CC BY
2
УДК 550.72
DOI: 10.24412/1728-323X-2023-5-21-26
ЭКСПЕРИМЕНТАЛЬНОЕ МОДЕЛИРОВАНИЕ ПРОЦЕССОВ КОЛОНИЗАЦИИ МРАМОРА МИКРООРГАНИЗМАМИ, ВЫДЕЛЕННЫМИ С ПОВРЕЖДЕННЫХ МРАМОРНЫХ ПАМЯТНИКОВ
С. Ю. Бобир, аспирант, Российский государственный педагогический университет им. А. И. Герцена, sv_bobir@mail.ru, г. Санкт-Петербург, Россия
Аннотация. В статье представлены результаты экспериментов по моделированию процессов колонизации мрамора микроорганизмами в контролируемых (лабораторных) условиях. Подробно исследована и установлена динамика и скорость формирования биопленки в зависимости от сочетаний/состава микроорганизмов на каменной поверхности. На основании анализа собственных и литературных данных для модельных экспериментов подобраны сочетания микроорганизмов, которые с наибольшей вероятностью встречаются в естественных условиях (в изучение включено 10 сочетаний видов микроорганизмов). Описаны основные типы развития биопленок на поверхности мрамора. Выявлены сочетания микроорганизмов, при которых происходят процессы кристаллизации и охарактеризованы формирующиеся в биопленках кристаллы оксалата кальция.
Abstract. The article presents the results of experiments on modeling the processes of marble colonization by microorganisms under controlled (laboratory) conditions. The dynamics and rate of biofilm formation depending on the combinations/composition of microorganisms on the stone surface have been studied and established in detail. Based on the analysis of accumulated data, the combinations of microorganisms for model experiments were selected (10 combinations of microorganism species were included in the study). They are most likely to occur in natural conditions. The main types of biofilms developed on the marble surface are described as a result of model experiments. The combinations of microorganisms in which crystallization processes occur were identified. Calcium oxalate crystals formed in biofilms were characterized.
Ключевые слова: экспериментальное моделирование, микромицеты, мрамор, колонизация, памятники, биообрастание, микробная биопленка.
Keywords: modelling, micromycetes, marble, colonization, monuments, biofouling, microbial biofilm.
Введение
Проблема биологической колонизации (биообрастания) материалов на открытом воздухе широко изучается во всем мире [1—5]. Особое внимание при этом уделяется объектам культурного наследия, которые экспонируются в условиях мегаполисов, таких как Санкт-Петербург [6, 7], и в наибольшей степени подвергаются биологическим повреждениям. Несмотря на значительный прогресс в изучении этих процессов, факторы и механизмы биологической колонизации твердых материалов на открытом воздухе остаются недостаточно исследованными. Особенно это относится к исследованию роли микробных биопленок — сообществ микроорганизмов различного состава и структуры [2, 8—10]. В микробных биопленках на поверхности памятников из камня, экспонирующихся на открытом воздухе, обычно присутствуют грибы, бактерии и водоросли [11]. Доминирование тех или иных групп микроорганизмов зависит от конкретных внешних условий, а также свойств подстилающего субстрата (каменного материала). В этой связи особое внимание обращают на себя памятники из белого мрамора, которые в результате обрастания биопленками существенно меняют свой первозданный облик, теряют эстетическую ценность и подвергаются биологическому разрушению, которое обусловлено физическим и химическим воздействием микроорганизмов на каменистый субстрат
[11, 12]. При этом рост биопленок может сопровождаться процессами кристаллизации оксалатов кальция на поверхности мрамора за счет продуцирования щавелевой кислоты микроорганизмами [13]. Для мраморных памятников исторического центра Санкт-Петербурга характерно обрастание мрамора темными биопленками с доминированием микроскопических грибов (микромицетов). В большинстве случаев развитие грибов происходит совместно с бактериями. Среди микромице-тов наибольшую активность проявляют темноок-рашенные виды, которые характеризуются повышенной устойчивостью к внешним воздействиям [11, 14]. При этом отмечалось, что состав грибов в литобионтных сообществах может существенно варьировать и зависит от микроклиматических условий и наличия источников биологической контаминации мраморных памятников. При этом существует группа видов микромицетов, которые являются «супердоминантами» на памятниках из мрамора. Так, по данным культуральных исследований к ним, в первую очередь, можно отнести темноокрашенные грибы из родов Aureobasidium и Cladosporium [13].
Для выявления роли грибов в формировании биопленок и их влияния на каменный материал важно исследовать процессы биологической колонизации в контролируемых условиях, используя различные сочетания микроорганизмов. Экспериментальное моделирование открывает возможности для оценки взаимодействия микроорганиз-
мов при заселении каменистого субстрата и их роли в трансформации поверхностного слоя камня. Цель данной работы состояла в изучении особенностей роста и развития биопленок с участием микромицетов и бактерий на поверхности мрамора и их возможного влияния на каменистый субстрат в ходе продолжительных лабораторных экспериментов. Задачи работы включали:
— подбор сочетаний микроорганизмов для экспериментального моделирования биопленок на мраморе;
— выявление различий в структуре биопленок, сформированных различными сочетаниями микроорганизмами;
— исследование биоминеральных взаимодействий в системе «мрамор — биопленка».
Материал и методы исследования
Известно, что на природный камень могут воздействовать как отдельные виды, так и целые сообщества микроорганизмов, что наиболее характерно для природных условий. При этом в составе сообществ (биопленок) часто представлены сочетания не только различных видов грибов, но и их ассоциации с бактериями рода Bacillus. Исходя из полученных нами ранее данных [14, 15], в городской среде наиболее часто встречающиеся ассоциации микроорганизмов сформированы грибами из родов Aspergillus, Aureobasidium, Cladosporium и Penicillium, а также бактериями из рода Bacillus. Представители этих родов микроорганизмов и были включены нами в модельные эксперименты. Все культуры взяты из коллекции, собранной в ходе многолетних микологических анализов образцов, отобранных непов-реждающими методами с поверхности мраморных памятников музейных некрополей Санкт-Петербурга (Государственный музей городской скульптуры). Для коллекции отбирали только те виды, которые характеризовались наиболее высокой частотой выделения в культуру. Для инокуляции мрамора использовали сочетания грибов и бактерий, включающие от двух д о шести штаммов микроорганизмов. В эксперименты были взяты микромицеты: Alternaria alternata, Aspergillus niger, Aureobasidium pullulans, Cladosporium clado-sporioides, Penicillium brevicompactum и черные дрожжеподобные грибы (ЧДГ). Кроме того, в экспериментальные сочетания вводили бактерии Bacillus subtilis (два штамма), выделенные с каменистых субстратов и любезно предоставленные М. С. Зеленской и А. Д. Власовым.
Всего смоделировали 10 вариантов сочетаний (ассоциаций) грибов и бактерий:
1) Penicillium brevicompactum и Bacillus subtilis (штамм 1);
2) Penicillium brevicompactum и Bacillus subtilis (штамм 2);
3) Penicillium brevicompactum, Aspergillus niger и Bacillus subtilis (смесь штаммов 1 и 2);
4) Aspergillus niger и Bacillus subtilis (смесь штаммов 1 и 2);
5) Cladosporium cladosporioides, Penicillium brevicompactum и Bacillus subtilis (смесь штаммов 1 и 2);
6) Aspergillus niger, Aureobasidium pullulans и Bacillus subtilis (смесь штаммов 1 и 2);
7) Aureobasidium pullulans, ЧДГ и Bacillus subtilis (штамм 1);
8) Cladosporium cladosporioides, Penicillium brevicompactum, Aspergillus niger, Aureobasidium pullulans и Bacillus subtilis (смесь штаммов 1 и 2);
9) Aspergillus niger, Aureobasidium pullulans, Cladosporium cladosporioides и Penicillium brevi-compactum;
10) ЧДГ и Bacillus subtilis (штамм 1).
Мраморные блоки (1 x 1 см), которые предварительно стерилизовали путем автоклавирова-ния, инокулировали суспензией спор, которую готовили на основе жидкой среды Чапека—Докса и наносили ее на одну из поверхностей мраморных блоков. Концентрация суспензии составляла 104—105 спор грибов и 106 клеток бактерий на 1 мл суспензии. Инокулированные мраморные блоки помещали во влажные камеры на небольшом расстоянии друг от друга (по 3—4 блока на камеру) и инкубировали при комнатной температуре и естественном освещении.
Поверхность инокулированного мрамора исследовали с использованием сканирующей электронной микроскопии. Образцы готовили к просмотру на базе ресурсного центра клеточных и молекулярных технологий СПбГУ. Материал просматривали в сканирующем электронном микроскопе TM 3000 (HITACHI, Tokyo, Japan, 2010) в диапазоне увеличений от 100х до 10 000х.
Результаты и обсуждение
Результаты наблюдений показали, что в моделируемых условиях можно наблюдать формирование на поверхности мрамора биопленок разной интенсивности, плотности, окраски в зависимости от состава микробного сообщества и условий проведения эксперимента. В большинстве случаев биопленки состояли из грибных гиф, кони-диеносцев, конидий, бактериальных клеток и внеклеточных метаболитов, выделяемых микроорганизмами (преимущественно слизистая субстанция). Образование конидий микромицетами наблюдали уже спустя 10 дней после начала эксперимента. Следует отметить, что в процессе колонизации каменистого субстрата гифы разных видов грибов тесно переплетаются, причем анта-
Рис. 1. Рост и спороношение грибов и формирование биопленки: а) Ассоциация № 8 (влажная камера, 3 месяца культивирования); б) Ассоциация № 8 (влажная камера, 1 месяц культивирования); в) Ассоциация № 5 (влажная камера, 3 месяца культивирования); г) Ассоциация № 4 (влажная камера, 3 месяца культивирования); д) Ассоциация № 6 (влажная камера, 3 месяца культивирования); е) Ассоциация № 7 (влажная камера, 3 месяца культивирования)
гонистических взаимодействий между микроскопическими грибами при их совместном развитии на поверхности мрамора не выявлено.
Первые визуальные признаки образования первичной биопленки появляются уже спустя 10 дней с момента начала эксперимента. Самый активный рост биопленки наблюдался в вариантах 8 и 9, каждый из которых включал по пять видов микроорганизмов, что обычно характерно и для природных биопленок на каменистых субстратах. Первичные биопленки в обоих случаях приобретали темно-серый цвет. Спустя месяц с начала эксперимента поверхность мраморных блоков была полностью покрыта биопленками. При этом наблюдалось сплетение гиф грибов поверх слизистого матрикса, который формируется, в первую очередь, за счет метаболитов Aureobasi-dium pullulans и Bacillus subtilis (рис. 1). К концу эксперимента (через 3 месяца) биопленки приобрели вид плотно сложенной и почти ч ерной корки.
Несколько м енее быстрый рост биопленки наблюдался в сочетаниях № 1, 2 и 5. Возможно, это обусловлено присутствием в этих образцах гриба Penicillium brevicompactum, характеризующегося умеренной скоростью роста. Однако через 30 суток с начала эксперимента мраморные блоки были покрыты тонкой биопленкой, а спустя 90 суток образцы были полностью покрыты плотной биопленкой серо-зеленого цвета, соответствующего обычному цвету колоний Penicillium brevicompactum (рис. 1 а, б). В сочетании микроорга-
низмов Cladosporium cladosporioides + Penicillium brevicompactum + Bacillus subtilis (вариант № 5) наблюдалась развитая, плотно переплетенная сеть гиф разных видов грибов, их конидиеносцы, конидии и отдельные клетки бактерий. При этом слизистого матрикса, как в предыдущих вариантах, не наблюдалось (рис. 1, в). В сочетаниях гриба Penicillium brevicompactum с разными штаммами бактерии Bacillus subtilis отмечается слабо-разветвленная сеть гиф гриба, в основном одиночные гифы и большие скопления бактериальных клеток.
В сочетаниях микроорганизмов, где присутствовал гриб Aspergillus niger, отмечен самый быстрый рост биопленок. Наиболее активное совместное развитие микроорганизмов в сочетаниях с этим грибом зафиксировано в следующих вариантах: Aspergillus niger + Bacillus subtilis (№ 4), Penicillium brevicompactum + Aspergillus niger + Bacillus subtilis (№ 3). Уже на пятые сутки с момента начала эксперимента в варианте Aspergillus niger + Bacillus subtilis наблюдалось образование колоний гриба Aspergillus niger, а к концу эксперимента мрамор был покрыт достаточно плотной биопленкой практически черного цвета (рис. 1, г).
В то же время в сочетаниях микроорганизмов, включающих одновременно Aureobasidium pullulans + Bacillus subtilis (варианты № 6 и № 7), развитие биопленки было замедленным, что, вероятно, обусловлено обильным образованием слизи. На СЭМ-изображениях отчетливо видно обилие
слизистой субстанции, которую способны продуцировать как бактерии Bacillus subtilis, так и гриб Aureobasidium pullulans (рис. 1, д, е). За три месяца эксперимента на поверхности мрамора в вариантах сочетаний № 6 и № 7 сформировалась плотная полупрозрачная биопленка, содержащая слизистый матрикс, а также споры микромицета Aureobasidium pullulans и клетки бактерий Bacillus subtilis, которые погружены в этот матрикс.
Важно отметить, что во многих вариантах сочетаний микроорганизмов наблюдалось вторичное образование кристаллов оксалата кальция (уэдделлита) под влиянием микроорганизмов. Первые кристаллы отмечали на 13-е сутки проведения экспериментов. Появление кристаллов связано с тем, что в качестве продукта метаболизма некоторые микромицеты выделяют щавеле -вую кислоту, которая вступает во взаимодействие с карбонатным субстратом, в результате чего и формируются кристаллы оксалата кальция. Данный процесс является одним из механизмов раз-
рушения мрамора, при котором происходит растворение карбоната кальция в поверхностном слое камня. Ниже приведены описания различных форм биопленок и кристаллов, полученных в ходе экспериментов.
Всего в ходе экспериментов процесс вторичной кристаллизации был выявлен в трех ассоциациях микроорганизмов:
— (№ 1) Penicillium brevicompactum + Bacillus subtilis (штамм 1);
— (№ 4) Aspergillus niger + Bacillus subtilis (смесь штаммов 1 и 2);
— (№ 9) Aspergillus niger + Aureobasidium pullu-lans + Cladosporium cladosporioides + Penicillium brevicompactum.
В варианте Aspergillus niger + Bacillus subtilis уже на 13-е сутки отмечали образование кристаллов уэделлита (одиночные и скопления). Кристаллы дипирамидально-призматические, грань призмы развита очень слабо (рис. 2, а). Размер одиночных кристаллов не превышал 22 мкм.
Рис. 2. Кристаллы уэделлита, обнаруженные в некоторых сочетаниях микроорганизмов: а) Сочетания микроорганизмов № 4 (влажная камера, 3 месяца культивирования); группы дипирамидально-призмати-ческих кристаллов уэделлита на поверхности мрамора; б) То же; одиночный кристалл уэделлита погружен в биопленку; в) Сочетания микроорганизмов № 1 (влажная камера, 3 месяца культивирования); парный кристалл уэделлита погружен в биопленку; г) Сочетания микроорганизмов № 9 (влажная камера, 1 месяц культивирования). Кристалл уэделлита погружен в плотную биопленку
В варианте Penicillium brevicompactum + Bacillus subtilis (штамм 1) в основном отмечены одиночные кристаллы уэделлита. Кристаллы дипира-мидально-призматические, грань призмы развита очень слабо (рис. 2, в). Встречаются довольно крупные кристаллы размером ~ 40 мкм.
В варианте № 9 с четырьмя видами микро-мицетов в плотно сложенной биопленке встречаются одиночные дипирамидально-призмати-ческие кристаллы уэделлита размером до 20 мкм (рис. 2, г), у которых грани призмы развиты намного больше, чем грани дипирамиды.
Результаты проведенных экспериментов показывают, что характер образования биопленки (скорость формирования, плотность, текстура) зависит от состава микроорганизмов, входящих в состав микробного сообщества. Через 1 месяц наблюдений высокая скорость колонизации субстрата отмечена в многокомпонентных биопленках. Очевидно, что образование слизистого мат-рикса происходит за счет активного выделения слизи грибом Aureobasidium pullulans и бактерией Bacillus subtilis, которые наиболее часто отмечаются на памятниках Санкт-Петербурга. В тех случаях, когда оба эти вида находятся вместе, слизистый матрикс становится наиболее плотным, а клетки микроорганизмов целиком погружены в него. Интересно отметить, что кристаллы оксалатов выявлены только в трех вариантах сочетаний. Они формировались в незначительном количестве. При этом ранее нами показано, что культивирование отдельных видов рода Penicillium и Aspergillus на поверхности мрамора в условиях влажной камеры сопровождается значительным образованием кристаллов оксалата кальция [13]. Очевидно, в многокомпонентных биопленках, скрепленных слизистым матриксом, кристаллообразование (вторичная кристаллизация) замедляется, хотя нельзя исключить наличие мел-
ких кристаллов под биопленкой (на границе с основной породой). Форма и размер кристаллов могут напрямую зависеть от состава микроорганизмов в биопленке. Можно предположить, что при развитии биопленок сложного состава процессы вторичной минерализации могут протекать в течение более продолжительного периода времени, что, в свою очередь, требует проведения более продолжительных экспериментов.
Заключение
Проведенные исследования показали возможности моделирования процессов микробной колонизации мрамора, что предполагает создание условий, приближенных к природным, и выбор сочетаний (ассоциаций) микроорганизмов, характерных для естественной среды. Всего в экспериментах было использовано 10 ассоциаций микроорганизмов, в результате развития которых на поверхности мраморных блоков происходило формирование биопленок разного типа с различной скоростью. Вторичное кристаллообразование было отмечено в трех из десяти модельных ассоциаций, что показано с использованием сканирующей электронной микроскопии. При этом размер, форма и количество кристаллов оксала-тов кальция, образующихся в процессе развития биопленки, зависят от сочетания микроорганизмов. Полученные результаты в целом указывают на деструктивное (в разной степени) воздействие биопленок на подстилающий каменистый субстрат в зависимости от состава микробного сообщества, что необходимо учитывать при разработке способов защиты памятников от биоповреждений. Моделирование процессов колонизации мрамора микроорганизмами также открывает возможности для проведения испытаний защитных составов для мрамора в лабораторных условиях.
Библиографический список
1. Warscheid T., Braams J. Biodeterioration of stone: A review // International Biodeterioration & Biodegradation. — 2000. — Vol. 46. — P. 343—368.
2. Gorbushina A., Krumbein W. Subaerial microbial mats and their effects on soil and rock // Microbial Sediments. — 2000. — P. 161—170.
3. Viles H., Gorbushina A. Soiling and microbial colonisation on urban roadside limestone: a three year study in Oxford, England // Build. Environ. — 2003. — Vol. 38. — P. 1217—1224.
4. Salvadori O., Municchia A. The role of fungi and lichens in the biodeterioration of stone monuments // Open Conf. Proc. J. — 2015. — Vol. 6 (1). — P. 70—82.
5. De Leo F., Urzi C. Microfungi from deteriorated materials of cultural heritage // Fungi from Different Substrates. — 2015. — P. 144—158.
6. Власов Д. Ю., Зеленская М. С., Франк-Каменецкая О. В. Микромицеты на мраморных памятниках музейных некрополей Александро-Невской лавры // Микология и фитопатология. — 2002. — Т. 36 (3). — С. 7—10.
7. Marvasi M., Donnarumma F., Frandi A. Black microcolonial fungi as deteriogens of two famous marble statues in Florence, Italy // International Biodeterioration & Biodegradation. — 2012. — Vol. 68. — P. 36—44.
8. Martino P. What about biofilms on the surface of stone monuments? // The open conference proceedings journal. — 2016. — P. 14—28.
9. Kemmling A., Kamper M., Flies C., Schieweck O., Hoppert M. Biofilms and extracellular matrices on geomaterials // Environmental Geology. — 2004. — Vol. 46. — P. 429—435.
10. Saarela M., Alakomi H. L., Suihko M. L., Maunuksela L., RAASKA L., Mattila-Sandholm T. Heterotrophic microorganisms in air and biofilm samples from Roman catacombs, with special emphasis on actinobacteria and fungi // International Bio-deterioration & Biodegradation. — 2004. — Vol. 54. — P. 27—37.
11. Sazanova K., Zelenskaya M., Vlasov A., Bobir S., Yakkonen K., Vlasov D. Microorganisms in Superficial Deposits on the Stone Monuments in Saint Petersburg. Microorganisms. — 2022. — P. 316.
12. Lombardozzi V., Castignano T., D'Antonio M., Casanova A., Caneva G. An interactive database for an ecological analysis of stone biopitting // International Biodeterioration & Biodegradation. — 2012. — Vol. 73. — P. 8—15.
13. Sazanova K., Frank-Kamenetskaya O., Vlasov D. Yu., Zelenskaya M., Vlasov A. D., Rusakov A., Petrova M. Carbonate and Oxalate Crystallization by Interaction of Calcite Marble with Bacillus subtilis and Bacillus subtilis—Aspergillus niger Association // Crystals. — 2020. — Vol. 10. — P. 756.
14. Бобир С. Ю., Зеленская М. С., Власов Д. Ю., Нестеров Е. М. Мониторинг микобиоты каменных памятников музейных некрополей Санкт-Петербурга // Проблемы региональной экологии. — 2019. — С. 27—32.
15. Сазанова К. В., Зеленская М. С., Бобир С. Ю., Власов Д. Ю. Микромицеты в биопленках на каменных памятниках Санкт-Петербурга // Микология и фитопатология. — 2020. — С. 329—339.
EXPERIMENTAL MODELLING OF COLONIZATION PROCESSES OF MARBLE BY MICROORGANISMS ISOLATED FROM DAMAGED MARBLE MONUMENTS
S. Yu. Bobir, Postgraduate, Herzen State Pedagogical University of Russia, sv_bobir@mail.ru, Saint-Petersburg, Russia References
1. Warscheid T., Braams J. Biodeterioration of stone: A review. International Biodeterioration & Biodegradation, 2000, Vol. 46. P. 343-368.
2. Gorbushina A., Krumbein W. Subaerial microbial mats and their effects on soil and rock. Microbial Sediments, 2000. P. 161—170.
3. Viles H., Gorbushina A. Soiling and microbial colonisation on urban roadside limestone: a three year study in Oxford, England. Build. Environ, 2003, Vol. 38. P. 1217—1224.
4. Salvadori O., Municchia A. The role of fungi and lichens in the biodeterioration of stone monuments. Open Conf. Proc. J, 2015, Vol. 6 (1). P. 70—82.
5. De Leo F., Urzi C. Microfungi from deteriorated materials of cultural heritage. Fungi from Different Substrates, 2015. P. 144—158.
6. Vlasov D. Yu., Zelenskaya M. S., Frank-Kamenetskaya O. V. Micromicety na mramornyh pamyatnikah muzeinyh nekropolei Aleksandro-Nevskoi Lavry. Micromycetes on marble monuments of AlexanderNevskaya lavra museum necropolis (St. Petersburg). Mikologiya i fitopatologiya. 2002. Vol. 36 (3). P. 7—10 [in Russian].
7. Marvasi M., Donnarumma F., Frandi A. Black microcolonial fungi as deteriogens of two famous marble statues in Florence, Italy. International Biodeterioration & Biodegradation, 2012. Vol. 68. P. 36—44.
8. Martino P. What about biofilms on the surface of stone monuments? The open conference proceedings journal, 2016. P. 14—28.
9. Kemmling A., Kamper M., Flies C., Schieweck O., Hoppert M. Biofilms and extracellular matrices on geomaterials. Environmental Geology, 2004. Vol. 46. P. 429—435.
10. Saarela M., Alakomi H. L., Suihko M. L., Maunuksela L., RAASKA L., Mattila-Sandholm T. Heterotrophic microorganisms in air and biofilm samples from Roman catacombs, with special emphasis on actinobacteria and fungi. International Biode-terioration & Biodegradation, 2004. Vol. 54. P. 27—37.
11. Sazanova K., Zelenskaya M., Vlasov A., Bobir S., Yakkonen K., Vlasov D. Microorganisms in Superficial Deposits on the Stone Monuments in Saint Petersburg. Microorganisms, 2022. P. 316.
12. Lombardozzi V., Castignano T., D'Antonio M., Casanova A., Caneva G. An interactive database for an ecological analysis of stone biopitting. International Biodeterioration & Biodegradation, 2012. Vol. 73. P. 8—15.
13. Sazanova K., Frank-Kamenetskaya O., Vlasov D. Yu., Zelenskaya M., Vlasov A. D., Rusakov A., Petrova M. Carbonate and Oxalate Crystallization by Interaction of Calcite Marble with Bacillus subtilis and Bacillus subtilis—Aspergillus niger Association. Crystals, 2020, Vol. 10. P. 756.
14. Bobir S. IU., Zelenskaia M. S., Vlasov D. Iu., Nesterov E. M. Monitoring mikobioty kamennyh pamyatnikov muzeinyh nekropolei Sankt-Peterburga / Monitoring of mycobiota of stone monuments of museum necropolises in St. Petersburg. Prob-lemy regionalnoi ekologii, 2019. P. 27—32 [in Russian].
15. Sazanova K. V., Zelenskaia M. S., Bobir S. Iu., Vlasov D. Iu. Mikromicety v bioplenkah na kamennyh pamyatnikah Sankt-Peterburga. [Micromycetes in biofilms on stone monuments of St. Petersburg]. Micologiia i fitopatalogiia, 2020. P. 329—339 [in Russian].
