CC BY
0УДК: 616.36-089.844+616.61-089.844:577.15 DOI: 10.29039/2224-6444-2023-13-4-35-42
ДИНАМИКА ЩЕЛОЧНОЙ ФОСФАТАЗЫ И ЕЕ ИЗОФЕРМЕНТОВ В КРОВИ И СЛЕЗНОЙ ЖИДКОСТИ КРОЛИКОВ ПОСЛЕ РАЗЛИЧНЫХ ВАРИАНТОВ ПЛАСТИКИ ПЕЧЕНИ И ПОЧКИ
Коханов А. В., Зурнаджан С. А., Мусатов О. В., Луцева О. А., Серебряков А. А., Масленников И. В., Шамрина С. С.
ФГБОУ ВО «Астраханский государственный медицинский университет Минздрава России», 414000, ул. Бакинская, 121, Астрахань, Россия
Для корреспонденции: Коханов Александр Владимирович, доктор медицинских наук, профессор кафедры фундаментальной химии ФГБОУ ВО «Астраханский государственный медицинский университет», e-mail: kokhanov@mail.ru
For correspondence: Alexander V. Kokhanov, MD, professor of the Department of Fundamental Chemistry, Astrakhan State Medical University, e-mail: kokhanov@mail.ru
Information about authors:
Kokhanov A. V., http://orcid.org/0000-0002-4167-6299 Zurnadzhan S. A., https://orcid.org/0009-0005-0514-9829 Musatov O. V., https://orcid.org/0009-0001-7646-4931 Lutseva O. A., https://orcid.org/0009-0001-7720-9713 Serebryakov A. A., https://orcid.org/0000-0002-2574-7739 Maslennikov I. V., https://orcid.org/0009-0002-5568-7367 Shamrina S. S., https://orcid.org/0009-0001-7720-9713
РЕЗЮМЕ
Проблема сохранных операций при разрывах печени и почки остается одной из актуальных в хирургической теории и практике. При этом наиболее ответственным моментом является правильный подбор материала для укрытия поврежденной паренхимы, который должен обладать надежными гемостатическими свойствами и максимальной биологической инертностью. Многолетние экспериментальные и клинические наблюдения показали хорошие пластические и реваскуляризирующие свойства аутоматериала для укрытия ран печени и почки ран на основе лоскута с сохраненным кровоснабжением, выкроенного из серозно-мышечно-подслизистого лоскута желудка (СМПЛЖ). В случае моделирования раны печени или почки с укрытием ее указанным аутотрансплантатом наиболее адекватным вариантом контроля за восстановительным процессом в паренхиме этих органов у человека и животных могут служить тесты на щелочную фосфатазу (ЩФ) и ее кишечный изофермент (КЩФ). Установлено однозначное преимущество в скорости заживления послеоперационных ран в группах экспериментальных животных, у которых раны печени и почки укрывались лоскутом СМПЛЖ, что подтверждают результаты определения в сыворотке крови активности ЩФ и КЩФ, чьи концентрации статистически достоверно ниже при пластике печени или почки аутотрансплантатом. При сравнении между собой групп кроликов с ушитыми и укрытыми пластическим материалом ранами печени и почки статистически значимых различий между попарно сравниваемыми группами паренхиматозных органов не выявлено. Установлено, что активность ЩФ и КЩФ в сыворотке крови статистически достоверно выше их значений в слезной жидкости (р<0,05). Однако количества ЩФ и КЩФ в слезной жидкости вполне достаточно, чтобы использовать этот простой тест в экспериментальной хирургии для оценки качества лечения при различных вариантах пластических операций на паренхиме печени и почки.
Ключевые слова: экспериментальная хирургия, травма печени и почки, общая и кишечная щелочная фосфатаза, слезная жидкость.
DYNAMICS OF ALKALINE PHOSPHATASE AND ITS ISOENZYMES IN RABBITS' BLOOD AND TEAR FLUID AFTER VARIOUS OPTIONS OF LIVER AND KIDNEY PLASTY
Kokhanov A. V., Zurnadzhan S. A., Musatov O. V., Lutseva O. A., Serebryakov A. A., Maslennikov I. V., Shamrina S. S.
Astrakhan State Medical University, Astrakhan, Russia
SUMMARY
The problem of safe operations for ruptures of the liver and kidney remains one of the most pressing in surgical theory and practice. In this case, the most crucial point is the correct selection of material for covering the damaged parenchyma, which must have reliable hemostatic properties and maximum biological inertness Long-term experimental and clinical observations have shown good plastic and revascularizing properties of an automaterial for covering wounds of the liver and kidney wounds based on a flap with preserved blood supply, cut from a serous-muscular-sub-mucosal flap of the stomach (SMSFS). In the case of modeling a wound of the liver or kidney with its covering with the specified autograft, the most adequate option for monitoring the recovery process in the parenchyma of these organs
in humans and animals can be tests for alkaline phosphatase (AP) and intestinal AP (IAP). An unambiguous advantage in the rate of healing of postoperative wounds was established in groups of experimental animals in which the wounds of the liver and kidney were covered with a serous-muscular-submucosal flap of stomach, which is confirmed by the results of determining the activity of total and IAP in the blood serum, whose concentrations are statistically significantly lower in the case of liver or kidney plastic surgery with an autograft. When comparing groups of rabbits with liver and kidney wounds sutured and covered with plastic material, no statistically significant differences were found between pairwise compared groups of parenchymal organs. It was found that the activity of two AP in the blood serum was statistically significantly higher than their values in the tear fluid (p<0.05). However, the amount of total and intestinal alkaline phosphatase in the tear fluid is quite sufficient to use this simple test in experimental surgery to assess the quality of treatment for various types of plastic surgery on the liver and kidney parenchyma.
Key words: experimental surgery, injury of liver and kidney, total and intestinal alkaline phosphatase, tear fluid.
Выполнение органосохраняющих операции при травматических повреждениях паренхиматозных органов относится к актуальным задачам современной хирургии. Для реализации этого хирургического направления ведется поиск новых биологических материалов, способных не только обеспечить надёжный гемостаз, но и активно стимулировать процессы регенерации в ране [1; 2].
Многолетние экспериментальные исследования [3; 4] и клинические наблюдения [5; 6] показали хорошие пластические и реваскуляри-зирующие свойства аутоматериала для укрытия ран печени и почки на основе выкроенного се-розно-мышечно-подслизистого лоскута желудка (СМПЛЖ) с сохраненным кровоснабжением. В случае моделирования ран печени или почки с использованием трансплантатов наиболее адекватным вариантом контроля за локальным восстановительным процессом в паренхиме этих органов у человека и животных могут служить результаты гистологических, иммунологических, микробиологических и биохимических исследований. А системный характер постравматических изменений в паренхимы печени или почки могут отражать изменение в сыворотке крови уровней острофазовых маркеров системной воспалительную реакцию и активности многих ферментов [57], в том числе соотношение различных изофер-ментов щелочной фосфатазы (ЩФ) [8-10].
ЩФ входящая в класс гидролаз (код фермента КФ 3.1.3.1.), благодаря своим многочисленным функциям, относится к числу самых распространенных ферментов человека и млекопитающих. Тест на ЩФ в сыворотке крови применяется при различной патологии гепато-билиарной системы, почек, костной системы и беременности. Помимо сыворотки крови активность ЩФ определяют в моче, кишечном соке, кале, химусе и других биологических жидкостях человека и животных [11-13].
Происхождение ЩФ и ее изоферментов в слезной жидкости у кроликов имеют различные источники: секрет слезных желез, секреция или экскреция эпителиальных клеток роговицы или
конъюнктивы кроликов. Некоторые ферменты поступают в слезную жидкость из плазмы только в случаях увеличения сосудистой проницаемости конъюнктивы [14-18]. Исследование активности ЩФ в слезной жидкости открывает новые перспективы в диагностике хирургической патологии в эксперименте.
Цель работы - экспериментальное изучение эффективности различных вариантов лечения ран печени и почки на основании показателей ЩФ и ее изофермента кишечной ЩФ (КЩФ) в крови и слезной жидкости.
МАТЕРИАЛ И МЕТОДЫ
Для исследования использованы 48 кроликов породы Шиншилла серая весом от 1,5 до 2,0 кг, которые были распределены на две опытные группы из 17 (аутопластика печени) и 17 кроликов (аутопластика почки) и 2 группы сравнения из 7 (гепаторафия) и 7 кроликов (ушивание раны почки с тампонадой фрагментом большого сальника на сосудистой ножке). Контрольной группой служили 20 кроликов, у которых брали кровь и слезную жидкость до начала эксперимента. Обезболивание осуществлялось введением 5% раствора Золетила 100 («УиЬас», Франция).
На 17 кроликах первой опытной группы (аутопластика печени СМПЛЖ) после срединной ла-паротомии специальным устройством на передней поверхности печени моделировалась рваная рана с линейными размерами: 0,6 см в длину, 0,2 см в высоту и 0,2 см в глубину [9]. По ходу операции через лапаротомический разрез у всех 17 кроликов выкраивался СМПЛЖ. Образованные раны печени ушивались двойным восьмиобраз-ным гемостатическим швом.
На 7 кроликах первой группы сравнения (ге-паторафии) после наркоза и вскрытия брюшной полости специальным устройством разрывалась паренхима на передней поверхности печени и моделировалась идентичная рваная рана, которая ушивались двойным восьмиобразным гемостати-ческим швом.
На 17 кроликах второй опытной группы после наркоза и вскрытия брюшной полости специ-
альным устройством разрывалась паренхима на наружной поверхности почки и моделировалась идентичная рваная рана с аналогичными размерами (см. группа 1). Далее через лапаротомиче-ский разрез у всех 17 кроликов для укрытия ран почки готовился аутоматериал с сохраненным кровоснабжением на основе СМПЛЖ, который имплантировался в рану и фиксировался двойным восьмиобразным гемостатическим швом.
На 7 кроликах второй группы сравнения (ушивание почки) после лапаротомии моделировалась идентичная рваная рана с аналогичными размерами, которая ушивалась двойным восьмиобраз-ным гемостатическим швом с тампонадой раны фрагментом большого сальника на сосудистой ножке.
Дальнейшие исследования на операционном столе и в послеоперационном периоде в группах опыта и сравнения идентичны. Размеры образующихся ран печени и почки моделировались таким образом, чтобы основные этапы заживления протекали на протяжении первой недели [7].
У всех животных опытных групп и групп сравнения в сроки 1, 3 и 7 суток после операций отбирали крови из ушной вены в объеме 2,5 мл. Вторым объектом нашего исследования являлись образцы слезной жидкости этих же кроликов в те же сроки эксперимента. Забор слезной жидкости выполнялся без дополнительной стимуляции на фильтровальную бумагу. Кружки фильтровальной бумаги размером 5 мм в диаметре закладывались за нижнее веко кролика на 5 минут. Белковые компоненты слезной жидкости экстрагировали нейтральным фосфатным буфером из расчета 50 мкл буфера на 1 кружок, затем полученный от кроликов материал центрифугировали 10 мин х 3000 g, и полученный материал, соответствующий слезной жидкости, разведённой в 10 раз, использовали для анализа.
Образцы сывороток крови и слезной жидкости до исследования хранили без консервации в морозильной камере при -20°С. Слезная жидкость у каждого кролика собиралась только из одного правого глаза.
В сыворотке крови и слезной жидкости изучали активность ЩФ и КЩФ. Активность ЩФ в крови и слезной жидкости кроликов измеряли на анализаторе МюгокЬ с реагентами фирмы Уйа1аЬ (Нидерланды). Для определения КЩФ во все параллельные образцы исследуемого биоматериала вносили 5 ммоль/л специфического ингибитора КЩФ L-гомоаргинина.
Полученные нами значения активности ЩФ и КЩФ представили в виде медианы (Ме) и ин-терквартильного размаха и Q3). Для сравнений различий между группами применялся
непараметрический критерий Манна-Уитни с уровнем значимости р<0,05.
Работа одобрена Этическим комитетом ФГБОУ ВО Астраханский ГМУ Минздрава России (протокол № 4 от 19.05.2022 г.) и полностью соответствует «Международным рекомендациям по проведению медико-биологических исследований с использованием лабораторных животных» и требованиям European Convention for the Protection of Vertebral Animais Used for Expérimental and Other Scientific Purposes. CETS No. 123.
РЕЗУЛЬТАТЫ
Результаты изучения активности ЩФ и КЩФ в сыворотке крови и слезной жидкости кроликов опытных и сравнительных групп представлены в таблицах 1 и 2.
На 1-е сутки после гепаторафии в сыворотке крови активность ЩФ достигает 419% от контрольных цифр до операции, а активность КЩФ 416% от уровня до операции. На 3-е сутки после гепаторафии в сыворотке крови наблюдается незначительное снижение уровня ЩФ до 405% и КЩФ до 401% от контроля. К 7 суткам после гепаторафии в сыворотке крови наблюдается заметное снижение уровня ЩФ до 302% и КЩФ до 292% соответственно (табл. 1).
На 1-е сутки после гепатопластики СМПЛЖ в сыворотке крови активность ЩФ достигает 386% от контрольных цифр до операции, а активность КЩФ достигает 396% от уровня до операции. На 3-е сутки после гепатопластики СМПЛЖ в сыворотке крови наблюдается незначительное снижение уровня ЩФ до 418% и КЩФ до 374% от контроля. На 7-е сутки после гепатопластики СМПЛЖ в сыворотке крови наблюдается заметное снижение уровня ЩФ до 225% и КЩФ до 235% соответственно (табл. 1).
На 1-е сутки после гепаторафии в слезной жидкости активность ЩФ достигает 92% от контрольных цифр до операции, а активность КЩФ на 100% равна уровням до операции. На 3-е сутки после гепаторафии различий в слезной жидкости относительно контроля ни по уровням ЩФ, ни по уровням КЩФ не установлено. И только к 7 суткам после гепаторафии в слезной жидкости наблюдается заметное снижение уровня ЩФ до 77% и КЩФ до 83% соответственно (табл. 1).
На 1-е сутки после гепатопластики СМПЛЖ в слезной жидкости активность ЩФ достигает 85% от контрольных цифр до операции, а активность КЩФ на 100% равна уровням до операции. На 3-е сутки после гепатопластики СМПЛЖ в слезной жидкости наблюдается заметное снижение уровня ЩФ до 69% и КЩФ до 83% соответственно. На 7-е сутки после гепатопластики СМПЛЖ
2023 т 13 № 4 крымский журнал экспериментальной и клинической медицины
Таблица 1. Изучение активности ЩФ и КЩФ в сыворотке крови и слезной жидкости кроликов после
моделирования у них операционной травмы печени. Table 1. Study of the activity of AP and IAP in the blood serum and tear fluid of rabbits after modeling their
surgical liver injury.
ЩФ, ед/л КЩФ, ед/л
Сыворотка крови Слезная жидкость Сыворотка крови Слезная жидкость
Контроль (n=20) 57,0* (29,8/65,3) 13,0 (5,8/16,0) 1,14* (0,60/1,31) 0,60 (0,28/0,80)
гепаторафия (n=7) 1-е сутки 239* (184/303) 12,0 (9,0/16,0) 4,74* (3,68/6,06) 0,60 (0,40/0,80)
гепаторафия (n=7) 3-е сутки 231* (152/295) 13,0 (7,0/18,0) 4,57* (3,04/5,90) 0,60 (0,40/0,90)
гепаторафия (n=7) 7-е сутки 172* (115/212) 10,0 (7,0/15,0) 3,33* (2,30/4,24) 0,50 (0,40/0,70)
СМПЛЖ (n=17) 1-е сутки 220* (162/285) 11,0 (9,0/15,0) 4,51* (3,24/5,70) 0,60 (0,50/0,80)
СМПЛЖ (n=17) 3-е сутки 238* (142/300) 9,0 (8,0/12,0) 4,26* (2,84/6,00) 0,50 (0,40/0,60)
СМПЛЖ (n=17) 7-е сутки 128 (75/159) 8,0 (6,0/13,0) 2,68 (1,50/3,18) 0,50 (0,30/0,70)
Примечание: * достоверные различия между опытной и контрольной группами (р<0,05)
в слезной жидкости наблюдается заметное снижение уровня ЩФ до 62% и КЩФ до 83% соответственно (табл. 1).
Сравнение двух групп кроликов с различными вариантами лечения травмы печени в различные сроки после операции показало существенное преимущество гепатопластики СМПЛЖ по сравнению с гепаторафией, о чем свидетельствуют более низкие значения ЩФ и КЩФ при пластике печени лоскутом СМПЛЖ в сыворотке крови. В сыворотке крови после пластики печени уровни ЩФ на первые сутки после операции составили 92% по сравнению с результатом у кроликов после гепаторафии, на третьи сутки были выше (103%), чем в группе с гепаторафией и на седьмые сутки на 74% по сравнению с гепаторафией. Уровни КЩФ на первые сутки после операции составили 95% по сравнению с результатом у кроликов после гепаторафии, на третьи сутки составили 93% по сравнению с результатом у кроликов после гепаторафии и на седьмые сутки на 86% ниже по сравнению с гепаторафией.
А вот различия результатов сравнения изменений ЩФ и КЩФ в слезной жидкости в двух групп кроликов с различными вариантами лечения травмы печени не так очевидны. В слезной жидкости после пластики печени уровни ЩФ на первые сутки после операции составили 92% по сравнению с результатом у кроликов после гепа-торафии, на третьи сутки 69% по сравнению с гепаторафией и на седьмые сутки составили 80% от уровня в группе с гепаторафией. Уровни КЩФ в слезной жидкости на первые сутки после опе-
рации на 100% равны уровням в группе кроликов после гепаторафии, на третьи сутки на 83% ниже по сравнению с группой кроликов после гепаторафии и на седьмые сутки после операции различия между группами гепаторафии и гепато-пластики опять отсутствуют (табл. 1).
В сыворотках крови 7 кроликов после ушивания рана почки и 17 кроликов после пластики почки кожным лоскутом СМПЛЖ на 1-е, 3-е и 7-е сутки после операции в сыворотке крови и слезной жидкости определяли медианы, 1-й и 3-й квартили активностей двух щелочных фосфатаз (табл. 2).
На 1-е сутки после моделирования рана почки в сыворотке крови активность ЩФ достигает 314% от контрольных цифр до операции, а активность КЩФ достигает 327% от уровня до операции. На 3-е сутки заживления рана почки в сыворотке крови наблюдается дальнейшее повышение уровня ЩФ до 295% и КЩФ до 302% от контроля. К 7 суткам заживления рана почки в сыворотке крови наблюдается заметное снижение уровня ЩФ до 184%, а сывороточный уровень КЩФ в этот срок сохраняется на высоком уровне 268% от активности в контрольной группе (табл. 2).
На 1-е сутки после пластики раны почки с помощью СМПЛЖ в сыворотке крови активность ЩФ достигает 342% от контрольных цифр до операции, а активность КЩФ достигает 344% от уровня до операции. На 3-е сутки после пластики раны почки с помощью СМПЛЖ в сыворотке крови наблюдается снижение уровня ЩФ до 281% и КЩФ до 323% от контроля. На 7-е сутки
Таблица 2. Изучение активности ЩФ и КЩФ в сыворотке крови и слезной жидкости кроликов после
моделирования у них операционной травмы почки. Table 2. Study of the activity of AP and IAP in the blood serum and tear fluid of rabbits after modeling their
surgical kidney injury.
ЩФ, ед/л КЩФ, ед/л
Сыворотка крови Слезная жидкость Сыворотка крови Слезная жидкость
Контроль (п=20) 57,0* (29,8/65,3) 13,0 (5,8/16,0) 1,14* (0,60/1,31) 0,60 (0,28/0,80)
рана почки (п=7) 1-е сутки 179* (147/288) 11,0 (7,5/17,0) 3,73* (2,93/5,76) 0,60 (0,40/0,85)
рана почки (п=7) 3-е сутки 168* (123/283) 10,0 (6,0/13,5) 3,44* (2,45/6,00) 0,50 (0,35/0,70)
рана почки (п=7) 7-е сутки 105* (70/183) 9,0 (6,0/13,0) 3,05* (2,19/5,81) 0,50 (0,35/0,65)
пластика почки (п=17) 1-е сутки 195* (143/290) 10,0 (8,0/16,5) 3,92* (2,87/5,80) 0,50 (0,40/0,80)
пластика почки (п=17) 3-е сутки 160* (140/270) 9,0 (7,0/13,0) 3,68* (2,81/5,51) 0,50 (0,35/0,65)
пластика почки (п=17) 7-е сутки 82 (62/132) 8,0 (6,5/9,5) 1,84 (1,24/2,63) 0,50 (0,30/0,55)
Примечание: * достоверные различия между опытной и контрольной группами (р<0,05)
после пластики раны почки с помощью СМПЛЖ в сыворотке крови наблюдается заметное восстановление уровня ЩФ до 144% от нормы и КЩФ до 161% соответственно (табл. 2).
На 1-е сутки после моделирования рана почки в слезной жидкости активность ЩФ достигает 85% от контрольных цифр до операции, а активность КЩФ на 100% равна уровням до операции. На 3-е сутки заживления рана почки различий в слезной жидкости уровням ЩФ составляют 77% относительно контроля, а уровни КЩФ 83% от контроля. И только к 7 суткам заживления рана почки в слезной жидкости наблюдается заметное снижение уровня ЩФ до 69% и КЩФ до 83% соответственно (табл. 2).
На 1-е сутки после пластики раны почки с помощью СМПЛЖ в слезной жидкости активность ЩФ достигает 77% от контрольных цифр до операции, а активность КЩФ 83% от уровня до операции. На 3-е сутки после пластики раны почки с помощью СМПЛЖ в слезной жидкости наблюдается заметное снижение уровня ЩФ до 69% и КЩФ до 83% соответственно. На 7-е сутки после пластики раны почки с помощью СМПЛЖ в слезной жидкости наблюдается дальнейшее снижение уровня ЩФ до 62% и КЩФ до 83% соответственно (табл. 2).
Сравнение двух групп кроликов с различными вариантами лечения травмы почки в различные сроки после операции показало существенное преимущество пластики раны почки с помощью СМПЛЖ по сравнению с простым ушиванием
раны почки, о чем свидетельствуют более низкие значения ЩФ и КЩФ при пластике почки лоскутом СМПЛЖ в сыворотке крови. В сыворотке крови после пластики раны почки с помощью СМПЛЖ уровни ЩФ на первые сутки после операции составили 109% по сравнению с результатом у кроликов с простым ушиванием раны почки, но уже на третьи сутки были на 95% ниже, чем в группе с ушиванием раны почки, а на седьмые сутки даже на 78% ниже по сравнению с ушиванием раны почки. Уровни КЩФ в сыворотке крови после пластики раны почки с помощью СМПЛЖ на первые сутки и третьи сутки после операции составили 105% и 107% соответственно по сравнению с результатом у кроликов с простым ушиванием раны почки, и только на седьмые сутки проявляется эффект пластики с помощью СМПЛЖ, но сразу до 60% по сравнению с ушиванием раны почки.
А вот различия результатов сравнения изменений ЩФ и КЩФ в слезной жидкости в двух групп кроликов с различными вариантами лечения травмы почки не так очевидны. В слезной жидкости уровни ЩФ после пластики раны почки с помощью СМПЛЖ на первые сутки после операции составили 92% по сравнению с результатом у кроликов с простым ушиванием раны почки, на третьи сутки 90% по сравнению с ушиванием раны почки и на седьмые сутки на 89% по сравнению с группой кроликов с простым ушиванием раны почки. Уровни КЩФ в слезной жидкости на первые сутки после операции пластики раны
почки с помощью СМПЛЖ на 83% ниже по сравнению с группой кроликов с простым ушиванием раны почки, а на третьи и седьмые сутки различия между группами после пластики раны почки с помощью СМПЛЖ и простого ушивания раны почки по уровням КЩФ отсутствуют (табл. 2).
ОБСУЖДЕНИЕ
Полученные результаты свидетельствуют об установленном однозначном преимуществе в скорости заживления послеоперационных ран после их укрытия СМПЛЖ. Нами констатировано, что искомый желудочный аутотрансплантат на сосудистой ножке отличался более равномерным распределением кровотока в микроцирку-ляторном русле по сравнению с фиксированным сальником [5; 6; 19; 20].
Анализ полученных данных показал преимущество использования СМПЛЖ на сосудистой ножке при укрытии ран паренхиматозных органов по сравнению с другими различными био-и полимерными материалами и особенно — по сравнению с обычным ушиванием [7]. Сравнительный анализ динамики темпов регенерации раны печени и почки кролика после применения СМПЛЖ, гепаторафии, оментонефропластики и различных синтетических материалов для укрытия ран печени и почки наглядно продемонстрировали преимущества желудочного аутотран-сплантата, при котором некротические ткани в ране печени и почки под лоскутом исчезали к 5-х суткам после операции [7].
Значительное улучшение темпов репаративно-го процесса при использовании серозно-мышеч-ного лоскута желудка по сравнению с большим сальником, полимерными композициями, гепато-рафией и нефрорафией обусловлено отсутствием соединительнотканных разрастаний в лоскуте и более интенсивной микроциркуляцией в паренхиме печени и почки, имеющей равномерный характер на всём протяжении поврежденного органа [4; 7; 20]. В тоже время геометрическая конфигурация реципиентного участка не оказывает влияния на динамику и равномерный характер микроциркуляции в СМПЛЖ. Она на всем протяжении эксперимента она более интенсивна в стенке большой кривизны желудка по сравнению с фиксированным к операционной ране сальником [7; 19; 20].
В случае моделирования раны печени или почки с тампонадой ее описанным аутотранспланта-том наиболее адекватным вариантом контроля восстановительных процессов в паренхиме этих органов у человека и животных являются тесты на ЩФ в различных биологических жидкостях. При этом активность ЩФ сыворотки крови и слезной жидкости после операции на паренхи-
матозных органах позволяет эффективно отслеживать динамику репарации в поврежденных тканях печени и почки [3; 9].
ВЫВОДЫ
1. Использование СМПЛЖ на сосудистой ножке показало существенные преимущества в характере заживления экспериментальных ран печени и почки по сравнению с гепаторафией и нефрорафией.
2. Определения активность ЩФ в слёзной жидкости может служить индикатором для оценки качества проведенных операций на печени и почке.
3. Определение активности ЩФ в сыворотке крови отражает характер течения репаратив-ной регенерации, так как этот фермент характеризует состояние энергетического обмена в травмированных клетках.
Конфликт интересов. Авторы заявляют об отсутствии конфликта интересов.
Conflict of interest. The authors have no conflict of interests to declare.
ЛИТЕРАТУРА
1. Шапкин Ю. Г., Чалык Ю. В., Стекольников Н. Ю., Кузяев Т. Р. Тампонирование в хирургическом лечении тяжелых повреждений печени. Политравма. 2020;1:18-22. doi:10.24411/1819-1495-2020-10003.
2. Евтихов А. В., Любивый Е. Д., Ким В. Л. Клинические наблюдения лечения тяжелых травматических повреждений печени. Хирургия. Журнал им. Н. И. Пирогова. 2020;7:89-92. doi:10.17116/hirurgia202007189.
3. Мусатов О. В., Зурнаджан С. А., Коханов А. В. Динамика индикаторных ферментов сыворотки крови в зависимости от видов операций при разрыве почки в эксперименте. Экспериментальная и клиническая урология. 2014;1:16-19.
4. Мусатов О. В. Сравнительная оценка динамики сывороточного лизоцима после гастропла-стики ран печени, селезенки и почки в эксперименте. Хирург. 2011;1:8-12.
5. Одишелашвили Г. Д., Пахнов Д. В., Пахнова Т. В. Хирургическая тактика при тяжелом травматическом повреждении печени. Прикаспийский вестник медицины и фармации. 2023;4(1):75-79. doi:10.29039/2712-8164-2023-1-75-79
6. Кутуков В. Е., Зурнаджьянц В. А. Использование серозно-мышечно-подслизистого лоскута желудка при ушивании ран двенадцатиперстной кишки. Хирургия. Журнал им. Н. И. Пирогова. 2001;1:29.
7. Мусатов О. В., Коханов А. В., Зурнаджан С. А. Прогнозирование характера течения репара-тивной регенерации после оперативного лечения
механической травмы печени. Оренбургский медицинский вестник. 2015;4(12):76-77.
8. Медведева С. Ю., Шафигуллина 3. А., Данилова И. Г. Состояние соединительнотканных элементов при диффузном токсическом повреждении печени и его коррекции. Российский иммунологический журнал. 2019;13(2-2):861-863. doi: 10.31857/S102872210006647-6.
9. Мусатов О. В., Зурнаджан С. А., Коханов А. В. Активность щелочной фосфатазы сыворотки крови в зависимости от вида операции при ранах печени, селезенки и почки в эксперименте. Астраханский медицинский журнал. 2017;12(2):63-69.
10. Серебряков А. А., Мусатов О. В., Луцева О. А., Коханов А. В., Зурнаджан С. А. Активность некоторых ферментов при моделировании повреждения почки в эксперименте. Современные проблемы науки и образования. 2018;3; URL: http://www.science-education.ru/article/ view?id=27717 (Дата обращения: 21.06.2021).
11. Millan J. L. Mammalian alkaline phosphatases. From biology to applications in medicine and biotechnology. Weinheim: WILEY-VcH Verlag GmbH & Co, KGaA; 2006.
12. Wada A., Wang A. P., Isomoto H., Satomi Y., Takao T., Takahashi A., Awata S., Nomura T., Fujii Y., Kohno S., Okamoto K., Moss J., Millan J. L., Hirayama T. Placental and intestinal alkaline phosphatases are receptors for Aeromonas sobria hemolysin. Int. J. Med. Microbiol. 2005;294(7):427-435. doi:10.1016/j.ijmm.2004.09.012.
13. Николаев А. А. Структура и функции плацентарной щелочной фосфатазы (обзор литературы). Проблемы репродукции. 2015;3:24-29. doi:10.17116/repro201521324-29.
14. Zhou L., Beuerman R. W. Tear analysis in ocular surface diseases. Prog Retin Eye Res. 2012;31(6):527-550. doi:10.1016/j. preteyeres.2012.06.002.
15. Яровая Г. А., Нешкова Е. А., Мошетова Л. К. Молекулярные маркеры протеолиза слезной жидкости при сосудистых заболеваниях глаза. Аллергология и иммунология. 2017;18(3):189.
16. Петренко М. А., Штарберг М. А., Бородин Е. А. Внутриглазная и слезная жидкости как биоматериал для биохимических исследований. Амурский медицинский журнал. 2019;4(28):40-42.
17. Чеснокова Н. Б. Клиническое значение биохимического исследования слезной жидкости (обзор литературы). МРЖ. 1986. Раздел VIII;3:7-11.
18. Hagan S., Martin E., Enriquez-de-Salamanca A. Tear fluid biomarkers in ocular and systemic disease: Potential use for predictive, preventive and personalised medicine. EPMA J. 2016;7(1): 15. doi:10.1186/s13167-016-0065-3.
19. Мусатов О. В., Зурнаджан С. А., Богатырёва О. Е Морфометрическая оценка очищения от
некрозов ран печени, селезенки и почки в зависимости от способа их ушивания в эксперименте. Бюллетень экспериментальной биологии и медицины. 2008;146(11):591-593.
20. Мусатов О. В., Тризно М. Н. Микроциркуляция в васкуляризированных аутотрансплан-татах при закрытии ран печени и почки в эксперименте. Хирургия. Журнал им. Н. И. Пирогова. 2013;12:24.
REFERENCES
1. Shapkin Yu. G., Chalyk Yu. V., Stekolnikov N. Yu., Kuzyaev T.R. Packing in surgical treatment of severe liver damage. Polytrauma. 2020;1:18-22. (In Russ.). doi:10.24411/1819-1495-2020-10003.
2. Evtikhov A. V., Lyubivyy E. D., Kim V. L. Treatment of severe liver trauma. Pirogov Russian Journal of Surgery. 2020;7:89-92. (In Russ.). doi:10.17116/hirurgia202007189
3. Musatov O. V., Zurnadzhan S. A., Kokhanov A. V. Dynamics of indicator enzymes in blood serum depending on the types of operations for kidney rupture in an experiment. Experimental and clinical urology. 2014;1:16-19. (In Russ.).
4. Musatov O. V. Comparative assessment of the dynamics of serum lysozyme after gastroplasty of wounds of the liver, spleen and kidney in an experiment. Surgeon. 2011;1:8-12. (In Russ.).
5. Odishelashvili G.D., Pakhnov D.V., Pakhnova T.V. Surgical tactics for severe traumatic liver injury. Caspian Bulletin of Medicine and Pharmacy. 2023;4(1):75-79. (In Russ). doi: 10.29039/27128164-2023-1-75-79.
6. Kutukov V. E., Zurnadzhyants V. A. Use of a serous-muscular-submucosal gastric flap for suturing duodenal wounds. Surgery. Journal named after N. I. Pirogov. 2001;1:29. (In Russ.).
7. Musatov O. V., Kokhanov A. V., Zurnadzhan S. A. The prediction of clinical course of reparative regeneration following surgical management of mechanical injury of liver. Orenburg medical bulletin. 2015;4(12):76-77. (In Russ.).
8. Medvedeva S. Yu., Shafigullina Z. A., Danilova I. G. The state of connective tissue elements of the liver with diffuse toxic damage and its correction. Russian immunological journal. 2019;13(2-2):861-863. (In Russ.). doi:10.31857/S102872210006647-6.
9. Musatov O. V., Zurnadzhan S. A., Kokhanov A. V. Activity of serum alkaline phosphatase depending on the type of operation at liver, spleen and kidney wounds experimentally. Astrakhan Medical Journal. 2017;12(2):63-69. (In Russ.).
10. Serebryakov A. A., Musatov O. V., Lutseva O. A., Kokhanov A. V., Zurnadzhan S. A. Activity of some enzymes in modeling kidney damage in an experiment. Modern problems of science and education. 2018;3; URL: http://www.science-
education.ru/article/view?id=27717. (access date: 21.06.2021). (In Russ.).
11. Millan J. L. Mammalian alkaline phosphatases. From biology to applications in medicine and biotechnology. Weinheim: WILEY-VcH Verlag GmbH & Co, KGaA, 2006;336.
12. Wada A., Wang A. P., Isomoto H., Satomi Y., Takao T., Takahashi A., Awata S., Nomura T., Fujii Y., Kohno S., Okamoto K., Moss J., Millan J. L., Hirayama T. Placental and intestinal alkaline phosphatases are receptors for Aeromonas sobria hemolysin. Int. J. Med. Microbiol. 2005;294:427-435. doi:10.1016/j.ijmm.2004.09.012.
13. Nikolaev A. A. Structure and functions of placental alkaline phosphatase (literature review). Reproduction problems. 2015;3:24-29. (In Russ). doi: 10.17116/repro201521324-29.
14. Zhou L., Beuerman R. W. Tear analysis in ocular surface diseases. Prog Retin Eye Res. 2012;31(6):527-550. doi:10.1016/j. preteyeres.2012.06.002.
15. Yarovaya G. A., Neshkova E. A., Moshetova L. K. Molecular markers of tear fluid proteolysis in vascular diseases of the eye. Allergology and immunology. 2017;18(3):189. (In Russ.).
16. Petrenko M. A., Starberg M. A., Borodin E. A. Intraocular and lacrimal fluid as a biomaterial for biochemical research. Amur Medical Journal. 2019;4(28):40-42. (In Russ.).
17. Chesnokova N. B. Clinical significance of biochemical study of tear fluid (literature review). Medical abstract journal. 1986. Section VIII;3:7-11. (In Russ.).
18. Hagan S., Martin E., Enriquez-de-Salamanca A. Tear fluid biomarkers in ocular and systemic disease: Potential use for predictive, preventive and personalised medicine. EPMA J. 2016;7(1): 15. doi:10.1186/s13167-016-0065-3.
19. Musatov O. V., Zurnadzhan S. A., Bogatyreva O. E. Morphometric assessment of cleansing of necrosis of wounds of the liver, spleen and kidney, depending on the method of their suturing in the experiment. Bulletin of Experimental Biology and Medicine. 2008;146(11):591-593. (In Russ.).
20. Musatov O. V., Trizno M. N. Microcirculation in vascularized autografts during closure of liver and kidney wounds in an experiment. Surgery. Journal named after N.I. Pirogov. 2013;12:24. (In Russ.).
