CC BY
16
ВЕСТНИК ПЕРМСКОГО УНИВЕРСИТЕТА
2018 БИОЛОГИЯ Вып. 3
МИКРОБИОЛОГИЯ
УДК 579.25: 577.213.3: 579.84
Л. Н. Ананьинаa, Е. А. Шестаковаa, Е. Г. Плотниковаab
a Институт экологии и генетики микроорганизмов УрО РАН - филиал ФГБУН ПФИЦ УрО РАН, Пермь, Россия b Пермский государственный национальный исследовательский университет, Пермь, Россия
ДЕТЕКЦИЯ ГЕНОВ, КОДИРУЮЩИХ ФЕРМЕНТЫ БИОСИНТЕЗА ЭКТОИНА, У АКТИНОБАКТЕРИЙ, ВЫДЕЛЕННЫХ ИЗ ПОЧВЫ РАЙОНА РАЗРАБОТКИ ВЕРХНЕКАМСКОГО СОЛЕНОСНОГО БАССЕЙНА
Разработаны две системы праймеров, подобраны условия полимеразной цепной реакции и состав ПЦР-смеси для амплификации фрагмента ect-оперона, включающего гены ectB и ectC, детерминирующие L-2,4-диаминобутиратаминотрансферазу и эктоинсинтезу, соответственно, на матрице ДНК бактерий родов Rhodococcus, Microbacterium и Brevibacterium. Проведен скрининг 9 штаммов бактерий, выделенных из почвы района промышленной разработки Верхнекамского соленосного бассейна, с применз-нием разработанных систем праймеров. В ходе амплификации специфический продукт генов-мишеней получен на матрице Д НК штаммов Brevibacterium sp. B-R и Microbacterium sp. Y6, а также представителей филогенетических групп R. erythropolis и R. rhodochrous рода Rhodococcus. На матрице ДНК штамма Microbacterium sp. SMB33 специфический продукт не был синтезирован, что может указывать на отличие генетических детерминант синтеза эктоина этого штамма от известных.
Ключевые слова: олигонуклеотиды; ect-гены; полимеразная цепная реакция; актинобактерии.
L. N. Anan'inaa, E. A. Shestakovaa, E. G. Plotnikovaa,b
a Institute of Ecology and Genetics of Microorganisms of PFRC of the Ural Branch of the RAS, Perm, Russian Federation b Perm State University, Perm, Russian Federation
DETECTION OF THE GENES CODING ECTOINE BIOSYNTHESIS ENZYMES FOR HALOTOLERANT ACTINOBACTERIA ISOLATED FROM THE SOIL OF AREA OF INDUSTRIAL DEVELOPMENT OF THE UPPERKAMIAN SALTED BASIN
Two primer systems were designed, polymerase chain reaction conditions and PCR mixture composition for amplification of the ect-operon fragment comprising ectB and ectC-genes, determining L-2,4-diaminobutyrate transferase and ectoine synthase, on the DNA template of the bacteria of the genera Rhodococcus, Microbacterium and Brevibacterium were developed. Screening of 9 bacterial strains isolated from the soil of the Upperkamian salted basin industrial development area using the primer systems was carried out. A specific product amplification of target genes was obtained on a DNA template of strains of Brevibacterium sp. B-R and Microbacterium sp. Y6, as well as representatives of phylogenetic groups of R. erythropolis and R. rhodochrous of the genus Rhodococcus. On the genomic DNA of the strain Microbacterium sp. SMB33 specific product was not synthesized, which may indicate a difference in the genetic determinants of the ectoine synthesis of this strain from known ones.
Key words: oligonucleotides; ect-genes; polymerase chain reaction; actinobacteria.
Промышленная разработка Верхнекамского соленосного бассейна (ВСБ) сопровождается изменением природного ландшафта и физико-химических характеристик почвы, в частности, засолением [Ба-бошко, Бачурин, 2009]. Из литературных источников известно, что увеличение солености среды приводит к сукцессии микробоценоза с преоблада-
нием в нем галотолерантных и галофильных микроорганизмов [Boujelben et al., 2012; Bolhuis et al., 2013; Qiu et al., 2013; Luo et al., 2016; GonzalezSilva et al., 2017; Ou et al., 2018].
Ранее из почв территории солеразработки ВСБ были выделены бактерии класса Actinobacteria, принадлежащие родам Rhodococcus, Microbacte-
© Ананьина Л. Н., Шестакова Е. А., Плотникова Е. Г., 2018
264
rium и Brevibacterium [Плотникова и др., 2001, 2006; Гавриш и др., 2004; Anan'ina et al., 2011]. Представителей перечисленных таксономических групп часто обнаруживают в различных засоленных экосистемах, таких как морские осадки, почвы мангровых лесов, нефтяные рассолы и нефтезаг-рязненная почва [Megaw et al., 2013; Lee et al., 2014; Yuan et al., 2014; Claverias et al., 2015], что может указывать на то, что бактерии этих таксономических групп обладают эффективными гене-тико-биохимическими механизмами осмоадапта-ции, сведения о которых ограничены [Nagata et al., 1998; Alvarez et al. 2014]. В связи с этим представляется актуальным исследование генетических детерминант синтеза низкомолекулярных соединений - осмопротекторов актинобактерий.
Цель данной работы - исследование генов биосинтеза эктоина у бактерий класса Actinobacteria, выделенных из района солеразработок В СБ.
Материалы и методы исследования
Объекты исследования
Объектами исследования были штаммы бактерий Rhodococcus spp. SMB37, B1-4. B2-1, SMB38, B13 и B14 [Anan'ina et al., 2011], Micro-bacterium spp. SMB33 и Y6, Brevibacterium sp. B-R, выделенные ранее из почв района солеразработок ВСБ методом накопительного культивирования в среде Раймонда с нафталином в присутствии 60 г/л NaCl.
Среды и условия культивирования
Минеральная среда Раймонда (г/л деионизи-рованной воды): NH4NO3 - 2.0, MgSO4x7H2O - 0.2, KH2PO4 - 2.0, Na2HPO4 - 3, CaCl2x6H2O - 0.01, Na2CO3 - 0.1, pH - 7.0 [Raymond, 1961].
Агаризованная богатая среда Раймонда следующего состава (г/л среды Раймонда): триптон -5, дрожжевой экстракт - 2.5, NaCl - 30, агар - 15.
Культивирование бактерий проводили на ага-ризованной богатой среде Раймонда в термостати-руемом шкафу ТС-1/80 СПУ (Россия) при температуре 28°С.
Молекулярно-генетические и
биоинформационные методы исследования
Геномную ДНК из бактериальных клеток выделяли SDS-CTAB методом [Wilson, 1995].
Амплификацию ect-генов на матрице ДНК исследуемых штаммов проводили на приборе С1000 Touch («Bio-Rad», США).
ПЦР выполняли в 25 мкл смеси, состоящей из 1х буфера для HotTaq-полимеразы («Силекс», Россия), 0.25 мМ дНТФ, 4 мкг БСА, 2 ед. акт. HotTaq-полимеразы («Силекс», Россия) и 20 нг геномной ДНК. Для подбора оптимального состава ПЦР смеси было проведено несколько реакций, отличающихся концентрацией MgCl2 (0.75 мМ, 1.25мМ или
2.5 мМ). В ПЦР смеси количество праймеров G1F/G1R2017 было 12.5 пкмоль каждого, а для олигонуклеотидов G2F/G2R составило 12.5 или 100 пкмоль каждого.
Процедура ПЦР включала начальную денатурацию при 95°С, которая длилась 10 мин. Далее следовали 30 циклов, состоящие из последовательно повторяющихся шагов: денатурации при 94°С в течение 30 сек., отжига праймеров G1F/G1R 2017 при температуре 55°С на протяжении 30 сек., каждый цикл завершала элонгация при 72°С длительностью 1 мин. 20 сек. После 30-го цикла следовала терминальная элонгация при 72°С продолжительностью 10 мин. Для системы праймеров G2F/G2R протокол ПЦР был таким же, за исключением температуры отжига, составляющей 54°С.
Продукты амплификации разделяли электрофорезом в 1.5%-ном агарозном геле в 0.5х ТВЕ-буфере в напряжении электрического поля 5.0 V/см в течение 60 мин. ДНК была визуализирована после окрашивания бромистым этидием (0.5 мкг/мл) в проходящем УФ-свете и документирована системой Gel Doc XR («Bio-Rad», США) для преобразования сигналов в цифровые данные. Полученные электрофореграммы обрабатывали с помощью программы Quantity One v.3.0.
Секвенирование генов проводили с помощью разработанных праймеров, Big Dye Terminator Ready Reaction Kit v3.1 («Thermo Fisher Scientific», США) на приборе Genetic Analyzer 3500xl («Thermo Fisher Scientific», США), следуя инструкциям фирмы-производителя.
Биоинформационное обеспечение. Поиск генетических локусов, кодирующих ферменты синтеза эктоина, осуществляли в геномах галотоле-рантных актинобактерий, депонированных в публичной базе данных Национального центра биотехнологической информации США (NCBI) (https://www.ncbi.nlm.nih.gov). Пакет программ BioEdit (www.mbio.ncsu.edu), позволяющий выравнивать нуклеотидные последовательности. Пакет программ Vector NTI. Подбор праймеров осуществляли, следуя рекомендациям [Патрушев, 2004; Designing ...].
Результаты и их обсуждение
Конструирование праймеров
Анализ выравненных нуклеотидных последовательностей ect-оперона 46 штаммов бактерий представителей родов Rhodococcus, Brevibacterium, Microbacterium выявил две консервативные области длиной от 20 до 23 нуклеотидов: позиции 1378141—1378161 ectB-гена, позиции 1379645— 1379667 ectC-гена согласно нумерации R. jostii RHA1 (CP000431). На 3'-конце предполагаемых праймеров первые два нуклеотида были одинаковыми для всех последовательностей, а на 5'-конце
были позиции, имеющие до 4 нуклеотидных замен. Нуклеотидные последовательности ectA-reна проявили высокую степень дивергенции, что не позволило обнаружить участки ДНК, соответствующие перечисленным выше параметрам.
Принимая во внимание в выбранных регионах вариабельные нуклеотидные позиции, были сконструированы следующие праймеры: GIF 5'GAYTTCTTYKCVGGIGCVGG3' и G2R 5'GGRTAIACACCDTTYTCDTYRTG3' (табл. 1).
Таблица 1
Характеристика праймеров
Параметр G1F G1R2017 G2F G2R
Длина, п.н. 20 20 20 23
Степень вырожденности* 72 24 48 144
Содержание ГЦ, % 61.7 50.8 55 44.2
Температура плавления, оС мин. - макс. (средняя) 56—69 (62.5) 54—65 (59.5) 54—67(60.5) 55 —65 (60)
Порядковый № нуклеотида, соответствующего 5'-концу праймера согласно нумерации R. jostii RHA1 (СР000431), в скобках указано название гена 1378141 (ectB) 1378904 (ectB) 1378891 (ectB) 1379667 (ectC)
Примечание. *Степень вырожденности праймера рассчитывали, перемножая количество вариантов нуклеотидов в каждой позиции.
Тестирование данной пары праймеров in silico на матрице геномной ДНК R. jostii RHA1 (CP000431) в программе Vector NTI, при установленных по умолчанию условиях, выявило разницу в содержании ГЦ-пар 17.4% и температур плавления 7.0°С, превышающие максимально допустимые значения 10% и 6°С [Кригер и др., 2012]. В связи с этим было принято решение сконструировать дополнительные олигонуклеотиды G1R2017 5'AAIGTICCRTTRTGYTCVCC3' (позиции 1378885-1378904 R. jostii RHA1 (CP000431)) и G2F5'CAYAAYGGBACITTYCGYGG3' (позиции 1378891-1378911 R. jostii RHA1 (CP000431)) (рисунок). Последующее тестирование пар праймеров G1F/G1R2017 и G2F/G2R in silico, описанным выше способом, показало следующее значение разницы ГЦ-пар: 10.8%. Разница температур плавления для пар праймеров G1F/G1R2017 и G2F/G2R составила 6.4°С и 3.9°С, соответственно. Таким образом, амплификацию исследуемого региона проводили двумя парами праймеров G1F/G1R2017 и G2F/G2R (рисунок).
ectA . Г_ectB Г . ectC ■
G1R2017 d G2R ^
Пространственная организация ectABC-генов, кодирующих ферменты биосинтеза
эктоина, в геномах галотолерантных актинобактерий и области гибридизации
праймеров: горизонтальными стрелками обозначены гены, вертикальными указано направление амплификации
Апробирование праймеров
Провели тестирование праймеров на ДНК матрице исследуемых штаммов в ПЦР смесях,
отличающихся по концентрации MgQ2 и количеству олигонуклеотидов. Установлено, что синтез специфического продукта реакции для системы праймеров G1F/G1R2017 осуществляется при концентрации 1.25 мМ MgQ2 и 12.5 пкмоль каждого праймера. Для системы G2F/G2R эти показатели составили 2.5 мМ MgQ2 и 100 пкмоль каждого праймера (табл. 2). В то время как при количестве 12.5 пкмоль каждого праймера G2F и G2R продукт реакции не детектировался. Длина синтезированного продукта в обоих случаях составила около 800 п.н., соответствующая рассчитанной длине такового R. jostii RHA1 (СР000431).
Применение для амплификации G1F/G1R2017 и G2F/G2R пар праймеров привело к детекции генов биосинтеза эктоина на матрице ДНК бактерий представителей разных филогенетических групп рода Rhodococcus (табл. 2). Кроме того, с помощью разработанных систем праймеров удалось ампли-фицировать ect-гены у бактерии рода Brevibacterium. В то же время штаммы рода Microbacterium отличались по наличию ПЦР-продукта: специфический продукт реакции был синтезирован на матрице ДНК Microbacterium sp. Y6 (табл. 2), что может указывать на отличие генетических детерминант систем синтеза эктоина штамма Microbacterium sp. SMB33 от представленных в базе данных Национального центра биотехнологической информации США.
Для подтверждения амплификации фрагмента ect-оперона была определена нуклеотидная последовательность ПЦР-продуктов. Последующий сравнительный анализ полученных нуклеотидных последовательностей с помощью программы В^Ш
(http://blast.ncbi.nlm.nih.gov/Blast.cgi) выявил их Лс^поЬа^епа. гомологию с ес^генами бактерий класса
Таблица 2
Амплификация фрагмента ес^оперона на матрице геномной ДНК исследуемых штаммов
бактерий
Штамм Состав ПЦР смеси*
Система праймеров G1F/G1R2017 Система праймеров G2F/G2R
0.75 мМ MgCl2, 12.5 пкмоль каждого из праймеров 1.25 мМ MgCl2, 12.5 пкмоль каждого из праймеров 2.5 мМ MgCl2, 12.5 пкмоль каждого из прай-меров 2.5 мМ MgCl2, 12.5 пкмоль каждого из прай-меров 0.75 мМ MgCl2, 100 пкмоль каждого из праймеров 1.25 мМ MgCl2, 100 пкмоль каждого из праймеров 2.5 мМ MgCl2, 100 пкмоль каждого из прай-меров
Филогенетически близкородственные по гену 16S рРНК виду R. artemisiae (филогенетическая группа R. rhodochrous)
SMB37 - + +, н.п.р. - - ± +
B2-1 - + +, н.п.р. - - ± +
B1-4 - + +, н.п.р. - - ± +
Филогенетически близкородственный по гену 16S рРНК виду R. jostii (филогенетическая группа R.erythropolis)
SMB38 - + +, н.п.р. - - ± +
Филогенетически близкородственные по гену 16S рРНК виду R. wratislaviensis (филогенетическая группа _R. erythropolis)_
B13 - + +, н.п.р. - - ± +
B14 - + +, н.п.р. - - + +
Филогенетически близкородственный по гену 16S рРНК виду B. aurantiacum
B-R - + +, н.п.р. - - ± +
Филогенетически близкородственный по гену 16S рРНК виду M. esteraromaticum
Y6 - + +, н.п.р. - - ± +
Филогенетически близкородственный по гену 16S рРНК виду M. oxydans
SMB33 - - -, н.п.р. - - - -
Примечание. Дополнительные компоненты смеси перечислены в гл. материалы и методы, - - целевой продукт реакции отсутствует, + - целевой продукт реакции присутствует, н.п.р. - неспецифический продукт реакции, ± - низкая концентрация целевого продукта реакции.
Таким образом, предложенную систему праймеров можно использовать для амплификации фрагмента ect-оперона у бактерий родов Rhodococcus, Brevibacterium и Microbacterium.
Работа выполнена в рамках государственного задания, номер госрегистрации темы: 01201353247.
Библиографический список
Бабошко А.О., Бачурин Б.А. Тяжелые металлы в отходах калийной промышленности // Горный информационно-аналитический бюллетень. 2009. № 5. С. 369-376. Гавриш Е.Ю. и др. Три новых вида бревибактерий - Brevibacterium antiquum sp. nov., Brevibacterium aurantiacum sp. nov. и Brevibacterium permense sp. nov. // Микробиология. 2004. Вып. 73, № 2. С. 218-225. Кригер О.В. и др. Основные аспекты конструирования праймеров для определения видовой принадлежности ДНК крупного рогатого скота методом полимеразной цепной реакцией // Современные проблемы науки и образования. 2012. № 2. C. 362-370. Патрушев Л.И. Искусственные генетические системы. М.: Наука, 2004. T. 1: Генная белковая
инженерия. 526 с.
Плотникова Е.Г. и др. Характеристика микроорганизмов, выделенных из техногенных почв Прикамья // Экология. 2006. № 4. С. 261-268.
Плотникова Е.Г. и др. Бактерии-деструкторы полициклических ароматических углеводородов, выделенные из почв и донных отложений района солеразработок // Микробиология. 2001. № 1. С. 61-69.
Alvarez H.M. et al. Physiological and morphological responses of the soil bacterium Rhodococcus opacus strain PD630 to water stress // FEMS Microbiology ecology. 2004. Vol. 50. P. 75-86. doi: 10.1016/j.femsec.2004.06.002.
Anan'ina L.N. et al. Naphthalene-degrading bacteria of the genus Rhodococcus from the Verkhnekamsk salt mining region of Russia // Antonie van Leeu-wenhoek. 2011. Vol. 100. P. 309-316.
Bolhuis H., Fillinger L., Stal L.J. Coastal microbial mat diversity along a natural salinity gradient // PLoS One. 2013. Vol. 8. P. e63166. doi: 10.1371/journal.pone.0063166.
Boujelben I. et al. Spatial and seasonal prokaryotic community dynamics in ponds of increasing salinity of Sfax solar saltern in Tunisia // Antonie Van Leeuwenhoek. 2012. Vol. 101. P. 845-857. doi: 10.1007/s10482-012-9701-7.
Claverias F.P. et al. Culturable diversity and antimicrobial activity of Actinobacteria from
marine sediments in Valparaiso bay, Chile // Frontiers microbiology. 2015. Vol. 6. P. 737. doi: 10.3389/fmicb.2015.00737
Designing PCR primers and probes. URL: https://eu. idtdna. com/pages/decoded/decoded-articles/pipettips/decoded/2013/10/21/designing-pcr-primers-and-probes.
Gonzalez-Silva B.M. et al. Changes in the microbial community of an anammox consortium during adaptation to marine conditions revealed by 454 py-rosequencing // Appllied microbiology and bio-technolology. 2017. Vol. 101. P. 5149-5162. doi: 10.1007/s00253-017-8160-5.
Lee L.-H. et al. Diversity and antimicrobial activities of Actinobacteria isolated from tropical mangrove sediments in Malaysia // The scientific world journal. 2014. Vol. 2014. URL: http://dx.doi.org/10.1155/2014/698178
Luo W. et al. Effects of salinity build-up on the performance and bacterial community structure of a membrane bioreactor // Bioresource technology. 2016. Vol. 200. P. 305-310. doi: 10.1016/j.biortech.2015.10.043.
Megaw J., Busetti A., GilmoreB.F. Isolation and characterisation of 1-alkyl-3-methylimidazolium chloride ionic liquid-tolerant and biodegrading marine bacteria // PLoS One. 2013. Vol. 8. P. e60806. doi: 10.1371/journal.pone.0060806
Nagata S., Adachi K., Sano H. Intracellular changes in ions and organic solutes in halotolerant Brevi-bacterium sp. strain JCM 6894 after exposure to hyperosmotic shock // Appllied and environmental microbiology. 1998. Vol. 64. P. 3641-3647.
Ou D. et al. Salt-tolerance aerobic granular sludge: formation and microbial community characteristics // Bioresource technololgy. 2018. Vol. 249. P. 132138. doi: 10.1016/j.biortech.2017.07.154.
Qiu G., Ting Y.P. Osmotic membrane bioreactor for wastewater treatment and the effect of salt accumulation on system performance and microbial community dynamics // Bioresource technology. 2013. Vol. 150. P. 287-297. doi: 10.1016/j.biortech.2013.09.090.
Raymond R.L. Microbial oxidation of n-paraffinic hydrocarbons // Developments in industrial microbiology. 1961. Vol. 2. P. 23-32.
Wilson K. Preparation of genomic DNA from bacteria // Ausubel F.M., Brent R., Kingston R.E., Moore D.D., Seidman J.G., Smith J.A., Struhl K. (eds.) Current protocols in molecular biology, 3rd edn. Wiley; New York, 1995.
Yuan M. et al. Phylogenetic diversity and biological activity of actinobacteria isolated from the Chukchi Shelf marine sediments in the Arctic Ocean // Marine drugs. 2014. Vol. 12. P. 1281-1297. doi: 10.3390/md12031281.
References
Alvarez H.M. et al. Physiological and morphological responses of the soil bacterium Rhodococcus opacus strain PD630 to water stress. FEMS Microbiology ecology, V. 50 (2004): pp. 75-86. doi:
10.1016/j.femsec.2004.06.002.
Anan'ina L.N. et al. Naphthalene-degrading bacteria of the genus Rhodococcus from the Verkhnekamsk salt mining region of Russia. Antonie van Leeuwenhoek, V. 100 (2011): pp. 309-316.
Baboshko A.Yu., Bachurin B.A. Tyazhelye metally v otchodah kaliynoy promyshlennosti [Heavy metals in potash industry wastes]. Mining informational and analytical bulletin, V. 5 (2009): pp. 369-376. (In Russ.).
Bolhuis H., Fillinger L., Stal L.J. Coastal microbial mat diversity along a natural salinity gradient. PLoS one, V. 8 (2013): e63166. doi: 10.1371/journal.pone.0063166.
Boujelben I. et al. Spatial and seasonal prokaryotic community dynamics in ponds of increasing salinity of Sfax solar saltern in Tunisia. Antonie Van Leeuwenhoek, V. 101 (2012): pp. 845-857. doi: 10.1007/s10482-012-9701-7.
Claverias F.P. et al. Culturable diversity and antimicrobial activity of Actinobacteria from marine sediments in Valparaiso bay, Chile. Frontiers microbiology. V. 6
(2015): pp. 737. doi: 10.3389/fmicb.2015.00737
Designing PCR primers and probes. URL:
https://eu.idtdna.com/pages/decoded/decoded-
articles/pipettips/decoded/2013/10/21/designing-pcr-
primers-and-probes.
Gavrish E.Yu. et al. Three new species of brevibacteria-Brevibacterium antiquum sp. nov., Brevibacterium aurantiacum sp. nov. and Brevibacterium permense sp. nov. Mikrobiologiia, V. 73 (2004): pp. 218-225. (In Russ.).
Gonzalez-Silva B.M. et al. Changes in the microbial community of an anammox consortium during adaptation to marine conditions revealed by 454 pyrosequencing. Appllied microbiology and biotechnology. V. 101 (2017): pp. 5149-5162. doi: 10.1007/s00253-017-8160-5.
Kriger O.V. Osnovnye aspekty konstruirovaniya primerov dlya opredeleniya vidivoy prinadlezhnosti DNK krupnogo rogatogo ckota metodom polymerasnoy cepnoy reakciey [The main aspects of designing primers for certain types of DNA supplies of cattle using polymerase chain]. Modern problems of science and education, № 2 (2012): pp. 362-370. (In Russ.).
Lee L.-H. et al. Diversity and antimicrobial activities of actinobacteria isolated from tropical mangrove sediments in Malaysia. The scientific world journal, V. 2014 (2014): http://dx.doi.org/10.1155/2014/698178
Luo W. et al. Effects of salinity build-up on the performance and bacterial community structure of a membrane bioreactor. Bioresource technology. V. 200
(2016): pp. 305-310. doi: 10.1016/j.biortech.2015.10.043.
Megaw J., Busetti A., Gilmore B.F. Isolation and characterisation of 1-alkyl-3-methylimidazolium chloride ionic liquid-tolerant and biodegrading marine bacteria. PLoS one, V. 8 (2013): pp. e60806. doi: 10.1371/journal.pone.0060806
Nagata S., Adachi K., Sano H. Intracellular changes in ions and organic solutes in halotolerant Brevibacterium sp. strain JCM 6894 after exposure to hyperos-
motic shock. Appllied and environmental microbiology, V. 64 (1998): pp. 3641-3647. Ou D. et al. Salt-tolerance aerobic granular sludge: formation and microbial community characteristics. Biore-source technology, V. 249 (2018): pp. 132-138. doi: 10.1016/j.biortech.2017.07.154. Patrushev L.I. Isskusstvennye geneticeskie sistemy [Artificial genetic systems. Vol. 1. Genetic and protein engineering]. Moscow, Nauka Publ., 2004. 526 p. (In Russ).
Plotnikova E.G. et al. Bacteria-degraders of polycyclic aromatic hydrocarbons, isolated from soil and bottom sediments in salt-mining areas. Mikrobiologija, V. 70 (2001): pp. 61-69. (In Russ.). Plotnikova E.G. et al. Characteristics of microorganisms isolated from technogenic soils of the Kama region. Ecologija. V. 37 (2006): pp. 233-240. (In Russ.). Qiu G., Ting Y.P. Osmotic membrane bioreactor for wastewater treatment and the effect of salt accumula-
Об авторах
Ананьина Людмила Николаевна, кандидат биологических наук, научный сотрудник лаборатории молекулярной микробиологии и биотехнологии
Филиал ФГБУН ПФИЦ УрО РАН «Институт экологии и генетики микроорганизмов УрО РАН» ORCID: 0000-0003-4721-2863 1614081, Пермь, ул. Голева, д. 13; ludaananyina@mail.ru; (342)2808431
Шестакова Елена Анатольевна, инженер лаборатории молекулярной микробиологии и биотехнологии
Филиал ФГБУН ПФИЦ УрО РАН «Институт экологии и генетики микроорганизмов УрО РАН» ORCID: 0000-0002-3494-2886 614081, Пермь, ул. Голева, д. 13; sheanton@mail.ru; (342)2808431
Плотникова Елена Генриховна, доктор
биологических наук, ведущий научный
сотрудник лаборатории молекулярной
микробиологии и биотехнологии
Филиал ФГБУН ПФИЦ УрО РАН «Институт
экологии и генетики микроорганизмов УрО РАН»
ORCID: 0000-0002-0107-0719
614081, Пермь, ул. Голева, 13; peg_el@mail.ru;
(342)2808431
профессор кафедры ботаники и генетики растений ФГБОУВО «Пермский государственный национальный исследовательский университет» 614990, Пермь, ул. Букирева, 15
tion on system performance and microbial community dynamics. Bioresource technolology, V. 150 (2013): pp. 287-297. doi: 10.1016/j.biortech.2013.09.090.
Raymond R.L. Microbial oxidation of n-paraffinic hydrocarbons. Developments in industrial microbiolology, V. 2 (1961): pp. 23-32.
Wilson K. Preparation of genomic DNA from bacteria. In: Ausubel F.M., Brent R., Kingston R.E., Moore D.D., Seidman J.G., Smith J.A., Struhl K. (eds) Current protocols in molecular biology, 3rd edn. New York, Wiley, 1995.
Yuan M. et al. Phylogenetic diversity and biological activity of actinobacteria isolated from the Chukchi Shelf marine sediments in the Arctic Ocean. Marine drugs, V. 6 (2014): pp. 1281-1297. doi: 10.3390/md12031281.
Поступила в редакцию 07.06.2018
About the authors
Anan'ina Lyudmila Nikolaevna, candidate of
biology, researcher of laboratory of molecular
microbiology and biotechnology
«Institute of Ecology and Genetics of Microorganisms
UB RAS» - a branch of the FSBIS of the Perm Federal
Research Center of the UB RAS.
ORCID: 0000-0003-4721-2863
13, Golev str., Perm, Russia, 614081;
ludaananyina@mail.ru; (342)280843
Shestakova Elena Anatol'evna, engineer of laboratory of molecular microbiology and biotechnology
«Institute of Ecology and Genetics of Microorganisms UB RAS» - a branch of the FSBIS of the Perm Federal Research Center of the UB RAS. ORCID: 0000-0002-3494-2886 13, Golev str., Perm, Russia, 614081; sheanton@mail.ru; (342)2808431
Plotnikova Elena Genrikhovna, doctor of biology,
leading researcher of laboratory of molecular
microbiology and biotechnology
«Institute of Ecology and Genetics of Microorganisms
UB RAS» - a branch of the FSBIS of the Perm Federal
Research Center of the UB RAS.
ORCID: 0000-0002-0107-0719
13, Golev str., Perm, Russia, 614081;
peg_el@mail.ru; (342)2808431
professor of Department of botany and plant genetics
Perm State University
15, Bukirev str., Perm, Russia, 614990
Информация для цитирования:
Ананьина Л. Н., Шестакова Е. А., Плотникова Е. Г. Детекция генов, кодирующих ферменты биосинтеза эктоина, у актинобактерий, выделенных из почвы района разработки Верхнекамского соленосного бассейна // Вестник Пермского университета. Сер. Биология. 2018. Вып. 3. С. 264-269. DOI: 10.17072/1994-9952-2018-3-264-269.
Anan'ina L.N., Shestakova E.A., Plotnikova E.G. [Detection of the genes coding ectoine biosynthesis enzymes for halotolerant actinobacteria isolated from the soil of area of industrial development of the upperkamian salted basin]. Vestnik Permskogo universiteta. Biologija. Iss. 3 (2018): pp. 264-269. (In Russ.). DOI: 10.17072/1994-9952-2018-3-264-269.
