CC BY
94
лизации в интенсивной терапии и лечении в ОРИТ, где высок риск приобрести мультирезистентный госпитальный штамм.
Существенную роль играют также укомплектованность штата и уровень грамотности медицинского персонала ЛПУ, соблюдение им противоэпидемического режима, уровень оснащенности оборудованием, лекарствами, дезинфектантами и другими расходными материалами.
Несмотря на глобальный характер распространения антибиотикорезистентности, в основе решения проблем лежит всего несколько принципиальных моментов. В каждом ЛПУ должно быть предусмотрено предупреждение заноса резистентных штаммов извне, исключены условия для циркуляции госпитальных патогенов, созданы условия, при которых госпитальный штамм не вышел бы за пределы ЛПУ.
В решении проблемы, связанной с формированием MRSA-штаммов и их распространением среди больных с гнойно-воспалительными заболеваниями, необходимо использовать комплексный подход. Для выявления MRSA-штаммов использовать наиболее эффективные методы и тесты. Антимикробную терапию и ее коррекцию проводить только с учетом данных по антибиоти-корезистености штаммов стафилококка, выделенных от больных, а также неукоснительно выполнять санитарно-гигиенические правила в ЛПУ.
ЛИТЕРАТУРА
1. Дехнич А. В. Выявление резистентности к метициллину и другим Р-лактамным антибиотикам методом скрининга. Клиническая микробиология и антимикробная химиотерапия. 1999; 1 (1): 89-91.
2. Дехнич А. В., Данилов А. И. Даптомицин: обзор фармакологических, клинических и микробиологических параметров. Клиническая микробиология и антимикробная химиотерапия. 2010; 12 (4): 292-312.
3. Жилина С. В., Миронов А. Ю., Поликарпова С. В., ПивкинаН. В., Рог А. А. Мониторинг штаммов Staphylococcus aureus ssp. aureus, изолированных при гнойно-воспалительных заболеваниях кожи и мягких тканей. Курский научно-практический вестник "Человек и его здоровье". 2009; 1: 51-62.
4. Козлов Р. С. Селекция резистентных микроорганизмов при использовании антимикробных препаратов. Концепция параллельного ущерба. Клиническая микробиология и антимикробная химиотерапия. 2010; 12 (4): 284-93.
5. Миронов А. Ю., Жилина С. В., Дмитренко О. А. Микробиологический мониторинг патогенов и их антибиотикорезистентности у больных с гнойно-воспалительными и гнойно-септическими заболеваниями кожи и мягких тканей. Справочник заведующего КДЛ. 2012; 1: 11-22.
6. Митрохин С. Д., Миронов А. Ю., Харсеева Г. Г. Антимикробная химиотерапия внутрибольничных инфекций в онкологическом стационаре: Учебное пособие. Ростов-н/Д: ГОУ ВПО РостГМУ; 2011.
7. Определение чувствительности микроорганизмов к антибиотикам. МУК 4.2.1890-04. М.; 2004.
8. Никулин А. А., Дехнич А. В. Обзор рекомендаций Британского общества по антимикробной терапии (BSAC) по диагностике и лечению инфекций, вызванных метициллинорезистентными штаммами S. aureus (MRSA) во внебольничных условиях. Клиническая микробиология и антимикробная химиотерапия. 2010; 12 (1): 4-22.
9. СП 3.1.2484-09. Профилактика внутрибольничных инфекций в стационарах (отделениях) хирургического профиля лечебных учреждений.
10. Рубин Р. Дж., Харрингтон К. А., Пун А., Дитрих К., Грин Дж. А., Мондуддин А. Экономические потери, связанные с инфекциями, вызванными Staphylococcus aureus. Клиническая микробиология и антимикробная химиотерапия. 2000; 2 (12): 47-55.
11. Сабарова Е. Д., Гординская Н. А., Абрамова Н. В., Некаева Е. С. Антибиотикорезистентность нозокомиальных штаммов Staphylococcus spp., выделенных в ожоговом центре в 2002-2008 гг. Клиническая микробиология и антимикробная химиотерапия. 2010; 12 (1): 77-81.
12. Страчунский Л. С., Беликова Ю. А., Дехнич А. В. Внебольничные MRSA - новая проблема антибиотикорезистентности. Клиническая микробиология и антимикробная химиотерапия. 2005; 7 (1): 32-46.
13. PresterlЕ., Mueller-UriP., Grisold A., GeorgopoulusA., Graninger W. Ciprophoxacin and methicillin-resistend Staphylococcus aureus, susceptible to moxifloxacin, levofloxacin, teicoplanin, vancomycin and lynozolid. Eur. Clin. Microbiol. Infect. Dis. 2001; 20: 486-9.
Поступила 28.11.12
© КОЛЛЕКТИВ АВТОРОВ, 2013 УДК 615.281:579.842.23].015.8
С. В. Балахонов, С. А. Белькова, Е. Г. Токмакова, И. Г. хвойнова, О. Д. Захлебная
чувствительность чумного микроба из сибирских природных очагов к антибактериальным ПРЕПАРАТАМ ш ViTRO
ФКУЗ Иркутский научно-исследовательский противочумный институт Роспотребнадзора
Проведено сравнительное изучение антимикробного действия разных групп антибактериальных препаратов на штаммы чумного микроба, изолированные в сибирских природных очагах. Проанализированы результаты, полученные разными методами: диско-диффузионным, серийных разведений, HiCOMB MIC test. Установлено, что свежевыделенные культуры Yersinia pestis имеют высокую чувствительность к антибактериальным препаратам различных групп. Результаты, полученные с применением трех методических подходов, в значительной степени коррелируют между собой. HiCOMB MIC test впервые использован при изучении штаммов Y. pestis из природных очагов чумы Сибири.
Ключевые слова: Yersinia pestis, чума, антибактериальные препараты, антибиотикочувствительность, питательные среды
S.V Balakhonov, S.A. Belkova, Ye.G. Tokmakova, I.G. Khvoiynova, O.D. Zakhlebnaya
THE SENSITIVITY OF PLAGUE AGENT FROM SIBERIAN NATURAL FOCUSES OF DISEASE TO
ANTIBACTERIAL PREPARATIONS IN VITRO
The comparative analysis was applied concerning antimicrobic action of different groups of antibacterial preparations on the plague agent strains isolated from Siberian natural focuses of disease. The analysis was applied to results obtained using such different methods as disco-diffusive technique, .serial dilution andHiCOMB MIC test. It is established that freshly isolated cultures of Yersinia pestis have high sensitivity to antibacterial preparations of different groups. The results obtained using three technical approaches intercorrelate in significant degree. The HiCOMB MIC test was applied for the first time for analysis Y.pestis strains from natural focuses ofplague of Siberia.
Key words: Yersinia pestis, plague, antibacterial preparation, antibiotics sensitivity, growth medium
Введение. Важным свойством изолированных в природных очагах чумы штаммов Yersinia pestis является их чувствительность к антибактериальным препаратам (АБП). Принятая схема идентификации включает обязательное исследование чувствительности выделенных культур чумного микроба к стрептомицину. Дальнейшее определение их антибиотикограмм не проводится, хотя у возбудителя чумы выявлена антибиотикорезистент-ность, ставшая одной из основных причин снижения эффективности антибиотикотерапии [4]. Особую настороженность вызывает обнаружение штаммов чумного микроба, обладающих как пониженной чувствительностью к стрептомицину, так и устойчивостью к тетрациклину [6, 8] и рифампицину [11]. В Казахстане (1999) от больных чумой изолировали штаммы Y. pestis, резистентные к левомицетину и малочувствительные к гентамицину [2]. В 1995 г. в США был получен изолят Y. pestis (штамм IP275), содержащий плазмиду р1Р1202, несущую резистентность ко многим АБП, рекомендуемым для лечения и профилактики чумы [9]. На о. Мадагаскар от больных чумой выделены штаммы Y. pestis с плазмидопосредованной резистентностью к антибиотикам, причем одна из плазмид передавала с высокой частотой устойчивость к стрептомицину, канамицину, ампициллину, спектиномицину, тетрациклину и сульфаниламидам [8, 10]. Подобные находки указывают на эволюционные изменения генома Y. pestis, что представляет значительную эпидемическую опасность. Так как перечень выпускаемых АБП постоянно пополняется препаратами новых поколений, большой практический интерес представляют выбор групп антибиотиков и определение чувствительности к ним изучаемых культур. Мониторинг чувствительности возбудителя чумы к АБП широкого спектра действия становится одной из важных задач противочумной службы [5].
Цель работы - сравнительное изучение антимикробного действия разных групп антибактериальных препаратов на штаммы чумного микроба, изолированные в сибирских природных очагах.
Материалы и методы. Использовали 25 штаммов Y. pestis, хранившихся после выделения не более 3-4 мес, из них 20 изолированы в природном очаге чумы (ПОЧ) в Горно-Алтайском регионе от монгольской пищухи и блох, собранных из входов нор, и 5 - в ПОЧ в Тувинской Республике от суслика длиннохвостого и его блох. Штаммы Y. pestis EV НИИЭГ и Escherichia coli АТСС 25922 взяли в качестве контрольных. Чувствительность к АБП определяли с помощью дискодиффузионного ме-
Для корреспонденции: Балахонов Сергей Владимирович, науч. сотр. Адрес: 664047, Иркутск, ул. Трилиссера, 78 Телефон: (3952)220-135
тода (ДДМ) [1, 3], метода серийных разведений (МСР) [3] и HiCOMB MIC test (Е-тест) ("HiMedia", Индия) [7]. Для ДДМ использовали диски с антибиотиками (НИЦФ, Санкт-Петербург), относящимися к АБП I ряда (стрептомицин, амикацин, гентамицин, доксициклин, ципроф-локсацин, цефотаксим, рифампицин) и II ряда (канами-цин, нетилмицин, тобрамицин, ампициллин, левоми-цетин, цефиксим/цефалексин, тетрациклин) [5], взвеси высевали на чашки с агарами Хоттингера (АХ, рН 7,2) и Гивенталя-Ведьминой (АГВ, рН 7,2) согласно описанию в работе [1]. При исследовании с помощью МСР взвеси высевали на АХ и агар Мюллера-Хинтона (MX, рН 7,3±0,2) с добавлением АБП [3]: стрептомицина 8, 16, 32, 64 мг/л, гентамицина 2, 4, 8, 16 мг/л, доксицикли-на 2, 4, 16 мг/л, цефотаксима 1, 2, 4, 8 мг/л, цефазолина 1, 2, 4, 8 мг/л, канамицина 8, 16, 32, 64 мг/л, тетрациклина 2, 4, 8, 16 мг/л. Исследование методом HICOMB (Е-тест) проводили по прилагаемой инструкции; в 1-м опыте взвеси готовили по рекомендации изготовителя -концентрацией 106 м.кл/мл, во 2-м - 109 м.кл/мл. В зависимости от вида микроорганизма посевы инкубировали при 28 и 37oC в течение 48 ч с учетом результатов через 24 и 48 ч.
Результаты и обсуждение. Перед началом исследования изучили биологические свойства штаммов Y. pestis. Штаммы, изолированные в Горном Алтае, ферментируют глицерин и рамнозу, не ферментируют ара-бинозу, не восстанавливают нитраты в нитриты, содержат плазмиды 6, 47, 65 MDa, при подкожном заражении вирулентны для белых мышей и авирулентны для морских свинок, относятся к Y. pestis subsp. altaica. Штаммы, выделенные в ПОЧ в Тыве, ферментируют глицерин и арабинозу, не ферментируют рамнозу, восстанавливают нитраты в нитриты, имеют набор плазмид 6, 21,5, 45, 61 MDa, высоковирулентны для белых мышей и морских свинок, отнесены к основному подвиду Y. pestis.
ДДМ. Рост всех штаммов и зоны их ингибиции наблюдали на обеих питательных средах через 24 ч. Отмечен более нежный равномерный рост культур Y. pestis на АХ, зоны задержки роста имели ровные края; рост на АГВ более грубый, зоны задержки роста с неровными краями, через 48 ч появилось вуалеобразное помутнение в зоне ингибиции роста всех штаммов чумного микроба ампициллином и цефиксимом. На АХ зоны ингибиции роста всех штаммов Y. pestis тремя АБП I ряда (гентами-цин, амикацин, ципрофлоксацин) и шестью препаратами II ряда (канамицин, нетилмицин, тобрамицин, ампициллин, левомицетин, цефиксим) увеличивались через 48 ч. Все штаммы чувствительны (S) к исследованным группам антибиотиков, резистентные (R) не обнаружены (табл. 1).
МСР. На средах MX и АХ с добавлением цефотак-сима, гентамицина и доксициклина, а также на АХ со стрептомицином и канамицином рост всех исследуемых штаммов отсутствовал (табл. 2).
Таблица
Диапазон диаметров зон подавления роста штаммов Yersinia pestis алтайского и основного (серый фон) подвидов из сибирских очагов чумы антибактериальными препаратами
Препарат Содержание АБП в диске, мкг Агар Хоттингера, рН 7,2±0,1 АГВ, рН 7,4±0,2
диаметр зон подавления роста, мм
Стрептомицин 30 25-35 28-35 15-28 13-20
Канамицин 30 27-40 30-34 17-30 18-27
Амикацин 30 31-40 26-34 16-32 16-21
Гентамицин 10 30-41 25-34 14-30 17-22
Нетилмицин 30 23-42 35-40 20-30 20-26
Тобрамицин 10 32-42 33-36 18-28 20-26
Тетрациклин 30 21-32 21-28 20-35 21-30
Доксициклин 10 19-32 21-27 21-35 22-32
Левомицетин 30 35-50 35-45 23-39 33-40
Рифампицин 5 13-21 16-20 12-25 15-17
Ампициллин 10 26-36 29-33 20-37 17-38
Цефотаксим 30 32-47 37-40 15-45 20-42
Цефиксим 5 30-41 Не изучали 16-45 Не изучали
Ципрофлоксацин 5 38-58 40-50 20-45 27-40
На агаре MX с цефазолином все штаммы росли до концентрации антибиотика 2 мг/л включительно: штаммы Y. pestis subsp. altaica вырастали в виде однородных бляшек, a Y. pestis subs, pestis - отдельных колоний (рис. 1).
Различия в чувствительности к цефазолину между штаммами основного и алтайского подвидов минимальны и не превышают 1 двукратное разведение антибиотика в среде. Цефазолин не используется для терапии чумы [5], поэтому его дифференцированное действие на штаммы может рассматриваться только как научный факт.
1 Результаты, полученные с помощью МСР антибиотиков в АХ и агаре МХ, в значительной степени дублируют друг друга (см. табл. 2).
Е-тест. При посеве взвесей всех штаммов, содержавших 106 м.кл/мл, через 24 ч наблюдали неровный, редкий культуральный газон с отдельными более крупными колониями. Зоны задержки роста имели форму эллипса с нечеткими краями. При посеве взвесей опытных штаммов, содержавших 109 м.кл/мл, через 24 ч выросли колонии в виде сплошного газона, зоны ингибиции роста чумного микроба имели четкие границы. Результаты учета минимальной подавляющей концентрации (МПК) антибиотиков через 24 и 48 ч приведены в табл. 3.
Допустимые значения МПК для Е. coli 25922 в Е-тесте: стрептомицин - 1-5 мкг, тетрациклин - 0,5-2 мкг, гентамицин - 0,25-1 мкг, ципрофлоксацин - 0,004-0,015 мкг. Допустимые значения МПК для Y. pestis EV, установленные с помощью МСР, аналогичны для Е-теста: стрептомицин - 1-8 мкг, тетрациклин - 0,5-2 мкг, гентамицин - 0,25-2 мкг, ципрофлоксацин - 0,01-0,04 мкг. Наименьшее значение подавляющей рост микроорганизма концентрации АБП, проявившейся при учете результатов на обоих стрипах, принимали за МПК. Полученные значения МПК для контрольных штаммов входят в допустимые интервалы (см. табл. 3), следовательно, МПК для опытных штаммов также действительны. При сопоставлении значений МПК, учтенных через 48 ч для штаммов возбудителя чумы, отмечено, что они практически равны, т. е. обнаружена тенденция, аналогичная наблюдаемой при применении МСР. Доля совпавших значений МПК через 24 и 48 ч существенно различалась при посеве 106 м.кл/мл (59,4%) и 109 м.кл/мл (93,8%; t = 2,47; p < 0,05). Следовательно, использование суспензии концентрацией 109 м.кл/мл применительно к Y. pestis позволило получить окончательный результат уже через 24 ч. Так как Е-тест предлагается фирмой-производителем в качестве ускоренного метода, можно рекомендовать посев тестируемых культур из взвесей концентрацией 109 м.кл/мл. Значения МПК, определенные с помощью МСР и Е-теста, имеют сопоставимую величину. Минимальное разведение ген-тамицина в агаре составило 2 мкг/мл. Этого количества антибиотика было достаточно, чтобы полностью пода-
Рис. 1. Рост штаммов Y. pestis алтайского и основного подвидов на агаре Мюллера-Хинтона с добавлением 2 мг/л це-фазолина.
1 - штаммы алтайского подвида; 2 - штаммы основного подвида; к -контрольные штаммы, бляшка слева - Е. coli АТС 25922, справа - рост в виде отдельных колоний Y. pestis EV.
Рис. 2. МПК гентамицина, определенная методом серийных разведений (серый цвет) и с помощью Е-теста (без окраски).
Таблица 2
Рост У. pestis на агарах Хоттингера и Мюллера-Хинтона с добавлением антибактериальных препаратов в разных концентрациях
Препарат Рост чумного микроба на агаре с добавлением АБП в концентрации, мг/л
агар Хоттингера агар Мюллера-Хинтона
1 2 4 8 16 32 64 1 2 4 8 16 32 64
Цефотаксим - - - - - - - -
Цефазолин + ±* - - + + - -
Гентамицин - - - - - - - -
Доксициклин - - - - - - - -
Стрептомицин Канамицин - - - - ±* - -
- ±
Примечание. Серым цветом выделен диапазон концентраций, при которых возможен рост чувствительных штаммов; на АХ: * - выросли колонии 3 штаммов основного подвида, включая Y. pestis EV; на агаре MX: * - рост единичных колоний Y. pestis, рост Y. pestis EV отсутствует; ** - значения МПК для референс-штаммов превысили допустимые, поэтому результат учитывали только на АХ.
Таблица 3
МПК антибактериальных препаратов для штаммов У. pestis и Е. coli, определенные на агаре Мюллера-Хинтона в Е-тесте
Концентрация су- Опытные и контрольные Стрептомицин, мкг Тетрациклин, мкг Гентамицин, мкг Ципрофлоксацин, мкг
спензии, м.кл/мл штаммы А В А В А В А В
24 ч
106 У. pestis 206-209 5 3 0,1 1 0,5 0,25 0,01 0,004
У. pestis 535 0,1 3 0,1 0,25 5 0,25 0,001 0,008
У. pestis EV 5 3 0,1 1 5 1 10 0,5
E. coli 25922 0,1 3 60 5 0,1 0,001 0,1 0,01
48 ч
У. pestis 206-209 5 3 5 1 0,1 0,5 0,01 0,004
У. pestis 535 5 3 5 1 5 0,25 0,01 0,004
У. pestis EV 10 3 0,1 5 5 1 0,01 0,001
E. coli 25922 10 3 60 5 0,1 0,001 0,1 0,01
24 ч
109 У. pestis 120 5 5 3 5 1 5 0,1 0,1 0,008
У. pestis 272 5 3 5 1 5 0,25 0,1 0,01
48 ч
У. pestis 120 10 3 5 1 5 0,1 0,1 0,008
У. pestis 272 5 3 5 1 5 0,25 0,1 0,01
Примечание. А, В - стрипы с дисками; серым цветом выделены значения чувствительности к АБП для контрольных штаммов, валидные согласно указаниям в работе [3].
вить рост как контрольных, так и опытных штаммов. МПК, определенные для тех же штаммов с помощью Е-теста, не превышали уровень, наблюдаемый при введении антибиотика в агар (рис. 2).
Заключение. Свежевыделенные культуры Y. pestis имеют высокую чувствительность к АБП различных групп, относящимся к препаратам I и II ряда, используемым для лечения и профилактики чумы, особенно к доксициклину, гентамицину, стрептомицину, канамицину, ципрофлокса-цину и цефалоспоринам III поколения - цефиксиму и це-фотаксиму. Значения, полученные при применении МСР антибиотиков в АХ и MX, практически одинаковы, что позволяет ограничиться использованием одной из этих питательных сред. Результаты применения различных методических подходов в значительной степени коррелируют между собой. Несомненны преимущества ускоренного анализа на основе Е-теста, если учесть удобство применения и быстроту его постановки, высокую достоверность
получаемых результатов. Это указывает на возможность внедрения HiCOMB MIC test в практическую работу противочумных учреждений, но необходима его дальнейшая адаптация к особенностям работы с возбудителем чумы.
ЛИТЕРАТУРА
1. Апарин Г. П., ГолубинскийЕ. П. Микробиология чумы: Руководство. Иркутск: Изд-во Иркутского университета; 1989.
2. Атшабар Б. Б., Айкимбаев A. M., Аубакиров С. А. и др. Эпизоо-тологические и социальные предпосылки заболеваний чумой людей в 1999 г. в Казахстане и их клинико-эпидемиологические характеристики. В кн.: Проблемы особо опасных инфекций. Саратов; 2000; 80: 14-21.
3. Определение чувствительности возбудителей опасных бактериальных инфекций (чума, сибирская язва, холера, туляремия, бруцеллез, сап, мелиоидоз) к антибактериальным препаратам: Метод. указания. M.: Федеральный центр гигиены и эпидемиологии Роспотребнадзора; 2010.
4. Организация и проведение эпидемиологического надзора в природных очагах чумы на территории Российской Федерации: Метод. указания. М.: Федеральный центр Госсанэпиднадзора МЗ России; 2002.
5. Организация, обеспечение и оценка противоэпидемической готовности медицинских учреждений к проведению мероприятий в случае завоза или возникновения особо опасных инфекций, контагиозных вирусных геморрагических лихорадок, инфекционных болезней неясной этиологии, представляющих опасность для населения Российской Федерации и международного сообщения: Метод. указания. М.; 2001.
6. Boulanger L. L., Ettestad P., Fogarty J. D. et al. Gentamicin and tetracyclines for the treatment of human plague: review of 75 cases in New Mexico, 1985-1999. Clin. Infect. Dis. 2004; 38; 378-85.
7. BryskierA. Antimicrobial agents. ASM Press, USA; 2005.
8. GalimandM., Guiyoule A., GerbaudG. et al. Multidrug resistance in Yersinia pestis mediated by a transferable plasmid. N. Engl. J. Med. 1997; 337 (10): 677-80.
9. Rasoamanana В., Coulanges P., Michel P., Rasolofonirina N. Sensibilite de Yersinia pestis aux antibiotiques: 277 souches isolees a Madagascar entre 1926 en 1989. Arch. Inst. Pasteur Madagascar. 1989; 56: 37-53.
10. Welch T. J., Fricke W. F., McDermott P. F. et al. Multiple antimicrobial resistance in plague: an emerging public health risk. PloS One. 2007; 21 (2): e309.
11. Wong J. D., Barash J. R., Sandfort R. F., Janda J. M. Susceptibilities of Yersinia pestis strains to 12 antimicrobial agents. Antimicrob. Agents Chemother. 2000; 44 (7): 1995-6.
Поступила 13.06.12
© КОЛЛЕКТИВ АВТОРОВ, 2013
УДК 616.33-008.17-032:611.329]-06:616.342-002.2]-078
Ю. С. Апенченко, В. М. Червинец, И. И. Иванова, Н. В. Басалаева, Е. А. Беляева
микробиоценоз верхних отделов пищеварительного тракта у детей
С ГАСТРОЭЗОфАГЕАЛьНОЙ РЕфЛЮКСНОЙ БОЛЕЗНьЮ И ХРОНИчЕСКИМ ГАСТРОДУОДЕНИТОМ
Тверская государственная медицинская академия
Рассматривается микробный спектр слизистой оболочки пищевода и желудка детей с гастроэзофагеальной рефлюксной болезнью и хроническим гастродуоденитом. У пациентов с заболеваниями верхних отделов пищеварительного тракта условно-патогенные микроорганизмы выделяются чаще, их штаммы обладают факторами агрессии и цитотоксичностью. У детей с рефлюксной болезнью микробный пейзаж в пищеводе шире как в количественном, так и в видовом отношении по сравнению не только со здоровыми подростками, но и с детьми с изолированным гастродуоденитом.
Ключевые слова: микрофлора, пищеварительный тракт, дети, гастроэзофагеальная рефлюксная болезнь, хронический гастродуоденит
Yu.S. Apentchenko, V.M. Tchervinetz, I.I. Ivanova, N.B. Basalayeva, Ye.A. Beliyeva
THE MICROBIOCENOSIS OF UPPER PARTS OF DIGESTIVE TRACT OF CHILDREN WITH GASTROESOPHAGEAL REFLUX DISEASE AND CHRONIC GASTRODUODENITIS
The article considers the microbe .specter of mucous coat of esophagus and .stomach in children with gastro esophageal reflux disease and chronic gastroduodenitis. In patients with diseases of upper parts of digestive tract, the opportunistic pathogenic bacteria are isolated more often and their strains have aggression factors and cytotoxicity. In children with reflux disease the microbe landscape of esophagus is larger both in numerical and specific respect as compared to healthy adolescents and children with isolated gastroduodenitis.
Key words: microflora, digestive tract, children, gastro esophageal reflux disease, chronic gastroduodenitis
Болезни органов пищеварительной системы в структуре соматической патологии у детей занимают одно из ведущих мест. По некоторым данным, их распространенность превышает 400%о [6]. На рост гастроэнтерологических заболеваний влияют особенности современного образа жизни и питания, стрессы, неблагоприятная экологическая обстановка, в определенной мере - широкое внедрение ультразвукового и эндоскопического методов диагностики. В настоящее время отмечаются уменьше-
Для корреспонденции:
Апенченко Юлия Сергеевна, доц. каф. педиатрии Адрес: 170100, Тверь, ул. Советская, 4 Телефон: (4822)32-17-79 E-mail: apen@mail.ru
ние частоты выявляемости язвенной болезни и гастро-дуоденитов и рост частоты заболеваний пищевода [6]. К ним в первую очередь относится гастроэзофагеальная рефлюксная болезнь (ГЭРБ).
ГЭРБ - хроническое рецидивирующее заболевание, в основе которого лежит патологический гастроэзофа-геальный рефлюкс (ГЭР), отличающийся от физиологического прежде всего продолжительностью, частотой и наличием клинической симптоматики. По данным многоцентрового эпидемиологического исследования МЭГРЕ, распространенность ГЭРБ в популяции составляет 13,3% [4].
Одним из нерешенных аспектов проблемы ГЭРБ является сочетание ее с инфицированностью Helicobacter pylori, причем высказываются противоположные точки зрения: H. pylory способствует возникновению ГЭРБ, и H. pylori способствует предупреждению ГЭРБ. По дан-
