Фундаментальные основы современных подходов к оценке микробиоты кишечника детей Текст научной статьи по специальности «Фундаментальная медицина»

АНАЛИТИЧЕСКИЕ ОБЗОРЫ

Фундаментальные основы современных подходов к оценке микробиоты кишечника детей

Ворошилина Е.С.1'2, Москвина М.В.2, Кириллов М.Ю.3, Огнева Л.В.3, Донников А.Е.4, Итани Т.М.5, Аминева П.Г.6, Зорников Д.Л.1_

1 Федеральное государственное бюджетное образовательное учреждение высшего образования «Уральский государственный медицинский университет» Министерства здравоохранения Российской Федерации, 620028, г. Екатеринбург, Российская Федерация

2 Общество с ограниченной ответственностью «Медицинский центр "Гармония"», 620026, г. Екатеринбург, Российская Федерация

3 Общество с ограниченной ответственностью «ДНК-Технология», 117587, г. Москва, Российская Федерация

4 Федеральное государственное бюджетное учреждение «Национальный медицинский исследовательский центр акушерства, гинекологии и перинатологии имени академика В.И. Кулакова» Министерства здравоохранения Российской Федерации, 117997, г. Москва, Российская Федерация

5 Федеральное бюджетное учреждение науки «Федеральный научно-исследовательский институт вирусных инфекций "Виром"» Федеральной службы по надзору в сфере защиты прав потребителей и благополучия человека, 620030, г. Екатеринбург, Российская Федерация

6 Общество с ограниченной ответственностью «Кволити Мед», 620142, г. Екатеринбург, Российская Федерация

Микробиоту кишечника у детей рассматривают как один из жизненно важных экстракорпоральных органов, определяющих здоровье человека в детском и взрослом возрасте. В течение первых лет жизни состав кишечной микробиоты претерпевает значительные изменения, на которые влияет множество факторов. Изменения в составе микробиоты кишечника у детей взаимосвязаны с развитием заболеваний желудочно-кишечного тракта и разнообразной инфекционной и неинфекционной патологии, в том числе за его пределами. К числу наиболее значимых изменений микробиоты следует отнести снижение видового разнообразия нормобиоты, уменьшение численности ключевых представителей филометаболического ядра микробиоты, присутствие условно-патогенных микроорганизмов и маркеров инвазивности/токсигенности. Лабораторная оценка микробиоты кишечника у детей требует применения в клинической практике доступных, современных, основанных на фундаментальных достижениях науки, валидированных для детей методов.

Финансирование. Исследование не имело спонсорской поддержки. Конфликт интересов. Авторы заявляют об отсутствии конфликта интересов.

Для цитирования: Ворошилина Е.С., Москвина М.В., Кириллов М.Ю., Огнева Л.В., Донников А.Е., Итани Т.М., Аминева П.Г., Зорников Д.Л. Фундаментальные основы современных подходов к оценке микробиоты кишечника детей // Неонатология: новости, мнения, обучение. 2023. Т. 11, № 3. С. 47-59. 001: https://doi.org/10.33029/2308-2402-2023-11-3-47-59 Статья поступила в редакцию 08.06.2023. Принята в печать 28.08.2023.

Ключевые слова:

микробиота кишечника у детей; видовое разнообразие; полимеразная цепная реакция в реальном времени; Энтерофлор Дети

Fundamentals of modern approaches to assessing gut microbiota in children

Voroshilina E.S.12, Moskvina M.V..2, Kirillov M.Yu.3, Ogneva L.V.3, DonnikovA.E.4, Itani T.M.5, Amineva P.G.6, Zornikov D.L.1

1 Ural State Medical University, Ministry of Health of the Russian Federation, 620028, Yekaterinburg, Russian Federation

2 LLC "Harmony" Medical Center, 620026, Yekaterinburg, Russian Federation

3 DNA-Technology Ltd., 117587, Moscow, Russian Federation

4 National Medical Research Center for Obstetrics, Gynecology and Perinatology named after Academician V.I. Kulakov, Ministry of Health of the Russian Federation, 117997, Moscow, Russian Federation

5 Federal Scientific Research Institute of Viral Infections "Virome", Federal Service for Surveillance on Consumer Rights Protection and Human Wellbeing, 620030, Yekaterinburg, Russian Federation

6 LLC "Quality-Med", 620142, Yekaterinburg, Russian Federation

The gut microbiota in children is considered one of the vital exogenous «organs» that determines a person's health both as a child and as an adult. In the first few years of life, the gut microbiota undergoes drastic changes. These changes are caused by a number of factors. In children, they include gastrointestinal tract (GIT) diseases and various non-infectious pathologies inside and outside the GIT. The most significant gut microbiota changes are the reduced normal microbiota diversity or reduced number of key microbial species from phylometabolic core, as well as the presense of opportunistic microorganisms and toxicity/invasiveness genes. The laboratory assessment of the gut microbiota in children requires modern, accurate, reproducible, and accessible approaches that are grounded in fundamental scientific achievements and validated especially for children.

Ключевые слова:

gut microbiota in children; species diversity; real-time PCR; Enteroflor Kiddy

Funding. The study had no sponsor support.

Conflict of interest. The authors declare no conflict of interest.

For citation: Voroshilina E.S., Moskvina M.V., Kirillov M.Yu., Ogneva L.V., Donnikov A.E., Itani T.M., Amineva P.G., Zornikov D.L. Fundamentals of modern approaches to assessing gut microbiota in children. Neonatologiya: novosti, mneniya, obuchenie [Neonatology: News, Opinions, Training]. 2023; 11 (3): 47-59. DOI: https://doi.org/10.33029/2308-2402-2023-11-3-47-59 (in Russian)

Received 08.06.2023. Accepted 28.08.2023.

Целесообразность и необходимость оценки микробио-ты толстой кишки у детей в клинической практике обсуждается специалистами давно. С одной стороны, диагноз «дисбактериоз кишечника» отсутствует в Международной классификации болезней, а с другой - активно развивается рынок пробиотиков, назначение которых часто проводится без учета микробиологической картины, но требует оценки их эффективности. Сложившаяся ситуация во многом определяется отсутствием надежных и доступных методов оценки микробиоты кишечника, валидированных именно для детей.

В настоящем обзоре обсуждаются возможности лабораторной оценки микробиоты кишечника у детей с учетом современных представлений о процессах ее становления и функционирования.

Современные представления о микробиоме человека в целом и роли микробиоты кишечника в частности

Термином «микробиота» обозначают совокупность всех микроорганизмов, обитающих в организме человека, тогда как термин «микробиом» используют для описания микробиоты в контексте конкретных условий биотопа [1]. В последнее десятилетие предлагается рассматривать микробиоту человека как отдельный экстракорпоральный орган с собственным набором метаболических и сигнальных функций [2].

На долю микробиоты кишечника приходится большая часть всех колонизирующих организм человека микроорганизмов (преимущественно бактерий). Площадь поверхности слизистой оболочки пищеварительного тракта составляет порядка 32 м2, из них около 2 м2 приходится на толстую кишку. Общее количество бактериальных клеток в кишечнике человека примерно соответствует количеству собственных клеток организма (около 1013), а общая масса микробиоты, по уточненным данным, составляет приблизительно 0,2 кг [3].

В ходе эволюции ряд жизненно важных функций организма человека был «делегирован» микробиоте кишечника. «Классические» функции кишечной микробиоты - метаболическая, барьерная, иммуномодулирующая и синтетическая. Иссле-

дования последних лет продемонстрировали вовлеченность кишечной микробиоты в функционирование оси «микробиота - кишечник - мозг», включающую эндокринные, иммунные и нейрогуморальные пути [4]. Двунаправленное действие этой оси предполагает как центральную регуляцию функции кишечника, так и модулирование центральной нервной системы кишечной микробиотой через продукцию короткоцепочечных жирных кислот (КЦЖК) и нейроактивных медиаторов.

Состав микробиоты кишечника человека

После включения Международным комитетом по систематике прокариотов (International Committee on Systematics of Prokaryotes - ICSP) ранга филума в правила по номенклатуре прокариотов в 2021 г. изменились названия ранее существовавших филумов бактерий и архей [5]. Так, известный всем филум грамположительных бактерий Firmicutes переименован в Bacillota, а филум грамотрицательных бактерий Proteobacteria - в Pseudomonadota. В настоящем обзоре используются действующие названия филумов: Bacillota (ранее Firmicutes), Bacteroidota (ранее Bacteroidetes), Actinomycetota (ранее Actinobacteria), Pseudomonadota (ранее Proteobacteria), Verrucomicrobiota (ранее Verrucomicrobia), Fusobacteriota (ранее Fusobacteria), Euryarchaeota.

В состав микробиоты кишечника входят представители всех надцарств (доменов): бактерии (Bacteria); археи (Archaea); эукариоты (Eukaryota) - обычно это дрожжевые грибы и простейшие, а также вирусы - в основном это различные бактериофаги и гигантские вирусы. Среди бактериальных таксонов преобладают 4 филума - Bacillota, Bacteroidota, Pseudomonadota и Actinomycetota, на долю которых приходится более 90% всей биомассы, оставшаяся часть микробиоты представлена прокариотами из филумов Verrucomicrobiota, Fusobacteriota, Euryarchaeota и др. [6, 7].

На видовом уровне крайне сложно выделить филогенетическое ядро микробиоты (core microbiota) - доминирующие микроорганизмы, встречающиеся не менее чем у 50% индивидуумов. Вместо этого предлагается концепция «фи-лометаболического ядра микробиоты», выделяющая группы

микроорганизмов с одинаковыми ферментативными функциями [8]. Функциональная избыточность (возможность разных микроорганизмов выполнять одинаковые ферментативные функции) является характерным свойством кишечной микробиоты [9]. Одинаковые функции могут выполняться даже бактериями из разных филумов. Например, в утилизации оли-госахаридов молока человека (ОМЧ) могут принимать участие как бифидобактерии (филум Actinomycetota), так и Bacteroides spp. (филум Bacteroidota) [10].

Значимые представители микробиоты кишечника детей и их роль в норме и при патологии

Филум Bacillota (порядки Lactobacillales и Bacillales)

Бактерии рода Lactobacillus - одни из первых представителей микробиоты кишечника новорожденного в случае естественных родов [11]. В последующем лактобациллы являются одними из доминирующих микроорганизмов все время грудного вскармливания (ГВ) и принимают участие в ферментации ОМЧ [12]. В исследованиях in vitro было продемонстрировано, что Lactobacillus casei вносит вклад в поддержание плотных контактов между эпителиальными клетками [13], тогда как Lactobaciilus rhamnosus и Lactobacillusplantarum увеличивают синтез муцина клетками кишечного эпителия [14]; возможно, через данные механизмы лактобациллы способствуют поддержанию барьерной функции кишечника. Вместе с другими лактат-продуцирующими представителями филума Bacillota (роды Enterococcus, Streptococcus, Lactococcus) лактобациллы подавляют рост и размножение условно-патогенных микроорганизмов (УПМ) через продукцию различных органических кислот, пероксида водорода и бактериоцинов [15].

Микробиота кишечника детей может содержать УПМ из порядков Lactobacillales и Bacillales. Основными из них являются Enterococcusfaecalis и Enterococcusfaecium, вызывающие разные патологические состояния за пределами кишечника [16], Staphylococcus aureus и коагулазоотрицательные стафилококки (одни из наиболее частых причин развития сепсиса новорожденных [17] и других патологий различных локализаций [18, 19]), Stpreptococcus agalactiae (самая частая причина бактериальных менингитов новорожденных и одна из наиболее частых причин развития раннего неонатального сепсиса [20]).

Филум Bacillota (порядок Eubacteriales)

Наиболее важными представителями порядка Eubacteriales в кишечнике детей являются клостридии и бактерии родов Roseburia, Ruminococcus, Eubacterium, Faecalibacterium. Из них самыми известными являются клостридии - облигатно-анаэробные грамположительные спорообразующие палочки. Функциональная роль рода Clostridium в кишечнике детей на сегодняшний день до конца не ясна. В опытах на гнотобионтных мышах было показано, что именно клостридии вносят наибольший вклад в поддержание колонизационной резистентности кишечника, в том числе защищают мышей от инфицирования Salmonella Typhimurium и Citrobacter rodentium [21]. Возможно, что и в кишечнике детей клостридии являются одними из основных бактерий, обеспечивающих колонизационную резистентность биотопа. Faecalibacterium prausnitzii c предста-

вителями родов Roseburia и Eubacterium являются продуцентами бутирата - источника энергии для эпителиоцитов кишечника [22]. Род Ruminococcus был одним из трех типообразующих родов при выделении энтеротипов кишечной микробиоты в 2011 г. [23], физиологическая роль данных бактерий до конца не известна.

Порядок Eubacteriales включает ряд патогенных микроорганизмов, среди которых наиболее известны Clostridium botulinum, Clostridium tetani, Clostridium perfringens и Clostridioides difficile. Последние 2 микроорганизма могут являться достаточно частыми находками в фекалиях детей, особенно C. difficile у детей до 2 лет [24]. Обе этих бактерии способны вызывать воспалительные заболевания кишечника с диарейным синдромом, ассоциированным с продукцией токсинов. При этом C. difficile, как правило, провоцирует развитие антибиотико-ассоцииро-ванных инфекций, включая такую крайне тяжелую патологию, как псевдомембранозный энтероколит [25]. Некоторые бактерии рода Ruminococcus способны разрушать муцин слизистой оболочки [26], что может вносить свой вклад в развитие воспалительной патологии кишечника.

Филум Actinomycetota

Данный филум включает, пожалуй, самые известные бактерии кишечника - род Bifidobacterium. Бифидобактерии являются одними из самых многочисленных микроорганизмов кишечника детей с первых недель после рождения, в течение всего периода ГВ [27] и некоторое время после его прекращения [28]. При этом основными видами бифидобактерий, обнаруживаемыми в кишечнике детей, являются Bibidobacterium longum, Bifidobacterium bifidum и Bifidobacterium breve [27], что послужило поводом для использования термина «детские бифидобактерии» для описания данных видов. Успешность этих бифидобактерий, по всей видимости, объясняется их высокой способностью к утилизации ОМЧ [10]. После окончания ГВ бифидобактерии утрачивают доминирующее положение в биотопе [29]; «детские» виды бифидобактерий замещаются «взрослыми» (такими как Bifidobacterium adolescentis) [27], обладающими высокой способностью к утилизации крахмала и других полисахаридов растительного происхождения [30]. Бифидобактерии синтезируют необходимые для человека фолаты [31], стимулируют созревание иммунной системы [32] и пролиферацию эпителия толстой кишки [33].

В данное время ни один из видов бифидобактерий не рассматривается в качестве возбудителя заболеваний человека, однако некоторые бифидобактерии, особенно Bifidobacterium dentium, могут вносить свой вклад в развитие кариеса [34].

Филум Bacteroidota

Представители данного филума, как правило, являются облигатно-анаэробными грамотрицательными бактериями. В кишечнике взрослых Bacteroidota обычно выявляется как доминирующий филум, составляя до 80% всей бактериальной массы [6, 7], тогда как у детей до введения прикорма и прекращения ГВ доля бактероидов существенно ниже, чем доля Actinomycetota и Bacillota [35], но при этом их абсолютные количества достаточно высоки. Вместе с бифидобактериями и лак-тобациллами бактероиды эффективно утилизируют различные углеводы в кишечнике, включая крахмал, ОМЧ и собственные

муцины [36]. В свою очередь, продукты деградации данных углеводов являются подходящими субстратами для роста других полезных представителей микробиоты кишечника. Так, было показано, что Bacteroides thetaiotaomicron стимулирует рост двух бутират-продуцирующих бактерий: Eubacterum ramulus [37] и Anaerostipes caccae [38]. Кроме того, бактерии филума Bacteroidota наряду с Veillonella spp. (филум Bacillota) относятся к основным продуцентам пропионата в кишечнике [39].

Транслокация бактероидов из кишечника в стерильные биотопы приводит к развитию патологических состояний: бактериемии/сепсиса, интраабдоминальных абсцессов, пневмоний и др. При этом на долю Bacteroidesfragilis обычно приходится более половины случаев вызываемых бактероидами инфекций [40].

Филум Pseudomonadota

В кишечнике детей данный филум преимущественно представлен бактериями порядка Enterobacterales - грамотрицатель-ными, факультативно-анаэробными микроорганизмами. Именно эти бактерии одними из первых колонизируют кишечник новорожденного [35]. Считается, что энтеробактерии вместе с другими факультативно-анаэробными бактериями редуцируют имеющийся в кишечнике кислород, тем самым подготавливая биотоп для дальнейшей колонизации облигатно-анаэробными бактериями (в том числе бифидобактериями) [41].

Практически все представители порядка Enterobacterales (за исключением большинства серотипов Escherichia coli) рассматриваются как УПМ, например, роды Klebsiella, Enterobacter, Citrobacter, экстраинтестинальные (в том числе уропатогенные) E. coli. Помимо большого количества УПМ, в данном порядке присутствуют облигатные кишечные патогены: бактерии родов Salmonella и Shigella, несколько категорий диарегенных E. coli.

Филум Fusobacteriota

У здоровых детей и взрослых бактерии филума Fusobacteriota редко присутствуют в кишечнике в высоких количествах [6, 7]. Данные микроорганизмы скорее вызывают интерес как возможные биомаркеры патологических состояний в кишечнике. В опытах in vitro было показано, что добавление очищенных везикул из наружной мембраны Fusobacterium nucleatum (свободных от липополисахарида) вызывало увеличение синтеза провоспалительных цитокинов клетками кишечного эпителия [42], что свидетельствует о высоком про-воспалительном потенциале данных бактерий. Это наблюдение согласуется с тем фактом, что бактерии рода Fusobacterium в больших количествах присутствуют у пациентов с синдромом раздраженного кишечника [43]. Во взрослом возрасте обнаружение повышенного количества фузобактерий может быть обусловлено предраковыми состояниями в кишечнике: данные микроорганизмы ассоциированы с развитием коло-ректального рака [44, 45].

Филум Verrucomicrobiota

Бактерии данного филума обычно уступают по количеству четырем «большим кишечным» филумам: Bacillota, Actinomycetota, Bacteroidota и Pseudomonadota [6, 7]. Однако в данном филуме имеется важный представитель кишечной микробиоты - облигатно-анаэробная грамотрицательная бак-

терия Akkermansia muciniphila, известная своей способностью к деградации муцина кишечного эпителия [46]. В процессе деградации муцина A. muciniphila продуцирует ацетат и про-пионат, которые служат субстратом для роста других полезных кишечных бактерий [46, 47]. Помимо этого, через продукцию пропионата и в меньшей степени других метаболитов

A. muciniphila оказывает влияние на клетки кишечного эпителия. Например, в эксперименте ex vivo было показано, что данный микроорганизм и его метаболиты изменяли экспрессию 1005 генов, включая гены метаболизма липидов, в то время как другой известный микроорганизм F. prausnitzii (филум Bacillota) и его метаболиты влияли на экспрессию только 190 генов [47].

Филум Euryarchaeota

Euryarchaeota являются самыми многочисленными археями в составе кишечной микробиоты, преимущественно представленные родом Methanobrevibacter [48]. Археи начинают колонизировать кишечник детей с 2-3 лет: к возрасту 3 лет отмечали 40% положительных образцов фекалий, к возрасту 5 лет - 60% [49]. Methanobrevibacter spp. в кишечнике являются практически единственными продуцентами метана, в процессе синтеза которого утилизируют свободный водород, способствуя поддержанию необходимой для роста других микроорганизмов pH. В исследованиях на гнотобионтных мышах отмечали, что Methanobrevibacter smithii стимулирует рост сахаролитической бактерии B. thetaiotaomicron (филум Bacteroidota). При этом M. smithii увеличивал способность

B. thetaiotaomicron к утилизации полисахаридов и, по всей видимости, к синтезу бутирата и пропионата [50].

Этапы становления микробиоты кишечника

Вопреки ряду исследований последнего десятилетия плод в утробе матери, по всей видимости, является стерильным [51]. Однако важную роль в регуляции его метаболизма и иммунитета в пренатальный период играет микробиота матери [52]. Наиболее заметна при этом роль микробиоты кишечника матери: во время беременности в нем увеличивается синтез КЦЖК, что необходимо для дифференцировки регуляторных Т-клеток в тимусе плода. В экспериментах на мышах было показано, что изменение диеты во время беременности ассоциировано с одновременным изменением состава материнской кишечной микробиоты и экспрессии некоторых рецепторов слизистой кишечника плода [53].

Микробная колонизация ребенка при неосложненной беременности начинается во время родов и продолжается после рождения [54]. На формирование микробиоты в пре-и постнатальный периоды влияет множество факторов, к числу наиболее значимых относят гестационный возраст [55, 56], способ родоразрешения [11], тип вскармливания [57], применение антибиотиков в перинатальный период и на первом году жизни [58], а также факторы внешней среды [59].

У доношенных детей, рожденных естественным путем, родовые пути являются местом первой встречи ребенка с микроорганизмами - представителями вагинальной и кишечной микробиоты матери [11]. Первые признаки микробной колонизации обнаруживают в меконии, считавшимся до недав-

него времени стерильным, однако последние исследования показали присутствие в нем бактерий родов Enterococcus, Escherichia, Lactobacillus, Leuconostoc, Streptococcus [52]. При этом микробиота мекония отличается низким а-разнообразием и высоким ß-разнообразием [60]. Эта тенденция сохраняется в первую неделю жизни, когда микробиота кишечника часто представлена единственным родом бактерий. В образцах фекалий у детей этого возраста обнаруживали представителей вагинальной микробиоты - Lactobacillus и Prevotella [11], а также Bacteroides, Bifidobacterium, Clostridium, Veilonella, Escherichia [61].

Дальнейшее формирование микробиоты кишечника определяется типом питания младенца: в случае эволюционно запрограммированного грудного вскармливания преимущество получают Bifidobacterium spp. (представители филума Actinomycetota). Введение прикорма (в норме это происходит в возрасте 4-6 мес) является переломным моментом на пути становления «взрослого» микробиома кишечника [61]. С этого момента бифидобактерии начинают терять свои доминирующие позиции, растет как таксономическое, так и функциональное разнообразие микробиоты. Примечательно, что к годовалому возрасту видовой состав микробиоты кишечника ребенка все более похож на материнский вариант [61], однако говорить об однозначном наследовании микробиоты не приходится.

Возраст, когда микробиота кишечника окончательно созревает, не установлен. Первоначально полагали, что это происходит в возрасте 1 года, позднее был определен порог в 3 года [54]. Следует отметить, что микробиота кишечника детей от 0 до 2-3 лет хорошо изучена, и отличия от взрослой микробиоты описаны. В то же время наблюдается дефицит работ, посвященных изучению микробиоты кишечника здоровых детей старшего возраста - от дошкольников до подростков.

Факторы, влияющие на становление микробиоты кишечника

Гестационный возраст плода на момент родов является значимым фактором формирования микробиоты человека. В ряде исследований обнаружена взаимосвязь гестационного возраста новорожденного с составом его кишечной микробиоты [55, 62]. У недоношенных детей заселение кишечника микроорганизмами характеризуется значительной задержкой колонизации по сравнению с детьми, родившимися в срок, и меньшим видовым разнообразием [56, 62]. Более того, было показано, что микробиота кишечника экстремально недоношенных детей радикально отличается от микробиоты как детей, родившихся в срок, так и умеренно недоношенных [63]. В ходе динамического наблюдения за крайне недоношенными детьми K. Korpela и соавт. выделили 4 фазы формирования микробиоты кишечника, для каждой из них было характерно преобладание определенной группы бактерий [64]. Фаза I отличалась доминированием Staphylococcus spp., которое было максимально выражено в интервале между 25-й и 30-й неделями гестации и завершалось к 35-й неделе. Фаза II характеризовалась преобладанием Enterococcus spp., которое было максимальным в 30 нед и заканчивалось к 35-й неделе. В III фазе в микробиоте преобладали Enterobacteriaceae (преимущественно Enterobacter spp.), пик их доминирования

приходился на 35-ю неделю гестации с постепенным снижением к сроку нормального родоразрешения - 40 нед. Для фазы IV было характерно преобладание Bifidobacterium spp.; данную фазу чаще отмечали у доношенных детей. Авторы сделали осторожное предположение, что степень зрелости организма новорожденного, зависящая от срока гестации при рождении, является ключевым фактором, определяющим тип доминирующей группы кишечных бактерий.

Способ родоразрешения является вторым значимым фактором формирования микробиоты кишечника. В случае естественных родов состав кишечной микробиоты младенца похож на состав микробиоты влагалища матери: преобладают Lactobacillus spp., а Sneathia spp. и Prevotella spp. присутствуют в меньших количествах [11]. При кесаревом сечении (КС) первыми организм младенца колонизируют представители микробиоты кожи матери и медицинского персонала. В основном это бактерии родов Streptococcus, Corynebacterium, Propionibacterium [11]. При КС новорожденный не контактирует с вагинальной и фекальной микробиотой матери, таким образом, возникает дефицит специфических для данных биотопов бактерий. Дополнительным фактором, изменяющим состав микробиоты кишечника при КС, может стать интранатальная антибиотикотерапия (АБТ), ее негативные эффекты рассмотрены ниже.

Снижение а-разнообразия отмечали у детей, рожденных в результате КС, при этом значительные различия наблюдали в возрасте 4 мес, не исчезали они и к 1 году [65]. Для этой группы детей были характерны высокое содержание Klebsiella и Enterococcus в образцах фекалий и отсроченная колонизация кишечника Bifidobacterium по сравнению с детьми, рожденными естественным путем, при этом обнаружение Klebsiella и Enterococcus коррелировало с частыми респираторными инфекциями на 1-м году жизни [66]. По некоторым наблюдениям, к 3-5 годам различия по составу кишечной микробиоты между рожденными посредством КС и естественных родов детьми могут быть нивелированы [65]. Однако в целом вопрос выраженности и длительности данных различий требует дальнейшего изучения.

Грудное вскармливание (ГВ) как эволюционно заложенный способ питания новорожденных у млекопитающих является следующим важным этапом становления микробиоты кишечника. Грудное молоко (ГМ) содержит весь набор питательных веществ, необходимых для укрепления иммунной системы, полноценного развития и роста, содержит материнские антитела, защищающие малыша против инфекций в первые месяцы жизни.

Важный компонент ГМ - ОМЧ, которые являются пребиоти-ками для представителей микробиоты младенца, прежде всего основного «детского» вида B. longum subsp. infantis. Профиль ОМЧ индивидуален для каждой женщины, его определяют как генетические, так и некоторые факторы, связанные с образом жизни и акушерским анамнезом [индекс массы тела (ИМТ), число предшествующих родов] [67]. Кроме того, ГМ имеет собственную микробиоту, представленную бифидобактериями [68], лактобациллами [69], стафило- и энтерококками [70].

Антибиотикотерапия оказывает негативное воздействие не только на микробиоту кишечника ребенка, но и на его здоровье в долгосрочной перспективе. По некоторым оценкам, до 40%

женщин получают АБТ в течение беременности, а более 30% новорожденных - в ранний неонатальный период [71]. Микробиота кишечника детей, чьи матери получали АБТ интрана-тально, отличалась пониженным а-разнообразием, снижением численности Bifidobacterium spp. и, наоборот, увеличением популяций Escherichia spp. и Clostridium spp. на протяжении всего 1-го года жизни [72].

Аналогичные изменения наблюдали и при назначении АБТ в ранний неонатальный период: отмечали снижение количества Actinomycetota (включая Bifidobacterium spp.) и Bacillota (в том числе Lactobacillus spp.) и увеличение Pseudomonadota (в том числе семейства Enterobacteriaceae). Доминирование Pseudomonadota и снижение микробного разнообразия сохранялись в течение 8 нед после АБТ [73].

К числу отдаленных последствий после проведения АБТ относят повышение риска аллергических заболеваний, включая астму и атопический дерматит, и метаболических нарушений [72]. Примечательно, что последствия АБТ различаются в зависимости от возраста ребенка. Лечение АБТ в неонатальный период приводило к замедлению роста и набора массы тела у мальчиков, для девочек такая закономерность была нехарактерна. В то же время АБТ в младенчестве и детстве (до 6 лет) способствует увеличению массы тела и ожирению как у мальчиков, так и у девочек [74].

Среда, окружающая ребенка, также оказывает влияние на формирование микробиоты его кишечника. Члены семьи, совместно проживающие с ребенком, обмениваются с ним своей микробиотой, чем объясняют большее видовое разнообразие и относительное содержание Bifidobacterium spp. у младенцев, которые имеют братьев и сестер [75]. Посещение детского сада на 2-м и 3-м годах жизни можно считать дополнительным благоприятным фактором с точки зрения созревания кишечной микробиоты и состояния здоровья в будущем. Оказалось, что микробиота кишечника детсадовцев разнообразнее и «старше» по сравнению с домашними детьми [76]. Косвенно влияет на микробиоту географическое положение, определяющее пищевые привычки и образ жизни [59].

Индивидуальная траектория формирования микробиоты кишечника у конкретного ребенка определяется генотипом [77] и совокупностью перечисленных выше факторов. Разнонаправ-ленность их действия могла бы способствовать нормализации и унификации состава микробиоты в течение раннего периода жизни, однако, по всей видимости, этого не происходит.

Взаимосвязь микробиоты кишечника с неинфекционными заболеваниями

К настоящему времени накоплено достаточно данных об особенностях микробиоты кишечника у пациентов с различными неинфекционными заболеваниями. Помимо заболеваний желудочно-кишечного тракта (ЖКТ), изменения микробиоты кишечника ассоциируют с развитием аллергических, эндокринных, сердечно-сосудистых, неврологических, психических и онкологических заболеваний [78]. Некоторые из них развиваются уже в детском возрасте, это касается прежде всего аллергии, нарушений обмена вещества, неврологических и когнитивных нарушений; другие дебютируют существенно позже - онкологические заболевания, в частности.

Число воспалительных заболеваний кишечника (ВЗК) быстро растет в последние годы. Болезнь Крона (БК) и язвенный колит являются основными хроническими рецидивирующими ВЗК, характеризуются хроническим и острым воспалительным процессом в слизистой оболочке кишечника. Роль кишечной микробиоты при ВЗК, включая БК, активно исследуется, однако соответствующие наблюдения в педиатрии немногочисленны. В масштабном исследовании D. Gevers и соавт. было показано, что у детей 3-17 лет с впервые установленным диагнозом БК повышено содержание Enterobacteriaceae, Pasteurellacae, Veillonellaceae и Fusobacteriaceae, а содержание Erysipelotrichales, Bacteroidales и Eubacteriales, напротив, понижено [79]. Высокий уровень Bifidobacterium отмечали у детей, которые лучше реагировали на терапию БК [80].

Взаимосвязь аллергических заболеваний с составом кишечной микробиоты доказана в ходе ряда исследований [81-83]. Причем некоторые изменения в микробиоте кишечника возможно выявить задолго до манифестации болезни. Так, в ходе проспективного исследования было установлено, что повышенное содержание E. coli и C. difficile в микробиоте кишечника детей в возрасте 1 мес было ассоциировано с риском развития экземы к годовалому рубежу, C. difficile дополнительно являлся фактором риска атопии [81]. Выявлены различия в составе кишечной микробиоты у детей с аллергическими заболеваниями и здоровыми детьми. Уже на 1-м году жизни у детей с атопическим дерматитом отмечали снижение численности Lactobacillus spp., Bifidobacterium spp. и увеличение доли E. coli, C. difficile и S. aureus [82]. Снижение уровня Lactobacillus spp., Bifidobacterium spр., Bacteroides spp. при увеличении численности Clostridium spp. наблюдали и у детей более старшего возраста с аллергическими заболеваниями [83].

Возникшие в раннем детстве изменения микробиоты кишечника могут стать причиной развития ожирения у взрослых [84]. У подростков и взрослых с ожирением отмечали снижение микробного разнообразия [85] и увеличение соотношения Bacillota/Bacteroidota [86]. Присутствие же A. muciniphila, M. smithii и Bifidobacterium spp., напротив, было ассоциировано с нормальным ИМТ [87, 88].

Нарушения нейропсихического развития детей тесно связаны с дисфункцией ЖКТ, что объяснимо с позиций существования оси «микробиота-кишечник-мозг». Неудивительно, что микробиота кишечника детей с расстройствами аутистического спектра имеет существенные отличия по сравнению со здоровыми детьми [89]. Для пациентов с аутизмом было характерно пониженное а-разнообразие, полное отсутствие или значительное снижение Bifidobacterium, Lactobacillus, Enterococcus, а также бутират-продуцирующих видов (F. prausnitzii, Butyricicoccuspullicaecorum и Eubacterium rectale) [90]. В микробиоте детей с аутизмом существенно чаще выявляли Clostridium и сульфат-редуцирующие бактерии [90]. Следует отметить, что снижение а-разнообразия кишечной микробиоты с утратой ряда значимых представителей характерно для значительной части описанных патологий. Данные изменения могут быть краткосрочными, как результат некоего повреждающего воздействия (антибиотики, инфекции, стресс, средовые факторы), однако в идеале кишечная экосистема должна быстро возвращаться к индивидуальной норме. Устойчивость кишечной микробиоты к интервенциям

определяется разнообразием микробного сообщества. Богатая видами кишечная экосистема более устойчива к воздействиям окружающей среды, поскольку функционально связанные микробы могут компенсировать функцию других отсутствующих видов. Таким образом, разнообразие, по-видимому, в целом является хорошим показателем «здорового кишечника» [91]. Понимание того, как микробиота кишечника влияет на здоровье и болезни, требует смещения акцента с отдельных патогенов на экологический подход, который рассматривает микробиотическое сообщество в целом, во взаимодействии с организмом хозяина.

Методы оценки кишечной микробиоты

Наши представления о микробиоте кишечника претерпели значительные изменения благодаря внедрению новых лабораторных технологий. Еще в конце ХХ в. большую часть как научных, так и рутинных микробиологических исследований проводили с помощью культурального (бактериологического) метода. Появление современных молекулярных подходов, не требующих выделения чистой культуры, заставило серьезно пересмотреть текущие представления о пищеварительной микробной экосистеме человека.

В клинической практике для оценки состояния микробиоценоза кишечника рекомендовано использовать комплекс микроскопических, культуральных, биохимических, физико-химических методов исследования [92].

Микроскопический метод как этап выполнения копроло-гического исследования позволяет выявить только йодофиль-ную микрофлору и дрожжеподобные грибы, которые в норме отсутствуют [93]. Выявление и видовая идентификация ключевых представителей микробиоты кишечника в копрограмме невозможны, целью этого исследования является выявление основных копрологических синдромов, сопровождающих некоторые заболевания ЖКТ.

Культуральный (бактериологический) метод - единственный, который позволяет выделить живой микроорганизм и исследовать его биологические свойства. Однако большинство представителей микробиоты кишечника человека относятся к труднокультивируемым или некультивируемым группам микроорганизмов. По некоторым оценкам, 50-80% видов кишечных микроорганизмов до сих пор не культивировано и не описано [94]. По этой причине при микробиологическом культуральном исследовании возможно выявление ограниченного перечня представителей микробиоты кишечника.

В настоящее время в клинической практике для оценки микробиоты кишечника у детей и взрослых используют отраслевой стандарт 91500.11.0004-2003 «Протокол ведения больных. Дисбактериоз кишечника» Минздрава России [95]. В соответствии с этим документом рекомендуется проводить микробиологическое исследование кала у детей при наличии клинических признаков дисбактериоза: симптомов поражения ЖКТ, гипотрофии, изменений кожи, слизистых оболочек и подкожной клетчатки. Результаты культурального исследования демонстрируют количества Bifidobacterium spp., Lactobacillus spp., Enterococcus spp., типичных, лактозоотрицательных и гемолитических E. coli и присутствие других условно-патогенных бактерий. С учетом выявленных отклонений (снижение

количества бифидо- и лактобактерий и/или присутствие УПМ) выделяют 3 степени нарушений микробиоценоза. Данный подход не позволяет выявить и определить количества всех значимых участников микробиоты кишечника и рассчитать соотношение между ними.

Метаболомные исследования предназначены для определения спектра низкомолекулярных органических соединений, продуцируемых микроорганизмами или входящих в их состав. Некоторые методы метаболомики, например матрично-активи-рованная лазерная десорбция/ионизация с времяпролетной масс-спектрометрией (MALDI-TOF MS), используются в бактериологических лабораториях для видовой идентификации микроорганизмов. Метод газожидкостной хроматографии (ГЖХ) предназначен для оценки метаболической активности микробиоценоза кишечника путем определения концентраций КЦЖК в содержимом кишечника [96, 97]. ГЖХ не оценивает видовой состав микробиоты кишечника, а описывает микроэкологические изменения в кишечнике, развившиеся в результате жизнедеятельности некоторых групп микроорганизмов. Метод газовой хромато-масс-спектрометрии микробных маркеров (МСММ) определяет спектр специфических жирных кислот, входящих в состав микроорганизмов [98]. На основании профиля жирных кислот формируется заключение о наличии в исследуемом материале широкого спектра микроорганизмов, в том числе бактерий, вирусов и грибов (всего 57 параметров). Технологии ГЖХ и МСММ требуют специфического оборудования и доступны в ограниченном числе лабораторий, что затрудняет их широкое использование в клинической практике. Кроме того, данные методы не валидированы для детей.

Молекулярно-генетические методы являются альтернативой культуральному (бактериологическому) исследованию. В первую очередь комплексное изучение микробиоты кишечника возможно с использованием технологии массового параллельного секвенирования молекул ДНК в исследуемом образце, например фрагментов генов, кодирующих 16S рРНК, или целого бактериального генома. К несомненным плюсам секвенирования стоит отнести малое время получения результата, низкую чувствительность к условиям хранения клинического материала (жизнеспособности микроорганизмов), высокое разрешение оперативных таксономических единиц (OTUs), возможность их классификации до уровня вида, возможность вычисления соотношений между видами. Однако данные технологии не позволяют определить абсолютные количества микроорганизмов в клиническом образце. Высокая стоимость оборудования и расходных материалов делает использование данной технологии в клинической практике проблематичным.

Количественная полимеразная цепная реакция с детекцией результатов в реальном времени (ПЦР-РВ) - многообещающий метод точного количественного определения бактерий (в том числе труднокультивируемых и некультивируемых) для применения в рутинной практике. Использование видо- или группоспецифичных праймеров и последующее нормирование полученных результатов на количество копий генов-мишеней (обычно это гены для рибосомальных РНК) позволяют определить количество микроорганизмов в биоматериале. В случаях когда требуется определение широкого спектра микроорганизмов, целесообразно выявление крупных таксономических кластеров микроорганизмов (родов, семейств, порядков и др.),

нежели отдельных известных видов. Возможность быстрого получения результата и независимость от жизнеспособности микроорганизмов делают ПЦР-РВ приемлемой для комплексной оценки микробного ландшафта кишечника. Использование ПЦР для оценки микробиоты кишечника дополнительно привлекательно упрощенными правилами хранения и транспортировки образцов в лабораторию без потери достоверности результатов. Было показано, что непродолжительное хранение фекалий при комнатной температуре или при +4 °C не влияет на результаты молекулярно-генетического исследования [99]. В настоящее время в Российской Федерации доступны 2 теста для оценки микробиоты кишечника методом ПЦР-РВ: наборы «Колонофлор» (ООО «Альфалаб») и «Энтерофлор Дети» (OOO «ДНК-Технология»).

Набор реагентов «Колонофлор» позволяет выявить и определить от 19 до 33 параметров (видов, родов, семейств, порядков, филумов) в зависимости от комплектации, однако исследование предназначено для пациентов старше 14 лет, что ограничивает его применение для детей младшего возраста.

Набор реагентов «Энтерофлор Дети» предназначен для комплексной оценки микробиоты толстой кишки у детей от 0 до 14 лет. Тест предназначен для исследования мекония или фекалий методом ПЦР-РВ и позволяет выявить, определить количество и рассчитать доли 43 групп микроорганизмов, составляющих 99,9% всей микробиоты кишечника, включая представителей основных значимых филумов: Bacillota, Bacteroidota, Actinomycetota, Pseudomonadota, Verrucomicrobiota, Fusobacteriota, Euryarchaeota, а также грибы рода Candida. Помимо этого, тест позволяет определить факторы патогенности C. difficile (гены энтеротоксинов А и В - tcdA, tcdB),S. agalactiae (ген инвазивности srr2) и гена метициллинрезистентности Staphylococcus spp. (mecA).

Определяемые с помощью теста «Энтерофлор Дети» параметры представлены в абсолютных и относительных по-

СВЕДЕНИЯ ОБ АВТОРАХ

казателях, что позволяет выделить доминирующие группы микроорганизмов в конкретном образце, в том числе оценить разнообразие нормальной микробиоты и рассчитать соотношение Bacillota/Bacteroidota. Показатель таксономического разнообразия нормобиоты демонстрирует количество разных групп бактерий, входящих в филометаболическое ядро микробиома кишечника. Это принципиально новый показатель, характеризующий стабильность микробного сообщества; снижение микробного разнообразия в кишечнике ассоциируется с разнообразной патологией [85, 90]. Изменение соотношения Bacillota/Bacteroidota также является потенциальным прогностическим признаком для развития определенных патологий [86].

Кроме того, тест «Энтерофлор Дети» идентифицирует метаболически активные «детские» виды бифидобактерий B. bifidum, B. longum subsp. longum, B. longum subsp. infantis и B. breve, присутствие которых в микробиоте кишечника детей 1-го года жизни прогностически благоприятно. Для детей более старшего возраста в тесте оцениваются уровень и доля метаболически активных «взрослых» бифидобактерий, обладающих высокой способностью к расщеплению растительных полисахаридов [100].

Таким образом, тест «Энтерофлор Дети» не просто определяет широкий перечень представителей кишечной микробиоты, но и предлагает новые критерии для оценки стабильности микробиома, основанные на современных представлениях о функционировании данного биотопа.

Внедрение нового теста в широкую клиническую практику требует проведения исследований по его сравнению с традиционным микробиологическим культуральным методом и валидации для различных возрастных групп детей с целью установления нормативных интервалов.

Ворошилина Екатерина Сергеевна (Ekaterina S. Voroshilina)* - доктор медицинских наук, профессор кафедры микробиологии, вирусологии и иммунологии ФГБОУ ВО УГМУ Минздрава России, заведующий лабораторным отделением ООО МФЦ «Гармония», Екатеринбург, Российская Федерация E-mail: voroshilina@gmail.com https://orcid.org/0000-0003-1630-1628

Москвина Мария Владимировна (Maria V. Moskvina) - врач-педиатр, гастроэнтеролог, диетолог, заведующий филиалом ООО МФЦ «Гармония», Екатеринбург, Российская Федерация E-mail: mary_m84@mail.ru https://orcid.org/0009-0009-5073-3548

Кириллов Михаил Юрьевич (Mikhail Yu. Kirillov) - ведущий научный сотрудник ООО «НПФ ДНК-Технология», Москва, Российская Федерация E-mail: kirillov@dna-technology.ru https://orcid.org/0009-0005-5578-4492

Огнева Лариса Викторовна (Larisa V. Ogneva) - старший научный сотрудник ООО «НПФ ДНК-Технология», Москва, Российская Федерация

E-mail: ogneva@dna-technology.ru

Донников Андрей Евгеньевич (Andrey E. Donnikov) - кандидат медицинских наук, заведующий лабораторией молекулярно-генетических методов отдела клинической и молекулярной генетики ФГБУ «НМИЦ АГП им. В.И. Кулакова» Минздрава России, Москва, Российская Федерация E-mail: a_donnikov@oparina4.ru https://orcid.org/0000-0003-3504-2406

* Автор для корреспонденции.

Итани Тарек Мохамедович (Tarek M. Itani) - кандидат биологических наук, PhD, заведующий лабораторией энтеральных вирусных инфекций ФБУН ФНИИВИ «Виром» Роспотребнадзора, Екатеринбург, Российская Федерация E-mail: itani_tm@eniivi.ru https://orcid.org/0000-0002-2113-6543

Аминева Полина Геннадьевна (Polina G. Amineva) - врач-бактериолог, заведующий лабораторией ООО «КволитиМед», Екатеринбург, Российская Федерация E-mail: pga@qualitymed.ru https://orcid.org/0000-0001-9752-5054

Зорников Данила Леонидович (Danila L. Zornikov) - кандидат медицинских наук, доцент, заведующий лабораторией генетических и эпигенетических основ прогнозирования нарушений онтогенеза и старения человека, доцент кафедры микробиологии, вирусологии и иммунологии ФГБОУ ВО УГМУ Минздрава России, Екатеринбург, Российская Федерация E-mail: zornikov.rus@gmail.com https://orcid.org/0000-0001-9132-215X

ЛИТЕРАТУРА

1. Berg G., Rybakova D., Fischer D. et al. Microbiome definition re-visited: old concepts and new challenges // Microbiome. 2020. Vol. 8, N 1. P. 103. DOI: https://doi.org/10.1186/s40168-020-00875-0

2. O'Hara A.M., Shanahan F. The gut flora as a forgotten organ // EMBO Rep. 2006. Vol. 7, N 7. P. 688-693. DOI: https://doi.org/10.1038/sj.embor.7400731

3. Sender R., Fuchs S., Milo R. Revised estimates for the number of human and bacteria cells in the body // PLoS Biol. 2016. Vol. 14, N 8. Article ID e1002533. DOI: https://doi.org/10.1371/journal.pbio.1002533

4. Martin C.R., Osadchiy V., Kalani A., Mayer E.A. The brain-gut-microbiome axis // Cell. Mol. Gastroenterol. Hepatol. 2018. Vol. 6, N 2. P. 133-148. DOI: https://doi.org/10.1016/jjcmgh.2018.04.003

5. Oren A., Garrity G.M. Valid publication of the names of forty-two phyla of prokaryotes // Int. J. Syst. Evol. Microbiol. 2021. Vol. 71, N. 10. DOI: https://doi. org/10.1099/ijsem.0.005056

6. Grice E.A., Segre J.A. The human microbiome: our second genome // Annu. Rev. Genomics Hum. Genet. 2012. Vol. 13. P. 151-170. DOI: https://doi.org/10.1146/ annurev-genom-090711-163814 Epub 2012 Jun 6.

7. Human Microbiome Project Consortium. Structure, function and diversity of the healthy human microbiome // Nature. 2012. Vol. 486, N 74 02. P. 207-214. DOI: https://doi.org/10.1038/nature11234

8. Ситкин С.И., Ткаченко Е.И., Вахитов Т.Я. Филометаболическое ядро микробиоты кишечника // Альманах клинической медицины. 2015. № 40. С. 12-34. DOI: https://doi.org/10.18786/2072-0505-2015-40-12-34

9. Vieira-Silva S., Falony G., Darzi Y. et al. Species-function relationships shape ecological properties of the human gut microbiome // Nat. Microbiol. 2016. Vol. 1, N 8. Article ID 16088. DOI: https://doi.org/10.1038/nmicrobiol.2016.88

10. Marcobal A., Barboza M., Froehlich J.W. et al. Consumption of human milk oligosaccharides by gut-related microbes // J. Agric. Food Chem. 2010. Vol. 58, N 9. P. 5334-5340. DOI: https://doi.org/10.1021/jf9044205

11. Dominguez-Bello M.G., Costello E.K., Contreras M. et al. Delivery mode shapes the acquisition and structure of the initial microbiota across multiple body habitats in newborns // Proc. Natl Acad. Sci. USA. 2010. Vol. 107, N 26. P. 11 971-11 975. DOI: https://doi.org/10.1073/pnas.1002601107 Epub 2010 Jun 21.

12. Thongaram T., Hoeflinger J.L., Chow J., Miller M.J. Human milk oligosaccharide consumption by probiotic and human-associated bifidobacteria and lactobacilli // J. Dairy Sci. 2017. Vol. 100, N 10. P. 7825-7833. DOI: https://doi.org/10.3168/ jds.2017-12753 Epub 2017 Aug 2.

13. Samak G., Rao R., Rao R. Lactobacillus casei and epidermal growth factor prevent osmotic stress-induced tight junction disruption in caco-2 cell monolayers // Cells. 2021. Vol. 10, N 12. P. 3578. DOI: https://doi.org/10.3390/cells10123578

14. Mack D.R., Michail S., Wei S. et al. Probiotics inhibit enteropathogenic E. coli adherence in vitro by inducing intestinal mucin gene expression // Am.J. Physiol. 1999. Vol. 276, N 4. P. G941-G950. DOI: https://doi.org/10.1152/ajpgi.1999.276.4.G941

15. Pessione E. Lactic acid bacteria contribution to gut microbiota complexity: lights and shadows // Front. Cell. Infect. Microbiol. 2012. Vol. 2. P. 86. DOI: https://doi. org/10.3389/fcimb.2012.00086

16. Fiore E., Van Tyne D., Gilmore M.S. Pathogenicity of enterococci // Microbiol. Spectr. 2019. Vol. 7, N 4. Article ID 10.1128/microbiolspec.GPP3-0053-2018. DOI: https://doi.org/10.1128/microbiolspec.GPP3-0053-2018

17. Tang X.J., Sun B., Ding X., Li H., Feng X. Changing trends in the bacteriological profiles and antibiotic susceptibility in neonatal sepsis at a tertiary children's hospital of China // Transl. Pediatr. 2020. Vol. 9, N 6. P. 734-742. DOI: https://doi. org/10.21037/tp-20-115

18. Poolman J.T., Wacker M. Extraintestinal pathogenic Escherichia coli, a common human pathogen: challenges for vaccine development and progress in the field // J. Infect. Dis. 2016. Vol. 213, N 1. P. 6-13. DOI: https://doi.org/10.1093/ infdis/jiv429 Epub 2015 Sep 2.

19. Piette A., Verschraegen G. Role of coagulase-negative staphylococci in human disease // Vet. Microbiol. 2009. Vol. 134, N 1-2. P. 45-54. DOI: https://doi. org/10.1016/j.vetmic.2008.09.009 Epub 2008 Sep 11.

20. Thigpen M.C., Whitney C.G., Messonnier N.E. et al.; Emerging Infections Programs Network. Bacterial meningitis in the United States, 1998-2007 // N. Engl. J. Med. 2011. Vol. 364, N 21. P. 2016-2025. DOI: https://doi.org/10.1056/ NEJMoa1005384

21. Kim Y.G., Sakamoto K., Seo S.U. et al. Neonatal acquisition of Clostridia species protects against colonization by bacterial pathogens // Science. 2017. Vol. 356, N 6335. P. 315-319. DOI: https://doi.org/10.1126/science.aag2029

22. Louis P., Young P., Holtrop G., Flint H.J. Diversity of human colonic butyrate-producing bacteria revealed by analysis of the butyryl-CoA:acetate CoA-transferase gene // Environ. Microbiol. 2010. Vol. 12, N 2. P. 304-314. DOI: https://doi. org/10.1111/j.1462-2920.2009.02066.x Epub 2009 Oct 5.

23. Arumugam M., Raes J., Pelletier E. et al. Enterotypes of the human gut microbiome // Nature. 2011. Vol. 473, N 7346. P. 174-180. DOI: https://doi. org/10.1038/nature09944 Epub 2011 Apr 20.

24. Stoesser N., Eyre D.W., Quan T.P. et al.; Modernising Medical Microbiology Informatics Group (MMMIG). Epidemiology of Clostridium difficile in infants in Oxfordshire, UK: risk factors for colonization and carriage, and genetic overlap with regional C. difficile infection strains // PLoS One. 2017. Vol. 12, N 8. Article ID e0182307. DOI: https://doi.org/10.1371/journal.pone.0182307

25. Khanafer N., Vanhems P., Barbut F. et al.; CDI01 Study Group. Outcomes of Clostridium difficile-suspected diarrhea in a French university hospital // Eur. J. Clin. Microbiol. Infect. Dis. 2018. Vol. 37, N 11. P. 2123-2130. DOI: https://doi. org/10.1007/s10096-018-3348-x Epub 2018 Aug 17.

26. Tailford L.E., Owen C.D., Walshaw J. et al. Discovery of intramolecular trans-sialidases in human gut microbiota suggests novel mechanisms of mucosal adaptation // Nat. Commun. 2015. Vol. 6. P. 7624. DOI: https://doi.org/10.1038/ ncomms8624

27. Turroni F., Peano C., Pass D.A. et al. Diversity of bifidobacteria within the infant gut microbiota // PLoS One. 2012. Vol. 7, N 5. Article ID e36957. DOI: https://doi. org/10.1371/journal.pone.0036957

28. Fallani M., Amarri S., Uusijarvi A. et al.; The Infabio Team. Determinants of the human infant intestinal microbiota after the introduction of first complementary foods in infant samples from five European centres // Microbiology. 2011. Vol. 157, pt 5. P. 1385-1392. DOI: https://doi.org/10.1099/mic.0.042143-0 Epub 2011 Feb 17.

29. Kujawska M., La Rosa S.L., Roger L.C. et al. Succession of Bifidobacterium longum strains in response to a changing early life nutritional environment reveals dietary substrate adaptations // iScience. 2020. Vol. 23, N 8. Article ID 101368. DOI: https://doi.org/10.1016/j.isci.2020.101368 Epub 2020 Jul 15.

30. O'Callaghan A., van Sinderen D. Bifidobacteria and their role as members of the human gut microbiota // Front. Microbiol. 2016. Vol. 7. P. 925. DOI: https://doi. org/10.3389/fmicb.2016.00925

31. Sugahara H., Odamaki T., Hashikura N., Abe F., Xiao J.Z. Differences in folate production by bifidobacteria of different origins // Biosci. Microbiota Food Health. 2015. Vol. 34, N 4. P. 87-93. DOI: https://doi.org/10.12938/bmfh.2015-003 Epub 2015 Aug 5.

32. Alessandri G., Ossiprandi M.C., MacSharry J., van Sinderen D., Ventura M. Bifidobacteria! dialogue with its human host and consequent modulation of the immune system // Front. Immunol. 2019. Vol. 10. P. 2348. DOI: https://doi. org/10.3389/fimmu.2019.02348

33. O'Connell Motherway M., Houston A., O'Callaghan G. et al. A Bifidobacterial pilus-associated protein promotes colonic epithelial proliferation // Mol. Microbiol. 2019. Vol. 111, N 1. P. 287-301. DOI: https://doi.org/10.1111/mmi.14155 Epub 2018 Dec 2.

34. Mantzourani M., Gilbert S.C., Sulong H.N. et al. The isolation of bifidobacteria from occlusal carious lesions in children and adults // Caries Res. 2009. Vol. 43, N 4. P. 308-313. DOI: https://doi.org/10.1159/000222659 Epub 2009 Jun 3.

35. Yang B., Chen Y., Stanton C. et al. Bifidobacterium and lactobacillus composition at species level and gut microbiota diversity in infants before 6 weeks // Int. J. Mol. Sci. 2019. Vol. 20, N 1. P. 3306. DOI: https://doi.org/10.3390/ ijms20133306

36. Zafar H., Saier M.H. Jr. Gut Bacteroides species in health and disease // Gut Microbes. 2021. Vol. 13, N 1. P. 1-20. DOI: https://doi.org/10.1080/19490976.20 20.1848158

37. Rodriguez-Castaño G.P., Dorris M.R., Liu X. et al. Bacteroides thetaiotaomicron starch utilization promotes quercetin degradation and butyrate production by Eubacterium ramulus // Front. Microbiol. 2019. Vol. 10. P. 1145. DOI: https://doi. org/10.3389/fmicb.2019.01145

38. Chia L.W., Mank M., Blijenberg B. et al. Bacteroides thetaiotaomicron fosters the growth of butyrate-producing anaerostipes caccae in the presence of lactose and total human milk carbohydrates // Microorganisms. 2020. Vol. 8, N 10. P. 1513. DOI: https://doi.org/10.3390/microorganisms8101513

39. Reichardt N., Duncan S.H., Young P. et al. Phylogenetic distribution of three pathways for propionate production within the human gut microbiota // ISME J. 2014. Vol. 8, N 6. P. 1323-1335. DOI: https://doi.org/10.1038/ismej.2014.14 Epub 2014 Feb 20.

40. Wexler H.M. Bacteroides: the good, the bad, and the nitty-gritty // Clin. Microbiol. Rev. 2007. Vol. 20, N 4. P. 593-621. DOI: https://doi. org/10.1128/CMR.00008-07

41. Matamoros S., Gras-Leguen C., Le Vacon F., Potel G., de La Cochetiere M.F. Development of intestinal microbiota in infants and its impact on health // Trends Microbiol. 2013. Vol. 21, N 4. P. 167-173. DOI: https://doi. org/10.1016/j.tim.2012.12.001 Epub 2013 Jan 14.

42. Engevik M.A., Danhof H.A., Ruan W. et al. Fusobacterium nucleatum secretes outer membrane vesicles and promotes intestinal inflammation // mBio. 2021. Vol. 12, N 2. P. e02706-20. DOI: https://doi.org/10.1128/mBio.02706-20

43. Gu X., Song L.J., Li L.X. et al. Fusobacterium nucleatum causes microbial dysbiosis and exacerbates visceral hypersensitivity in a colonization-independent manner // Front. Microbiol. 2020. Vol. 11. P. 1281. DOI: https://doi.org/10.3389/ fmicb.2020.01281

44. Castellarin M., Warren R.L., Freeman J.D. et al. Fusobacterium nucleatum infection is prevalent in human colorectal carcinoma // Genome Res. 2012. Vol. 22, N 2. P. 299-306. DOI: https://doi.org/10.1101/gr.126516.111 Epub 2011 Oct 18.

45. Flanagan L., Schmid J., Ebert M. et al. Fusobacterium nucleatum associates with stages of colorectal neoplasia development, colorectal cancer and disease outcome // Eur. J. Clin. Microbiol. Infect. Dis. 2014. Vol. 33, N 8. P. 1381-1390. DOI: https://doi.org/10.1007/s10096-014-2081-3 Epub 2014 Mar 6.

46. Derrien M., Vaughan E.E., Plugge C.M., de Vos W.M. Akkermansia muciniphila gen. nov., sp. nov., a human intestinal mucin-degrading bacterium // Int. J. Syst. Evol. Microbiol. 2004. Vol. 54, pt 5. P. 1469-1476. DOI: https://doi.org/10.1099/ ijs.0.02873-0

47. Lukovac S., Belzer C., Pellis L. et al. Differential modulation by Akkermansia muciniphila and Faecalibacterium prausnitzii of host peripheral lipid metabolism and histone acetylation in mouse gut organoids // mBio. 2014. Vol. 5, N 4. Article ID e01438-14. DOI: https://doi.org/10.1128/mBio.01438-14

48. Kim J.Y., Whon T.W., Lim M.Y. et al. The human gut archaeome: identification of diverse haloarchaea in Korean subjects // Microbiome. 2020. Vol. 8, N 1. P. 114. DOI: https://doi.org/10.1186/s40168-020-00894-x

49. Rutili A., Canzi E., Brusa T., Ferrari A. Intestinal methanogenic bacteria in children of different ages // New Microbiol. 1996. Vol. 19, N 3. P. 227-243.

50. Samuel B.S., Gordon J.I. A humanized gnotobiotic mouse model of host-archaeal-bacterial mutualism // Proc. Natl Acad. Sci. USA. 2006. Vol. 103, N 26. P. 10 011-10 016. DOI: https://doi.org/10.1073/pnas.0602187103 Epub 2006 Jun 16.

51. Kennedy K.M., de Goffau M.C., Perez-Muñoz M.E. et al. Questioning the fetal microbiome illustrates pitfalls of low-biomass microbial studies // Nature. 2023. Vol. 613, N 7945. P. 639-649. DOI: https://doi.org/10.1038/s41586-022-05546-8 Epub 2023 Jan 25.

52. Nuriel-Ohayon M., Neuman H., Koren O. Microbial changes during pregnancy, birth, and infancy // Front. Microbiol. 2016. Vol. 7. P. 1031. DOI: https://doi. org/10.3389/fmicb.2016.01031

53. Palladino E., Van Mieghem T., Connor K.L. Diet alters micronutrient pathways in the gut and placenta that regulate fetal growth and development in pregnant mice // Reprod. Sci. 2021. Vol. 28, N 2. P. 447-461. DOI: https://doi.org/10.1007/ s43032-020-00297-1 Epub 2020 Sep 4.

54. Tamburini S., Shen N., Wu H.C., Clemente J.C. The microbiome in early life: implications for health outcomes // Nat. Med. 2016. Vol. 22, N 7. P. 713-722. DOI: https://doi.org/10.1038/nm.4142

55. Moles L., Gómez M., Heilig H. et al. Bacterial diversity in meconium of preterm neonates and evolution of their fecal microbiota during the first month of life // PLoS One. 2013. Vol. 8, N 6. Article ID e66986. DOI: https://doi.org/10.1371/journal. pone.0066986

56. Rougé C., Goldenberg O., Ferraris L. et al. Investigation of the intestinal microbiota in preterm infants using different methods // Anaerobe. 2010. Vol. 16, N 4. P. 362-370. DOI: https://doi.org/10.1016/j.anaerobe.2010.06.002 Epub 2010 Jun 9.

57. Boudar Z., Sehli S., El Janahi S. et al. Metagenomics approaches to investigate the neonatal gut microbiome // Front. Pediatr. 2022. Vol. 10. Article ID 886627. DOI: https://doi.org/10.3389/fped.2022.886627

58. Arboleya S., Sánchez B., Solís G. et al. Impact of prematurity and perinatal antibiotics on the developing intestinal microbiota: a functional inference study // Int. J. Mol. Sci. 2016. Vol. 17, N 5. P. 649. DOI: https://doi.org/10.3390/ijms17050649

59. De Filippo C., Cavalieri D., Di Paola M. et al. Impact of diet in shaping gut microbiota revealed by a comparative study in children from Europe and rural Africa // Proc. Natl Acad. Sci. USA. 2010. Vol. 107, N 33. P. 14 691-14 696. DOI: https://doi.org/10.1073/pnas.1005963107 Epub 2010 Aug 2.

60. Ardissone A.N., de la Cruz D.M., Davis-Richardson A.G. et al. Meconium microbiome analysis identifies bacteria correlated with premature birth // PLoS One. 2014. Vol. 9, N 3. Article ID e90784. DOI: https://doi.org/10.1371/journal. pone.0090784

61. Vallès Y., Artacho A., Pascual-García A. et al. Microbial succession in the gut: directional trends of taxonomic and functional change in a birth cohort of Spanish infants // PLoS Genet. 2014. Vol. 10, N 6. Article ID e1004406. DOI: https://doi. org/10.1371/journal.pgen.1004406

62. Припутневич Т.В., Исаева Е.Л., Муравьева В.В. и др. Становление микробиоты кишечника доношенных и поздних недоношенных детей, рожденных самопроизвольно и путем операции кесарева сечения // Неонато-логия: новости, мнения, обучение. 2023. Т. 11, № 1. С. 42-56. DOI: https://doi. org/10.33029/2308-2402-2023-11-1-42-56

63. Hiltunen H. Preterm infant growth - with a focus on early nutrition and initial gut microbiota: Diss. Turku : University of Turku, 2022. 90 p.

64. Korpela K., Blakstad E.W., Moltu S.J. et al. Intestinal microbiota development and gestational age in preterm neonates // Sci. Rep. 2018. Vol. 8, N. 1. P. 2453. DOI: https://doi.org/10.1038/s41598-018-20827-x

65. Rodríguez J.M., Murphy K., Stanton C. et al. The composition of the gut microbiota throughout life, with an emphasis on early life // Microb. Ecol. Health Dis. 2015. Vol. 26. Article ID 26050. DOI: https://doi.org/10.3402/mehd. v26.26050

66. Reyman M., van Houten M.A., van Baarle D. et al. Impact of delivery mode-associated gut microbiota dynamics on health in the first year of life // Nat. Commun.

2019. Vol. 10, N 1. P. 4997. DOI: https://doi.org/10.1038/s41467-019-13014-7

67. Ferreira A.L., Alves R., Figueiredo A. et al. Human milk oligosaccharide profile variation throughout postpartum in healthy women in a Brazilian cohort // Nutrients.

2020. Vol. 12, N 3. P. 790. DOI: https://doi.org/10.3390/nu12030790

68. Martín R., Jiménez E., Heilig H. et al. Isolation of bifidobacteria from breast milk and assessment of the bifidobacteria! population by PCR-denaturing gradient gel electrophoresis and quantitative real-time PCR // Appl. Environ. Microbiol. 2009. Vol. 75, N 4. P. 965-969. DOI: https://doi.org/10.1128/AEM.02063-08 Epub 2008 Dec 16.

69. Martín R., Langa S., Reviriego C. et al. Human milk is a source of lactic acid bacteria for the infant gut // J. Pediatr. 2003. Vol. 143, N 6. P. 754-758. DOI: https://doi.org/10.1016/jjpeds.2003.09.028

70. Jiménez E., Delgado S., Maldonado A. et al. Staphylococcus epidermidis: a differential trait of the fecal microbiota of breast-fed infants // BMC Microbiol. 2008. Vol. 8. P. 143. DOI: https://doi.org/10.1186/1471-2180-8-143

71. Stokholm J., Schjorring S., Pedersen L. et al. Prevalence and predictors of antibiotic administration during pregnancy and birth // PLoS One. 2013. Vol. 8, N 12. Article ID e82932. DOI: https://doi.org/10.1371/journal.pone.0082932

72. Miyoshi J., Hisamatsu T. The impact of maternal exposure to antibiotics on the development of child gut microbiome // Immunol. Med. 2022. Vol. 45, N 2. P. 63-68. DOI: https://doi.org/10.1080/25785826.2021.1963189 Epub 2021 Aug 15.

73. Fouhy F., Guinane C.M., Hussey S. et al. High-throughput sequencing reveals the incomplete, short-term recovery of infant gut microbiota following parenteral antibiotic treatment with ampicillin and gentamicin // Antimicrob. Agents Chemother. 2012. Vol. 56, N 11. P. 5811-5820. DOI: https://doi.org/10.1128/AAC.00789-12 Epub 2012 Sep 4.

74. Uzan-Yulzari A., Turta O., Belogolovski A. et al. Neonatal antibiotic exposure impairs child growth during the first six years of life by perturbing intestinal microbial colonization // Nat. Commun. 2021. Vol. 12, N 1. P. 443. DOI: https://doi. org/10.1038/s41467-020-20495-4

75. Fouhy F., Ross R.P., Fitzgerald G.F., Stanton C., Cotter P.D. Composition of the early intestinal microbiota: knowledge, knowledge gaps and the use of high-throughput sequencing to address these gaps // Gut Microbes. 2012. Vol. 3, N 3. P. 203-220. DOI: https://doi.org/10.4161/gmic.20169 Epub 2012 May 1.

76. Amir A., Erez-Granat O., Braun T. et al. Gut microbiome development in early childhood is affected by day care attendance // NPJ Biofilms Microbiomes. 2022. Vol. 8, N 1. P. 2. DOI: https://doi.org/10.1038/s41522-021-00265-w

77. Goodrich J.K., Waters J.L., Poole A.C. et al. Human genetics shape the gut microbiome // Cell. 2014. Vol. 159, N 4. P. 789-799. DOI: https://doi.org/10.1016/j. cell.2014.09.053

78. Рылова H.B., Жолинский А.В. Становление микробиоты кишечника и когнитивное развитие // Практическая медицина. 2020. Т. 18, № 3. С. 21-25.

79. Gevers D., Kugathasan S., Denson L.A. et al. The treatment-naive microbiome in new-onset Crohn's disease // Cell Host Microbe. 2014. Vol. 15, N 3. P. 382-392. DOI: https://doi.org/10.1016/j.chom.2014.02.005

80. Hôyhtya M., Korpela K., Saqib S. et al. Quantitative fecal microbiota profiles relate to therapy response during induction with tumor necrosis factor a antagonist infliximab in pediatric inflammatory bowel disease // Inflamm. Bowel Dis. 2023. Vol. 29, N 1. P. 116-124. DOI: https://doi.org/10.1093/ibd/izac182

81. Penders J., Thijs C., van den Brandt P.A. et al. Gut microbiota composition and development of atopic manifestations in infancy: the KOALA Birth Cohort Study // Gut. 2007. Vol. 56, N 5. P. 661-667. DOI: https://doi.org/10.1136/gut.2006.100164 Epub 2006 Oct 17.

82. Fang Z., Li L., Zhang H. et al. Gut microbiota, probiotics, and their interactions in prevention and treatment of atopic dermatitis: a review // Front. Immunol. 2021. Vol. 12. Article ID 720393. DOI: https://doi.org/10.3389/ fimmu.2021.720393

83. Cukrowska B., Bierta J.B., Zakrzewska M., Klukowski M., Maciorkowska E. The relationship between the infant gut microbiota and allergy. The role of Bifidobacterium breve and prebiotic oligosaccharides in the activation of anti-allergic mechanisms

in early life // Nutrients. 2020. Vol. 12, N 4. P. 946. DOI: https://doi.org/10.3390/ nu12040946

84. Karvonen A.M., Sordillo J.E., Gold D.R. et al. Gut microbiota and overweight in 3-year-old children // Int. J. Obes. (Lond.). 2019. Vol. 43, N. 4. P. 713-723. DOI: https://doi.org/10.1038/s41366-018-0290-z Epub 2018 Dec 19.

85. Turnbaugh P.J., Hamady M., Yatsunenko T. et al. A core gut microbiome in obese and lean twins // Nature. 2009. Vol. 457, N 7228. P. 480-484. DOI: https://doi.org/10.1038/nature07540 Epub 2008 Nov 30.

86. Indiani C.M.D.S.P., Rizzardi K.F., Castelo P.M. et al. Childhood obesity and firmicutes/bacteroidetes ratio in the gut microbiota: a systematic review // Child. Obes. 2018. Vol. 14, N 8. P. 501-509. DOI: https://doi.org/10.1089/chi.2018.0040 Epub 2018 Sep 5.

87. Depommier C., Everard A., Druart C. et al. Supplementation with Akkermansia muciniphila in overweight and obese human volunteers: a proof-of-concept exploratory study // Nat. Med. 2019. Vol. 25, N 7. P. 1096-1103. DOI: https://doi.org/10.1038/ s41591-019-0495-2 Epub 2019 Jul 1.

88. Million M., Maraninchi M., Henry M. et al. Obesity-associated gut microbiota is enriched in Lactobacillus reuteri and depleted in Bifidobacterium animalis and Methanobrevibacter smithii // Int. J. Obes. (Lond.). 2012. Vol. 36, N 6. P. 817-825. DOI: https://doi.org/10.1038/ijo.2011.153 Epub 2011 Aug 9.

89. Finegold S.M., Molitoris D., Song Y. et al. Gastrointestinal microflora studies in late-onset autism // Clin. Infect. Dis. 2002. Vol. 35, suppl. 1. P. S 6-S 16. DOI: https://doi.org/10.1086/341914

90. Bojovic K., Ignjatovic D.I., Sokovic Bajic S. et al. Gut microbiota dysbiosis associated with altered production of short chain fatty acids in children with neurodevelopmental disorders // Front. Cell. Infect. Microbiol. 2020. Vol. 10. P. 223. DOI: https://doi.org/10.3389/fcimb.2020.00223

91. Dogra S.K., Doré J., Damak S. Gut microbiota resilience: definition, link to health and strategies for intervention // Front Microbiol. 2020. Vol. 11. Article ID 572921. DOI: https://doi.org/10.3389/fmicb.2020.572921

92. Определение дисбиотических изменений желудочно-кишечного тракта по маркерам содержимого кишечника. Федеральные клинические рекомендации. Москва, 2015. 36 с.

93. Методики клинических лабораторных исследований: справочное пособие. Т. 1. Гематологические исследования. Коагулологические исследования. Химико-микроскопические исследования / под ред. В.В. Меньшикова. Москва : Лабора, 2008. 448 с.

94. Lagier J.C., Khelaifia S., Alou M.T. et al. Culture of previously uncultured members of the human gut microbiota by culturomics // Nat. Microbiol. 2016. Vol. 1. Article ID 16203. DOI: https://doi.org/10.1038/nmicrobiol.2016.203

95. Протокол ведения больных. Дисбактериоз кишечника. Отраслевой стандарт / под ред. А.И. Вялкова, П.А. Воробьева, А.А. Воробьева и др. (Приказ МЗ РФ № 231 от 9.06.2003). Москва : Грантъ, 2004. 128 с.

96. Farup P.G., Rudi K., Hestad K. Faecal short-chain fatty acids - a diagnostic biomarker for irritable bowel syndrome? // BMC Gastroenterol. 2016. Vol. 16, N 1. P. 51. DOI: https://doi.org/10.1186/s12876-016-0446-z

97. Ардатская М.Д. Клиническое значение короткоцепочечных жирных кислот при патологии желудочно-кишечного тракта: автореф. дис. ... д-ра мед. наук. Москва, 2003. 45 с.

98. Осипов Г.А., Новикова В.П. Методика масс-спектрометрии микробных маркеров как способ оценки пристеночной кишечной микробиоты при заболеваниях органов пищеварения: учебно-методическое пособие. Санкт-Петербург : Левша, 2013. 95 с.

99. Tedjo D.I., Jonkers D.M., Savelkoul P.H. et al. The effect of sampling and storage on the fecal microbiota composition in healthy and diseased subjects // PLoS One. 2015. Vol. 10, N 5. Article ID e0126685. DOI: https://doi.org/10.1371/journal. pone.0126685

100. Derrien M., Turroni F., Ventura M., van Sinderen D. Insights into endogenous Bifidobacterium species in the human gut microbiota during adulthood // Trends Microbiol. 2022. Vol. 30, N 10. P. 940-947. DOI: https://doi. org/10.1016/j.tim.2022.04.004 Epub 2022 May 1.

REFERENCES

1. Berg G., Rybakova D., Fischer D., et al. Microbiome definition re-visited: old concepts and new challenges. Microbiome. 2020; 8 (1): 103. DOI: https://doi. org/10.1186/s40168-020-00875-0

2. O'Hara A.M., Shanahan F. The gut flora as a forgotten organ. EMBO Rep. 2006; 7 (7): 688-93. DOI: https://doi.org/10.1038/sj.embor.7400731

3. Sender R., Fuchs S., Milo R. Revised estimates for the number of human and bacteria cells in the body. PLoS Biol. 2016; 14 (8): e1002533. DOI: https://doi. org/10.1371/journal.pbio.1002533

4. Martin C.R., Osadchiy V., Kalani A., Mayer E.A. The brain-gut-microbiome axis. Cell Mol Gastroenterol Hepatol. 2018; 6 (2): 133-48. DOI: https://doi.org/10.1016/]. jcmgh.2018.04.003

5. Oren A., Garrity G.M. Valid publication of the names of forty-two phyla of prokaryotes. Int J Syst Evol Microbiol. 2021; 71 (10). DOI: https://doi.org/10.1099/ ijsem.0.005056

6. Grice E.A., Segre J.A. The human microbiome: our second genome. Annu Rev Genomics Hum Genet. 2012; 13: 151-70. DOI: https://doi.org/10.1146/annurev-genom-090711-163814 Epub 2012 Jun 6.

7. Human Microbiome Project Consortium. Structure, function and diversity of the healthy human microbiome. Nature. 2012; 486 (7402): 207-14. DOI: https://doi. org/10.1038/nature11234

8. Sitkin S.I., Tkachenko E.I., Vakhitov T. Ya. Phylometabolic core of intestinal microbiota. Al'manakh klinicheskoy meditsiny [Almanac of Clinical Medicine]. 2015; (40): 12-34. DOI: https://doi.org/10.18786/2072-0505-2015-40-12-34 (in Russian)

9. Vieira-Silva S., Falony G., Darzi Y., et al. Species-function relationships shape ecological properties of the human gut microbiome. Nat Microbiol. 2016; 1 (8): 16088. DOI: https://doi.org/10.1038/nmicrobiol.2016.88

10. Marcobal A., Barboza M., Froehlich J.W., et al. Consumption of human milk oligosaccharides by gut-related microbes. J Agric Food Chem. 2010; 58 (9): 5334-40. DOI: https://doi.org/10.1021/jf9044205

11. Dominguez-Bello M.G., Costello E.K., Contreras M., et al. Delivery mode shapes the acquisition and structure of the initial microbiota across multiple body habitats in newborns. Proc Natl Acad Sci USA. 2010; 107 (26): 11 971-5. DOI: https://doi.org/10.1073/pnas.1002601107 Epub 2010 Jun 21.

12. Thongaram T., Hoeflinger J.L., Chow J., Miller M.J. Human milk oligosaccharide consumption by probiotic and human-associated bifidobacteria and lactobacilli. J Dairy Sci. 2017; 100 (10): 7825-33. DOI: https://doi.org/10.3168/jds.2017-12753 Epub 2017 Aug 2.

13. Samak G., Rao R., Rao R. Lactobacillus casei and epidermal growth factor prevent osmotic stress-induced tight junction disruption in caco-2 cell monolayers. Cells. 2021; 10 (12): 3578. DOI: https://doi.org/10.3390/cells10123578

14. Mack D.R., Michail S., Wei S., et al. Probiotics inhibit enteropathogenic E. coli adherence in vitro by inducing intestinal mucin gene expression. Am J Physiol. 1999; 276 (4): G941-50. DOI: https://doi.org/10.1152/ajpgi.1999.276.4.G941

15. Pessione E. Lactic acid bacteria contribution to gut microbiota complexity: lights and shadows. Front Cell Infect Microbiol. 2012; 2: 86. DOI: https://doi. org/10.3389/fcimb.2012.00086

16. Fiore E., Van Tyne D., Gilmore M.S. Pathogenicity of enterococci. Microbiol Spectr. 2019; 7 (4): 10.1128/microbiolspec.GPP3-0053-2018. DOI: https://doi. org/10.1128/microbiolspec.GPP3-0053-2018

17. Tang X.J., Sun B., Ding X., Li H., Feng X. Changing trends in the bacteriological profiles and antibiotic susceptibility in neonatal sepsis at a tertiary children's hospital of China. Transl Pediatr. 2020; 9 (6): 734-42. DOI: https://doi.org/10.21037/tp-20-115

18. Poolman J.T., Wacker M. Extraintestinal pathogenic Escherichia coli, a common human pathogen: challenges for vaccine development and progress in the field. J Infect Dis. 2016; 213 (1): 6-13. DOI: https://doi.org/10.1093/infdis/jiv429 Epub 2015 Sep 2.

19. Piette A., Verschraegen G. Role of coagulase-negative staphylococci in human disease. Vet Microbiol. 2009; 134 (1-2): 45-54. DOI: https://doi.org/10.1016/j. vetmic.2008.09.009 Epub 2008 Sep 11.

20. Thigpen M.C., Whitney C.G., Messonnier N.E., et al.; Emerging Infections Programs Network. Bacterial meningitis in the United States, 1998-2007. N Engl J Med. 2011; 364 (21): 2016-25. DOI: https://doi.org/10.1056/NEJMoa1005384

21. Kim Y.G., Sakamoto K., Seo S.U., et al. Neonatal acquisition of Clostridia species protects against colonization by bacterial pathogens. Science. 2017; 356 (6335): 315-9. DOI: https://doi.org/10.1126/science.aag2029

22. Louis P., Young P., Holtrop G., Flint H.J. Diversity of human colonic butyrate-producing bacteria revealed by analysis of the butyryl-CoA:acetate CoA-transferase gene. Environ Microbiol. 2010; 12 (2): 304-14. DOI: https://doi.org/10.1111/j.1462-2920.2009.02066.x Epub 2009 Oct 5.

23. Arumugam M., Raes J., Pelletier E., et al. Enterotypes of the human gut microbiome. Nature. 2011; 473 (7346): 174-80. DOI: https://doi.org/10.1038/ nature09944 Epub 2011 Apr 20.

24. Stoesser N., Eyre D.W., Quan T.P., et al.; Modernising Medical Microbiology Informatics Group (MMMIG). Epidemiology of Clostridium difficile in infants in Oxfordshire, UK: risk factors for colonization and carriage, and genetic overlap with regional C. difficile infection strains. PLoS One. 2017; 12 (8): e0182307. DOI: https://doi.org/10.1371/journal.pone.0182307

25. Khanafer N., Vanhems P., Barbut F., et al.; CDI01 Study Group. Outcomes of Clostridium difficile-suspected diarrhea in a French university hospital. Eur J Clin Microbiol Infect Dis. 2018; 37 (11): 2123-30. DOI: https://doi.org/10.1007/s10096-018-3348-x Epub 2018 Aug 17.

26. Tailford L.E., Owen C.D., Walshaw J., et al. Discovery of intramolecular trans-sialidases in human gut microbiota suggests novel mechanisms of mucosal adaptation. Nat Commun. 2015; 6: 7624. DOI: https://doi.org/10.1038/ncomms8624

27. Turroni F., Peano C., Pass D.A., et al. Diversity of bifidobacteria within the infant gut microbiota. PLoS One. 2012; 7 (5): e36957. DOI: https://doi.org/10.1371/journal. pone.0036957

28. Fallani M., Amarri S., Uusijarvi A., et al.; The Infabio Team. Determinants of the human infant intestinal microbiota after the introduction of first complementary foods in infant samples from five European centres. Microbiology. 2011; 157 (Pt 5): 1385-92. DOI: https://doi.org/10.1099/mic.0.042143-0 Epub 2011 Feb 17.

29. Kujawska M., La Rosa S.L., Roger L.C., et al. Succession of Bifidobacterium longum strains in response to a changing early life nutritional environment reveals dietary substrate adaptations. iScience. 2020; 23 (8): 101368. DOI: https://doi. org/10.1016/j.isci.2020.101368 Epub 2020 Jul 15.

30. O'Callaghan A., van Sinderen D. Bifidobacteria and their role as members of the human gut microbiota. Front Microbiol. 2016; 7: 925. DOI: https://doi. org/10.3389/fmicb.2016.00925

31. Sugahara H., Odamaki T., Hashikura N., Abe F., Xiao J.Z. Differences in folate production by bifidobacteria of different origins. Biosci Microbiota Food Health. 2015; 34 (4): 87-93. DOI: https://doi.org/10.12938/bmfh.2015-003 Epub 2015 Aug 5.

32. Alessandri G., Ossiprandi M.C., MacSharry J., van Sinderen D., Ventura M. Bifidobacteria! dialogue with its human host and consequent modulation of the immune system. Front Immunol. 2019; 10: 2348. DOI: https://doi.org/10.3389/ fimmu.2019.02348

33. O'Connell Motherway M., Houston A., O'Callaghan G., et al. A Bifidobacterial pilus-associated protein promotes colonic epithelial proliferation. Mol Microbiol. 2019; 111 (1): 287-301. DOI: https://doi.org/10.1111/mmi.14155 Epub 2018 Dec 2.

34. Mantzourani M., Gilbert S.C., Sulong H.N., et al. The isolation of bifidobacteria from occlusal carious lesions in children and adults. Caries Res. 2009; 43 (4): 30813. DOI: https://doi.org/10.1159/000222659 Epub 2009 Jun 3.

35. Yang B., Chen Y., Stanton C., et al. Bifidobacterium and lactobacillus composition at species level and gut microbiota diversity in infants before 6 weeks. Int J Mol Sci. 2019; 20 (13): 3306. DOI: https://doi.org/10.3390/ijms20133306

36. Zafar H., Saier M.H. Jr. Gut Bacteroides species in health and disease. Gut Microbes. 2021; 13 (1): 1-20. DOI: https://doi.org/10.1080/19490976.2020.184 8158

37. Rodriguez-Castaño G.P., Dorris M.R., Liu X., et al. Bacteroides thetaiotaomicron starch utilization promotes quercetin degradation and butyrate production by Eubacterium ramulus. Front Microbiol. 2019; 10: 1145. DOI: https://doi.org_/10.3389/ fmicb.2019.01145

38. Chia L.W., Mank M., Blijenberg B., et al. Bacteroides thetaiotaomicron fosters the growth of butyrate-producing anaerostipes caccae in the presence of lactose and total human milk carbohydrates. Microorganisms. 2020; 8 (10): 1513. DOI: https://doi. org/10.3390/microorganisms8101513

39. Reichardt N., Duncan S.H., Young P., et al. Phylogenetic distribution of three pathways for propionate production within the human gut microbiota. ISME J. 2014; 8 (6): 1323-35. DOI: https://doi.org/10.1038/ismej.2014.14 Epub 2014 Feb 20.

40. Wexler H.M. Bacteroides: the good, the bad, and the nitty-gritty. Clin Microbiol Rev. 2007; 20 (4): 593-621. DOI: https://doi.org/10.1128/CMR.00008-07

41. Matamoros S., Gras-Leguen C., Le Vacon F., Potel G., de La Cochetiere M.F. Development of intestinal microbiota in infants and its impact on health. Trends Microbiol. 2013; 21 (4): 167-73. DOI: https://doi.org/10.1016/j. tim.2012.12.001 Epub 2013 Jan 14.

42. Engevik M.A., Danhof H.A., Ruan W., et al. Fusobacterium nucleatum secretes outer membrane vesicles and promotes intestinal inflammation. mBio. 2021; 12 (2): e02706-20. DOI: https://doi.org/10.1128/mBio.02706-20

43. Gu X., Song L.J., Li L.X., et al. Fusobacterium nucleatum causes microbial dysbiosis and exacerbates visceral hypersensitivity in a colonization-independent manner. Front Microbiol. 2020; 11: 1281. DOI: https://doi.org/10.3389/ fmicb.2020.01281

44. Castellarin M., Warren R.L., Freeman J.D., et al. Fusobacterium nucleatum infection is prevalent in human colorectal carcinoma. Genome Res. 2012; 22 (2): 299-306. DOI: https://doi.org/10.1101/gr.126516.111 Epub 2011 Oct 18.

45. Flanagan L., Schmid J., Ebert M., et al. Fusobacterium nucleatum associates with stages of colorectal neoplasia development, colorectal cancer and disease outcome. Eur J Clin Microbiol Infect Dis. 2014; 33 (8): 1381-90. DOI: https://doi. org/10.1007/s10096-014-2081-3 Epub 2014 Mar 6.

46. Derrien M., Vaughan E.E., Plugge C.M., de Vos W.M. Akkermansia muciniphila gen. nov., sp. nov., a human intestinal mucin-degrading bacterium. Int J Syst Evol Microbiol. 2004; 54 (pt 5): 1469-76. DOI: https://doi.org/10.1099/ijs.0.02873-0

47. Lukovac S., Belzer C., Pellis L., et al. Differential modulation by Akkermansia muciniphila and Faecalibacterium prausnitzii of host peripheral lipid metabolism and histone acetylation in mouse gut organoids. mBio. 2014; 5 (4): e01438-14. DOI: https://doi.org/10.1128/mBio.01438-14

48. Kim J.Y., Whon T.W., Lim M.Y., et al. The human gut archaeome: identification of diverse haloarchaea in Korean subjects. Microbiome. 2020; 8 (1): 114. DOI: https://doi.org/10.1186/s40168-020-00894-x

49. Rutili A., Canzi E., Brusa T., Ferrari A. Intestinal methanogenic bacteria in children of different ages. New Microbiol. 1996; 19 (3): 227-43.

50. Samuel B.S., Gordon J.I. A humanized gnotobiotic mouse model of host-archaeal-bacterial mutualism. Proc Natl Acad Sci USA. 2006; 103 (26): 10 011-6. DOI: https://doi.org/10.1073/pnas.0602187103 Epub 2006 Jun 16.

51. Kennedy K.M., de Goffau M.C., Perez-Muñoz M.E., et al. Questioning the fetal microbiome illustrates pitfalls of low-biomass microbial studies. Nature. 2023; 613 (7945): 639-49. DOI: https://doi.org/10.1038/s41586-022-05546-8 Epub 2023 Jan 25.

52. Nuriel-Ohayon M., Neuman H., Koren O. Microbial changes during pregnancy, birth, and infancy. Front Microbiol. 2016; 7: 1031. DOI: https://doi.org/10.3389/ fmicb.2016.01031

53. Palladino E., Van Mieghem T., Connor K.L. Diet alters micronutrient pathways in the gut and placenta that regulate fetal growth and development in pregnant mice. Reprod Sci. 2021; 28 (2): 447-61. DOI: https://doi.org/10.1007/s43032-020-00 297-1 Epub 2020 Sep 4.

54. Tamburini S., Shen N., Wu H.C., Clemente J.C. The microbiome in early life: implications for health outcomes. Nat Med. 2016; 22 (7): 713-22. DOI: https://doi. org/10.1038/nm.4142

55. Moles L., Gómez M., Heilig H., et al. Bacterial diversity in meconium of preterm neonates and evolution of their fecal microbiota during the first month of life. PLoS One. 2013; 8 (6): e66986. DOI: https://doi.org/10.1371/journal.pone.0066986

56. Rougé C., Goldenberg O., Ferraris L., et al. Investigation of the intestinal microbiota in preterm infants using different methods. Anaerobe. 2010; 16 (4): 36270. DOI: https://doi.org/10.1016/j.anaerobe.2010.06.002 Epub 2010 Jun 9.

57. Boudar Z., Sehli S., El Janahi S., et al. Metagenomics approaches to investigate the neonatal gut microbiome. Front Pediatr. 2022; 10: 886627. DOI: https://doi.org/10.3389/fped.2022.886627

58. Arboleya S., Sánchez B., Solís G., et al. Impact of prematurity and perinatal antibiotics on the developing intestinal microbiota: a functional inference study. Int J Mol Sci. 2016; 17 (5): 649. DOI: https://doi.org/10.3390/ijms17050649

59. De Filippo C., Cavalieri D., Di Paola M., et al. Impact of diet in shaping gut microbiota revealed by a comparative study in children from Europe and rural Africa. Proc Natl Acad Sci USA. 2010; 107 (33): 14 691-6. DOI: https://doi.org/10.1073/ pnas.1005963107 Epub 2010 Aug 2.

60. Ardissone A.N., de la Cruz D.M., Davis-Richardson A.G., et al. Meconium microbiome analysis identifies bacteria correlated with premature birth. PLoS One. 2014; 9 (3): e90784. DOI: https://doi.org/10.1371/journal.pone.0090784

61. Vallès Y., Artacho A., Pascual-García A., et al. Microbial succession in the gut: directional trends of taxonomic and functional change in a birth cohort of Spanish infants. PLoS Genet. 2014; 10 (6): e1004406. DOI: https://doi.org/10.1371/journal. pgen.1004406

62. Priputnevich T.V., Isaeva E.L., Murav'eva V.V., et al. Development of the gut microbiota of term and late preterm newborn infants. Neonatologiya: novosti, mneniya, obuchenie [Neonatology: News, Opinions, Training]. 2023; 11 (1): 42-56. DOI: https://doi.org/10.33029/2308-2402-2023-11-1-42-56 (in Russian)

63. Hiltunen H. Preterm infant growth - with a focus on early nutrition and initial gut microbiota: Diss. Turku: University of Turku, 2022: 90 p.

64. Korpela K., Blakstad E.W., Moltu S.J., et al. Intestinal microbiota development and gestational age in preterm neonates. Sci Rep. 2018; 8 (1): 2453. DOI: https://doi. org/10.1038/s41598-018-20827-x

65. Rodríguez J.M., Murphy K., Stanton C., et al. The composition of the gut microbiota throughout life, with an emphasis on early life. Microb Ecol Health Dis. 2015; 26: 26050. DOI: https://doi.org/10.3402/mehd.v26.26050

66. Reyman M., van Houten M.A., van Baarle D., et al. Impact of delivery mode-associated gut microbiota dynamics on health in the first year of life. Nat Commun. 2019; 10 (1): 4997. DOI: https://doi.org/10.1038/s41467-019-13014-7

67. Ferreira A.L., Alves R., Figueiredo A., et al. Human milk oligosaccharide profile variation throughout postpartum in healthy women in a Brazilian cohort. Nutrients. 2020; 12 (3): 790. DOI: https://doi.org/10.3390/nu12030790

68. Martín R., Jiménez E., Heilig H., et al. Isolation of bifidobacteria from breast milk and assessment of the bifidobacterial population by PCR-denaturing gradient gel electrophoresis and quantitative real-time PCR. Appl Environ Microbiol. 2009; 75 (4): 965-9. DOI: https://doi.org/10.1128/AEM.02063-08 Epub 2008 Dec 16.

69. Martín R., Langa S., Reviriego C., et al. Human milk is a source of lactic acid bacteria for the infant gut. J Pediatr. 2003; 143 (6): 754-8. DOI: https://doi. org/10.1016/j.jpeds.2003.09.028

70. Jiménez E., Delgado S., Maldonado A., et al. Staphylococcus epidermidis: a differential trait of the fecal microbiota of breast-fed infants. BMC Microbiol. 2008; 8: 143. DOI: https://doi.org/10.1186/1471-2180-8-143

71. Stokholm J., Schjorring S., Pedersen L., et al. Prevalence and predictors of antibiotic administration during pregnancy and birth. PLoS One. 2013; 8 (12): e82932. DOI: https://doi.org/10.1371/journal.pone.0082932

72. Miyoshi J., Hisamatsu T. The impact of maternal exposure to antibiotics on the development of child gut microbiome. Immunol Med. 2022; 45 (2): 63-8. DOI: https://doi.org/10.1080/25785826.2021.1963189 Epub 2021 Aug 15.

73. Fouhy F., Guinane C.M., Hussey S., et al. High-throughput sequencing reveals the incomplete, short-term recovery of infant gut microbiota following parenteral antibiotic treatment with ampicillin and gentamicin. Antimicrob Agents Chemother. 2012; 56 (11): 5811-20. DOI: https://doi.org/10.1128/AAC.00789-12 Epub 2012 Sep 4.

74. Uzan-Yulzari A., Turta O., Belogolovski A., et al. Neonatal antibiotic exposure impairs child growth during the first six years of life by perturbing intestinal microbial colonization. Nat Commun. 2021; 12 (1): 443. DOI: https://doi.org/10.1038/s41467-020-20495-4

75. Fouhy F., Ross R.P., Fitzgerald G.F., Stanton C., Cotter P.D. Composition of the early intestinal microbiota: knowledge, knowledge gaps and the use of high-throughput sequencing to address these gaps. Gut Microbes. 2012; 3 (3): 203-20. DOI: https://doi.org/10.4161/gmic.20169 Epub 2012 May 1.

76. Amir A., Erez-Granat O., Braun T., et al. Gut microbiome development in early childhood is affected by day care attendance. NPJ Biofilms Microbiomes. 2022; 8 (1): 2. DOI: https://doi.org/10.1038/s41522-021-00265-w

77. Goodrich J.K., Waters J.L., Poole A.C., et al. Human genetics shape the gut microbiome. Cell. 2014; 159 (4): 789-99. DOI: https://doi.org/10.1016/j. cell.2014.09.053

78. Rylova H.B., Zholinsky A.V. Formation of intestinal microbiotes and cognitive development. Prakticheskaya meditsina [Practical Medicine]. 2020; 18 (3): 21-5. (in Russian)

79. Gevers D., Kugathasan S., Denson L.A., et al. The treatment-naive microbiome in new-onset Crohn's disease. Cell Host Microbe. 2014; 15 (3): 382-92. DOI: https://doi.org/10.1016/j.chom.2014.02.005

80. Höyhtyä M., Korpela K., Saqib S., et al. Quantitative fecal microbiota profiles relate to therapy response during induction with tumor necrosis factor а antagonist infliximab in pediatric inflammatory bowel disease. Inflamm Bowel Dis. 2023; 29 (1): 116-24. DOI: https://doi.org/10.1093/ibd/izac182

81. Penders J., Thijs C., van den Brandt P.A., et al. Gut microbiota composition and development of atopic manifestations in infancy: the KOALA Birth Cohort Study. Gut. 2007; 56 (5): 661-7. DOI: https://doi.org/10.1136/gut.2006.100164 Epub 2006 Oct 17.

82. Fang Z., Li L., Zhang H., et al. Gut microbiota, probiotics, and their interactions in prevention and treatment of atopic dermatitis: a review. Front Immunol. 2021; 12: 720393. DOI: https://doi.org/10.3389/fimmu.2021.720393

83. Cukrowska B., Bierta J.B., Zakrzewska M., Klukowski M., Maciorkowska E. The relationship between the infant gut microbiota and allergy. The role of Bifidobacterium breve and prebiotic oligosaccharides in the activation of anti-allergic mechanisms in early life. Nutrients. 2020; 12 (4): 946. DOI: https://doi.org/10.3390/nu12040946

84. Karvonen A.M., Sordillo J.E., Gold D.R., et al. Gut microbiota and overweight in 3-year-old children. Int J Obes (Lond). 2019; 43 (4): 713-23. DOI: https://doi. org/10.1038/s41366-018-0290-z Epub 2018 Dec 19.

85. Turnbaugh P.J., Hamady M., Yatsunenko T., et al. A core gut microbiome in obese and lean twins. Nature. 2009; 457 (7228): 480-4. DOI: https://doi. org/10.1038/nature07540 Epub 2008 Nov 30.

86. Indiani C.M.D.S.P., Rizzardi K.F., Castelo P.M., et al. Childhood obesity and firmicutes/bacteroidetes ratio in the gut microbiota: a systematic review. Child Obes. 2018; 14 (8): 501-9. DOI: https://doi.org/10.1089/chi.2018.0040 Epub 2018 Sep 5.

87. Depommier C., Everard A., Druart C., et al. Supplementation with Akkermansia muciniphila in overweight and obese human volunteers: a proof-of-concept exploratory study. Nat Med. 2019; 25 (7): 1096-103. DOI: https://doi.org/10.1038/s41591-019-0495-2 Epub 2019 Jul 1.

88. Million M., Maraninchi M., Henry M., et al. Obesity-associated gut microbiota is enriched in Lactobacillus reuteri and depleted in Bifidobacterium animalis and Methanobrevibacter smithii. Int J Obes (Lond). 2012; 36 (6): 817-25. DOI: https://doi. org/10.1038/ijo.2011.153 Epub 2011 Aug 9.

89. Finegold S.M., Molitoris D., Song Y., et al. Gastrointestinal microflora studies in late-onset autism. Clin Infect Dis. 2002; 35 (suppl 1): S 6-16. DOI: https://doi. org/10.1086/341914

90. Bojovic K., Ignjatovic D.I., Sokovic Bajic S., et al. Gut microbiota dysbiosis associated with altered production of short chain fatty acids in children with neurodevelopmental disorders. Front Cell Infect Microbiol. 2020; 10: 223. DOI: https://doi.org/10.3389/fcimb.2020.00223

91. Dogra S.K., Doré J., Damak S. Gut microbiota resilience: definition, link to health and strategies for intervention. Front Microbiol. 2020; 11: 572921. DOI: https://doi.org/10.3389/fmicb.2020.572921

92. Determination of dysbiotic changes in the gastrointestinal tract by markers of intestinal contents. Federal clinical guidelines. M., 2015: 36 p. (in Russian)

93. Methods of clinical laboratory research. Reference manual. Vol. 1. Hematological research. Coagulological studies. Chemical and microscopic studies. In: V.V. Men'shikov (ed.). Moscow: Labora, 2008: 448 p. (in Russian)

94. Lagier J.C., Khelaifia S., Alou M.T., et al. Culture of previously uncultured members of the human gut microbiota by culturomics. Nat Microbiol. 2016; 1: 16203. DOI: https://doi.org/10.1038/nmicrobiol.2016.203

95. Protocol of management of patients. Intestinal dysbiosis. Industry Standard. Edited by A.I. Vyalkov, P.A. Vorob'ov, A.A. Vorob'ov, et al. (Order of the Ministry of Health of the Russian Federation No. 231 of 9.06.2003). Moscow: Grant, 2004: 128 p. (in Russian)

96. Farup P.G., Rudi K., Hestad K. Faecal short-chain fatty acids - a diagnostic biomarker for irritable bowel syndrome? BMC Gastroenterol. 2016; 16 (1): 51. DOI: https://doi.org/10.1186/s12876-016-0446-z

97. Ardatskaya M.D. Clinical significance of short-chain fatty acids in the pathology of the gastrointestinal tract. Autoabstract of Diss. Moscow, 2003: 45 p. (in Russian)

98. Osipov G.A., Novikova V.P. The method of mass spectrometry of microbial markers as a way to assess the parietal intestinal microbiota in diseases of the digestive system: an educational and methodical manual. Saint Petersburg: Levsha, 2013: 95 p. (in Russian)

99. Tedjo D.I., Jonkers D.M., Savelkoul P.H., et al. The effect of sampling and storage on the fecal microbiota composition in healthy and diseased subjects. PLoS One. 2015; 10 (5): e0126685. DOI: https://doi.org/10.1371/journal.pone.0126685

100. Derrien M., Turroni F., Ventura M., van Sinderen D. Insights into endogenous Bifidobacterium species in the human gut microbiota during adulthood. Trends Microbiol. 2022; 30 (10): 940-7. DOI: https://doi.org/10.1016/j.tim.2022.04.004 Epub 2022 May 1.