характеристике эндемических очагов геморрагической лихорадки с почечным синдромом в различных регионах СССР. Вопр. вирусол. 1990, 1: 42-45.
7. Мочалкин П.А., Рябов С.В., Мочалкин А.П. и др. Неспецифическая профилактика геморрагической лихорадки с почечным синдромом в антропоургических и природных очагах Башкортостана. Дезинфекционное дело. 2007, 3: 54-59.
8. Окулова Н.М., Хляп Л.А., Варшавский А.А. и др. Пространственная структура природных очагов хантавирусов на территории Северо-Западного Кавказа. Журн. микро-биол. 2013, 5: 47-53.
9. Онищенко Г.Г., Ежлова Е.Б. Эпидемиологический надзор и профилактика геморрагической лихорадки с почечным синдромом в РФ. Журн. микробиол. 2013, 4: 23-32.
10. Попов Н.В., Корнеев Г.А., Тарасов М.А. и др. Ландшафтно-эпизоотологическое районирование энзоотичных по ГЛПС территорий Саратовской области. Пробл. особо опасных инф. Саратов, 2001, 1 (81): 55-63.
11. Тарасов М.А., Поршаков А.М., Рябова А.В. и др. Эффективные методы дератизации в очагах ГЛПС и других природно-очаговых инфекционных болезней (аналитический обзор). Дезинфекционное дело. 2012, 4: 52-57.
12. Тарасов И.А., Гаранина С.Б., Кресова У.А. и др. Критерии оценки отличий разных типов очагов ГЛПС. Очаги ГЛПС в различных биотопах северной степи. Журн. микробиол. 2015, 2: 74-80.
13. Ткаченко Е.А., Бернштейн А.Д., Дзагурова Т.К. и др. Актуальные проблемы геморрагической лихорадки с почечным синдромом. Журн. микробиол. 2013, 1: 51-58.
14. Удовиков А.И., Попов Н.В., Самойлова Л.В., Толоконникова С.И. Климат и трансформация экосистем на примере природных очагов чумы юго-востока России. Пробл. особо опасных инф. 2012, 2 (112): 21-24.
15. Федорова З.П. Туляремия в Саратовской области. Автореф. дисс. канд. мед. наук. Саратов, 1995.
16. Heyman P., Ceianu C.S., Christova I. et al. A five-year perspective on the situation of haemor-rhagic fever with renal syndrome and status of the hantavirus reservoirs in Europe. Euro Surveill. 2011, 8: 16-36.
Поступила 10.11.14
Контактная информация: Тарасов Михаил Алексеевич, д.б.н.,
410005, Саратов, ул. Университетская, 46, р.т. (845-2) 73-46-48
© КОЛЛЕКТИВ АВТОРОВ, 2015
Н.А.Терентьева1, Н.Ф.Тимченко2, Л.А.Балабанова1,3, В.А.Рассказов1
ХАРАКТЕРИСТИКА ОБРАЗОВАНИЯ, ИНГИБИРОВАНИЯ И РАЗРУШЕНИЯ БИОПЛЕНОК YERSINIA PSEUDOTUBERCULOSIS, ФОРМИРУЮЩИХСЯ НА АБИОТИЧЕСКИХ ПОВЕРХНОСТЯХ
Тихоокеанский институт биоорганической химии, 2НИИ эпидемиологии и микробиологии, Дальневосточный федеральный университет, Владивосток
Цель. Выявление условий формирования биопленок Yersinia pseudotuberculosis, их количественное тестирование. Материалы и методы. Использованы штаммы Y.pseudotu-berculosis, питательные среды, стандартные 96-луночные полистероловые планшеты, краситель кристаллический фиолетовый, а также методы: бактериологический, спектро-фотометрический, статистический. Результаты. Все исследованные штаммы Y.pseudotu-berculosis формировали хорошо выраженную биопленку на абиотической поверхности при культивировании бактерий по 200 мкл в лунке планшета и температуре 20 — 22°С в течение 4 — 7 сут. Число КОЕ бактерий в составе биопленок снижалось к 10 сут. инкубирования. ДНКаза I ингибировала образование биопленки, а также частично разрушала зрелую биопленку Y.pseudotuberculosis. Показано наличие ДНК во внеклеточном матрик-
се биопленки. Заключение. Установлена способность Ypseudotuberculosis образовывать биопленки на абиотической поверхности. Определены условия формирования биопленок. Показано ингибирующее действие ДНКазы I на биопленки Y.pseudotuberculosis.
Журн. микробиол., 2015, № 3, С. 72—78
Ключевые слова: Yersinia pseudotuberculosis, биопленка, ДНКаза I N.A.Terentieva1, N.F.Timchenko2, L.A.Balabanova1'3, V.A.Rasskazov1
CHARACTERISTICS OF FORMATION, INHIBITION AND DESTRUCTION OF YERSINIA PSEUDOTUBERCULOSIS BIOFILMS FORMING ON ABIOTIC SURFACES
1Pacific Ocean Institute of Bioorganic Chemistry, 2Research Institute of Epidemiology and Microbiology, 3Far Eastern Federal University, Vladivostok, Russia
Aim. Detection of conditions of Yersinia pseudotuberculosis biofilm formation, their quantitative testing. Materials and methods. Y. pseudotuberculosis strains, nutrient media, standard 96-well polystyrene plates, crystal violet dye as well as bacteriologic, spectrophotometric, statistical methods were used. Results. All the studied Y. pseudotuberculosis strains formed a well expressed biofilm on abiotic surface during cultivation of bacteria in 200 ^l of a plate well at a temperature of 20 — 22°C for 4 — 7 days. Bacteria CFU number in biofilm reduced by day 10 of incubation. DNAse I was found to inhibit biofilm formation, and also partially destroyed mature Y. pseudotuberculosis biofilm. The presence of DNA in extra-cellular matrix of biofilm was shown. Conclusion. An ability of Y. pseudotuberculosis to form biofilm on abiotic surface was established. The conditions of biofilm formation were determined. Inhibiting effect of DNAse I on Y. pseudotuberculosis was shown.
Zh. Mikrobiol. (Moscow), 2015, No. 3, P. 72—78 Key words: Yersinia pseudotuberculosis, biofilm, DNAse I
Большинство видов бактерий существуют в природе не в виде свободно живущих клеток, а в виде специфически организованных биопленок. Бактериальная биопленка — сообщество одного или нескольких видов бактерий, прикрепленных к поверхности или друг к другу и заключенных в матрикс из синтезированных ими внеклеточных полимерных веществ [5]. В состав внеклеточного матрикса биопленки входят экзополисахариды, белки, нуклеиновые кислоты и другие вещества [8]. Биопленка защищает бактерии от неблагоприятных абиотических факторов внешней среды, а также от факторов специфической и неспецифической защиты иммунной системы хозяина.
Исследование биопленок вызывает огромный интерес, поскольку микроорганизмы способны образовывать биопленки на любых биотических и абиотических поверхностях. Большой экономический ущерб приносят микробные обрастания разных водных объектов. В медицине проблемы связаны с образованием биопленок на протезах, катетерах, шунтах, контактных линзах [5]. Особое значение имеет изучение образования биопленки патогенными бактериями, поскольку многие хронические инфекции вызываются микроорганизмами, растущими в виде биопленок. Устойчивость бактерий в биопленке к антибиотикам в 1000 раз больше, чем у планктонных форм [5].
Возбудитель псевдотуберкулеза человека — Y. pseudotuberculosis — широко распространен в окружающей среде. Он выделяется из органов и фекалий многих видов млекопитающих, птиц, земноводных, рыб, членистоногих, а также из почвы, воды и растительных субстратов [4]. Эти бактерии способны образовывать биопленку, которая защищает их от неблагоприятных экологических условий и от поедания беспозвоночными хищниками [2].
Цель настоящего исследования — выявление условий формирования Y pseudotu-berculosis биопленок для их количественного тестирования и исследование влияния различных веществ на этот процесс. В качестве основных параметров, влияющих на образование биопленки, определяли начальную (исходную) концентрацию бактерий, температуру и время инкубации
В работе использованы: штаммы Y. pseudotuberculosis из коллекции НИИЭМ (Владивосток), изолированные от больного (512 рVM82МД и pYV48MД, 01 серовар), из внешней среды (696 pVM82МД, pYV48МД, 0I серовар) и 2517 pYV-, 03 серовар (Институт Пастера, Франция); питательные среды для культивирования бактерий — питательный агар и бульон рН 7,2 [3].
Количественное определение способности Y pseudotuberculosis образовывать биопленки проводили в стандартных 96-луночных полистероловых планшетах. Бактерии выращивали в бульоне в течение 18 — 24 ч при температуре 22°С. Затем микроорганизмы в дозе 107 мк/мл (стандарт мутности ГИСК им. Л.А.Тарасевича) разносили по 200 мкл в лунки планшета. Для каждого опыта обычно использовали 4 — 8 дублирующих лунок. Инкубировали планшет в течение 18 — 24 ч при 37°С или нескольких суток при температуре 20 — 22°С.
В соответствующие сроки удаляли среду из лунок, промывали их 2 — 4 раза стерильным 0,85% раствором NaCl для удаления неприкрепившихся клеток и компонентов среды. В каждую лунку вносили по 200 мкл 0,5% водного раствора кристаллического фиолетового (CV) и инкубировали планшет при комнатной температуре 15 мин. После удаления несвязанного красителя лунки промывали водой 3 — 4 раза до исчезновения окраски и подсушивали на воздухе в течение нескольких часов или оставляли на ночь. Для количественного определения биопленки в каждую лунку планшета добавляли 200 мкл 96% этанола, содержащего 2% уксусной кислоты (объем/ объем), инкубировали планшет при комнатной температуре в течение 15 мин для растворения красителя. Количество биопленки оценивали в планшет-ридере по оптической плотности при 600 нм.
Ингибирование образования биопленки тестировали по методу [15]. Различные соединения, воздействующие на биопленку, вносили в лунки одновременно с Y. pseudotuberculosis. Инкубировали планшет при 20 — 22°С в течение времени, необходимого для развития биопленки. Для выявления разрушения биопленки различные концентрации исследуемых соединений добавляли в лунки после формирования биопленки при 20 — 22°С. Затем систему инкубировали дополнительно в течение 1 ч при 37°С. Дальнейшую обработку лунок планшета и окраску биопленки проводили, как описано выше.
Определение внеклеточной ДНК в матриксе Y. pseudotuberculosis проводили по методу [13]. Бактерии выращивали в течение 4 суток при температуре 20 — 22°С в чашках Петри в 2 мл питательного бульона, среду с бактериями осторожно удаляли, добавляли 1 мл ТЕ-буфера (10 мМ Трис, 1 мМ ЭДТА, рН 8,0). Затем бактерии снимали со стенок и дна чашек Петри, переносили их в прoбирки и центрифугировали 25 сек при 13 000 об/мин. Супернатант удаляли, осадки ресуспендировали в 200 мкл ТЕ-буфера и рецентрифугировали. Проводили электрофорез супернатанта в 1% агарозном геле, ДНК визуализировали путем окрашивания бромистым этидием.
Для определения КОЕ/мл в исходной культуре Y. pseudotuberculosis (10 ед по стандарту мутности ГИСК им. Л.А.Тарасевича) готовили серию разведений, высевали бактерии в объеме 0,1 мл на дифференциально-диагностическую среду-67 [3]. Инкубировали посевы в течение 18 — 24 ч при 37°С, затем 18 — 24 ч при 20 — 22°С и подсчитывали число выросших колоний.
Для определения числа КОЕ Y. pseudotuberculosis в составе биопленки из лунок планшета удаляли среду с неприкрепленными клетками и трижды промывали их стерильным 0,85% раствором NaCl. В каждую лунку вносили по 200 мкл раствора и тщательно ресуспендировали клетки бактерий, прикрепленные ко дну и стенкам
лунки. Из полученной взвеси готовили серию разведений и высевали материал по 0,1мл на среду-67. После инкубирования посевов подсчитывали число КОЕ/ мл.
Все определения проводили в четырехкратной повторности, результаты статистически обрабатывали. Исследования повторяли от 2 до 4 раз, и во всех случаях были выявлены наблюдаемые закономерности формирования и ингибирования биопленки.
При определении условий образования биопленки Y pseudotuberculosis прежде всего было выявлено время, необходимое для ее формирования, температура инкубации и начальная концентрация бактерий.
Результаты спектрофотометрии образцов показали стабильное образование биопленки Y pseudotuberculosis при температуре 20 — 22°С. Выращивание бактерий при 37°С в течение 24 ч приводило к неустойчивому прикреплению биопленки и нестабильному окрашиванию CV, поэтому дальнейшие исследования проведены при температуре 20 — 22°С. Определяли количество биопленки у Y pseudotuberculosis при разных условиях выращивания. Все три исследованных штамма бактерий формировали хорошо выраженную биопленку на абиотической поверхности плашек. Обнаружено, что количество образовавшейся биопленки различается в зависимости от штамма Y. pseudotuberculosis, концентрации микроорганизмов и времени культивирования в плашках. Меньше всего биопленки формировали бактерии штамма 512 pYV+, выделенного от больного псевдотуберкулезом. Максимальное количество биопленки у каждого из штаммов отмечено при выращивании бактерий в объеме 200 мкл на лунку планшета при исходной концентрации бактерий ~107 КОЕ/мл и времени культивирования в пределах 4 — 6 суток при температуре 22°С. Таким образом, нами были подобраны условия роста Y. pseudotuberculosis, позволяющие количественно тестировать формируемые ими биопленки.
Бактерии в составе биопленки могут представлять собой как активно функционирующие клетки, так и находящиеся в состоянии покоя или некультивируемые формы. Нами было проведено определение числа КОЕ/мл в составе биопленки у исследуемых штаммов Y. pseudotuberculosis. Установлено, что количество биопленки, образуемой бактериями штамма 2517, утратившего плазмиду вирулентности, возрастало при культивировании их в течение 10 суток. В случае штамма 512, несущего плазмиду вирулентности, после 4 суток количество биопленки оставалось на одном уровне. Максимальный рост количества образующейся биопленки (до 7 сут) отмечен у штамма 696pYV, несущего плазмиду вирулентности, изолированного из внешней среды, дальнейшая инкубация приводила к уменьшению биопленки. Такая же зависимость от времени инкубации выявлена при определении числа колониеобразующих единиц Y. pseudotuberculosis (штамм 696pYV+). У других штаммов этот показатель снижался к 10 суткам, однако у них не отмечено резкого увеличения КОЕ через 7 суток инкубации. Нами установлено также, что в процессе культивирования бактерии не утрачивали плазмиду вирулентности.
В литературе имеются сведения о том, что бактериальные биопленки могут разрушаться при обработке деградирующими матрикс ферментами — ДНКазами [15, 16], протеазами [9], полисахарид деградирующими ферментами [14]. При выращивании биопленки Y pseudotuberculosis 2517 pYV- в течение 4 суток в присутствии ДНКазы I (20 мкг/мл) мы наблюдали уменьшение количества образующейся биопленки примерно в два раза. Ингибирующее действие ДНКазы на формирование биопленки было проверено при концентрациях фермента от 1 до 40 мкг/мл. Показано, что с увеличением количества ДНКазы количество биопленки снижалось. При 20 мкг/мл ДНКазы ингибирование составило 50%. Уменьшение образования биопленки в присутствии ДНКазы наблюдалось и для штаммов Y. pseudotuberculosis 512pYV+ и 696pYV+.
Исследование действия ДНКазы на зрелую биопленку показало, что этот фермент
в концентрации 20 мкг/мл разрушал около 30% биопленки, образованной Y. pseudo-tuberculosis (штамм 2517pYV-).
Ингибирующее действие ДНКазы на образование биопленки может свидетельствовать о наличии ДНК во внеклеточном матриксе. Электрофорез внеклеточного матрикса Y pseudotuberculosis позволил выявить наличие полосы ДНК размером более 10 кб. Интенсивность полос ДНК в образцах, выращиваемых в присутствии ДНКазы I, была значительно меньше.
Таким образом, во внеклеточном матриксе биопленки Y. pseudotuberculosis присутствует ДНК, и разрушение ее ДНКазой приводит к уменьшению количества образующейся биопленки. О том же свидетельствуют и результаты экспериментов по разрушению уже образовавшейся биопленки Y. pseudotuberculosis этим ферментом.
В литературе есть сведения об образовании биопленок патогенными бактериями рода Yersinia: Y. enterocolitica [12], Y. pseudotuberculosis и Y. pestis [1, 2, 7]. Выявлено, что образование биопленки зависит от штамма иерсиний. Некоторые из них образуют биопленки только на нематоде, но не на абиотических полистерольных покрытиях, а другие — наоборот [6]. Два патогенных вида Y. pseudotuberculosis и Y. pestis формируют сложные по строению биопленки, которые защищают их от неблагоприятных экологических условий и факторов иммунной защиты хозяина [11]. Однако роль биопленки в жизнедеятельности этих двух видов близкородственных бактерий имеет существенные различия. Для Y. pseudotuberculosis образование биопленки необходимо для защиты от различных факторов окружающей среды и от поедания мелкими беспозвоночными хищниками, а Y. pestis использует это свойство для размножения в желудочно-кишечном тракте насекомого-переносчика [1].
Нами была показана способность Y. pseudotuberculosis образовывать биопленку на абиотической поверхности, и подобраны условия роста бактерий в лунках поли-стирольных планшетов, дающие возможность количественного тестирования формируемых биопленок. Инкубацию бактерий проводили при температуре 20 — 22°С в течение 4 — 7 суток. При температуре 37°С наблюдали образование биопленки не только на стенках и дне лунок, но и в среде культивирования, что приводило к нестабильной окраске кристалл-виолетом. Есть данные об образовании хорошо видимой биопленки Y. pestis и Y. pseudotuberculosis при выращивание бактерий в течение 48 ч при 28°С на абиотической поверхности [2]. Авторы сообщили, что в этих условиях большинство штаммов Y. pestis и все пять исследованных штаммов Y. pseudotubercu-losis различного происхождения формировали биопленку. В отличие от Y pestis штаммы Y. pseudotuberculosis не образовывали пигментированных колоний на среде с красителем [2].
В настоящее время установлено, что биопленки являются одним из патогенетических факторов формирования хронических инфекционных процессов, поэтому ингибирование образования биопленок либо их разрушение является главной задачей клиницистов [5]. Микрофлора биопленки более устойчива к воздействию неблагоприятных факторов физической, химической и биологической природы по сравнению со свободно плавающими бактериями. Биопленки резистентны к воздействию ультрафиолетового излучения, дегидратации, антибиотикам и факторам иммунной защиты. Они оказались способными выдерживать концентрации антибиотиков в 100 — 1000 раз больше терапевтических доз, подавляющих одиночные бактериальные клетки. Установлено, что в основе повышенной выживаемости лежат свойства бактериальных клеток и внеклеточного матрикса. Матрикс биопленки может связывать или не пропускать, и/или инактивировать антибиотики. Резистентность биопленочных микроорганизмов к антибиотикам может быть связана и с тем, что в биопленке бактерии трансформируются в метаболически инертные формы, на которые плохо действуют антибиотики [5].
Внеклеточный матрикс состоит из белков, полисахаридов, липидов и нуклеиновых кислот [8]. Исследования показали, что деградация внеклеточной ДНК ДНКазой
уменьшала формирование и рост биопленок [10, 15]. Действительно, внеклеточная ДНК играет важную роль в развитии биопленки, обеспечивая структурную стабильность [11] и защиту от антимикробных агентов. Мы показали наличие ДНК во внеклеточном матриксе биопленки, образованной Y. pseudotuberculosis. Есть данные об изучении роли внеклеточной ДНК в формировании биопленок грамположительных и грамотрицательных бактерий [16]. Результаты свидетельствуют о наличии в матрик-се биопленок внеклеточной ДНК со средним размером 30 кб. Результаты исследования внеклеточной ДНК биопленок Staphylococcus aureus показали, что она играет важную роль в структуре матрикса. Использование ферментов рестрикции продемонстрировало, что размер фрагментов внеклеточной ДНК должен составлять не менее 11 кб для поддержания целостности биопленки.
В присутствии ДНКазы происходит ряд изменений в количестве, архитектуре, морфологии биопленок, а также в количестве КОЕ различных грамположительных и грамотрицательных бактерий. Расщепление внеклеточной ДНК приводит к изменению биопленки, что дает возможность для проникновения антибиотиков. Таким образом, добавление ДНКазы усиливает действие антибиотиков, что приводит к снижению биомассы биопленки и числу КОЕ [16]. Количество биопленки, образованной Y. pseudotuberculosis в присутствии ДНКазы I, снижалось вдвое при концентрации фермента 20 мкг/мл.
Внеклеточная ДНКаза (NucB) Bacillus licheniformis ингибировала формирование и разрушала биопленки как грамположительных, так и грамотрицательных бактерий, включая B. licheniformis, Bacillus subtilis, Escherichia coli, Micrococcus luteus, Pseudomonas [15]. ДНКаза I уменьшала образование биопленки Rhodococcus ruber (C208) на ранней стадии формирования на 20 — 25%, но не оказывала существенного влияния на зрелые биопленки. В то же время, добавление ДНК значительно увеличивало образование биопленки ранней стадии (на 50 — 100%) [10]. В наших исследованиях ДНКаза I в концентрации 20 мкг/мл разрушала около 30% образовавшейся биопленки Y. pseudotuberculosis. Уменьшение биомассы биопленки в присутствии ДНКазы I наблюдалось у различных грамположительных и грамотрицательных бактерий [16]. Этот эффект зависел от концентрации фермента и приводил к сокращению биомассы от 28% до 70% при изменении концентрации ДНКазы I от
0.5.до 1000 мкг/мл. Уменьшение биомассы биопленки может быть обусловлено уменьшением количества внеклеточного матрикса или образованием более слабо связанной биопленки. Разрушение внеклеточной ДНК ДНКазой I приводило к уменьшению внеклеточного матрикса, и в результате антибактериальные агенты действовали более эффективно, уменьшая биомассу биопленки и количество КОЕ.
Таким образом, новые представления о биопленках требуют изменения подходов к диагностике и лечению инфекций в самых различных областях медицины. Терапевтическое воздействие на биопленки может быть направлено на механизмы первоначальной адгезии бактерий к поверхности, блокирование синтеза или разрушение полимерного матрикса, нарушение межклеточного обмена информацией, а также оно может сочетаться с собственно бактерицидными агентами. Подобное лечение, действующее на структуру или функции биопленок, может оказаться более эффективным, чем стандартная антибактериальная терапия.
ЛИТЕРАТУРА
1. Видяева Н. А., Ерошенко Г. А., Куклева Л. М. и др. Образование биопленки у штаммов Y. pestis, выделенных в Астраханской области. Журн. микробиол. 2010, 3: 3-10.
2. Видяева Н.А., Ерошенко Г.А., Шавина Н.Ю. и др. Изучение способности к образованию биопленок у штаммов Y. pestis основного и неосновного подвидов. Журн. микробиол. 2009, 5: 13-19.
3. Инструкция «Эпидемиология, лабораторная диагностика иерсиниозов, организация и проведение профилактических и противоэпидемических мероприятий». МЗ СССР, 1990.
4. Кузнецов В.Г. Роль местообитаний внеорганизменной популяции возбудителя в эпидемиологии псевдотуберкулеза. Журн. микробиол. 1997, 5: 17-22.
5. Романова Ю.М., Гинцбург А.Л. Бактериальные биопленки как естественная форма существования бактерий в окружающей среде и организме хозяина. Журн. микробиол. 2011, 3: 99-109.
6. Atkinson S., Goldstone J., Joshua G. W. P. et al. Biofilm development on caenorhabditis elegans by yersinia is facilitated by quorum sensing-dependent repression of type iii secretion. PLoS Pathog. 2011, 7 (1): 6; 7 (1): e1001250. doi: 10.1371/journal.ppat.1001250.6.
7. Fang N., Gao H., Wang L. et al. Optimized methods for biofilm analysis in Yersinia pestis. Biomed Environ Sci. 2013, 26 (5): 408-411.
8. Flemming H. C., Neu T. R., Wozniak D. J. The EPS matrix: The house of biofilm cells. J. Bacteriology. 2007, 1899 (22): 7945-7947.
9. Gilan I., Sivan A. Effect of proteases on biofilm formation ofthe plastic-degrading actinomyc-ete Rhodococcus ruber C208. FEMS Microbiol Lett. 2013, 342 (1): 18-23.
10. Gilan I., Sivan A. Extracellular DNA plays an important structural role in the biofilm of the plastic degrading actinomycete Rhodococcus ruber. Adv. Microbiol. 2013, 3: 543-551.
11. Hall-Stoodley L., Costerton J.W., Stoodley P. Bacterial biofilms: from the natural environment to infectious diseases. Nat. Rev. Microbiol. 2004, 2 (2): 95-108.
12. Ioannidis A., Kyratsa A., Ioannidou V. et al. Detection of biofilm production of Yersinia en-terocolitica strainsi from infected children and comparative antimicrobial susceptibility of biofilm versus planktonic forms. Mol. Diagn. Ther. 2014, Jan 9. PMID: 24403168.
13. Kaplan J. B., Izano E.A., Gopal P. et al. Low levels of 0-lactam antibiotics induce extracellular DNA release and biofilm formation in Staphylococcus aureus. mBio. 2012, 3 (4): e00198-12. doi: 10.1128/mBio.00198-12.
14. Landini P., Antoniani D., Burgess J.G., Nijland R. Molecular mechanisms of compounds affecting bacterial biofilm formation and dispersal. Appl. Microbiol. Biotechnol. 2010, 86 (3): 813-823. doi: 10.1007/s00253-010-2468-8.
15. Nijland R., Hall M.J., Burgess J.G. Dispersal ofbiofilms by secreted, matrix degrading, bacterial DNAse. PLoS One. 2010, 5 (12): e15668.
16. Tetz G.V., Artemenko N.K., Tetz V.V. Effect of DNase and antibiotics on biofilm characteristics. Antimicrob. Agents Chemother. 2009, 53 (3): 1204-1209.
Поступила 17.11.14
Контактная информация: Терентьева Наталья Александровна, к.б.н.,
690002, Владивосток, пр-т 100-летия Владивостока, 159, р.т. (423)231-07-03
© КОЛЛЕКТИВ АВТОРОВ, 2015
Д.В.Дубоделов1, В.В.Рыбин1, В.В.Рихтер1, В.В.Ярославцев1, А.А.Грицик1, А.С.Казанова2, В.Ф.Лавров2,4, Т.А.Семененко3, С.Н.Кузин2,3
ЭФФЕКТИВНОСТЬ ПРЕВЕНТИВНОЙ ВАКЦИНОПРОФИЛАКТИКИ ВЕТРЯНОЙ ОСПЫ В ВОИНСКИХ КОЛЛЕКТИВАХ
Главный центр ГСЭН внутренних войск МВД России, 2НИИ вакцин и сывороток им. И.И.Мечникова, 3ФНИЦ эпидемиологии и микробиологии им. Н.Ф.Гамалеи, 4Российская медицинская академия последипломного образования, Москва
Цель. Изучение эффективности превентивной вакцинопрофилактики ветряной оспы в воинских коллективах. Материалы и методы. В очаге ветряной оспы 200 военнослужащих нового пополнения по призыву были однократно вакцинированы против ветряной оспы; 97 военнослужащим по призыву нового пополнения (группа сравнения) вакцинация не проводилась. Изучались эпидемиологическая и иммунологическая эффективность проведения превентивной вакцинопрофилактики в очаге ветряной оспы. Результаты. В группе из 200 солдат, находящихся в очаге инфекции и однократно вакцинированных против ветряной оспы, были зарегистрированы лишь 2 случая этого заболевания (10%о). В группе сравнения, состоящей из 97 невакцинированных военнослужащих, заболевание ветряной оспой было зарегистрировано у 7 человек (72%о). Эпидемиологическая эффек-
