CC BY
17УДК 579.255:579.61
Ю. М. Капустина, Л. В. Рубаник
ЗНАЧЕНИЕ ГЕНЕТИЧЕСКОЙ РЕКОМБИНАЦИИ В ИЗМЕНЧИВОСТИ
CHLAMYDIA TRACHOMATIS
Государственное учреждение «Республиканский научно-практический центр эпидемиологии и микробиологии», Республика Беларусь, 220114, г. Минск, ул. Филимонова, 23. e-mail: kapystinaj@gmail.com
Проведен обзор литературных данных, касающихся рекомбинации в геноме Chlamydia trachomatis и ее влиянии на изменение биологических свойств патогена. Информация о генетической рекомбинации, ее участках и протяженности позволяет определять изменения вирулентности возбудителя, предсказывать течение патогенетических реакций и развитие иммунного ответа. Практическая значимость обнаружения ре-комбинантных изолятов C. trachomatis, обладающих детерминантами резистентности к основным группам антибиотиков, заключается в обосновании целесообразности корректировки схем лечения урогенитальной хламидийной инфекции.
Ключевые слова: рекомбинация, вирулентность, геном, хламидиоз, Chlamydia trachomatis.
Введение
С. trachomatis — возбудитель урогениталь-ного хламидиоза, способный вызывать развитие тяжелых форм воспалительных процессов урогенитального тракта, различных органных поражений у человека, а также участвовать в формировании патологии плода, новорожденного и ребенка [1, 2].
Все известные серовары вида C. trachomatis, определенные на основании различий в главном наружном белке мембраны (Major Outer Membrane Protein, MOMP), в зависимости от типа инфекции, ее локализации (тканевого тропизма), разделены на 3 биовара. Серовары от D до К (также подтипы Da, Ga, Ia, Ja) относятся к биовару, вызывающему развитие урогенитальной инфекции, а L1-L3 (включая подтипы L2a, L2b, L2c) — к биовару возбудителей паховой лимфогранулемы [3-8].
Течение урогенитальной хламидийной инфекции чаще всего характеризуется слабо-выраженной клинической симптоматикой, но сопровождается в дальнейшем развитием серьезных осложнений (бесплодие, артропатии и т. д.) [1]. Этому способствует персистенция возбудителя в организме человека и хрониза-ция инфекции за счет присутствия у C. trachomatis эффективных механизмов уклонения от иммунного ответа. Все это благоприятствует
широкому распространению возбудителя в популяции человека.
К числу возможных механизмов противостояния иммунологическому давлению со стороны организма человека относят реком-бинационные процессы в геноме возбудителя. Известно, что генетическая рекомбинация у прокариот приводит к возникновению новых комбинаций генов за счет перераспределения генетического материала (ДНК). По молекулярному механизму этот процесс принято классифицировать на законную (гомологичная (общая) и сайт-специфическая рекомбинация, транспозиция) и незаконную рекомбинацию (соединение концов негомологичных участков ДНК при помощи топоизомераз) [9]. Рекомбинация в большей степени характерна для внеклеточных или факультативных внутриклеточных бактерий (роды Neisseria, Yersinia, Borrelia, Leptospira и Anaplasma), чем для об-лигатных внутриклеточных патогенов. Среди последних способность к рекомбинации отмечена для Chlamydia, Rickettsia, Wolbachia, Anaplasma, Coxiella, Ehrlichia и Orientia [10, 11].
Отмечается вариабельность значимости генетического обмена для жизнедеятельности микроорганизмов. Существуют виды бактерий с низкой частотой рекомбинации, обладающие высокой клональной стабильностью
(Mycobacterium spp., Haemophilus influenza, Bacillus cereus), и типичные рекомбинанты, у которых основным источником аллельной изменчивости являются рекомбинационные события (Helicobacter pylori, Neisseria gonorr^eae, Neisseria meningitides). Частота рекомбинации (p) в популяции разных видов микроорганизмов варьирует в широком диапазоне — от 0,7 у B. cereus до 73,3 у H. pylori [12]. Промежуточное положение занимают виды с умеренной рекомбинационной активностью [13].
Последствия возникновения рекомбинации в геноме C. trachomatis только начинают выясняться, и многие аспекты этого явления требуют дальнейших исследований. Показано, что генетический обмен в геноме C. trachomatis встречается реже, чем мутации [14]. Однако измененные рекомбинацией нуклеотидные последовательности генов более стабильно наследуются и накапливаются в популяции, составляя при этом новые комбинации, определяющие гено- и фенотипическую изменчивость патогена.
Следует отметить, что важность этого процесса неравнозначна даже среди биоваров C. trachomatis. Так, отмечено, что рекомбинация играет более важную роль среди уро-генитальных штаммов по сравнению с био-варами трахомы или лимфогранулемы [14]. Характеризуясь большой протяженностью, генетический обмен может привести в первую очередь к значительному антигенному многообразию, а также к существенным различиям в вирулентности и тканевом тропизме штаммов данного вида за счет изменения структуры генов, кодирующих функциональные белки, участвующие в этих процессах.
Цель работы — провести анализ литературных данных, касающихся рекомбинационных процессов в геноме Chlamydia trachomatis и их влиянии на молекулярно-биологические характеристики патогена.
В настоящее время изучение этих процессов у хламидий направлено на определение основных локусов в геноме чаще всего подвергающихся рекомбинации, ассоциации измененного состава генома и биологических свойств патогена, а также на установление факторов, способствующих генетическому обмену. Все эти вопросы далее будут детально рассмотрены.
Горячие точки рекомбинации
Генетическая рекомбинация у C. trachomatis приводит к гомологичному обмену множества геномных областей, и этот процесс является основной движущей силой современной эволюции и появления видового разнообразия патогена [7, 14, 15]. Возникновение рекомби-национных событий характерно для всего генома C. trachomatis, тем не менее определены области генома, в которых наиболее часто регистрируются эти явления — так называемые горячие точки рекомбинации. Прежде всего это локусы, кодирующие белки, вовлеченные в различные этапы патогенеза — гены полиморфных мембранных белков (pmp) и pmp-подобных белков (CT049-CT051), главного белка наружной мембраны (ompA), а также кодирующие последовательности зоны пластичности (CT144-CT176) [16]. Зона пластичности — высокодинамичный участок генома C. trachomatis, состоящий из генов, определяющих основные различия между геномами. Туда входят гены цитотоксина, фос-фолипазы D и гены а и ß цепей триптофан синтазы (trpA, trpB), играющие важную роль в патогенезе [15, 17].
В результате биоинформационного анализа геномов штаммов C. trachomatis, принадлежащих к трем биоварам, Joseph S. J. и др. идентифицировали 6 наиболее характерных среди исследованных 32 штаммов рекомбинантных гена: 3 гена, кодирующие гипотетические белки неизвестной функции, а также гены ompA, karG и локус, кодирующий серин/треонин про-теинкиназу [14].
Более детальные исследования помогли дополнительно определить потенциальные локу-сы генетического обмена для урогенитального биовара. Ими являются порядка десяти генов, половина из которых кодирует гипотетические белки. Остальные — ген pbpB, который располагается непосредственно перед ompA и вовлечен в рекомбинацию, два гена (pmpB и pmpE) аутотранспортных белков с неуточнен-ной функцией, pfkA, участвующий в процессах метаболизма, и yscC, который, вероятно, играет важную роль в системе секреции III типа [14]. В исследовании T. Eder, которое посвящено анализу последовательности генома Е и F сероваров C. trachomatis, было отмечено, что рекомбинационные события затрагивали
различные участки генома этих генотипов, которые необходимы как для различных стадий патогенеза (ген интегрального мембранного белка (СТ147), фактор адгезии (СТ166), ген цитотоксина), так и для жизнедеятельности патогена (гены ДНК-лигазы (СТ146), проте-ин-аргенин киназа (СТ675), альфа цепь триптофан синтазы (СТ171) и др.) [6]. У рекомби-нантных штаммов L2 продемонстрированы изменения в метаболизме гликогена, зависящее от нуклеотидного состава гена glgB. Отмечают, что это может влиять на патологическое взаимодействие патогена с эндомембранной системой клетки хозяина [18].
Кроме того, одним из важнейших аспектов изучения рекомбинантных штаммов является возможность утраты/приобретения детерминант резистентности к антибиотикам. В эксперименте по изучению горизонтального переноса генов устойчивости к антибиотикам было показано, что при моделировании ко-инфекции штаммами C. trachomatis и С. miridarum в культуре клеток МсСоу посредством межвидовой рекомбинации происходила передача генов антибиотикорезистентности, изменяющая профиль резистентности штаммов [19]. Проведенное детальное исследование рекомбинантных штаммов С. trachomatis различных генотипов выявило высокий уровень рекомбинационных событий в генах устойчивости к фторхинолонам (gyrA) и рифампи-цину (rpoB) и альфа цепи триптофан синта-зы (trpA) [17]. В исследовании Nguyen B. D., в котором искусственно создавали рекомбинант-ные штаммы L2, показана способность штаммов к рекомбинации с образованием новых фенотипов, обладающих генами устойчивости к рифампицину, спектиномицину и тримето-приму [18].
Отмечено, что рекомбинационным событиям способствует микст-генотипное инфицирование изолятами C. trachomatis. Рекомбинация участков генома C. trachomatis становится возможной вследствие одновременного инфицирования эпителиальной клетки хозяина несколькими штаммами хламидий с последующим слиянием вакуолей, в которых происходит репликация возбудителя [10]. В результате этого процесса изоляты могут приобретать новые биологические свойства (факторы адгезии, инвазии, возможность использования
нехарактерных источников питательных веществ и др.), благоприятствующие их диссе-минации в организме человека. Вместе с этим рекомбинационные события могут остаться незамеченными и не изменять свойства возбудителя, если генетическому обмену подверглись геномы изолятов одного генотипа или имеющие сходные признаки.
Частота встречаемости микст-генотипного варианта хламидийной инфекции по данным литературы варьирует в диапазоне от 2,4 до 21,2% [20-24]. Так, при идентификации принадлежности изолятов C. trachomatis к биовару было обнаружено, что 24 образца из 95 содержали более 1 генотипа урогенитального биовара C. trachomatis, один из которых идентифицировали как принадлежащий одновременно к урогенитальному и биовару трахомы [25]. В России микст-генотипный вариант хламидийной инфекции идентифицирован в 18% случаях, в Нидерландах — до 16%, в Тунисе — 21,2%, в Чили — 8,4% [22-24, 26]. Соответственно, чем выше уровень микст-генотипной инфекции, тем более благоприятны условия для возникновения генетического обмена между штаммами C. trachomatis и появления новых биологических свойств у возбудителя. Однако иногда сложно проследить эту взаимосвязь ввиду того, что используемые технологии для детекции и генотипирования хламидий не всегда способны идентифицировать микст-генотипный вариант инфекции.
Рекомбинация ompA гена
Рекомбинация участков гена ompA, кодирующих эпитопы белка MOMP, может напрямую влиять на белковую антигенную структуру и иммуногенность патогена. Этот белок является основной мишенью для антител и клеточного иммунитета. На основании полиморфизма кодирующего его гена различают более 60 геновариантов C. trachomatis [27]. Ген ompA состоит из перемежающихся доменов: 5 константных (CD 1-5) и 4 вариабельных (VDI-IV), кодирующих соответствующие участки белка МОМР. Каждый из доменов представляет собой комплекс антигенных детерминант, участвующих как в клеточном, так и в гуморальном иммунном ответе. Известны участки гена, в которых локализуются В-, CTL- и Th- клеточные эпитопы. Так, участвующие в
гуморальном иммунном ответе В-клеточные эпитопы расположены в VDI-IV. Соответствующие этим доменам вторая (L2), третья (L3), пятая (L5) и седьмая (L7) внеклеточные петли МОМР экспонированы во внеклеточную среду. Антигенные детерминанты цитотокси-ческих Т-лимфоцитов (CTL- клеточные эпитопы) и Т-хелперов (Th- клеточные эпитопы), инициирующие клеточный иммунитет, в основном локализуются в CD 1-5. Так, из 23 известных Th- клеточных эпитопов 22 расположены в CD и только 1 перекрывает VDII и CD3 [28]. Следует отметить, что локализация эпитопов относительно домена или гена ompA для каждого генотипа имеет свои особенности распределения. Таким образом, рекомбинаци-онные изменения в нуклеотидной структуре участков гена ompA, кодирующих эпитопы, способны напрямую влиять на представление антигенов и развитие иммунного ответа.
Экспонирование эпитопа(ов) МОМР, их размер и окружение играют критическую роль в проявляемых возбудителем иммунореак-тивных свойствах. К примеру, считается, что бессимптомное течение инфекции, вызванной наиболее распространенным генотипом Е C. trachomatis во многом связано с особенностью структуры внеклеточных петель МОМР. Компактная свертка и удаленность от поверхности белковой цепи при минимальном экспонировании ухудшает представление антигенных детерминант и может обусловливать низкий уровень антителоо-бразования. Так, VDI и VDIII МОМР имеют более компактную структуру и их эпитопы экранированы близлежащими третьей и седьмой внеклеточными петлями. Образование антител только против VDII и VDIV МОМР у этого генотипа также может быть одним из факторов, способствующих низкой иммунологической реактивности организма хозяина, что благоприятствует его широкому распространению в популяции [29].
Изменчивость ompA, обусловленная рекомбинацией, также обнаружена у генотипов D, F и J, в последовательности гена которых были идентифицированы сходные для этих генотипов обменные события. В других областях хромосомы этих изолятов также регистрировались последствия рекомбинации, однако происходившие уже независимо друг от друга [30].
Установлено, что рекомбинация охватывает область от гена rs2 (CT680), располагающегося непосредственно перед ompA, и до участка внутри ompA [31]. Кроме того, рекомбинант-ный штамм может приобретать селективное преимущество в результате обмена генами, близлежащими с ompA (rrf, pyrH, tsf, rpsB). Продукты этих генов принимают участие в ключевых функциях патогена и отвечают за рециркуляцию рибосом, метаболизм пиримидина, удлинение трансляции и структурную конституцию рибосом соответственно [32].
Межбиоварная рекомбинация
Чаще всего генетический обмен возникает между штаммами с одинаковым тканевым тропизмом и относящихся к одному биовару. Межбиоварная рекомбинация у хламидий менее выражена, хотя все чаще стали появляться сведения о рекомбинантных изолятах, имеющих разную тропность [10, 14, 32].
В литературе имеется масса примеров, свидетельствующих о существовании рекомбинации генов между биоварами хламидий. Так, исследователи из Испании при детальном изучении генотипа А, ассоциированного с трахомой, но выделенного из урогенитального тракта, с использованием филогенетического анализа генов pmp определили наличие рекомбинации. Вследствие обмена генами pmpH генотипа А с аналогичным участком генотипа J этот изо-лят биовара трахомы приобрел способность к колонизации урогенитального тракта [7]. Как известно, белки семейства Pmp являются структурными компонентами наружной мембраны и играют одну из важных ролей в антигенной изменчивости и иммунном ответе. Это семейство состоит из 9 представителей (PmpA, PmpB, PmpC, PmpD, PmpE, PmpF, PmpG, PmpH, PmpI). К примеру, PmpB и PmpD способны стимулировать выработку провоспалительных цитокинов [33]. Отмечено, что белок PmpF содержит большое количество эпитопов MHC II (major histocompatibility complex II) в регионе, в котором наблюдались качественные и количественные изменения состава аминокислот в зависимости от штамма [17]. Кроме того, на важность анализа pmp генов указывает филогенетическое родство генов pmpC иpmpН, при оценке которых определяют группу генотипа в соответствии с тканевым тропизмом [7].
Как известно, при хламидийной инфекции аноректальной области в исследуемом материале прямой кишки наиболее часто обнаруживаются представители биовара лимфогра-нулемы, реже — урогенитальный генотип Б. Этот генотип инициирует развитие более легких симптомов инфекции, в то время как генотипы L1, L2 и L3 связаны с тяжелым лимфаденитом и проктитом. В результате анализа множества геномов генотипа Б удалось установить, что в гене ompA последовательность третьего и четвертого вариабельных доменов идентична таковой генотипа L1. Возможным объяснением присутствия данных участков гена в геноме урогенитального генотипа Б является акт рекомбинации между этими последовательностями у предковых штаммов. Таким образом, рекомбинация с генотипом L1, по-видимому, позволила генотипу D более эффективно проникать в слизистую оболочку прямой кишки [34].
Дальнейшие исследования, направленные на выяснение случаев возникновения анорек-тальной хламидийной инфекции с нетипичными симптомами, позволили подтвердить роль урогенитальных рекомбинантных штаммов в развитии этих процессов. Так, установлен факт генетического обмена между штаммами L2 и Б, в результате которого образовался новый генотип L2c [35]. В этом исследовании у рекомбинантного изолята L2c, выделенного из соскобного материала прямой кишки мужчины, отмечена комбинация специфичных признаков, характерных как для L2, так и Б. У исследуемого изолята показано отсутствие мембранного белка включений (тсА). Данный белок способствует слиянию мембран хлами-дийных включений внутри клетки и отсутствует у генотипов В, Б-Н, 1а и J за счет полной делеции кодирующего гена или его участка. У таких штаммов образуется множество мелких включений, которые не способны сливаться в одно за счет отсутствия тсА белка. Аналогичная особенность, очевидно приобретенная от штамма генотипа Б, отмечена и для L2c. При этом установлено, что у пациентов, из биологического материала которых выделяли генотипы, лишенные тсА белка, наблюдалась менее выраженная клиническая симптоматика, низкая пролиферативная способность и формирование небольшого количества включений
в культуре клеток. Однако L2c, не экспресси-руя incA, все еще являлся гипервирулентным, что характерно для генотипа L2. Последовательность, кодирующая этот белок, была аналогична таковой L2, поэтому полагают, что подобные изменения связаны с возникшим по-стрекомбинационным нарушением процессин-га белка incA. Кроме того, в культуре клеток HeLa изолят L2c проявлял выраженное цито-токсическое действие, что отличалось от такового у L2, но было сходным с генотипом D. Это объяснялось идентификацией у L2c токсина, характерного для генотипа D, но не L2. Токсин C. trachomatis инициирует повреждение актиновых микрофиламентов клетки-хозяина, что способствует росту внутриклеточного включения. Считают, что токсин функционирует как инактиватор ГТФаз, расположенных вблизи участков проникновения элементарных телец на ранней стадии инфекции, что приводит к отсутствию или слабому проявлению иммунного ответа. Таким образом, выделенный изолят L2c за счет наличия токсина способен ускользать из-под иммунного надзора организма человека, а благодаря отсутствию белка incA — реплицироваться в не сливающихся включениях. Это способствует проявлению тяжелого локализованного заболевания слизистой оболочки (более характерного для генотипа D) и отсутствию пахового синдрома из-за высокой степени цитотоксичности, что сдерживает распространение патогена в регионарные лимфатические узлы [35].
Еще одним подтверждением возможности генетического обмена между изолятами, принадлежащими к разным биоварам, стали результаты исследования Seth-Smith M. H. и др. в 2017 году. При генетическом анализе изолята C. trachomatis, вызвавшего тяжелый гемморагический проктит и нехарактерные для биовара лимфогранулемы симптомы и проявления заболевания, установлено, что он является рекомбинантной формой генотипа L2. В результате секвенирования ompA гена был обнаружен участок, идентичный генотипу D. Последовательность гена этого изолята на 100% совпадала с последовательностью рекомбинантного штамма L2-D, описанного в 2011 году Somboona N. и др. [36]. Таким образом, можно предположить, что данный геновариант способен в течение длительного
времени успешно распространяться в популяции человека.
Также был идентифицирован случай реком-бинационных межбиоварных взаимодействий, которые привели к формированию штамма L2b с новой последовательностью гена ompA. Из соскобного материала прямой кишки пациента был выделен изолят C. trachomatis, который идентифицировали как L2b. Однако симптомы заболевания были не характерны для лимфогранулемы. При детальном расследовании этого случая было обнаружено, что только первые 302 п. н. гена ompA совпадают с аналогичным участком последовательности штамма лимфогранулемы (L2b/UCH-1/proctitis и L2/434/BU), а участок от 366 до 1182 п. н. соответствовал эталонному урогенитальному штамму D/UW-3 и Da. Кроме того, филогенетический анализ показал, что последовательность ompA гена этого штамма группируется в общий кластер с генотипом D, что говорит о достаточной протяженности рекомбинации, которая повлекла за собой изменение биологических свойств возбудителя [32].
Имеется ряд других доказательств рекомбинации в ompA гене между представителями разных биоваров — D и L1, у которых произошел обмен Т-клеточными эпитопами, В и D, а также Ba и D изоляты с рекомбинантными генами, ответственными за тканевой тропизм, вследствие чего они приобрели способность колонизировать эпителиальные клетки не только коньюктивы, но и урогенитального тракта человека [10, 35]. В частности генетическая рекомбинация, приводящая к изменению последовательности, кодирующей соответствующие Т-клеточные эпитопы, отрицательно влияет на распознавание иммунокомпетентными клетками и инициацию клеточного имунного ответа, что в конечном итоге приводит к персистент-ной хламидийной инфекции [34].
Особая проблема, к которой приводит меж-биоварная рекомбинация, кроется в устойчивости штаммов C. trachomatis к стандартным дозам лекарственных средств. Как известно, схемы лечения лимфогранулемы, трахомы и урогенитального хламидиоза различаются, поэтому для оптимального применения антибиотиков важно обладать информацией о принадлежности к биовару и наличии рекомбинации у патогена.
Заключение
Изучение рекомбинационных процессов у C. trachomatis важно, так как является одним из основных факторов формирования гено- и фенотипической изменчивости патогена и его штаммового разнообразия. Однако это является трудоемкой задачей, требующей учета всех параметров, влияющих на изменения биологических свойств возбудителя.
Получение ценной научной информации с помощью методов биоинформатики способствует детальному изучению нуклеотидной последовательности геномов рекомбинант-ных штаммов, лучшему пониманию и предсказанию течения патогенетических реакций. Вместе с этим необходимо проводить дополнительные исследования фенотипических свойств патогена и взаимодействия рекомби-нантных изолятов C. trachomatis с организмом человека. С практической точки зрения идентификация рекомбинантных вариантов патогена с измененными биологическими свойствами, такими как вирулентность, имму-ногенность, тропность к различным органам и тканям, чувствительность к антибиотикам, необходима для эффективной элиминации C. trachomatis и предотвращения их распространения в популяции человека.
Список использованных источников
1. Самороднова, Е. А. Хламидиозы у детей: неизвестное об известном / Е. А. Самороднова, О. И. Пикуза // Практическая медицина. -2014. - Т. 9, № 85. - С. 60-66.
2. Спонтанный хламидиоз у обезьян как модель хламидийной инфекции / В. В. Сло-боденюк [и др.] // Биомедицина. - 2010. -№ 5. - С. 6-16.
3. Презентация методических рекомендаций воз по хламидийной инфекции [Электронный ресурс] / С. В. Рищук [и др.] // Бюллетень Оренбургского научного центра УрО РАН. - 2014. - № 4. - Режим доступа: https://www.elibrary.ru/item. asp?id=25680981. - Дата доступа: 30.04.2020.
4. Капустина, Ю. М. Современные подходы к генотипированию Chlamydia trachomatis / Ю. М. Капустина, Л. В. Рубаник // Вес. Нац. акад. навук Беларусь Сер. бiял. навук. -2019. - Т. 64, № 1. - С. 112-124.
5. Хрянин, А. А. Общее понятие и классификация / А. А. Хрянин, О. В. Решетников //
Хламидийная инфекция. Эволюция взглядов: руководство. - 2-е изд. - Минск, 2020. -Гл. 1. - С. 7-12.
6. Genome sequencing of Chlamydia trachomatis serovars E and F reveals substantial genetic variation / T. Eder [et al.] // Pathog Dis. -
2017. - Vol. 75, № 9. - ftx120. doi: 10.1093/ femspd/ftx120.
7. Chlamydia trachomatis genotypes A and B from urogenital specimens of patients in Spain: molecular characterization / L. Pineiro [at al.] // Clin. Microbiol. Infect. - 2018. -Vol. 24, № 8. - P. 910.e5-910.e8. doi: 10.1016/j. cmi.2018.01.025.
8. Spectroscopic analysis of chlamydial major outer membrane protein in support of structure elucidation / R. W. Hepler [et al.] // Protein Sci. -
2018. - Vol. 27. - P. 1923-1941.
9. Глазер, В. М. Гомологичная генетическая рекомбинация // Соросовский образовательный журнал. - 1998. - № 7. - С. 13-21.
10. Evolution of Chlamydia trachomatis diversity occurs by widespread interstrain recombination involving hotspots / J. P. Gomer [et al.] // Genome Res. - 2007. - Vol. 17, № 1. -Р. 50-60.
11. Wood, D. O. Genetic systems for studying obligate intracellular pathogens: an update / D. O. Wood, R. R. Wood, A. M. Tucker // Curr. Opin. Microbiol. - 2014. - Vol. 17. -P. 11-16.
12. Hanage, W. P. Not so simple after all: bacteria, their population genetics, and recombination [Electronic resource] / W. P. Hanage // Gold Spring Harb. Perspect. Biol. - 2016. - Vol. 8, № 7. - a018069. doi: 10.1101/cshperspect. a018069.
13. Impact of loci nature on estimating recombination and mutation rates in Chlamydia trachomatis / R. Ferreira [et al.] // G3 (Bethesda). -2012. - Vol. 2, № 7. - P. 761-768.
14. Population genomics of Chlamydia trachomatis: insights on drift, selection, recombination, and population structure / S. J. Joseph [et al.] // Mol. Biol. Evol. - 2012. - Vol. 29, № 12. -P. 3933-3946.
15. Interplay of recombination and selection in the genomes of Chlamydia trachomatis [Electronic resource] / S. J. Joseph [et al.] // Biol. Direct. - 2011. - Vol. 6. - P. 28. doi: 10.1186/17456150-6-28.
16. Chlamydia trachomatis: genome sequence analysis of lymphogranuloma venereum isolates / N.R. Thompson [et al.] // Genome Res. -2008. - Vol. 18, № 1. - P. 161-171.
17. In vitro recombinants of antibiotic-resistant Chlamydia trachomatis strains have statistically more breakpoints than clinical recombinants for the same sequenced loci and exhibit selection at unexpected loci / T. Srinivasan [et al.] // J. Bacteriol. - 2012. - Vol. 194, № 3. -P. 617-626.
18. Nguyen, B. D. Virulence determinants in the obligate intracellular pathogen Chlamydia trachomatis revealed by forward genetic approaches / B. D. Nguyen, R. H. Valdivia // Proc. Natl. Acad. Sci. U.S.A. - 2012. - Vol. 109, № 4. - P. 1263-1268.
19. Chromosomal recombination targets in Chlamydia interspecies lateral gene transfer / R. J. Suchland [et al.] // J. Bacteriol. - 2019. -Vol. 201, № 23. - e00365-19. doi: 10.1128/ JB.00365-19.
20. Chlamydia trachomatis genotypes in a cross-sectional study of urogenital samples from remote Northern and Central Australia / P. M. Giffard [et al.] // BMJ Open. - 2016. -Vol. 6, № 1. - e009624. doi: 10.1136/bmjo-pen-2015-009624.
21. OmpA genotyping of Chlamydia trachomatis from Korean female sex workers / G. Lee [et al.] // J. Infect. - 2006. - Vol. 52, № 7. - P. 451-454.
22. Urogenital Chlamydia trachomatis multi-locus sequence types and genovar distribution in chlamydia infected patients in a multi-ethnic region of Saratov, Russia / V. A. Feodorova [et al.] // Plos One. - 2018. - Vol. 13, № 4. -e0195386. doi: 10.1371/journal.pone.0195386.
23. High prevalence of co-infections by invasive and non-invasive Chlamydia trachomatis genotypes during the lymphogranuloma venereum outbreak in Spain / M. Rodriguez-Dominguez [et al.] // Plos One. - 2015. - Vol. 10, № 5. - e0126145. doi: 10.1371/journal. pone.0126145.
24. Chlamydia trachomatis genovar distribution in clinical urogenital specimens from Tunisian patients: high prevalence of C. trachomatis genovar E and mixed infections / H. Charsal-lah [et al.] // BMC Infect. Dis. - 2012. - Vol. 12. -P. 333. doi: 10.1186/1471-2334-12-333.
25. Rapid detection and strain typing of Chlamydia trachomatis using a highly multiplexed microfluidic PCR assay / R.S. Turingan [et al.] // PLoS One. - 2017. - Vol. 12, № 5. - e0178653. doi: 10.1371/journal.pone.0178653.
26. High frequency of Chlamydia trachomatis mixed infections detected by microarray assay in South American samples / L. G. Vaulet [et al.] // Plos One. - 2016. - Vol. 11, № 4. - e0153511. doi: 10.1371/journal.pone.0153511.
27. Chlamydia trachomatis strain types have diversified regionally and globally with evidence for recombination across geographic divides / V. Smelov [et al.] // Front Microbiol. - 2017. - Vol. 8. - 2195 p. doi: 10.3389/ fmicb.2017.02195
28. The bioinformatics analyses reveal novel antigen epitopes in major outer membrane protein of Chlamydia trachomatis / T. Zhang [et al.] // Indian J. Med. Microbiol. - 2017. - Vol. 35, № 4. - P. 522-528.
29. Литовченко, О. А. Сравнительный анализ структуры внеклеточных петель главного белка наружной мембраны серотипов Е и К Chlamydia trachomatis и их антигенности / О. А. Литовченко // Вестник Харьков. нац. ун-та им. В. Н. Каразина. Сер. биол. - 2012. -Т. 16, № 1035. - С. 56-62.
30. Culture-independent sequence analysis of Chlamydia trachomatis in urogenital specimens identifies regions of recombination and in-patient sequence mutations / T. E. Putman [et al.] // Microbiology. - 2013. - Vol. 159, № 10. -P. 2109-2117.
31. Genome sequencing of recent clinical Chlamydia trachomatis strains identifies loci associated with tissue tropism and regions of apparent recombination / B. M. Jeffrey [at al.] // Infect. Immun. - 2010. - Vol. 78, № 6. - P. 2544-2553.
32. Chlamydia trachomatis: when the virulence-associated genome backbone imports a prevalence-associated major antigen signature / V. Borges [et al.] // Microb. Genom. -2019. - Vol. 5, № 11. - e000313. doi: 10.1099/ mgen.0.000313.
33. Chlamydia trachomatis-infected patients display variable antibody profiles against the nine-member polymorphic membrane protein family / C. Tan [et al.] // Infect. Immun. - 2009. -Vol. 77, № 8. - P. 3218-3226.
34. Millman, K. L. Recombination in the ompA gene but not the omcB gene of Chlamyd-ia contributes to serovar-specific differences in tissue tropism, immune surveillance, and persistence of the organism / K. L. Millman, S. Ta-vare, D. Dean // J. Bacteriol. - 2001. - Vol. 183, № 20. - P. 5997-6008.
35. Hypervirulent Chlamydia trachomatis clinical strain is a recombinant between lym-phogranuloma venereum (L(2)) and D lineages / N. Somboonna [et al.] // mBio. - 2011. - Vol. 2, № 3. - e00045-e11. doi: 10.1128/mBio.00045-11.
36. Concern regarding the alleged spread of hypervirulent lymphogranuloma venereum Chlamydia trachomatis strain in Europe / M. H. SethSmith [et al.] // Euro Surveill. - 2017. - Vol. 22, № 15. - 30511 p. doi: 10.2807/1560-7917. ES.2017.22.15.30511.
Y. М. Kapustina, L. V. Rubanik
ROLE OF GENETIC RECOMBINATION IN VARIABILITY OF
CHLAMYDIA TRACHOMATIS
State Institution
"Republican Research and Practical Center for Epidemiology and Microbiology" 23, Filimonov St., 220114 Minsk, the Republic of Belarus
A review of literature data relating to recombination in the Chlamydia trachomatis genome and its effect on changes in biological pathogen properties was carried out. Information about genetic recombination, its regions and length allows determining changes in the pathogen virulence and predicting a course of pathogenetic reactions and the immune response development. Practical relevance of the detection of recombinant C. trachomatis isolates, which possess the determinants of resistance to main antibiotic groups, is in justifying the feasibility of adjusting of therapy regimens for the urogenital chlamydial infection.
Keywords: recombination, virulence, genome, chlamydiosis, Chlamydia trachomatis.
Дата поступления статьи: 31 августа 2020 г.
