CC BY
29
1ÑJJ
М1ЖНАРОДНИЙ НЕВРОЛОГ1ЧНИЙ ЖУРНАЛ
INTERNATIONAL NEUROLOGICAL JOURNAL
МЕЖДУНАРОДНЫЙ НЕВРОЛОГИЧЕСКИЙ ЖУРНАЛ _____
ОГЛЯД
/REVIEW/
УДК 616-018.82:616-013.7/.8:612.115.1 DOI: 10.22141/2224-0713.3.105.2019.169913
Олексенко Н.П.
ДУ «Нститутнейрохiрургi¡iM. акад. А.П. Ромоданова Нащонально'/ академн медичних наук Украни», м. Кит, Укра'на
Фiбриновий бюматрикс як середовище для шдтримки життeдiяльностi, направленого диференщювання та трансплантацп нейрогенних прогенiторних клiтин рiзного походження
(огляд)
Резюме. Завданням HoeimHix нейрорегенеративних клтинних технологш е в1дновлення ушкодженог 3D структури нервовог тканини i пошуки адекватного матриксу для трансплантацп клтин. Фiбриновий 3D матрикс мае безперечт переваги: вiдсуmнiсmь mоксичносmi, можливкть бшдеградаци, здатшсть до штеграцп трансплантованих клтин у тканину i тдтримки гх функцшнальног акmивносmi. Фiбриновий згусток може бути отриманий за 1—2 години до застосування, вт е авmологiчним маmерiалом, що усувае етичт проблеми та запобгае шфшуванню i розвитку iмуноконфлiкmiв. Вт також е джерелом mрофiчних факmорiв (PDGF, TGFfi, IGF, VEFG, EGFта т.), незамшних амшокислот iможе бути збагачений шшими бiологiчно активнимиречовинами для стимуляци спрямованого диференщювання. Таким чином, фiбриновий 3D матрикс формуе сприятливе мкрооточення для нейрональних прогенimорiв, а також стовбурових та прогенторних клтин шшого походження. Спостереження у кульmурi показали покращення життездат-mrni, зростання пролiфераmивноi акmивносmi, нейрон- та ангогенез. Отже, фiбриновий 3D матрикс безперечно мае великий потенщал для застосування у нейрорепаративних клтинних mехнологiях. Ключовi слова: фiбрин; 3D матрикс; нейрональт прогеттори; MSC; нейрональне диференцтвання; огляд
Бюконструкци на основi фiбрину останшм часом почали широко використовуватися у регенеративнш медицин^ але найчастше для вщновлення твердих тканин як з'еднувального елемента. В той же час е вш шдстави сподiватися, що цей матерiал мае перспекти-ви широкого застосування для нейрорепараци. Фiбри-новий матрикс мае тривимiрну структуру, що дозволяе створювати специфiчну цитоархггектошку, спектр тро-фiчних факторiв, що здшснюють також i нейротрофiч-ну дш, пори для аксонально! швази, а також може бути автолопчним, що зшмае етичш питання, проблеми iму-ноконфлшлв, потенцшного шфшування та полегшуе бюдеградацш.
Особливютю нервово! тканини е важливiсть для нейроклiтин позицшно! iнформацii, оскiльки ii функ-цюнування безперечно пов'язане Í3 встановленням контактав. Тому культивування у тривимiрних структурах вщкривае можливостi для бшьш повно! реалiзацii генетично! програми в умовах in vitro, здшснення направленого диференщювання клггинно! популяцй' та покращуе перспективи застосування ii у виглядi ней-рорепаративного трансплантата in vivo.
Також юнуе можливiсть використання клгганами фiбрину як поживно! речовини. Вш мiстить iзолейцин, лейцин, лiзин, метiонiн, треонiн, триптофан, фентала-нш, що е незамiнними амiнокислотами для людини, а
© <Мжнародний невролопчний журнал» / «Международный неврологический журнал» / «International Neurological Journal» («Mezdunarodnyj nevrologiceskij zurnal»), 2019 © Видавець Заславський О.Ю. / Издатель Заславский А.Ю. / Publisher Zaslavsky O.Yu., 2019
Для кореспонденци: Олексенко Наталiя Павлiвна, старший науковий спiвробiтник вщдшу нейробiохiмíí, Державна установа Институт нейрохiрургíí iM. акад. А.П. Ромоданова НАМН УкраТни», вул. Платона Майбороди, 32, м. КиТ'в, 04050, УкраТ'на; e-mail: [email protected]
For correspondence: Nataliia Oleksenko, Senior Research Fellow at the Department of neurobiochemistry, State Institution"Romodanov Neurosurgery Institute ofthe National Academy of Medical Sciences of Ukraine', Platona Mayborody st., 32, Kyiv, 04050, Ukraine; e-mail: [email protected]
також широкий спектр шших амiнокислот, необхiдних для побудови цитоскелета клггин нервово! системи [1]. Зокрема, пролш е важливим структурним елементом МАР-2, а високий вмют глутамшово! та аспарагшово! кислот i фенталаншу вiдзначено у складi S100 [1—3]. Отже, фiбриновий матрикс створюе сприятливе мк:ро-оточення, здiйснюючи трофiчну пiдтримку структурно! репарацй' рiзних титв клiтин нервово! системи.
Додаткове насичення фiбринового матриксу бюло-гiчно активними речовинами вщкривае широкi мож-ливост для здiйснення трофiчного впливу на ткани-ни реципiента, а також шдтримання життездатностi i направленого нейрогенного диференцшвання клiтин трансплантату. 1снують даш щодо застосування при цьому ретиноево! кислоти, фактора росту нервiв (nerve growth factor — NGF), етдермального фактора росту (epidermal growth factor — EGF), фактора росту фiбро-бласпв (fibroblast growth factor — FGF) [4—6]. Таким чином, досягаеться пролонгащя трофiчного впливу та активащя регенеративних процешв шляхом хемотак-сично! атракцй' в органiзмi господаря, а також захист та первинна трофiчна шдтримка трансплантованих клiтин.
Залежно вщ мети дослiдження та перспектив вико-ристання на сьогоднi розробляеться широкий спектр фiбринових 3D матриксiв. При цьому створюються як конструкцй' на основi самого фiбрину, так i з додаван-ням iнших полiмерiв та бiологiчно активних речовин.
Для отримання матрикшв на основi фiбрину най-частiше використовують хiмiчно очищений фiбрино-ген, що дозволяе точно дозувати його вмют у широких межах вщ 2,5 до 141 мг/мл, залежно вщ оч^вано! щть-ностi матерiалу [7—9]. Щiльнiсть полiмерно! конструкцй' тiсно пов'язана з наявнютю та дiаметром пор. Показано, що !х дiаметр можна корегувати, впливаючи на умови полiмеризацi!, зокрема концентрацiю NaCl, KCl, CaCl [8, 10].
При отриманш 3D структури на основi поеднання фiбринового матриксу з iншими полiмерами найчас-тiше використовуеться полiмолочна глiколева кислота (poly-lactic-glycolic asid — PLGA), агароза, колаген та хггозан [11—13]. Два останш, зазвичай, застосовують для формування зовшшнього каркасу у виглядi трубки [11, 13]. Отже, у разi потреби досягають додатково! щшьносл зовнiшнiх ботв конструкци та уповтьнюють бiодеградацiю.
Окреме мiсце посiдае технолопя Fibrin microbeads (FMB) — отримання фiбринових мiкроструктур (роз-мiром 105—180 мкм) [11]. Це досягаеться штенсивним перемiшуванням пiд час полiмеризацi!, що призводить до утворення крапельно! емульси. Краплi висушують за допомогою оргашчних розчинникiв i в такому виглядi зберiгають для подальшого використання [11]. Перевагами цього метода е можливють довгого збертання матерiалу у сухому виглядi та додатково! стеритзаци в разi необхiдностi. FMB використовують у разi потреби заповнити певний об'ем складно! форми у зош ура-ження. Гранули FMB можуть бути носiями стовбурових клiтин (СК) або нейротрофiчних речовин, наприклад
NGF, створюючи градieнт для аксонально! регенераци
[11, 14].
Останшм часом для покращення результатiв тран-сплантац!! стовбурових клгтин придiляeтьcя увага матриксу, отриманому з використанням фiбрину, збага-ченого тромбоцитами (platelet reach fibrin — PRF) [15]. При цьому застосовуеться природний процес згортання кров1, що обумовлено перетворенням розчинного фь бриногену у необоротний гель фiбрин, складовою час-тиною якого е збагачена тромбоцитами плазма (ЗТП). Вважаеться, що властивосп ЗТП визначаються тромбоцитами, яы е джерелом фaкторiв росту, що мicтятьcя в а-гранулах. Активaцiя тромбоцитiв супроводжуеться дегрaнуляцieю з викидом фaкторiв росту. Нaйбiльш вaжливi — це platelet-derived growth factor (PDGF), transforming growth factor p (TGFp), insulin-like growth factor (IGF), vascular endothelial growth factor (VEGF) та epidermal growth factor (EGF) [9, 16, 17]. Фактори росту стимулюють анпогенез, клгтинну пролiферaцiю, ди-ференцiaцiю та утворення екстраклгтинного матриксу, тобто здiйcнюють комплексну репарацшно-стимулю-ючу дiю, що також мае потужний нейротрофiчний по-тенщал.
На наявнють PDGF реагують вci клгтини нервово! системи — нейрони, астроцити, ол1годендроцити та !х попередники [18, 19]. Нейрональш cтовбуровi клiтини субвентрикулярно! зони, яка е основним джерелом ней-рогенезу, мають рецептори до PDGF а та р, збер1гаючи !х нaвiть у дорослому вщ [20]. Сприймаючи сигнал, клiтини нервово! системи реагують залежно в1д типу та ступеня диференцшвання. Так, попередники ол1го-дендроципв за нaявноcтi цього фактора стимулюються до активно! прол1фераци [18, 21]. Цим пояснюеться ефективне застосування PRF матриксу для рем^елшь заци. Под1бним впливом на ол1годендроцити в1домий i протизапальний циток1н TGFp [22]. Нейротроф1ч-на д!я IGF-1 полягае у здшсненш нейропротекторно! функци тсля травми та стимуляци нейропластичного потенщалу шляхом п1дсилення генераци нових нейро-шв [23—25]. IGF-1 стимулюе нейрональне диференць ювання нервових прогешторних кл1тин, зв'язуючись 1з рецептором IGF-1Rs та активуючи PISK/Akt i MARK/ Erk метабол1чш шляхи [25]. Наявшсть IGF-1 активуе прол1ферац1ю PC-12 та швашвських кл1тин, зб1льшуе експрес1ю гешв, що кодують б1лки цитоскелета — NF та MAP-2, власного рецептора та одного з найважли-в1ших нейротрофМв — NGF [24]. Все це дало можливють визнати його потенцшним л1кувальним агентом при нейротравм1. EGF стимулюе до прол1фераци та м1граци в зону ушкодження популяц1! кл1тин B1 !з субвентрикулярно! зони, як1 п1д його впливом дифе-ренц1юються у гл1альш попередники NG2+, а пот1м у пре-ол1годендроцити [26]. Також в1н здшснюе нейро-протекторний ефект при травм1 через антиапоптичний вплив. A.M. Ozturk (2018) 1з сп1вавторами показали, що в умовах сшнально! та черепно-мозково! травми 1нфуз1я EGF значно знижуе експресш проапоптичних ген1в Bax та Bcl-2 та активуе антиоксидантн1 фермен-ти — каталазу, супероксиддисмутазу (СОД) та глутать
онпероксидазу [27]. Найвiдомiша функцiя VEGF — це анпогенез, що експресуеться пiсля iшемiчно! травми у нейронах [28]. Але KpiM цього, е даш про те, що bíh пригнiчуе реактивний астроглюз — основну причину рубцевих змш у ЦНС, запобiгаючи тим самим розви-тку пiсляоперацiйних ускладнень [29]. Отже, завдяки вищезгаданим факторам PRF матрикс мае широкий нейротрофiчний потенщал — вiд генерацй' нових попу-ляцiй нейронiв до активацп процешв ремiелiнiзацií та пригнiчення реактивного глюзу [18, 19, 21—25, 28, 29].
Широкий спектр бюконструкцш на основi фiбрину дозволяе створити сприятливi умови для впливу на ди-ференцшвання прогенiторних клiтин у потрiбному на-прямку, зокрема нейрогенному. Нейрогенне диферен-цiювання у 3D фiбриновому матрикш здiйснюеться iз застосуванням нервових стовбурових та прогешторних клiтин (НСК та НПК), а також мезенхiмальних стовбурових кштин (МСК) рiзного походження — з ыстко-вого мозку, жирово'1 тканини та кровi. Як нейрональш попередники у дослiдженнях найчастше використову-ють фетальнi НСК та ПК, популяцш нейронiв dorsal root ganglion, клгганш лiнií PC12 та швашвсьы клiтини [5-9, 30-32].
Перевагою тривимiрного культивування, безпере-чно, е можливють досягти щiльностi клiтин на одини-цю об'ему, що близька до тако'1 в органiзмi, формування специфiчноí' цитоархiтектонiки нервово'1 тканини. Все це е елементами позицшно! шформаци, що сприяють найбiльш повнiй реалiзацií генетично'1 програми при культивуваннi СК та ПК, а також тдвищують житте-здатнiсть i приживлення трансплантата при його ви-користаннi для нейрорепараци, що i е юнцевою метою подiбних розробок.
Експериментально переваги тривимiрного культивування були показаш S. Sandri iз спiвавторами (2014) на нейрогенних лМях клiтин [6]. Зокрема, з викорис-танням методу TUNEL було продемонстровано зни-ження ступеня апоптозу при культивуванш у 3D фь бриновому матриксi порiвняно iз 2D фiбриновим по-криттям [6]. Також показано, що тривимiрна структура сприяе швидкш зупинцi пролiферацi! та початку стади диференцiювання нейробласпв [6].
При культивуваннi у 3D фiбриновому матриксi до-слiдники одностайно вщзначають високу життездат-нiсть та активне нейрогенне диференцшвання у попу-ляцiях [7, 5, 31], що шдтверджено дослiдженням екс-преси специфiчних бiлкiв цитоскелета нейронального типу: рШ-тубулшу, NF-200, MMP-2 та MMP-2/9 [7]. Показано формування зрiлих нейронiв рiзно! нейро-медiаторноl специфiчностi [7]. При цьому збтьшення щiльностi фiбринового матриксу гальмуе диференцш-вання [7].
Активш процеси нейрорегенераци спостерйають-ся i в нейронах дорсальних ганглп'в пщ час íx культивування у фiбриновому матриксi. Зокрема, показано збтьшення загально! довжини нейритiв та íx чисель-ностi, експресiя металопротешази та сериново1 проте-ази, мiграцiя та аксональна iнвазiя вздовж фiбриновиx волокон [8, 9].
У нашому власному дослщженш ми використо-вували для культивування нервових кштин ново-народженого щура 3D PRF матрикс людини р1зно! щшьносп [33]. Експерименти показали, що при на-несенн1 клгтин на його зовн1шню поверхню активно формуеться зона росту, мережа вщростыв, вста-новлюються контакти м1ж кл1тинами, утворюеться конфлюентний шар клгтин. При введенш кл1тин у середину 3D PRF матриксу спостер1гаеться активна м1грац1я кл1тин на зовн1шню поверхню, всередиш матриксу кл1тини формують контакти, мережу вгд-ростк1в, що утворюють нейритно-гл1альш волокна, як1 проростають назовш, а також збер1гають структуру шсля деградаци матриксу. Швидк1сть цих процес1в залежить в1д щ1льност1 матриксу. Отже, формуеться сприятливе середовище, в якому вгдсутня токсична д1я щодо нервових клгтин, як1 активно формують мережу вгдростыв та встановлюють контакти.
Також важливим шструментом у регуляци нейро-генного диференц1ювання е насичення ф1бринового матриксу ростовими факторами та шшими шформа-ц1йно важливими для нейропроген1торних кл1тин молекулами. Так, його збагачують BDNF, NGF, VEGF, MDL 28170, а також T1, HYD1 та A5G81, що е л1гандами до штегринових рецептор1в абр1 та а3р1, таким чином сприяючи закр1пленню та активацй' НСК та НПК [5, 30, 32]. При цьому, пор1вняно !з звичайним ф1бриновим матриксом, у 2,4 раза збтьшуеться швидк1сть формування мереж1 втростив, у 2 рази — швидысть аксо-нально! регенераци, зростае зона p43+, маркера конусу росту аксошв [32].
Культивування у ф1бриновому матрикс1 е засобом 1ммоб1л1зац1! клгтинно! популяци, що е дуже важливим для закр1плення ii в зош ураження при нейротран-сплантаци. Так, при трансплантаци НК у зону сшналь-но! травми спостер1гаеться добра приживлюван1сть трансплантата та подальше проростання аксошв кр1зь зону ураження вздовж ф1бринових волокон, що продемонстровано P. Lu 1з ствавторами у 2014 та 2017 роках за допомогою використання генетично модиф1кованих НСК, що експресують GFP [5, 30].
Також дослГджувалася повед1нка клгтинних л1-н1й нейрогенного походження при культивуванш у ф1бриновому 3D матрикс1. Популяц1я л1н1! швашв-ських клгтин, шкорпорована у PRF матрикс, ефек-тивно сприяе в1дновленню функц1й ушкодженого с1дничного нерва при трансплантаци в зону дефекту [31]. Розчинш компоненти матриксу при додаван-н1 !х in vitro стимулювали прол1ферац1ю лшп шва-н1вських кл1тин, а також секрецш ними NGF та GDNF [31]. ДослГдники запропонували нав1ть тер-м1н «concentrated growth factor (CGF) complex of fibrin matrix» [31]. У культурах лшп PC12 та ембрюнальних нервових клгтин у ф1бриновому матрикс1, збагачено-му ретиноевою кислотою та NGF, показане зростання чисельносп MAP2- та р-тубулш-позитивних кл1тин, а також загально! довжини нейрит1в, що, безперечно, свГдчить на користь активного нейрогенного диференцшвання [6].
Тривимiрне культивування створюе HOBi можпивостi для моделювання pi3H^ процесiв в умовах in vitro. 2017 року японськими дослщниками була запропонована модель дослщження нейроваскуляризацп [34]. Од-ночасне культивування НСК та МСК у матриксах на основi фiбрину призводило до утворення розгалужено! нейронально! мереж1 та капiляроподiбних структур — neurovascular units (NVU). Безперечно, такi розробки важливi не лише для бюмоделювання, а i для вдоскона-лення методiв кштинно! терапи нейродегенеративних захворювань.
Стовбуровi та прогенiторнi клггини ненейрогенно-го походження, iнкорпорованi у фiбриновий матрикс, також можуть стимулювати нейрорегенерацiю. Насам-перед це МСК ысткового мозку та жирово! тканини, також зус^чаються окремi роботи про застосування з щею метою мононуклеарiв кровi [4, 9—14, 34—37].
ADSC (adipose-derived stem cells) вважають перспек-тивним матерiалом для кштинно! терапи. Перевагою !х використання е легысть отримання з мiнiмально травматичною хiрургiчною процедурою, велика чисельнiсть порiвняно з iншими тканинами дорослого оргашзму, здатнiсть до адгези, завдяки якш легко iзолювати фрак-цiю стовбурових та прогешторних клiтин iз загально! популяци, та швидка пролiферацiя [11—13, 38].
Нейрорепаративш властивостi ADSC дослщни-ки пов'язують насамперед iз !х здатнiстю диферен-цiюватися у швашвсьш клiтини [39, 40], що експе-риментально пiдтверджено експресiею S100, P75 та шших маркерiв [13, 39]. Направлене диференцшван-ня здiйснюеться in vitro за допомогою двостадiйного культивування iз застосуванням нейроiндукторiв та мюгешв — ретиноево! кислоти, PDGF, bFGF та iн. [41]. Також деяы автори пов'язують нейрорегенера-тивнi властивост ADSC iз експресiею нейротрофiнiв BDNF та GDNF [24, 42].
Такий достатньо обмежений потенщал нейрогенно-го диференцшвання обумовив застосування ADSC для регенераци ушкоджених периферичних нервiв [1—13, 43—45]. За останш 10 роив проведено численш успiшнi експерименти з регенераци дефекту сщничного нерва завдовжки 10—15 мм, iз застосуванням ADSC людини та щура, iнкорпорованих у фiбриновий гiдрогель без додаткових компонент або з додаванням PLGA (poly-lactic-co-glycolic asid), агарози та колагену [11—13, 43]. Автори спостер^али збереження високо! життездат-ностi клiтин, динашку чисельностi, зростання експре-си S100, P75, MAG, PO, бшив нейрофтаменпв та ла-мiнiну. Цi показники свщчать про активну аксональну регенерацш та ремiелiнiзацiю нервового волокна, що корелюе з функцюнальним вiдновленням оргашзму [11-13, 43].
На вщмшу вщ ADSC BMSC (bone marrow stem cells) мають бiльш широкий потеншал диференцiювання, але отримати !х значно складшше i чисельнiсть обме-жена [46].
Нейрорепаративш властивост BMSC визнача-ються !хньою властивiстю до нейрогенного диференцшвання та синтезу нейротрофiчних факторiв,
що стимулюють пролiферацiю швашвських клiтин [4, 14, 35, 47, 48]. На сьогодш дослiдниками проде-монстровано 2 типи нейрогенного диференцшвання BMSC — у нейрони та швашвсьш клггини. Нейро-генне диференцшвання було проведено безпосе-редньо у фiбриновому матриксi A.V. Shakhbazau i3 спiвавт. (2011) i3 застосуванням факторiв-мiтогенiв EGF та FGF, а також нейрогенного середовища, що мiстило ретиноеву кислоту, i пiдтверджено появою рШ-тубулш-позитивних клiтин [49]. Направлене диференцiювання BMSC у швашвсьы клiтини також широко застосовуеться у наукових та кшшчних експериментах, здшснюеться пiд впливом цитоышв i пiдтверджуеться появою вщповщних маркерiв — S100, P75, GFAP та ш. [14, 37, 50, 51].
Сьогодш кшшчне застосування BMSC знаходить-ся в сферi репарацп' ушкоджених периферичних не-рвiв. N. Hu зi спiвавт. [52] устшно використали трансплантат iз шкорпорованими BMSC для регенераци' дефекту нерва завдовжки 50 мм. Для трансплантаций BMSC у зону ураження найчастше використовують фiбриновий матрикс вiдносно низько! щiльностi (2,5 мг/мл фiбриногену), а також його модифшацп' з хгтозаном та iншими полiмерами [14, 37, 52]. При цьому ефективно стимулюються процеси аксональ-но1 регенераци', мiелiнiзацiï, а також функцiональне вiдновлення.
2012 року F. Ye з колегами використали PRF матрикс у комбшаци' з PLGA, заповнений BMSC, що попере-дньо пiдлягали стимуляци' спрямованого диференш-ювання у шванiвськi кштини, для регенераци' дефекту сiдничного нерва (10 мм) у кролиив [53]. Контрольну групу становили тварини, в яких для заповнення дефекту був використаний ф!бриновий матрикс !з такими самими кштинами. Через 12 тижшв чисельнiсть вiдновлених нервових волокон та товщина мiелiновоï оболонки були значно бтьш! у разi використання PRF-матриксу. Кращими були i функцюнальш показники с!дничного нерва [53].
Питання про мехашзми нейрорегенеративного впливу МСК залишаеться в!дкритим. Так, е експери-ментальнi данi про те, що навпъ недиференцiйованi BMSC у зон! дефекту нерва стимулюють власш швашвсьы кштини завдяки експреси' нейротрофШв [48]. Можливо висловити припущення, що це е вщповщдю BMSC на сигнальш бтки нейротравми, що синтезують-ся ушкодженою нервовою тканиною. C. Loov !з ствавт. встановили в тслятравматичному культуральному се-редовищ! наявшсть 53 специф!чних бтыв [54]. При цьому важливо, що ф!бриновий матрикс мае порис-ту структуру, що забезпечуе взаемообмш речовин м!ж трансплантатом i господарем [4].
Ф!бриновий матрикс також може використовувати-ся для направленого диференцшвання МСК пуповин-но1 кров!. S. Yao !з ствавт. (2016) устшно стимулювали нейрогенез у культур! цих клгган людини за допомогою нейрошдуктор!в у ф!бриновому пдрогел! [9].
Останшми роками дослщниыв зашкавили адге-зивш властивосп ф!брину. Так, S. Tara та I.K. Krishnan
(2015) встановили, що саме на ньому на вщмшу вщ ш-ших полiмерних матриксiв (желатин, ламшш) адгезу-ються потенцiйнi нейрональш попередники з цирку-люючого пулу СК кровi [10]. Висновки були зроблеш за наявностi нейрональних маркерiв — Nest+, MAP2+, рШ-тубулш+ та експреси тирозингiдроксилази та си-напсину [6, 10].
Наведеш данi переконливо доводять, що фiбри-новi матрикси мають вщмшну сумiснiсть iз широким спектром клгганних популяцiй рiзного походження, створюючи сприятливе середовище для !х трофiч-но! пiдтримки та запрограмованого направленого нейрогенного диференцшвання. Тривимiрна цито-архiтектонiка матриксу сприяе аксональнiй швазп, можливiсть контролю щiльностi — м^рацп клiтин, у разi потреби, а також швидкост бюдеградацп. При цьому для кшшчного застосування важливим е те, що матрикс може бути автолопчним, що зшмае численнi проблеми.
Таким чином, фiбриновi матрикси з репаративною метою можуть ефективно застосовуватися при широкому спектрi нейродегенеративних захворювань.
Конфл1кт 1нтерес1в. Автор заявляе про вщсутшсть конфлiкту iнтересiв при шдготовщ дано! статтi.
Список лператури
1. Litvinov R.I., Gorkun O.V., Owen S.F., Shuman H., Weisel J.W. // Blood. 2005. Nov 1; 106(9): 2944-51.
2. Краснов А.В. Астроцитарные белки головного мозга: структура, функции, клиническое значение // Неврологический журнал. 2012; 1:37-42.
3. Cargnello M, Roux P.P. Activation and function of the MAPKs and their substrates, the MAPK-activatedprotein kinases // Mol. Biol. Rev. 2011 Mar; 75(1): 50-83
4. Савчук О.М., Чернишов В.1., Волков Г.Л. Дотдження властивостей згусттв, сформованих 1з дезАА- та дезААВВ-фгбрину з р1зною структурою поверхт // Бгополгмери i клтина. 2006. 22(2): 102-108.
5. Robinson J., Lu P. Optimization of trophic support for stem cell graft in sites of spinal cord injury //Exp. Neurol. 2017May; 291: 8797. doi: 10.1016/j.expneurol.2017.02.007.
6. Sadri S., Khazaei M., Ghanbari A., Khazaei M.R., Shah P. Neuronal differentiation of PC12 and embryonic stem cells in two- and three-dimensional in vitro culture // Indian J. Exp. Biol. 2014 Apr; 52(4): 305-11; № 4.
7. Bento A.R.., Quelhas P., Oliveira M.J., Pego A.P., Amaral I.F. Three-dimensional culture of single embryonic stem-derived neural/ stem progenitor cells in fibrin hydrogels: neuronal network formation and matrix remodeling// J. Tissue Eng. Regen. Med. 2017Dec; 11(12): 3494-3507. doi: 10.1002/term.2262.
8. Man A.J., Davis H.E., Itoh A., Leach J.K., Bannerman P. Neurite outgrowth in fibrin gels is regulated by substrate stiffness // Tissue Eng. Part. A. 2011 Dec; 17(23-24): 2931-2942. doi: 10.1089/ ten.tea.2011.0030.
9. Yao S., Liu X., Yu S., Wang X., Zhang S, Wu Q. et al. Co-effects of matrix low elasticity and aligned topography on stem cell neurogenic differentiation and rapid neurite outgrowth//Nanoscale. 2016 May 21; 8(19): 10252-65. doi: 10.1039/c6nr01169a.
10. Tara S., Krishnan L.K. Bioengineered fibri-based niche to direct outgrowth of circulating progenitors into neuron-like cells for potential use in cellular theraphy // J. Neural. Eng. 2015 Jun; 12(3): 036011. doi: 10.1088/1741-2560/12/3/036011.
11. Carriel V., Garrido-Gomez J., Hernandez-Cortes P., Garzon I., Garcia-Garcia S, Saez-Moreno J.A. Combination of fibrinagarose hydrogels and adipose-derived mesenchymal stem cells for peripheral nerve regeneration // J. Neural. Eng. 2013 Apr; 10(2): 026022. doi: 10.1088/1741-2560/10/2/026022.
12. Carriel V, Scionti G, Campos F, Roda O, Castro B, Cor-nelissen M. et al. In vitro characterization of a nanostructered fibrin agarose bio-artificial nerve substitute // J. Tissue Eng. Regen. Med. 2015May; 11(5): 1412-1426. doi: 10.1002/term.2039.
13. Schuh C.M., Morton T.J, Banerjee A., Grasl C, Schima H, Schmidhammer R. et al. Activation of schwann cell-like cells on aligned fibrin-poly (lactic-co-glycolic acid) structures: a novel construct for application in peripheral nerve regeneration // Cells Tissues Organs. 2015; 200(5): 287-99. doi: 10.1159/000437091.
14. Yasuda H, Kuroda S, Shichinohe H, Kamei S, Kawamu-ra R, Iwasaki Y. Effect of biodegradable fibrin scaffold on survival, migration and differentiation of transplanted bone marrow stromal cells after cortical injury in rats// J. Neurosurg. 2010Feb; 112(2): 336-44. doi: 10.3171/2009.2.JNS08495.
15. Tatullo M, Marrelli M, Cassetta M, Pacifici A., Stefanel-li L.V., Scacco S. et al. Platelet rich fibrin (P.R.F.) in reconstructive surgery of atrophied maxillary bones: Clinical and histological evaluations // Int. J. Med. Sci. 2012; 9(10): 872-80. doi: 10.7150/ ijms.5119.
16. Amable PR, Carias R.B.V., Teixeira M.V.T. da Cruz, Pacheco I., Correa do Amaral R.J., Granjeiro J.M. et al. Platelet-rich plasma preparation for regenerative medicine: optimization and quantification of cytokines and growth factors // Stem. Cell. Researh. & Therapy. 2013 Jun 7; 4(3): 67. doi: 10.1186/scrt218.
17. Hotwani K., Sharma K. Platelet rich fibrin — a novel acumen into regenerative endodontic therapy // Restor. Dent. Endod. 2014 Feb; 39(1): 1-6. doi: [10.5395/rde.2014.39.1.1].
18. Abbaszadeh H.A., Tiraihi T, Delshad A., Saghedizadeh M, Taheri T., Kazemi H. et al. Differentiation of neurosphere-derived rat neural stem cells into oligodendrocyte-like cells by repressing PDGF-a and Olig2 with triiodothyronine// Tissue Cell. 2014 Dec; 46(6): 4629. doi: 10.1016/j.tice.2014.08.003.
19. Sil S, Periyasamy P, Thangarai A, Buch S. PDGF/PDGFR axis in the neural system //Mol. Aspects Med. 2018 Aug; 17(30): 133134. doi: 10.1016/j.mam.2018.01.006.
20. Moore L., Bain J.M., Loh J.M., Steven W., Levison. PDGF-responsive progenitors persist in the subventricular zone across the lifespan // ASNNeuro. 2014 Feb 7; 2(6): eoo137. doi: [10.1042/ AN20120041].
21. Hill R..A., Patel K.D., Medved J., Reiss A.M., Nishiyama A. NG2 cells in white matter but not gray matter proliferate in response to PDGF// J. Neurosci. 2013 Sep 4; 33(36): 14558-66. doi: 10.1523/ JNEUR0SCI.2001-12.2013.
22. Glannakopoulou A., Grigoriadis N., Polyzoidou E, Lourbo-poulos A., Michaloudi E., Papadopoulos G.C. Time-dependent fate of transplanted neural precursor cells in experimental autoimmune encephalomyelitis mice // Exp. Neurol. 2011 Jul; 230(1): 16-26. doi: 10.1016/j.expneurol.2010.04.011.
23. Carlson S.W., Saatman K.E. Central infusion of IGF-1 increases hyppocampal neurogenesis and improves neurobehavioral
function following traumatic brain injury // J. Neurotrauma. 2018 Jul 1; 35(13): 1467-1480. doi: 10.1089/neu.2017.5374.
24. Li J.A., Zhao C.F., Li S.J., Zhang J., Li Z, Zhang Q. et al. Modified insulin-like growth factor 1 containing collagen-binding domain for nerve regeneration // Neural Regen Res. 2018. Mar 16; 13(2): 298-303. doi: [10.4103/1673-5374.226400].
25. Wang Y, Zhang D, Zhang Y, Ni N, Tang Z, Bai Z. et al. Insulin-like growth factor-1 regulation of retinal progenitor cell proliferation and differentiation // Cell. Cycle. 2018; 17(4): 515-526. doi: 10.1080/15384101.2018.1431594.
26. Gonzalez-Perez O, Romero-Rodriguez, R., Soriano-Navar-ro M, Garcia-Verdugo J.M., and Alvarez-Buylla A. Epidermal growth factor induces the progeny ofsubventricular zone type B cells to migrate and differentiate into oligodendrocytes//Stem. Cells. 2009Aug; 27(8): 2032-43. doi: [10.1002/stem.119].
27. Ozturk A.M., Sozbilen M.C., Sevgili E., Dagci T., Özyal-cin H, Armagan G. Epidermal growth factor regulate apoptosis and oxidative stress in a rat model of spinal cord injury //Injury. 2018 Jun; 49(6): 1038-1045. doi: 10.1016/j.injury.2018.03.021.
28. Esposito E, Hayakawa K, Ahn B.J., Chan S.J., Xing C, Liang A.C. et al. Effects of ischemic post-conditioning on neuronal VEGF regulational and microglial polarization in a rat model of focal cerebral ischemia //Neural. Regen. Res. 2018 Jul; 146(2): 160-172. doi: 10.1111/jnc.14337.
29. Park M.N., Lee J.Y., Jeong M.S., Jang H.S., Endo S, Bae J.S. et al. The roll of Purkinje cell-derived VEGF in cerebellar astrogliosis in Niemann-Pick type C mice // BMB Rep. 2018 Feb; 51(2): 79-84.
30. Lu P., Grahman L, Wang Y, Wu D, Tuszynski M. Promotion of survival and differentiation of neural stem cells with fibrin and growth factor coctails after severe spinal cord injury // J. Vis. Exp. 2014 Jul 27; (89): e50641. doi: 10.3791/50641.
31. Qin J., Wang L, Sun Y, Sun X., Wen C., Shahmoradi M. et al. Concentration growth factor increases Schwann cell proliferation and neurotrophic factor secretion and promotes functional nerve recovery in vivo // Int. J. Mol. Med. 2016 Feb; 37(2): 493-500. doi: 10.3892/ijmm.2015.2438.
32. Silva J., Bento A.R.., Barros D., Laundos T.L., Sousa S.R., Quelhas P. et al. Fibrin functionalization with synthetic adhesive ligands interacting with a6ß1 integrin receptor enchance neurite outgrowth of embryonic stem cell-derived neural stem/progenitors // Acta Biomater. 2017Sep 1; 59:243-256. doi: 10.1016/j.actbio.2017.07.013.
33. Tsymbalyuk V.I, Vasylyeva I.G., Oleksenko N.P. Interaction of components in 3D PRF matrix and neuronal cells in vitro. Advances in tissue engineering and regenerative medicine. 2017. Aug 15; 5(2): 000044. doi: 10.17265/2328-2150/2017.08.005.
34. Uwamori H., Higuchi T., Arai K., Sudo R. Integration of neu-rogenesis and angiogenesis models for constructing a neurovascular tissue // Sci. Rep. 2017 Dec 11; 7(1): 17349. doi: 10.1038/s41598-017-17411-0.
35. Fathi S.S., Zaminy A. Stem cell theraphy for nerve injury // World J. Stem Cells. 2017Sep 26; 9(9): 144-151. doi: [10.4252/wjsc. v9.i9.144].
36. Jose A., Krishnan L.K. Effect of matrix composition on differentiation of nestine-positive neural progenitors from circulation into neurons// J. Neural. Eng. 2010 Jun; 7(3): 036009.
37. McGrath A.M., Brohlin M., Kingham P.J., Novikov L.N., Wiberg M., Novikova L.N. Fibrin conduit supplemented with human mesenchymal stem cells and immunosuppressive treatment enchances
regeneration after peripheral nerve injury // Neurosci Lett. 2012 May 16; 516(2): 171-6. doi: 10.1016/j.neulet.2012.03.041.
38. Sterm B.M., Hicok K.C., Zhu M., Wulur I., Alfonso Z., Schreiber R.E. et al. Multipotential differentiation of adipose tissue-derived cells//Keio J. Med. 2005 Sep; 54(3): 132-41.
39. Kingham P.J, Kalbermatten D.F., Mathay D, Armstrong S.J., Wiberg M, Terenghi G. Adipose-derived stem cells differentiate into Schwann cell phenotype and promote neurite outgrowth in vitro // Exp. Neurol. Oct; 2007(2): 267-74.
40. di Summa P.G., Kingham P.J., Raffoul W., Wiberg M., Terenghi G, Kalbermatten D.F. Adipose-derived stem cells enchance peripheral nerve regeneration // J. Plast. Reconstr Aesthet. Surg. 2010 Sep; 63(9): 1544-52. doi: 10.1016/j.bjps.2009.09.012.
41. Yu H, Peng J., Guo Q., Zhang L, Li Z, Zhao B. et al. Improvement of peripheral nerve regeneration in acellular nerve grafts with local release of nerve growth factor // Microsurgery. 2009; 29(4): 330-336. doi: 10.1002/micr.20635.
42. Widgerow A.D., Salibian A.A., Lalezari S., Evans G.R. Neuromodulatory nerve regeneration: adipose tissue-derived stem cells and neurotrophic mediation in peripheral nerve regeneration // J. Neurosci Res. 2013 Dec; 91(12): 1517-24. doi: 10.1002/ jnr.23284.
43. di Summa P.G., Kingham P.J., Raffoul W., Wiberg M., Terenghi G, Kalbermatten D.F. Adipose-derived stem cells enchance peripheral nerve regeneration // J. Plast. Reconstr. Aesthet. Surg. 2010 Sep; 63(9): 1544-52. doi: 10.1016/j.bjps.2009.09.012.
44. Oliveira J.T., Almeida F.M., Biancalana A., Baptista A.F., Tomaz M.A., Melo P.A. et al. Mesenchymal stam cells in a polycapro-lactone conduit enchance median-nerve regeneration, prevent decrease of creatine phosphokinase levels in muscle and improve functional recovery in mice // Neuroscience. 2010 Nov 10; 170(4): 1295-303. doi: 10.1016/j.neuroscience. 2010.08.042.
45. Orbay H., Uysal A.C., Hyakusoku H., Mizuno H. Differentiated and undifferentiated adipose-derived stem cells improve fubction in rats with peripheral nerve gaps // J. Plast. Reconstr. Aesthet. Surg. 2012 May; 65(5): 657-64. doi: 10.1016/j. bjps.2011.11.035.
46. Garsia-Castro J., Trigueros C., Madrenas J., Pérez-Simón J.A., Rodriguez R., Menendez P. Mesenchumal stem cells and their use as cell replacement therapy and disease modeling tool // J. Cell. Mol. Med. 2008 Dec; 12(6B): 2552-65. doi: 10.1111/j.1582-4934.2008.00516.x.
47. Chen C.J., Ou Y.C., Liao S.L., Chen S.Y., Wu C.W., Wang C.C. et al. Transplantation of bone marrow stromal cells for peripheral nerve repair//Exp. Neurol. 2007Mar; 204(1): 443-53.
48. Wang J., Ding F., Gu Y., Gu X. Bone marrow mesenchymal stem cells promote cell proliferation and neurotrophic function of Schwann cells in vitro and in vivo // Brain Res. 2009 Mar 25; 1262: 7-15. doi: 10.1016/j.brainres.2009.01.056.
49. Shakhbazau A.V., Petyovka N.V., Kosmacheva S.M., Po-tapnev M.P. Neurogenic induction of human mesenchymal stem cells in fibrin 3D matrix//Bull. Exp. Biol. Med. 2011 Feb; 150(4): 547-50. doi: 10.1007/s10517-011-1186-2} •.
50. Keilhoff G., Stang F., Goihl A., Wolf G., Fansa H. Transdif-ferentiated mesenchymal stem cells as alternative therapy in supporting nerve regeneration and myelination // Cell. Mol. Neurobiol. 2006 Oct-Nov; 26(7-8): 1235-52.
51. Raheja A., Suri V., Sarkar C., Sarkar C., Srivastava A., Mohanty S. et al. Dose-dependent facilitation ofperipheral nerve re-
generation by bone marrow-derived mononuclear cells: a randomized controlled study: laboratory investigation // J. Neurosurg. 2012 Dec; 117(6): 1170-81. doi: 10.3171/2012.8.JNS111446.
52. Hu N, Wu H, Xue C, Gong Y, Wu J., Xiao Z. Long-term outcome of the repair of 50 mm long median nerve defects in rhesus monkeys with marrow mesenchymal cells-containing chitosan-based engineered nerve grafts//Biomaterials. 2013 Jan; 34(1): 100-11. doi: 10.1016/j.biomaterials.2012.09.020.
53. Ye F., Li H, Qiao G, Feng Chen, Hao Tao, Aiyu Ji et al. Platelet-rich plasma gel in combination with Schwann cells for
repair of sciatic nerve injury // Neural. Regen. Res. 2012 Oct 15; 29(7): 2286-2292. doi: [10.3969/j.issn.1673-5374.2012. 29.007].
54. Lööv C., Shevchenko G, Nadadhur A.G., Clausen F., Hillered L, Wetterhall M. et al. Identification of injury specific proteins in a cell culture model of traumatic brain injury // PLOS. 2013 February 7. Available from; https://doi.org/10.1371/journal.pone. 0055983.
OTpuMaHO 22.01.2019 ■
Олексенко Н.П.
ГУ «Институт нейрохирургии им. акад. А.П. Ромоданова Национальной академии медицинских наук Украины», г. Киев, Украина
Фибриновый биоматрикс как среда для поддержки жизнедеятельности, направленной дифференцировки и трансплантации нейрогенных прогениторных клеток различного
происхождения (обзор)
Резюме. Задачей новых нейрорегенеративных клеточных технологий является восстановление поврежденной 3D структуры нервной ткани и поиск адекватного матрикса для трансплантации клеток. В этом смысле фибриновый 3D матрикс имеет несомненные преимущества: отсутствие токсичности, возможность биодеградации, способность к интеграции трансплантированных клеток в ткань и поддержки их функциональной активности. Фибриновый сгусток может быть получен за 1-2 часа до использования, является аутологичным материалом, что устраняет этические проблемы и предотвращает инфицирование и развитие иммуноконфликтов. Он также является источником трофических факторов (PDGF, TGFp, IGF, VEFG, EGF
и др.), незаменимых аминокислот и может быть обогащен другими биологически активными веществами для стимуляции направленной дифференцировки. Таким образом, фибриновый 3D матрикс формирует благоприятное микроокружение для нейрональных предшественников, а также для стволовых и прогениторных клеток другого происхождения. Наблюдения в культуре показали повышение выживаемости, рост пролиферативной активности, нейро- и ангиогенез. Следовательно, фибриновый 3D матрикс имеет большой потенциал для использования в нейрорепаратив-ных клеточных технологиях.
Ключевые слова: фибрин; 3D матрикс; нейрональные про-гениторы; MSC; нейрональная дифференцировка; обзор
N.P. Oleksenko
State Institution "Romodanov Neurosurgery Institute of the National Academy of Medical Sciences of Ukraine", Kyiv, Ukraine
Fibrin biomatrix as an environment for viability support, direct differentiation and transplantation
for neuronal progenitors of different origin
Abstract. The task of modern neuroregenerative cell technology is to recover damaged 3D structure of nerve tissue and find adequate matrix for transplanted cells. In this sense, fibrin 3D matrix has the following advantages: the absence of toxicity, the possibility of biodegradation, the maintenance of integration and supporting functional activity of targeted transplanted cells into the tissue. Fibrin clot can be obtained for 1—2 hours before the need to use; this is autologous material that removes the ethical issues, problems of immunologic havoc and infection; this is an inexpensive method. It's a source of growth factors (PDGF, TGFp,
IGF, VEFG, EGF and others), essential amino acids and can be enriched with other bioactive substances to stimulate direct differentiation. So, fibrin 3D matrix is forming favorable microenvironment for nerve cells progenitors and stem cells and progenitors of other origin. Monitoring of cell culture shows the stimulation of viability, proliferation, neuron- and angiogenesis. Thus, fibrin 3D matrix has a large potential for using in the neuroreparative cell technology.
Keywords: fibrin; 3D matrix; neuronal progenitors; MSC; neuronal differentiation; review
