CC BY
66
https://doi.org/10.35401/2500-0268-2021-23-3-57-63 © Е.А. Пасечникова1*, В.Н. Бодня12, С.В. Шаров3, Д.В. Кадомцев3, А.Ю. Георгиева1, А.И. Стукань3
ЖИДКОСТНАЯ БИОПСИЯ: СОВРЕМЕННОЕ СОСТОЯНИЕ ПРОБЛЕМЫ
1 Кубанский государственный медицинский университет, Краснодар, Россия
2 Научно-исследовательский институт - Краевая клиническая больница № 1 им. проф. С.В. Очаповского, Краснодар,
Россия
3 Клинический онкологический диспансер № 1, Краснодар, Россия
ЕЗ * Е.А. Пасечникова, Кубанский государственный медицинский университет, 350063, Краснодар, ул. Седина, 4, [email protected]
Поступила в редакцию 16 февраля 2021 г. Исправлена 30 мая 2021 г. Принята к печати 16 августа 2021 г.
Актуальность Жидкостная биопсия (ЖБ) является перспективным методом диагностики злокачественных ново-
образований. Она позволяет определить уровень свободно циркулирующих опухолевых клеток -микрометастазов, опухолевой ДНК, микроРНК и экзосом в плазме крови, а также выявить различные генетические изменения. В рамках данной работы проведен литературный обзор актуальных научных публикаций, посвященных методике жидкостной биопсии, индексированных в PubMed.
Цель Оценка эффективности и особенностей проведения данной методики, в сравнении со стандартны-
ми методами морфологической верификации онкологических заболеваний, а также целесообразность ее применения в клинической практике.
По сравнению с тканевой биопсией, ЖБ имеет следующие преимущества: простоту и скорость исследования, легкую повторяемость и малоинвазивность, возможность динамического мониторинга прогрессирования - общей клональной трансформации опухоли, а также появления резистентности к лечению.
К недостаткам данного метода относят низкую чувствительность, сложность правильной интерпретации биомаркеров и определения их специфичности, высокий риск ложноположительных и ложноотрицательных результатов из-за присутствия дормантных опухолевых клеток.
Заключение На данный момент в рамках клинической практики анализ с применением метода жидкостной би-
опсии нуждается в стандартизации и непрерывной апробации.
Ключевые слова: жидкостная биопсия, диагностика, биомаркер, микрометастазы
Цитировать: Пасечникова Е.А., Бодня В.Н., Шаров С.В., Кадомцев Д.В., Георгиева А.Ю., Стукань А.И. Жид-
костная биопсия: современное состояние проблемы. Инновационная медицина Кубани. 2021;(3):57-63. https://doi.org/10.35401/2500-0268-2021-23-3-57-63
И) Checkforupdates
© Elizaveta A. Pasechnikova1*, Vadim N. Bodnya12, Sergey V. Sharov3, Dmitry V. Kadomtsev3, Anastasiya Y. GeorgievaAnastasiya I. Stukan3
LIQUID BIOPSY: THE CURRENT STATE OF THE ISSUE
1 Kuban State Medical University, Krasnodar, Russian Federation
2 Research Institute - Ochapovsky Regional Hospital no. 1, Krasnodar, Russian Federation
3 Clinical Oncology Dispensary no. 1, Krasnodar, Russian Federation
[SI * E.A. Pasechnikova, Kuban State Medical University, 4, M. Sedina str, Krasnodar, 350063, [email protected] Received: February 16,2021. Received in revised form: May 30,2021. Accepted: August 16,2021.
Liquid biopsy is a promising method of diagnosing malignant tumors. It allows determining the level of free circulating tumor cells - micrometastases, tumor DNA, microRNA and exosomes in blood plasma, as well as detecting various genetic changes. This work included a literature review of current scientific publications on liquid biopsy techniques indexed in PubMed.
The aim of the study was to evaluate the efficacy and peculiarities of this technique in comparison with standard methods of morphological verification of oncological diseases, as well as the feasibility of its use in clinical practice.
Compared to tissue biopsy LB has the following advantages: simplicity and speed of examination, easy repeatability and low invasiveness, possibility of dynamic monitoring of tumor progression - general clonal transformation as well as the appearance of resistance to treatment.
The disadvantages of this method include low sensitivity, difficulty in proper interpretation of biomarkers and determination of their specificity, high risk of false positive and false negative results due to the presence of dormant tumor cells.
Currently, liquid biopsy analysis in clinical practice requires standardization and continuous validation.
@ Статья доступна по лицензии Creative Commons Attribution 4.0.
E^^H This is an open access article distributed under the terms of the Creative Commons Attribution 4.0 License.
Background
Objective
Conclusion
Keywords: liquid biopsy, diagnostics, biomarker, micrometastases
Cite this article as: Pasechnikova E.A., Bodnya V.N., Sharov S.V., Kadomtsev D.V., Georgieva A.Y., Stukan A.I. Liquid biopsy: the current state of the issue. Innovative Medicine of Kuban. 2021;(3):57-63. https://doi. org/10.35401/2500-0268-2021-23-3-57-63
ВВЕДЕНИЕ
Своевременная диагностика злокачественных новообразований является предиктором успешного лечения. Согласно клиническим рекомендациям, тканевая биопсия представляет собой общепринятый стандарт определения морфологического типа опухоли [1]. Однако она доступна только при обнаружении первичного опухолевого очага. Другим многообещающим диагностическим методом является жидкостная биопсия (ЖБ), позволяющая определить уровень свободно циркулирующих опухолевых клеток (ЦОК), опухолевой ДНК (цоДНК), микроРНК и экзосом в плазме крови, а также выявить различные генетические изменения, например, точечные мутации [2]. Свободные ЦОК, цоДНК и микроРНК попадают в кровоток в результате некроза, апоптоза, лизиса опухолевых клеток; экзосомы же выделяются из нормальных и опухолевых клеток и содержат белки, нуклеиновые кислоты и липиды [3].
ЦЕЛЬ ИССЛЕДОВАНИЯ
Анализ российской и зарубежной литературы за последние 10 лет с целью оценки возможностей и перспектив применения ЖБ в клинической практике.
Циркулирующие в кровотоке единичные или сгруппированные ЦОК представляют собой микрометастазы. Согласно исследованию [4], они являются прогностически неблагоприятным фактором для больного. У пациентов с метастатической формой болезни определяется до 10 клеток/мл [5].
ЖБ является легкоповторимым и минимально ин-вазивным методом, что позволяет использовать ее для выявления ранних метастазов, характеристики фенотипа опухоли и определения минимального остаточного заболевания [6]. Кроме того, данный вид биопсии может применяться в динамическом мониторинге прогрессирования опухоли, а также для определения резистентности к лечению. К биомаркерам, выявляемым методом ЖБ, относят:
• Рецептор эстрогена ESR1, онкоген HER2 и PDL1 при раке молочной железы [7];
• 8 вариант сплайсинга 7-го гена ЛЯ и рецепторы андрогена ЛЯ при раке предстательной железы [8];
• Мутации EGFR в цДНК при раке легких [9];
• Мутации KRЛS в ЦОК при колоректальном раке [10];
• Мутации ESR и Р1К3СЛ в ДНК и ЦОК при раке молочной железы [11];
• Амплификации и мутации AR в ЦОК и цДНК при раке простаты [12];
• Мутации BRAF в ЦОК и ДНК при меланоме [13].
К самым главным достоинствам ЖБ относят легкость и безопасность получения материала. Так, Yu. Sakuma и соавт. (2019) в своей статье раскрывают потенциал данного метода биопсии и описывают его преимущества, которые в сравнении с рутинной тканевой биопсией, заключаются в простоте, скорости проведения и чувствительности [14].
Другим неоспоримым преимуществом ЖБ, по мнению T. Seremet и соавт. (2019), является возможность мониторинга заболевания и коррекция проводимой терапии, благодаря быстрому повтору процедуры. Так, в данном исследовании были отобраны образцы 85 человек. После наблюдения в течение 84 недель проанализировано 457 образцов плазмы от 85 пациентов, получавших терапию анти-PD! для количественной оценки ДНК мутаций BRAFV600 и NRASQ61/G12/G13. У пациентов без цоДНК была отмечена более высокая безрецидивная (отношение рисков (HR) = 0,47, медиана - 26 недель против 9 недель, p = 0,01) и общая выживаемость (HR = 0,37, медиана не достигнута, по сравнению с 21,3 неделями, p = 0,005), чем у больных с цоДНК. Уровень цоДНК > 1 ед/мл до начала лечения коррелировал с плохим клиническим исходом и в полной мере отражал опухолевую нагрузку [15].
При невозможности проведения повторной тканевой биопсии ЖБ является единственным методом диагностики. Так, в исследовании L. Dal Maso, M. Lorenzi и соавт., благодаря использованию данного метода с целью мониторинга опухолевого процесса была проведена оценка корреляции наличия T790M мутации и первичного ответа на терапию при немелкоклеточном раке легких у 235 пациентов. Клиническая валидность мутаций EGFR, полученных при ЖБ, не уступает таковой при тканевой [16].
Методика ЖБ перспективна, так как представляет собой малоинвазивную возможность определения им-муногистохимического статуса опухоли, необходимого для клинического применения таргетной терапии. Это обеспечивает быструю и динамическую оценку механизмов возникающей резистентности, которые могут использоваться для принятия решений о лечении. Например, технологии обнаружения EGFR сенсибилизации в периферической крови у пациентов с
немелкоклеточным раком легкого показывают высокие результаты, что свидетельствует о необходимости их внедрения в клиническую практику. Однако, согласно мнению C. Rolfo, нельзя забывать о возможности ложноотрицательных результатов, так как даже самые чувствительные платформы для определения опухолевой ДНК при поздних стадиях немелкокле-точного рака легкого достигают чувствительности, равной приблизительно 85% [17]. Следовательно, отрицательный результат определения цоДНК следует считать неинформативным. Как правило, он должен сопровождаться тканевой биопсией опухоли. При невозможности ее получения клиническая польза от сочетания жидкой и тканевой биопсий является значительной для обнаружения мутации T790M [17]. Таким образом, ЖБ позволяет определить появление резистентности к ингибиторам тирозинкиназы, что служит крайне важным клиническим достижением в лечении пациентов с немелкоклеточным раком легкого [18].
В исследовании M. Tamminga проводилась оценка корреляции и показаний уровня ЦОК в плазме крови у больных немелкоклеточным раком легкого, которые принимали ингибиторы тирозинкиназы, в определении развития резистентности к проводимой терапии [19]. В анализ были включены 86 пациентов, которым назначали ингибиторы тирозинкиназы (у 34 человек присутствовали циркулирующие опухолевые клетки, их уровень был определен методом Cell Search). У пациентов с ЦОК показатели ответа на проводимую терапию были ниже (ОШ = 0,22, p < 0,01, с учетом оценки эффективности и статуса курения). В период лечения значимого уменьшения уровня циркулирующих опухолевых клеток у больных не наблюдалось (p = 0,42 для PFS и p = 0,83 для OS). Таким образом, определение ЦОК в плазме крови служило плохим прогностическим фактором у пациентов с немелкоклеточным раком легкого [19]. Однако F. Diehl утверждает, что ЖБ является эффективным методом мониторинга. Падение титра циркулирующей опухолевой ДНК свидетельствует об эффективности проводимой терапии и положительной динамике лечебного процесса [20].
Способность цоДНК точно отражать опухолевую нагрузку позволяет использовать ЖБ для отслеживания реакции на лечение пациентов с метастатической меланомой. Исследования показывают, что уровень цоДНК коррелирует с уменьшением опухолевой нагрузки в ответ на проводимую терапию. S.C. Tsao и соавт. продемонстрировали, что снижение уровня циркулирующей опухолевой ДНК точно отражает статус заболевания, а также реакцию на иммунотерапию [21]. И наоборот, его повышение во время лечения является точным показателем прогрессирования болезни [22].
E.S. Gray и соавт. утверждают, что рост цоДНК может предшествовать рентгенологическому свидетельству развития заболевания и приобретенной резистентности к терапии [23]. Недавнее исследование T. Nonaka и D.T. Wong показало, что в качестве дополнительного способа функциональной визуализации для мониторинга опухолевой нагрузки в режиме реального времени выступает количественная оценка цоДНК [24].
Вышеуказанные работы позволяют отметить такие важные практические свойства ЖБ, как легковос-производимость, малоинвазивность и возможность определения резистентности к проводимому лекарственному лечению у пациентов с онкологическими заболеваниями. Последнее обеспечивает индивидуальный подход к реализации медикаментозной терапии.
Кроме того, метод ЖБ позволяет адекватно оценить эффективность элиминации опухоли, а, следовательно, и радикальность операции путем определения уровня мутированной ДНК в кровотоке. В исследовании Р. Pisapia и соавт. ЖБ проводилась пациентам с аденокарциномой и мелкоклеточным раком легкого ранних стадий до и после операции. Отсутствие ЦОК в кровотоке коррелировало с благоприятными клиническими прогнозами [25].
По мнению J. Vidal и соавт., ЖБ позволяет оценить гетерогенность опухолевых очагов, что является крайне важным аспектом для определения наилучшего клинического и терапевтического подхода к лечению пациентов со злокачественными новообразованиями. Точная характеристика геномного строения является обязательной, так как опухолевые клетки постоянно приспосабливаются к внешнему воздействию - системному лечению путем увеличения числа резистентных клеток и появлению гетерогенных перекрывающихся устойчивых изменений генома. ЖБ позволяет оценить гетерогенность опухоли и клональную динамику опухолевых клеток [26].
Считается, что секвенирование образца опухолевой ДНК, полученного путем рутинной тканевой биопсии, является ключом к определению клональной эволюции опухолевых клеток. В наши дни становится очевидным, что ЖБ с определением цоДНК в плазме может дать более полное представление об общей клональной трансфомации опухоли, чем локальный опухолевый очаг [27]. В исследовании M. Gerlinger демонстрируется не только геномная вариабельность нескольких метастатических очагов опухоли, но и геномные различия в одном и том же опухолевом узле [28]. Разовая тканевая биопсия не может дать общее представление о разнообразии геномного ландшафта злокачественного новообразования, в то время как ЖБ позволяет обнаруживать гетерогенные геномные
изменения, присутствующие в отдельных субклонах опухоли или различных опухолевых очагах путем определения цоДНК, которая выделяется всеми раковыми клетками [29]. Метод жидкой биопсии раскрывает информацию о совокупном геномном статусе опухоли и ее воздействии на организм, а не о выборке конкретного участка опухолевого очага, как это делает рутинная тканевая биопсия [30].
К достоинствам ЖБ также можно отнести сохранность ДНК, которая не обрабатывается формалином, как ткани при стандартной биопсии, что, по мнению L. Benoit и соавт., может вызвать лизис клеток [31].
Несмотря на все вышеописанные преимущества ЖБ, нельзя не упомянуть о ее недостатках. К существенным минусам данного метода относится низкая чувствительность, в сравнении с тканевой биопсией. В исследовании M. Reck и соавт. было проведено проспективное генотипирование активирующих мутаций EGFR (1162 пациента, 56 центров). Средняя чувствительность при жидкой биопсии составляла 46% (вариабельность 15,8-68,4%), при тканевой -более 90% [32]. Согласно исследованию R. Esposito Abate, чувствительность выявления EGFR при ЖБ была 69% - трансмембранный рецептор выявлен у 20 из 29 пациентов [33].
В контексте обсуждения ряда слабых сторон ЖБ необходимо выделить, что информативность данного метода прямо пропорциональна размеру опухолевого очага и при некоторых нозологических формах, например меланоме, не доказывает свою эффективность [34].
В своем исследовании Tara C. Gangadhar оценивала корреляцию концентрации ДНК, выделенной из образцов плазмы 25 пациентов, имеющих меланому, с объемом солидных опухолей. Диапазон измерений варьировал от 0,6 до 390,0 нг/мл (медиана = 7,8 нг/ мл). Объем солидных злокачественных новообразований был оценен с помощью ретроспективного обзора снимков КТ или ПЭТ. По шкале RECIST 1.1 была рассчитана опухолевая нагрузка, которая составляла от 0,6 до 48,5 см. Количество злокачественных новообразований у пациентов варьировало от 1 до 12, размер некоторых из них был от 1,0 до 18,1 см. С помощью шкалы Спирмена измерено соотношение между опухолевой нагрузкой и концентрацией цоДНК (Spearman rho = 0,5435, р = 0,0363), что предполагает прямую корреляцию между ЖБ и опухолевой нагрузкой [35].
Другими существенными недостатками жидкой биопсии являются сложность правильной интерпретации биомаркеров и определение их специфичности для соответствующей онкологической патологии. По мнению C. Mannelli и соавт., ЖБ - многообещающая экспериментальная система, еще не внедренная в клиническую практику, и в сравнении с тканевой би-
опсией, она приносит менее надежные результаты. Возможны как ложноположительные случаи, связанные с низкой аллельностью (аллельность менее 2% считается артефактом, результат не учитывается), так и ложнонегативные, возникающие при сложных нарушениях генотипа, взятии пробы на фоне химиотерапии или после нее, появлении новых аберраций, связанных с другой онкологической патологией. Ложнонегативные результаты обусловлены тем, что в условиях большого количества разрушенных нормальных клеток определяется огромное число нормальной ДНК, среди избыточной массы которой невозможно выявить мутацию. В таких сложных случаях единственным решением остается тканевая биопсия [36].
Еще одним значимым недостатком ЖБ, по мнению J.D. Merker и соавт., является тот факт, что уровень концентрации мутантной ДНК в плазме гораздо меньше, чем в ткани [37]. Так, в исследования AURA была проведена оценка образцов опухоли и плазмы 216 пациентов. В ходе анализа обнаружено, что аллель-ность в плазме была гораздо ниже, что значительно затрудняет диагностику. Мутантную ДНК можно выявить при гематогенном метастазировании или наличии микрометастазов, следовательно, данный метод нецелесообразен для выявления опухоли у пациентов с ранними стадиями рака [38].
ЖБ позволяет находить фрагменты мутантной цоДНК, но не все мутации, определяемые данным методом, эквивалентны раковым клеткам, поэтому велик риск получения ложноположительных и ложноотрицательных результатов. Самые частые повреждения, затрудняющие возможность диагностики методом ЖБ, - двухцепочечные разрывы ДНК, приводящие к делециям, транслокациям и соматическим мутациям. Таким образом, при текущем состоянии проблемы ЖБ не должна быть единственным методом диагностики в клинической практике [39].
Главным ограничением данной методики является неспособность цоДНК использоваться в качестве биомаркера для отслеживания эволюции опухолей, которые метастазируют в мозг. Считается, что гема-тоэнцефалический барьер влияет на высвобождение цоДНК в системный кровоток, поэтому их определение в спинномозговой жидкости служит значимым направлением развития ЖБ, и, возможно, диагностическим критерием для оценки метастазирования опухолей в головной мозг и динамики опухолевого роста [40]. Кроме того, ЖБ не может быть универсальным методом диагностики, потому что в костном мозге пациентов есть вероятность присутствия дормантных опухолевых клеток. Их невозможно определить с помощью данного способа, так как большинство диссе-минированных опухолевых клеток находятся в состо-
янии покоя (то есть в непролиферативной стадии) и не экспрессируют HER2 и цоДНК [41]. Тем не менее дормантные клетки несут угрозу рецидива, что после многих лет ремиссии остается серьезной медицинской проблемой, поэтому необходимо вырабатывать новые более чувствительные и специфичные методы ЖБ, способные распознать диссеминированные опухолевые клетки [42].
В обобщение результатов данного обзора литературы, необходимо отметить преимущества методики ЖБ, в сравнении с рутинной тканевой биопсией: легкость повторного исследования, минимальная инвазивность, возможность мониторинга заболевания и коррекции проводимой терапии (определение резистентности к ингибиторам тирозинкиназы, обнаружение EGFR сенсибилизации), определение ответа на проводимое лечение (изменение уровня ЦОК при иммунотерапии и таргетной терапии), оценка эффективности элиминации опухоли и гетерогенности опухолевых очагов, сохранность ДНК при ЖБ. Недостатками данной методики являются: низкая чувствительность, в сравнении с тканевой биопсией, плохая информативность при малом размере опухолевого очага, сложность правильной интерпретации биомаркеров и определения их специфичности для соответствующей онкологической патологии, ложно-отрицательные и ложноположительные результаты исследования, появившиеся из-за присутствия дор-мантных опухолевых клеток.
На данный момент в рамках клинической практики анализ с применением ЖБ нуждается в стандартизации и непрерывной апробации. Несомненно, демонстрация диагностической значимости решений, принимаемых на основе результатов, полученных с помощью описанного метода в рандомизированных клинических исследованиях, также представляется актуальной. Перспективным направлением для модернизации технологии ЖБ является создание in vitro культуры ЦОК и ЦОК-эксплантатов, полученных из образцов плазмы. Модели на основе эксплантатов из циркулирующих опухолевых клеток создаются непосредственно из ЦОК-обогащенных образцов крови больных; они были разработаны для рака молочной железы, мелкоклеточного рака легких и меланомы. Из-за длительного времени культивирования данные модели не могут в точности скопировать исходную опухоль, однако обеспечивают достоверную платформу для выявления новых терапевтических мишеней и тестирования методов лечения [43].
ЛИТЕРАТУРА/REFERENCES
1. Савостикова М.В., Соколова В.К., Кудайбергено-ва А.Г., Фурминская Е.Ю., Федосеева Е.С. Цитоморфологи-ческая диагностика рака молочной железы. Онкогинекология. 2015;1:22-33.
Savostikova MV, Sokolova VK, Kudaibergenova AG, Furminskaya EY, Fedoseeva ES. Cytomorphological diagnosis of breast cancer. Oncogynecology. 2015;1:22-33. (In Russ.)
2. Захаренко А.А., Зайцев Д.А., Беляев М.А., Трушин А.А., Тен О.А., Натха А.С. Возможности жидкостной биопсии при раке желудка. Вопросы онкологии. 2016;62(4):379-385.
Zakharenko AA, Zaitsev DA, Belyaev MA, Trushin AA, Ten OA, Natkha AS. Possibilities of liquid biopsy in gastric cancer. Questions of oncology. 2016;62(4):379-385. (In Russ.)
3. Alix-Panabières C, Pantel K. Clinical applications of circulating tumor cells and circulating tumor DNA as liquid biopsy. Cancer discovery. 2016;6(5):479-491. PMID: 26969689. https://doi.org/10.1158/2159-8290.CD-15-1483
4. An T, Qin S, Xu Y, Tang Y, et al. Exosomes serve as tumour markers for personalized diagnostics owing to their important role in cancer metastasis. Journal of extracellular vesicles. 2015;4:27522. PMID: 26095380. PMCID: PMC4475684. https://doi.org/10.3402/jev.v4.27522
5. Elshimali YI, Khaddour H, Sarkissyan M, Wu Y, Vadgama JV. The clinical utilization of circulating cell free DNA (CCFDNA) in blood of cancer patients. Int J Mol Sci. 2013;14(9):18925-18958. PMID: 24065096. PMCID: PMC3794814. https://doi.org/10.3390/ijms140918925
6. Baldacchino S, Grech G. Somatic copy number aberrations in metastatic patients: the promise of liquid biopsies. Semin Cancer Biol. 2020;60:302-310. PMID: 31891778. https:// doi.org/10.1016/j.semcancer.2019.12.014
7. Janni WJ, Rack B, Terstappen LW, Pierga J-Y, et al. Pooled analysis of the prognostic relevance of circulating tumor cells in primary breast cancer. Clin Cancer Res. 2016;22(10):2583-2593. PMID: 26733614. https://doi.org/10.1158/1078-0432.CCR-15-1603
8. Antonarakis ES, Lu C, Wang H, et al. AR-V7 and resistance to enzalutamide and abiraterone in prostate cancer. N Engl JMed. 2014;371(11):1028-1038. PMID: 25184630. PMCID: PMC4201502. https://doi.org/10.1056/NEJMoa1315815
9. Taniguchi K, Uchida J, Nishino K, et al. Quantitative detection of EGFR mutations in circulating tumor DNA derived from lung adenocarcinomas. Clin Cancer Res. 2011;17(24):7808-7815. PMID: 21976538. https://doi.org/10.1158/1078-0432.CCR-11-1712
10. Siravegna G, Bardelli A. Blood circulating tumor DNA for non-invasive genotyping of colon cancer patients. Molecular oncology. 2016;10(3):475-480. PMID: 26774880. PMCID: PMC5528968. https://doi.org/10.1016/j.molonc.2015.12.005
11. De Mattos-Arruda L, Caldas C. Cell-free circulating tumour DNA as a liquid biopsy in breast cancer. Molecular oncology. 2016;10(3):464-474. PMID: 26776681. PMCID: PMC5528975. https://doi.org/10.1016/j.molonc.2015.12.001
12. Riaz IB, Wang L, Kohli M. Liquid biopsy approach in the management of prostate cancer. Transl Res. 2018;201:60-70. PMID: 29936077. PMCID: PMC6631037. https://doi. org/10.1016/j.trsl.2018.05.004
13. Gaiser MR, von Bubnoff N, Gebhardt C, et al. Liquid biopsy to monitor melanoma patients. J Dtsch Dermatol Ges. 2018;16(4):405-414. PMID: 29512873. https://doi.org/10.1111/ ddg.13461
14. Sakuma Y, Fujii K, Han J, Takahashi R-U. Recent advances in liquid biopsy based on circulating tumor DNA. Journal of clinical medicine. 2019;8(11):1957. PMID: 31766189. PMCID: PMC6912642. https://doi.org/10.3390/jcm8111957
15. Seremet T, Jansen Y, Planken S, et al. Undetectable circulating tumor DNA (ctDNA) levels correlate with favorable
outcome in metastatic melanoma patients treated with anti-PDl therapy. JTranslMed. 2019;17(1):303. PMID: 31488153. PMCID: PMC6727487. https://doi.org/10.1186/s12967-019-2051-8
16. Dal Maso A, Lorenzi M, Roca E, et al. Clinical features and progression pattern of acquired T790M-positive compared with T790M-negative EGFR mutant non-small-cell lung cancer: catching tumor and clinical heterogeneity over time through liquid biopsy. Clin Lung Cancer. 2020;21(1):1-14.e3. PMID: 31601525. https://doi.org/10.1016/j.cllc.2019.07.009
17. Rolfo C, Mack PC, Scagliotti GV, et al. Liquid biopsy for advanced non-small cell lung cancer (NSCLC): a statement paper from the IASLC. Journal of thoracic oncology. 2018;13(9):1248-1268. PMID: 29885479. https://doi.org/10.1016/j.jtho.2018.05.030
18. Thompson JC, Yee SS, Troxel AB, et al. Detection of therapeutically targetable driver and resistance mutations in lung cancer patients by next-generation sequencing of cell-free circulating tumor DNA. Clin Cancer Res. 2016;22(23):5772-5782. PMID: 27601595. PMCID: PMC5448134. https://doi. org/10.1158/1078-0432.CCR-16-1231
19. Tamminga M, de Wit S, Schuuring E, et al. Circulating tumor cells in lung cancer are prognostic and predictive for worse tumor response in both targeted- and chemotherapy. Transl Lung Cancer Res. 2019;8(6):854-861. PMID: 32010564. PMCID: PMC6976367. https://doi.org/10.21037/tlcr.2019.11.06
20. Diehl F, Schmidt K, Choti MA, et al. Circulating mutant DNA to assess tumor dynamics. Nature medicine. 2008;14(9):985-990. PMID: 18670422. PMCID: PMC2820391. https://doi. org/10.1038/nm.1789
21. Tsao SC, Weiss J, Hudson C, et al. Monitoring response to therapy in melanoma by quantifying circulating tumour DNA with droplet digital PCR for BRAF and NRAS mutations. Scientific reports. 2015;5:11198. PMID: 26095797. PMCID: PMC4476039. https://doi.org/10.1038/srep11198
22. Girotti MR, Gremel G, Lee R, et al. Application of sequencing, liquid biopsies, and patient-derived xenografts for personalized medicine in melanoma. CancerDiscov. 2016;6(3):286-299. PMID: 26715644. https://doi.org/10.1158/2159-8290.CD-15-1336
23. Gray ES, Rizos H, Reid AL, et al. Circulating tumor DNA to monitor treatment response and detect acquired resistance in patients with metastatic melanoma. Oncotarget. 2015;6(39):42008-42018. PMID: 26524482. PMCID: 4747205. https://doi.org/10.18632/oncotarget.5788
24. Nonaka T, Wong D. Liquid Biopsy in Head and Neck Cancer: Promises and Challenges. Journal of dental research. 2018;97(6):701-708. https://doi.org/10.1177/0022034518762071
25. Pisapia P, Malapelle U, Troncone G. Liquid biopsy and lung cancer. Acta cytological. 2019;63(6):489-496. PMID: 30566947. https://doi.org/10.1159/000492710
26. Vidal J, Taus A, Montagut C. Dynamic treatment stratification using ctDNA. Recent Results Cancer Res. 2020;215:263-273. PMID: 31605234. https://doi.org/10.1007/978-3-030-26439-0_14
27. Haber DA, Velculescu VE. Blood-based analyses of cancer: circulating tumor cells and circulating tumor DNA. Cancer discovery. 2014;4(6):650-661. PMID: 24801577. PMCID: PMC4433544. https://doi.org/10.1158/2159-8290.CD-13-1014
28. Gerlinger M, Rowan AJ, Horswell S, et al. Intratumor heterogeneity and branched evolution revealed by multiregion sequencing. N Engl J Med. 2012;366(10):883-892. PMID: 22397650. PMCID: PMC4878653. https://doi.org/10.1056/ NEJMoa1113205
29. Vogelstein B, Papadopoulos N, Velculescu VE, Zhou S, et al. Cancer genome landscapes. Science. 2013;339(6127):1546-58.
PMID: 23539594. PMCID: PMC3749880. https://doi.org/10.1126/ science.1235122
30. McGranahan N, Swanton C. Biological and therapeutic impact of intratumor heterogeneity in cancer evolution. Cancer Cell. 2015;27(1):15-26. PMID: 25584892. https://doi. org/10.1016/j.ccell.2014.12.001
31. Benoit L, Favoulet P, Collin F, et al. Prélèvements anatomopathologiques en cancérologie: règles de bonnes pratiques au bloc opératoire [Histological and cytopathological cancer specimens: good practice in operating room]. Ann Chir. 2003;128(9):637-641. https://doi.org/10.1016/). anchir.2003.09.010
32. Reck M, Hagiwara K, Han B, et al. ctDNA Determination of EGFR mutation status in European and Japanese patients with advanced NSCLC: the ASSESS study. J Thorac Oncol. 2016;11(10):1682-1689. PMID: 27468938. https://doi. org/10.1016/j.jtho.2016.05.036
33. Esposito AR, Pasquale R, Sacco A, et al. Liquid biopsy testing can improve selection of advanced non-small-cell lung cancer patients to rechallenge with gefitinib. Cancers (Basel). 2019;11(10):1431. PMID: 31557965. PMCID: PMC6826724. https://doi.org/10.3390/cancers11101431
34. Pinzani P, Salvianti F, Zaccara S, et al. Circulating cell-free DNA in plasma of melanoma patients: qualitative and quantitative considerations. Clin Chim Acta. 2011;412(23-24):2141-5. PMID: 21839068. https://doi.org/10.1016/j.cca.2011.07.027
35. Gangadhar TC, Savitch SL, Yee SS, et al. Feasibility of monitoring advanced melanoma patients using cell-free DNA from plasma. Pigment Cell Melanoma Res. 2018;31(1):73-81. PMID: 28786531. PMCID: PMC5742050. https://doi.org/10.1111/ pcmr.12623
36. Mannelli C. Tissue vs liquid biopsies for cancer detection: Ethical issues. Journal of bioethical inquiry. 2019;16(4):551-557. PMID: 31729685. https://doi.org/10.1007/s11673-019-09944-y.
37. Sato Y, Matoba R, Kato K. Recent advances in liquid biopsy in precision oncology research. Biol Pharm Bull. 2019;42(3):337-342. PMID: 30828064. https://doi.org/10.1248/ bpb.b18-00804
38. Merker JD, Oxnard GR, Compton C, et al. Circulating Tumor DNA Analysis in Patients With Cancer: American Society of Clinical Oncology and College of American Pathologists Joint Review. Archives of pathology & laboratory medicine. 2018;142(10):1242-1253. https://doi.org/10.5858/ arpa.2018-0901-SA
39. Alix-Panabières C, Pantel K. Clinical applications of circulating tumor cells and circulating tumor DNA as liquid biopsy. Cancer discovery. 2016;6(5):479-491. PMID: 26969689. https://doi.org/10.1158/2159-8290.CD-15-1483
40. Eisenhauer EA, Therasse P, Bogaerts J, et al. New response evaluation criteria in solid tumours: revised RECIST guideline (version 1.1). Eur J Cancer. 2009;45(2):228-247. PMID: 19097774. https://doi.org/10.1016/j.ejca.2008.10.026
41. Calapre L, Warburton L, Millward M, et al. Circulating tumour DNA (ctDNA) as a liquid biopsy for melanoma. Cancer letters. 2017;404:62-69. PMID: 28687355. https://doi. org/10.1016/j.canlet.2017.06.030
42. Pantel K, Alix-Panabières C. Bone marrow as a reservoir for disseminated tumor cells: a special source for liquid biopsy in cancer patients. Bonekey Rep. 2014;3:584. PMID: 25419458. PMCID: PMC4238319. https://doi.org/10.1038/bonekey.2014.79
43. Hodgkinson CL, Morrow CJ, Li Y, Metcalf RL, et al. Tumorigenicity and genetic profiling of circulating tumor cells in small-cell lung cancer. Nat Med. 2014;20(8):897-903. PMID: 24880617. https://doi.org/10.1038/nm.3600
СВЕДЕНИЯ ОБ АВТОРАХ
Пасечникова Елизавета Александровна, аспирант кафедры онкологии с курсом торакальной хирургии ФПК и ППС, Кубанский государственный медицинский университет (Краснодар, Россия). https://orcid.org/0000-0001-7337-4618
Бодня Вадим Николаевич, д. м. н., врач-онколог, НИИ -ККБ № 1 им. проф. С.В. Очаповского, доцент кафедры онкологии с курсом торакальной хирургии ФПК и ППС, Кубанский государственный медицинский университет (Краснодар, Россия). https://orcid.org/0000-0003-3169-9558
Шаров Сергей Викторович, к. м. н., заместитель главного врача по лекарственному обеспечению, Клинический онкологический диспансер № 1 (Краснодар, Россия). https://orcid. org/0000-0002-8715-2992
Кадомцев Дмитрий Вадимович, врач-онколог, Клинический онкологический диспансер № 1 (Краснодар, Россия). https://orcid.org/0000-0001-9610-5525
Георгиева Анастасия Юрьевна, аспирант кафедры онкологии с курсом торакальной хирургии ФПК и ППС, Кубанский государственный медицинский университет (Краснодар, Россия). https://orcid.org/0000-0001-5166-047X
Стукань Анастасия Игоревна, к. м. н., врач-онколог, Клинический онкологический диспансер № 1 (Краснодар, Россия). https://orcid.org/0000-0002-0698-7710
Финансирование Исследование не имело спонсорской поддержки.
Конфликт интересов Авторы заявляют об отсутствии конфликта интересов.
AUTHOR CREDENTIALS
Elizaveta A. Pasechnikova, Postgraduate Student of the Department of Oncology with a Course of Thoracic Surgery, Faculty of Advanced Training and Professional Retraining of Specialists, Kuban State Medical University (Krasnodar, Russian Federation). https://orcid.org/0000-0001-7337-4618
Vadim N. Bodnya, Dr. of Sci. (Med.), Oncologist, Research Institute - Ochapovsky Regional Hospital no. 1, Associate Professor of the Department of Oncology with a Course of Thoracic Surgery, Kuban State Medical University (Krasnodar, Russian Federation). https://orcid.org/0000-0003-3169-9558
Sergey V. Sharov, Cand. of Sci. (Med.), Deputy Chief Physician for Pharmaceutical Provision, Clinical Oncology Dispensary no. 1 (Krasnodar, Russian Federation). https://orcid. org/0000-0002-8715-2992
Dmitry V. Kadomtsev, Oncologist, Clinical Oncology Dispensary no. 1 (Krasnodar, Russian Federation). https://orcid. org/0000-0001-9610-5525
Anastasiya Y. Georgieva, Postgraduate Student of the Department of Oncology with a Course of Thoracic Surgery, Kuban State Medical University (Krasnodar, Russian Federation). https://orcid.org/0000-0001-5166-047X
Anastasiya I. Stukan, Cand. of Sci. (Med.), Oncologist, Clinical Oncology Dispensary no. 1 (Krasnodar, Russian Federation). https://orcid.org/0000-0002-0698-7710
Funding: the study was not sponsored.
Conflict of interest: none declared.
