CC BY
4
Известия Саратовского университета. Новая серия. Серия: Химия. Биология. Экология. 2024. Т. 24, вып. 2. С. 196-201 Izvestiya of Saratov University. Chemistry. Biology. Ecology, 2024, vol. 24, iss. 2, pp. 196-201
https://ichbe.sgu.ru https://doi.org/10.18500/1816-9775-2024-24-2-196-201, EDN: EUHPDP
Научная статья УДК 577.344.3. 57.033
Динамика формирования у Staphylococcus aureus толерантности к фиолетовому (405 нм) еветодиодному излучению при многократном воздействии
Е. С. Тучина М. В. Каневский, Эль-Хих Айя Нидаль, Ю. И. Сливина
Саратовский национальный исследовательский государственный университет имени Н. Г. Чернышевского, Россия, 410012, г. Саратов, ул. Астраханская, д. 83
Тучина Елена Святославна, кандидат биологических наук, доцент кафедры биохимии и биофизики, [email protected], https://orcid. org/0000-0003-4498-2846
Каневский Матвей Владимирович, кандидат биологических наук, доцент кафедры биохимии и биофизики, [email protected], https://orcid.org/0000-0002-5932-6748
Эль-Хих Айя Нидаль, студент кафедры биохимии и биофизики, [email protected], https://orcid.org/0000-0003-1149-3966 Сливина Юлия Игоревна, студент кафедры биохимии и биофизики, [email protected], https://orcid.org/0009-0003-1531-5451
Аннотация. Проведено исследование формирования толерантности к низкоинтенсивному фиолетовому (405 нм, 80 мВт/см2, 72 Дж/см2) светодиодному излучению у клинического антибиотико-устойчивого штамма Staphylococcus aureus 2а. Изучено изменение численности в ходе 20 циклов облучения, исследована реакция бактериальных клеток на окислительный стресс - чувствительность к присутствию в среде перекиси водорода и активность каталазы. Показано, что с 1-го по 5-й цикл происходило достоверно незначительное сокращение выживаемости - с 85 до 82%, с 5-го по 10-й цикл облучения снижение числа клеток приобретало более выраженный характер - с 82 до 63%, затем, с 10-го по 15-й цикл отмечено восстановление численности до более высоких значений (65-76%), с 15-го по 20-й цикл значения выживаемости после облучения сохранялись на одном уровне (80%). Установлено, что, начиная с 15-го цикла облучения культура становится в 2 раза устойчивее к действию окислительных факторов. Полученные результаты показали, что к использованию метода фотодинамической терапии на практике необходимо подходить с осторожностью, поскольку формирование у тагретного микроорганизма толерантности к воздействию происходит к 15-му циклу облучения и может существенно ухудшить результаты лечения.
Ключевые слова: фиолетовое излучение, 405 нм, фотодинамическая терапия, антибиотико-устойчивые Staphylococcus aureus, катала-за, H2O2, толерантность к излучению
Для цитирования: Тучина Е. С., Каневский М. В., Эль-Хих Айя Нидаль, Сливина Ю. И. Динамика формирования у Staphylococcus aureus толерантности к фиолетовому (405 нм) cветодиодному излучению при многократном воздействии // Известия Саратовского университета. Новая серия. Серия: Химия. Биология. Экология. 2024. Т. 24, вып. 2. С. 196-201. https://doi.org/10.18500/1816-9775-2024-24-2-196-201, EDN: EUHPDP
Статья опубликована на условиях лицензии Creative Commons Attribution 4.0 International (CC-BY 4.0) Article
Dynamics of formation of tolerance to blue (405 nm) led radiation in Staphylococcus aureus upon repeated exposure E. S. Tuchina , M. V. Kanevsky, El-Khih Ayya Nidal, Yu. I. Slivina
Saratov State University, 83 Astrakhanskaya St., Saratov 410012, Russia Elena S. Tuchina, [email protected], https://orcid.org/0000-0003-4498-2846 Matvey V. Kanevsky, [email protected], https://orcid.org/0000-0002-5932-6748 El-Khih Ayya Nidal, [email protected], https://orcid.org/0000-0003-1149-3966 Yulia I. Slivina, [email protected], https://orcid.org/0009-0003-1531-5451
Abstract. In this work, we studied the development of tolerance to low-intensity violet (405 nm, 80 mW/cm2, 72 J/cm2) LED radiation in a clinical antibiotic-resistant strain of Staphylococcus aureus 2a. The change in numbers during 20 cycles of irradiation was studied, the reaction of bacterial cells to oxidative stress was studied - sensitivity to the presence of hydrogen peroxide in the environment and catalase activity. It was shown
that from cycles 1 to 5 there was a significantly insignificant reduction in survival rate - from 85% to 82%, from cycles 5 to 10 of irradiation the decrease in the number of cells became more pronounced - from 82 to 63%, then, from cycles 10 to 15, recovery was noted, showing numbers to higher values (65-76%), from cycle 15 to 20, the survival value after irradiation remained at the same level (80%). It has been established that, starting from the 15th irradiation cycle, the culture becomes 2 times more resistant to the action of oxidative factors. The results obtained showed that the use of the photodynamic therapy method in practice must be approached with caution, since the formation of tolerance to the effects in the tagret microorganism occurs by the 15th irradiation cycle and can significantly worsen the treatment results. Keywords: violet radiation, 405 nm, photodynamic therapy, antibiotic-resistant Staphylococcus aureus, catalase, H2O2 radiation tolerance
For citation: Tuchina E. S., Kanevsky M. V., El-Khih Ayya Nidal, Slivina Yu. I. Dynamics of formation of tolerance to blue (405 nm) led radiation in Staphylococcus aureus upon repeated exposure. Izvestiya of Saratov University. Chemistry. Biology. Ecology, 2024, vol. 24, iss. 2, pp. 196-201 (in Russian). https://doi.org/10.18500/1816-9775-2024-24-2-196-201, EDN: EUHPDP
This is an open access article distributed under the terms of Creative Commons Attribution 4.0 International License (CC-BY 4.0)
Введение
Способность бактерий с экспоненциально возрастающей скоростью развивать устойчивость к антибиотикам в последнее десятилетие приобрела угрожающие масштабы [1]. Во всем мире разрабатываются подходы по предотвращению появления полностью резистентных и неизлечимых антибиотиками инфекций. Одной из многообещающих альтернатив является антимикробная фотодинамическая терапия (АФДТ) - метод, который основан на генерации активных форм кислорода (АФК) при взаимодействии красителей и света [2].
АФДТ демонстрирует антимикробный эффект для клеток большинства клинически значимых микроорганизмов, а также обладает иммуномодулирующим и регенеративным потенциалом при воздействии на ткани макроорганизма. Важным достоинством метода является его низкая себестоимость, окупаемость и удобство проведения процедуры [3, 4].
Повреждающий эффект АФДТ связан с многоточечным воздействием АФК на компоненты бактериальных клеток (клеточную стенку, белки, липиды и генетический материал), и долгое время считалось, что лечение на основе света имеет низкий риск развития толерантности и/или резистентности. Тем не менее, самые последние исследования [3] показывают, что повторяющаяся сублетальная фотообработка может спровоцировать развитие толерантности у патогенных микроорганизмов.
В связи с этим целью настоящего исследования являлось изучение возможных механизмов формирования толерантности/резистентности у микроорганизмов Staphylococcus aureus к действию фиолетового (405 нм, 80 мВт/см2, 72 Дж/см2) излучения in vitro.
Материалы и методы
В качестве тест-культуры для проведения исследований использовали клинический штамм S. aureus 2а, предоставленный музеем кафедры микробиологии и вирусологии СГМУ им. В. И. Разумовского. Данный штамм характеризовался способностью продуцировать плаз-мокоагулазу, гемолизин и летициназу, при этом обладал устойчивостью к таким антибиотикам, как амоксициллин и ванкомицин.
Источником излучения служил светодиодный прибор с максимумом спектра испускания Л = 405±30 нм, плотностью мощности 80 мВт/см2. За один цикл облучения принимали однократное облучение бактериальной суспензии в течение 15 мин, сообщаемая доза излучения 72 Дж/см2.
Облучение бактериальных взвесей проводили в черных полистирольных планшетах. При постановке опытов использовали суточную бактериальную культуру, выращенную при температуре 37°С на ГРМ-агаре. Бактериальную взвесь готовили в стерильном физиологическом растворе, рабочая концентрация составляла 103 микробных клеток (м.к.) в 1 мл. Контрольные и облученные взвеси бактерий помещали на поверхность плотной питательной среды для дальнейшего культивирования в течение 24 ч.
Выжившие (опытные) колонии использовали для подготовки инокулята для следующего экспериментального цикла (рис. 1).
Учет изменения численности (КОЕ, %) бактериальных популяций проводили в каждом цикле облучения, определение минимальной ингибирующей концентрации (МИК) H2O2 и активности каталазы (АК) в 0-м, 10-м, 15-м и 20-м циклах. В ходе данных исследований работали с суточной культурой, предварительно выращенной из изолированной колонии.
Рис. 1. Схема проведения одного цикла облучения, включающая в себя: выращивание бактерий на питательной среде; приготовление суспензии, облучение светом с выбранными параметрами; дальнейший высев на питательную среду для подсчета колоний, оценки оксидативного стресса и последующего
использования выросших колоний в новых циклах эксперимента Fig. 1. Scheme of carrying out 1 cycle of irradiation, including: growing bacteria on a nutrient medium; preparing a suspension; irradiation with light with selected parameters; further seeding on a nutrient medium to count colonies, assess oxidative stress and subsequent use of the grown colonies in new cycles of the experiment
МИК H2O2 определяли методом двукратных последовательных разведений, при этом для засева использовали бактериальную суспензию с концентрацией 107 м.к./мл. Формирование толерантности к H2O2 проводили по методике, описанной у Lipovsky
[4], для этого тест-культуры инкубировали в течение 1 ч с субингибирующей концентрацией H2O2, а затем повторно определяли МИК.
Уровень каталазной активности в клетках трех исследуемых штаммов определяли спектрофото-метрически по методике О. В. Бухарина с соавт.
[5]. Каталазную активность (отн. ед.) оценивали для необлученных и облученных светодиодным излучением (СИ) в течение 15 мин тест-культур.
Эксперименты проводились в пятикратной повторности, данные обрабатывали с помощью пакета программ Statistica base (StatSoft, США).
Результаты и их обсуждение
Изучение динамики численности бактериальной популяции S. aureus 2а при последовательном повторном облучении СИ показало следующее. С 1-го по 5-й цикл происходило незначительно сокращение выживаемости - с 85 до 82%, с 5-го по 10-й цикл снижение числа клеток приобретало более выраженный характер - с 82 до 63%, затем, с 10-го по 15-й цикл отмечено восстановление численности до более высоких значений (65-76%), с 15 по 20 цикл значения выживаемости после облучения сохранялся на том же уровне (80%) (рис. 2).
При определении минимальной инги-бирующей концентрации перекиси водорода было установлено, что с увеличением цикла
Цикл облучения / Irradiation cycle
Рис. 2. Влияние светодиодного излучения (405 нм, 80 мВт/см2, 72 Дж/см2)
и цикла облучения на выживаемость S. aureus 2а Fig. 2. Effect of LED (405 nm, 80 mW/cm2, 72 J/cm2) and cycle of irradiation on survival rate of S. aureus 2a
облучения растет и МИК. Если для исходной культуры значение МИК составляло 0,000088 М, то уже к 10-му циклу облучения значение
МИК было равно 0,000176 М, а к 20-му циклу возрастало в 3 раза и составляло 0,000264 М (таблица).
Чувствительность клеток S. aureus 2a к оксидативному стрессу Table. Sensitivity of S. aureus 2a cells to oxidative stress
Цикл облучения Irradiation cycle МИК H2O2, М MIC H2O2, М Активность каталазы, отн. ед. Сatalase асйуку, rel. units
Исходная Initial Через 1 час инкубации After 1 h incubation До облучения Before radiation После облучения After radiation
0 0,000088 0,000088 0,55 0,57
10-й 0,000176 0,000176 0,63 0,76
15-й 0,000176 0,000352 0,68 1,32
20-й 0,000264 0,000528 0,87 1,65
В дальнейшем изучали способность клеток S. aureus 2а формировать толерантность к H2O2. При этом показано, что ни исходная культура, ни прошедшая 10 циклов облучения не обладали такой способностью, значения МИК оставались на одном уровне. Инкубация в течение 1 ч в присутствии сублетальной концентрации H2O2 приводила к формированию устойчивости только у культур, прошедших от 15 до 20 циклов облучения, МИК возрастала в 2 раза (см. таблицу).
При изучении уровня активности каталазы после воздействия на бактериальные суспензии СИ в течение 15 мин также заметны различия в зависимости от цикла облучения. Значение показателя АК у исходного штамма после действия СИ достоверно не отличалось от контрольного. 10-й цикл облучения характеризовался незначительным повышением данного показателя - 0,76 отн. ед. против 0,63 отн. ед. в контроле. Выраженное повышение АК в контроле отмечено после 15-го цикла облучения, при этом после воздействия СИ данный показатель возрастал в 1,89 раза (см. таблицу).
Таким образом, адаптация к окислительному стрессу у штамма S. aureus 2а начинает формироваться только после 10-го цикла облучения, что проявляется в том числе в восстановлении численности бактериальной популяции близкой к контрольным значениям.
Использование методов фотодинамического, фототермического, фотокаталитического воздействия является весьма перспективным, поскольку, как считалось ранее, основано на процессах, к которым микроораганизмы не способны сформировать резистентность. К этим механизмам относятся: генерация активных форм кислорода и свободных радикалов и/или
локальный нагрев микроокружения клетки, деструкция клеточной стенки и мембраны за счет перекисного окисления липидов [7-10].
Золотистый стафилококк ответственен за множество хронических и рецидивирующих инфекций, что зачастую связано с его резистентностью к антибиотикам [1, 7]. В ответ на действие излучения и АФК в бактериальных клетках активизируются защитные механизмы, которые включают: каталазу (KatA), суперок-сиддисмутазы (SodA/M) и золотой пигмент стафилоксантин. Известна способность бактерий временно увеличивать частоту мутаций в ответ на стресс окружающей среды, что увеличивает вероятность полезных (адаптивных) мутаций, которые повышают выживаемость. Имеются данные [6-8], что частота этих мутаций увеличивается в ответ на H2O2 посредством SOS-ответа. Нейтрализация других АФК возможна путем повышения экспрессии генов антиоксидантных ферментов, активации репаративных механизмов нуклеиновых кислот [7-11].
Однако в литературе существуют неоднозначные мнения в отношении развития резистентности к АФДТ. Лишь некоторые исследования смогли продемонстрировать увеличение выживаемости в летальных условиях облучения. Критические расхождения возникают из-за различий в методологии, различий используемых комбинаций света и фотосенсибилизатора, а также того, что исследуются многие виды и штаммы микроорганизмов.
J. S. Guffey с соавторами предположили, что S. aureus может быть способен адаптироваться к облучению синим светом. В результате этих экспериментов было показано, что начиная с 5-го цикла облучения клетки бактерий снизили
чувствительность к АФДТ [11]. В исследованиях R. M. Amin с соавторами клетки возбудителя гнойно-воспалительных заболеваний Pseudomonas aeruginosa демонстрировали снижение чувствительности к сублетальному АДФТ после 9 циклов фотоинактивации [12]. В ряде работ других авторов [14-16] для достижения толерантности/резистентности требовалось до 15-17 циклов облучения, в этих исследованиях были использованы такие условно-патогенные микроорганизмы, как метициллин-чувстви-тельный и метициллин-резистентный S. aureus, Enterococcus faecium и Streptococcus agalactiae.
В данном исследовании показано, что до 10-го цикла облучения происходит снижение числа колоний S. aureus 2a, при этом культура характеризуется чувствительностью к перекиси и низкими значениями активности каталазы. Рост устойчивости к оксидативному стрессу сопровождается менее выраженным снижением численности бактериальных популяций, что отмечено после 15-го цикла облучения.
Заключение
Немалой проблемой в принятии новых научных фактов, в частности, в вопросе возможного развития толерантности/резистентности микроорганизмов к оптическому излучению, является авторитет крупных исследователей из зарубежных научных групп. Так, в недавних обзорах, посвященным механизмам повреждающего действия АФДТ [17, 18], постулируется невозможность развития подобного процесса. К мнению этих ученых присоединяется большинство авторов, не столкнувшихся в эксперименте с явлением снижения восприимчивости бактериальной культуры к сублетальным дозам облучения.
Полученные в ходе работы результаты показали, что к использованию метода фотодинамической терапии на практике необходимо подходить с осторожностью, поскольку формирование у тагретного микроорганизма толерантности к воздействию происходит к 15-му циклу облучения и может существенно ухудшить результаты лечения. Тем не менее, проведенное исследование может стать основой для реализации комплексного подхода по решению проблемы толерантности/резистентности микроорганизмов к действию оптического излучения, призванного обеспечить как эффективное уничтожение бактерий, так и отсутствие у них резистентности к методу.
Список литературы
1. Kussell E, Kishony R, Balaban N. Q, Leibler S. Bacterial persistence: A model of survival in changing environments // Genetics. 2005. Vol. 169. P. 1807-1814.
2. Mahmoudi H., Bahador A., Pourhajibagher M., Alikhani M. Y. Antimicrobial photodynamic therapy: An effective alternative approach to control bacterial infections // J. Lasers Med. Sci. 2018. Vol. 9. P. 154-162. https://doi.org/10.15171/jlms.2018.29
3. Youf R., Müller M, Balasini A., Thetiot F., Müller M, Hascoet A., Jonas U., Schönherr H., Lemercier G., Montier T. Antimicrobial photodynamic therapy: Latest developments with a focus on combinatory strategies // Pharmaceutics. 2021. Vol. 13. P. 1995-2016. https://doi.org/10.3390/pharmaceutics13121995
4. Lipovsky A., Nitzan Y., Friedmann H., Lubart R. Sensitivity of Staphylococcus aureus strains to broadband visible light // Photochemistry and Photobiology. 2009. Vol. 85. P. 255-260.
5. Бухарин О. В., Сгибнев А. В., Черкасов С. В., Иванов Ю. Б. Способ выявления у бактерий ингибиторов каталазы микроорганизмов. Патент РФ на изобретение № 2180353 от 10.03.2002.
6. McKenzie G. J., Harris R. S., Lee P. L., Rosenberg S. M. The SOS response regulates adaptive mutation // Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 2000. Vol. 97. P. 6646-6651.
7. Anderson K. L., Roberts C., Disz T., Vonstein V., Hwang K., Overbeek R., Olson P. D., Projan S. J., Dunman P. M. Characterization of the Staphylococcus aureus heat shock, cold shock, stringent, and SOS responses and their effects on log-phase mRNA turnover // J. Bacteriol. 2006. Vol. 188. P. 6739-6756.
8. Galhardo R. S., Hastings P. J., Rosenberg S. M. Mutation as a stress response and the regulation of evolvability // Crit. Rev. Biochem. Mol. Biol. 2007. Vol. 42. P. 399-435.
9. Kwiatkowski S., Knap B., Przystupski D., Saczko J., Kqdzierska E., Knap-Czop K., Kotlinska J., Michel O., Kotowski K., Kulbacka J. Photodynamic therapy -mechanisms, photosensitizers and combinations // Biomed. Pharmacother. 2018. Vol. 106. P. 1098-1107.
10. Pieranski M., Sitkiewicz I., Grinholc M. Increased photoinactivation stress tolerance of Streptococcus agalactiae upon consecutive sublethal phototreatments // Free Radic. Biol. Med. 2020. Vol. 160. P. 657-669.
11. Guffey J. S., Payne W., Jones T., Martin K. Evidence of resistance development by Staphylococcus aureus to an in vitro, multiple stage application of 405 nm light from a supraluminous diode array // Photomed. Laser Surg. 2013. Vol. 31. P. 179-182.
12. Amin R. M., Bhayana B., Hamblin M. R., Dai T. Antimicrobial blue light inactivation of Pseudomonas aeruginosa by photo-excitation of endogenous porphyrins: In vitro and in vivo studies // Lasers Surg. Med. 2016. Vol. 48. P. 562-568.
13. Massier S., Rince A., Maillot O., Feuilloley M. G., Orange N., Chevalier S. Adaptation of Pseudomonas aeruginosa to a pulsed light-induced stress // J. Appl. Microbiol. 2012. Vol. 112. P. 502-511.
14. Grinholc M., Rodziewicz A., Forys K., Rapacka-Zdonczyk A., Kawiak A., Domachowska A., Golunski G., Wolz C., Mesak L, Becker K. Antimicrobial photodynamic therapy with fulleropyrrolidine: Photoinactivation mechanism of Staphylococcus aureus, in vitro and in vivo studies // Appl. Microbiol. Biotechnol. 2015. Vol. 99. P. 4031-4043.
15. Cieplik F., Späth A., Regensburger J., Gollmer A., Tabenski L., Hiller K. A., Bäumler W., Maisch T., Schmalz G. Photodynamic biofilm inactivation by SAPYR - an exclusive singlet oxygen photosensitizer // Free Radic. Biol. Med. 2013. Vol. 65. P. 477-487.
16. Paronyan M. H., Koloyan H. O., Avetisyan S. V., Aga-nyants H. A., Hovsepyan A. S. Study of the possible development of bacterial resistance to photodynamic inactivation // Biol. J. Armen. 2019. Vol. 71. P. 17-22.
17. Kashef N., Hamblin M. R. Can microbial cells develop resistance to oxidative stress in antimicrobial photodynamic inactivation? // Drug Resist. Updat. 2017. Vol. 31. P. 31-42.
18. Al-Mutairi R., Tovmasyan A., Batinic-Haberle I., Benov L. Sublethal photodynamic treatment does not lead to development of resistance // Front. Microbiol. 2018. Vol. 9. P. 1699.
References
1. Kussell E, Kishony R, Balaban N. Q., Leibler S. Bacterial persistence: A model of survival in changing environments. Genetics, 2005, vol. 169, pp. 1807-1814.
2. Mahmoudi H., Bahador A., Pourhajibagher M., Alikhani M. Y. Antimicrobial photodynamic therapy: An effective alternative approach to control bacterial infections. J. Lasers Med. Sci., 2018, vol. 9, pp. 154-162. https://doi. org/10.15171/jlms.2018.29
3. Youf R., Müller M., Balasini A., Thetiot F., Müller M., Hascoet A., Jonas U., Schönherr H., Lemercier G., Montier T. Antimicrobial photodynamic therapy: Latest developments with a focus on combinatory strategies. Pharmaceutics, 2021, vol. 13, pp. 1995-2016. https://doi. org/10.3390/pharmaceutics13121995
4. Lipovsky A., Nitzan Y., Friedmann H., Lubart R. Sensitivity of Staphylococcus aureus strains to broadband visible light. Photochemistry and Photobiology, 2009, vol. 85, pp. 255-260.
5. Bukharin O. V., Sgibnev A. V., Cherkasov S. V., Ivanov Yu. B. A method for identifying microbial catalase inhibitors in bacteria. RF patent for invention No. 2180353 dated March 10, 2002 (in Russian).
6. McKenzie G. J., Harris R. S., Lee P. L., Rosenberg S. M. The SOS response regulates adaptive mutation. Proc. Natl. Acad. Sci. USA, 2000, vol. 97, pp. 6646-6651.
7. Anderson K. L., Roberts C., Disz T., Vonstein V., Hwang K., Overbeek R., Olson P. D., Projan S. J., Dun-
man P. M. Characterization of the Staphylococcus aureus heat shock, cold shock, stringent, and SOS responses and their effects on log-phase mRNA turnover. J. Bacteriol., 2006, vol. 188, pp. 6739-6756.
8. Galhardo R. S., Hastings P. J., Rosenberg S. M. Mutation as a stress response and the regulation of evolvability. Crit. Rev. Biochem. Mol. Biol., 2007, vol. 42, pp. 399-435.
9. Kwiatkowski S., Knap B., Przystupski D., Saczko J., K^dzierska E., Knap-Czop K., Kotlinska J., Michel O., Kotowski K., Kulbacka J. Photodynamic therapy -mechanisms, photosensitizers and combinations. Biomed. Pharmacother, 2018, vol. 106, pp. 1098-1107.
10. Pieranski M., Sitkiewicz I., Grinholc M. Increased pho-toinactivation stress tolerance of Streptococcus agalactiae upon consecutive sublethal phototreatments. Free Radic. Biol. Med., 2020, vol. 160, pp. 657-669.
11. Guffey J. S., Payne W., Jones T., Martin K. Evidence of resistance development by Staphylococcus aureus to an in vitro, multiple stage application of 405 nm light from a supraluminous diode array. Photomed. Laser Surg., 2013, vol. 31, pp. 179-182.
12. Amin R. M., Bhayana B., Hamblin M. R., Dai T. Antimicrobial blue light inactivation of Pseudomonas aeruginosa by photo- excitation of endogenous porphyrins: In vitro and in vivo studies. Lasers Surg. Med., 2016, vol. 48, pp. 562-568.
13. Massier S., Rince A., Maillot O., Feuilloley M. G., Orange N., Chevalier S. Adaptation of Pseudomonas aeruginosa to a pulsed light-induced stress. J. Appl. Microbiol., 2012, vol. 112, pp. 502-511.
14. Grinholc M., Rodziewicz A., Forys K., Rapacka-Zdon-czyk A., Kawiak A., Domachowska A., Golunski G., Wolz C., Mesak L., Becker K. Antimicrobial photody-namic therapy with fulleropyrrolidine: Photoinactivation mechanism of Staphylococcus aureus, in vitro and in vivo studies. Appl. Microbiol. Biotechnol., 2015, vol. 99, pp. 4031-4043.
15. Cieplik F., Späth A., Regensburger J., Gollmer A., Tabenski L., Hiller K. A., Bäumler W., Maisch T., Schmalz G. Photodynamic biofilm inactivation by SAPYR - an exclusive singlet oxygen photosensitizer. Free Radic. Biol. Med., 2013, vol. 65, pp. 477-487.
16. Paronyan M. H., Koloyan H. O., Avetisyan S. V., Aga-nyants H. A., Hovsepyan A. S. Study of the possible development of bacterial resistance to photodynamic inactivation. Biol. J. Armen., 2019, vol. 71, pp. 17-22.
17. Kashef N., Hamblin M. R. Can microbial cells develop resistance to oxidative stress in antimicrobial photody-namic inactivation? Drug Resist. Updat., 2017, vol. 31, pp. 31-42.
18. Al-Mutairi R., Tovmasyan A., Batinic-Haberle I., Benov L. Sublethal photodynamic treatment does not lead to development of resistance. Front. Microbiol., 2018, vol. 9, pp. 1699.
Поступила в редакцию: 20.01.2024; одобрена после рецензирования 25.01.2024; принята к публикации 03.02.2024 The article was submitted 20.01.2024; approved after reviewing 25.01.2024; accepted for publication 03.02.2024
