CC BY
20
© Ю.С. Токарев \ М.А. Юдина2 3, Ю.М. Малыш >, Р.А. Быков 2, А.Н. Фролов И.В. Грушевая ', Ю.Ю. Илинский 2 3
1 Всероссийский научно-исследовательский институт защиты растений, Санкт-Петербург;
2 Институт цитологии и генетики Сибирского отделения РАН, Новосибирск;
3 Новосибирский национальный исследовательский государственный университет, Новосибирск
В популяциях стеблевых мотыльков рода Ostrinia проведен анализ встречаемости эндосимбиотической бактерии рода Wolbachia. Пробы геномной ДНК экстрагированы из собранных в природе гусениц. ПЦР-анализ на присутствие Wolbachia проведен независимо по трем диагностическим локусам: 16SrRNA, gatB и fbpA. Положительный сигнал для Wolbachia получен для 13,5 % гусениц Ostrinia nubilalis (N = 141) и 31,9 % гусениц Ostrinia scapulalis (N = 138). В различных географических популяциях зараженность колебалась от 2,9 % (n = 34) до 65,8 % (N = 38), при этом в трех из четырех местообитаний наблюдался достоверно более высокий уровень зараженности O. scapulalis в сравнении с O. nubilalis. Также обнаружено, что у O. scapulalis бактерия Wolbachia чаще встречается у особей, питающихся на конопле, по сравнению с особями, собранными на полыни.
Ш Ключевые слова: Wolbachia; чешуекрылые; стеблевые мотыльки; кормовые растения; молекулярно-генетическая диагностика.
Поступила в редакцию 19.12.2016 Принята к публикации 20.03.2017
УДК: 632.937.15 DOI: 10.17816/ecogen15144-49
встречаемость эндосимвиотичЕской бактерии
рода WOLBACHIA В ПРиРоДНЫХ ПоПУЛЯЦиЯХ OSTRINIA NUBILALIS и OSTRINIA SCAPULALIS (LEPIDOPTERA: PYRALOIDEA: CRAMBIDAE) НА ЮГо-ЗАПАДЕ России
ВВЕДЕНИЕ
Эндосимбиотические бактерии рода Wolbachia Hertig относятся к классу альфа-протеобактерий, для которого известны разнообразные внутриклеточные симбионты многоклеточных эукариот, многие из которых патогенны для своих хозяев [1]. Важной особенностью этих эндоцитобионтов является строгий материнский тип наследования, что находит свое отражение в сопряженных изменениях генома бактерии и мтДНК клетки хозяина [2]. Бактерии рода Wolbachia не приводят к каким-либо выраженным патологическим процессам в природных популяциях беспозвоночных-хозяев, однако во многих случаях существенно влияют на их репродуктивную биологию. Для чешуекрылых описаны такие явления, как цитоплазматическая несовместимость, андроцид, феминизация генетических самцов [3], которые приводят к увеличению доли инфицированных самок в популяции. Известны примеры мутуалистических отношений между участниками симбио-тической ассоциации. Например, Wolbachia обеспечивает метаболическую комплементацию у нематод [4]; супрессирует некоторые вредные мутации [5], повышает устойчивость к вирусным инфекциям [6] и положительно влияет на продолжительность жизни имаго у Drosophila melanogaster Meigen [7, 8].
В связи с этим представляет особый интерес исследование распространенности эндосимбионта Wolbachia в природных популяциях насекомых, в том числе сельскохозяйственных вредителей. Всесторонний анализ экзо-и эндогенных факторов, влияющих на популяционную динамику насекомых, позволит лучше понять механизмы, лежащие в основе регуляции их численности.
Эндосимбиотическая бактерия Wolbachia широко распространена у дневных бабочек [9], в то время как данные об инфицированности других семейств чешуекрылых носят фрагментарный характер [10—13].
Род стеблевых мотыльков Ostrinia Hübner (Lepidoptera: Pyraloidea: Crambidae) объединяет комплекс трудноразличимых близкородственных биологических рас и видов-двойников. Накоплено большое количество данных, свидетельствующих о своеобразии трофических связей видов и внутривидовых форм рода Ostrinia с кормовыми растениями, включая культивируемые виды однодольных (кукуруза, сорго, просо) и дикие виды двудольных (конопля, полынь, дурнишник). В частности, неотличимые по морфологическим признакам симпатрические популяции насекомых (известные ранее как расы), обитающие на двудольных и однодольных растениях во Франции и на Юго-Западе России, четко дифференцированы по целому ряду признаков, включая растения, предпочитаемые для откладки яиц, сроки вылета имаго после диа-паузы, состав половых феромонов. Фертильность потомства от скрещивания особей из разных популяций резко снижена. В настоящее время эти популяции разделены на два вида, имеющие общее происхождение, — Ostrinia scapulalis Muutura et Monroe и Ostrinia nubilalis Hübner, первый из которых считается предковой формой, а второй сформировался в результате адапта-
ции к однодольным растениям [14]. Предполагается, что одним из факторов, повлиявших на процесс перехода насекомых с двудольных на однодольные растения, послужили перепончатокрылые наездники. Гусеницы, питающиеся кукурузой, меньше подвержены поражению наездниками за счет эффекта «пространства, свободного от паразитов» (enemy-free space) [15]. Еще одним гипотетическим фактором изоляции популяций может выступать матерински наследуемый симбионт Wolbachia, известный как репродуктивный паразит членистоногих [16]. В частности, в Японии Wolbachia обнаружена у O. scapulalis и Ostrinia furnacalis Muutura et Monroe, у которых она оказывает существенное влияние на выживаемость и половую структуру потомства [17, 18]. Модель Ostrinia-Wolbachia широко используется для комплексных исследований биологических свойств симбионта и механизмов его взаимодействий с клеткой и организмом насекомых-хозяев [19—21]. Однако на по-пуляционном уровне эта симбиотическая ассоциация практически не изучена.
В настоящей работе проведено сравнение встречаемости Wolbachia в популяциях O. nubilalis и O. scapulalis Юго-Запада России.
МАТЕРИАЛЫ И МЕТОДЫ
Для сравнительного анализа популяций двух близкородственных видов рода Ostrinia на зараженность Wolbachia использовали коллекционный биологический материал, представляющий собой экстракты геномной ДНК из гусениц последнего возраста, собранных в сентябре-октябре 2008 года в четырех географических точках: 1) хутор Слободка, Славянский район Краснодарского края; 2) город Славянск-на-Кубани Краснодарского
края; 3) поселок Ботаника, Гулькевичский район Краснодарского края; 4) поселок Майский, Белгородская область (рис. 1). Ранее экстракты геномной ДНК, полученные для указанных объектов, были использованы для микросателлитного анализа, результаты которого позволили обосновать принадлежность насекомых с однодольных и двудольных растений к двум близкородственным видам — O. nubilalis и O. scapulalis соответственно [14]. С целью проверки качества используемых экстрактов было проведено их тестирование методом ПЦР с прайме-рами LepFl (5'-ATTCAACCAATCATAAAGATATTGG-3') : LepR1 (5'-TAAACTTCTGGATGTCCAAAAAATCA-3') [22] и 28sF3633 (5'-TACCGTGAGGGAAAGTTGAAA-3') : 28sR4076 (5'-AGACTCCTTGGTCCGTGTTT-3') [23], фланкирующими фрагменты гена первой субъединицы митохондриальной цитохромоксидазы COI и субъединицы 28S рибосомной РНК (рРНК) соответственно. Прошедшие тестирование образцы анализировались на присутствие эндосимбиотической бактерии Wolbachia по трем диагностическим локусам с прайме-рами W-Specf (5'-CATACCTATTCGAAGGGATAG-3') : W-Specr (5'-AGCTTCGAGTGAAACCAATTC-3') [24] к гену 16S рибосомной РНК (16SrRNA), gatBFl (5'-GAKTTAAAYCGYGCAGGBGTT-3') : gatBR1 (5'-TGGYAAYTCRGGYAAAGATGA-3') к гену субъединицы В аспартил-глутамил-тРНК аминотрансферазы (gatB) и fbpAFl (5'-GCTGCTCCRCTTGGYWTGAT-3') : fbpAR 1 (5'-CCRCCAGARAAAAYYACTATTC -3') [11] к гену фруктозобифосфатальдолазы (fbpA). Продукты ПЦР визуализировали в 1 % агарозном геле, размеры продуктов амплификации составляли 438, 470 и 509 п. н. соответственно для локусов 16SrRNA, gatB и fbpA.
Оценку достоверности полученных данных проводили с использованием критерия хи-квадрат (с поправкой
Рис. 1. Места сбора насекомых в Краснодарском крае (1 — хутор Слободка; 2 — город Славянск-на-Кубани; 3 — поселок Ботаника) и Белгородской области (4 — поселок Майский) Fig. 1. Locations of insect samples in Krasnodar Territory (1 — hamlet Slobodka; 2 — town Slavyansk-na-Kubani; 3 — settlement Botanika) and Belgorod Territory (4 — settlement Maiskiy)
Йейтса) и точного теста Фишера в программе AtteStat v.12.0.5. для MS Excel 2013.
РЕЗУЛЬТАТЫ И ОБСУЖДЕНИЕ
Эндосимбиотическая бактерия Wolbachia выявлена во всех проанализированных выборках O. scapulalis и O. nubilalis, при этом доля зараженных насекомых варьировала в диапазоне 3—66 % (табл. 1). В западной части Краснодарского края (Славянский район) в двух точках сбора (х. Слободка и г. Славянск-на-Кубани) значения этого показателя для O. nubilalis достоверно не различались (точный тест Фишера, p = 0,596). Для гусениц O. scapulalis, собранных на полыни в Краснодарском крае, показатели встречаемости Wolbachia также достоверно не различались (точный тест Фишера, p = 1). Однако в выборке O. scapulalis с конопли было зафиксировано наиболее высокое значение зараженности, которое достоверно отличалось от указанных выше выборок. Если сравнивать частоту встречаемости Wolbachia у обоих видов Ostrinia в этом регионе,
то она достоверно выше у O. scapulalis (N = 84) по сравнению с O. nubilalis (N = 64) (точный тест Фишера, p = 2,5 • 10-6). В восточной части Краснодарского края (Гулькевичский район) и в Белгородской области статистически достоверных различий между популяциями двух видов насекомых не выявлено (точный тест Фишера, p = 0,761 и p = 0,104 соответственно). Однако мы отмечаем, что в Белгородской области зараженность гусениц O. scapulalis была в два раза больше по сравнению с O. nubilalis.
При анализе выборок, обобщенных по таксономическому критерию (табл. 2), показано статистическое различие частот встречаемости Wolbachia у O. scapulalis и O. nubilalis (критерий хи-квадрат с поправкой Йейтса, p = 8,2 • 10-4). Экологические свойства популяций O. nubilalis и O. scapulalis во многом отличаются, поэтому различия в частотах зараженности паразитическими организмами вполне ожидаемы. Достоверно значимые различия отмечены и для выборок O. scapulalis, собранных на разных кормовых растениях: зараженность насекомых, питающихся на конопле, в два раза выше, чем на полыни
Таблица 1
Зараженность локальных популяций стеблевых мотыльков рода Ostrinia бактериями рода Wolbachia Wolbachia prevalence rates in local populations of corn borer of the Ostrinia genus
Место сбора насекомых Кормовое растение Количество насекомых Зараженность, % ± ошибка%
всего заражено
г. Славянск-на-Кубани, Славянский район, Краснодарский край Кукуруза1 30 2 6,7 ± 4,6
Полынь2 25 3 12,0 ± 6,5
х. Слободка, Славянский район, Краснодарский край Кукуруза1 34 1 2,9 ± 2,9
Полынь2 21 3 14,3 ± 7,7
Конопля2 38 25 65,8 ± 7,7
п. Ботаника, Гулькевичский район, Краснодарский край Кукуруза1 34 7 20,6 ± 7,0
Конопля2 38 6 15,8 ± 6,0
п. Майский, Белгородский район, Белгородская область Кукуруза1 43 9 20,9 ± 6,3
Полынь2 16 7 43,8 ± 12,5
1 Ostrinia nubilalis; 2 Ostrinia scapulalis
Вид насекомых, кормовое растение Количество насекомых Зараженность, % ± ошибка%1
всего заражено
Ostrinia nubilalis 141 19 13,5 ± 2,9 a
Ostrinia scapulalis в том числе: 138 44 31,9 ± 4,0 b
на полыни 62 13 21,0 ± 5,2 ac
на конопле 76 31 40,8 ± 5,7 d
1 Разными буквами отмечены значения, достоверно отличающиеся при р < 0,01
Таблица 2
Обобщенные данные по зараженности бактериями рода Wolbachia стеблевых мотыльков рода Ostrinia, собранных на разных кормовых растениях
A summary of Wolbachia prevalence rates in corn borer Ostrinia from different forage plants
(критерий хи-квадрат с поправкой Йейтса, p = 0,043), что может быть обусловлено разнообразными факторами, связанными со свойствами кормовых растений, генетическим дрейфом и особенностями взаимоотношений участников симбиоза. Действительно, для абсолютного большинства симбиотических ассоциаций факты высоких (~ 100 %) значений инфекций, как, например, у сибирского шелкопряда Dendrolimus superans [25], или очень низких (3 % и менее), как у репницы Pieris rapae [10], еще не нашли объяснения. Однако результаты подробных исследований некоторых ассоциаций указывают на то, что поддержание определенного уровня инфекции в популяциях, как и следует ожидать, напрямую связано со степенью выраженности влияния бактерии на своего хозяина. Например, высокая частота Wolbachia у Acraea encedana (> 90 %) и Hypolimnas bolina (до 100 %) объясняется высоким уровнем андроцида [26, 27]. Уровень инфицированности комаров Culex pipiens, достигающий 100 %, обусловлен сильной цитоплазматической несовместимостью [28-30]. У Drosophila melanogaster популяции инфицированы повсеместно со средним значением зараженности 50 % [31, 32]. С одной стороны, уровень цитоплазматической несовместимости у D. melanogaster сильно варьирует, но зачастую оказывается низким или вовсе отсутствует [31, 33, 34], а с другой стороны, Wolbachia способна в определенных случаях повышать приспособленность мух [5-8]. Низкий уровень инфекции у мух D. incompta объясняют отсутствием цитоплазматической несовместимости [35].
Таким образом, впервые показано присутствие бактерий рода Wolbachia у двух близкородственных видов рода Ostrinia в Восточной Европе. Широкая представленность Wolbachia у Ostrinia указывает на перспективность дальнейших исследований этих симбиотических ассоциаций. В данной работе мы не проводили определение генетического разнообразия Wolbachia. Однако для обсуждения роли Wolbachia в формировании изоляционных барьеров между популяциями Ostrinia исключительно важным аспектом является подробный популяционно-генетический анализ симбионта. Необходимо ответить на следующие вопросы: 1) каково разнообразие и частоты встречаемости штаммов симбионта у этих двух видов и внутри видов в разных популяциях; 2) есть ли вариация внутри популяций; 3) есть ли в популяциях особи, инфицированные двумя и более штаммами Wolbachia? Например, если Wolbachia у Ostrinia способна вызывать цитоплазматическую несовместимость, то разные штаммы симбионта у разных видов-хозяев или в разных популяциях одного вида могут формировать некоторый уровень постзиготической изоляции. Присутствие Wolbachia необходимо учитывать при создании лабораторных культур Ostrinia spp. на основе материала, собранного в природе, особенно с учетом возможного андроцидного или какого-либо мутуалистического эффекта бактерии.
БЛАГОДАРНОСТИ
Авторы выражают благодарность двум анонимным рецензентам за ценные советы. Исследование поддержано Российским фондом фундаментальных исследований (проекты № 14-04-31783, 15-04-01226, 16-5400144 и 16-04-00980), а также БП № 0324-2016-0002.
Авторы заявляют об отсутствии конфликта интересов.
ЛИТЕРАТУРА
1. Williams KP, Sobral BW, Dickerman AW A robust species tree for the alphaproteobacteria. J Bacteriol. 2007;189(13):4578-4586. doi: 10.1128/JB.00269-07.
2. Ilinsky Y. Coevolution of Drosophila melanogaster mtDNA and Wolbachia genotypes. PLoS One. 2013;8(1): e54373. doi: 10.1371/journal.pone.0054373.
3. Salunkhe RC, Narkhede KP, Shouche YS. Distribution and evolutionary impact of Wolbachia on butterfly hosts. Indian J Microbiol. 2014;54(3):249-254. doi: 10.1007/ s12088-014-0448-x.
4. Darby AC, Armstrong SD, Bah GS, et al. Analysis of gene expression from the Wolbachia genome of a filarial nematode supports both metabolic and defensive roles within the symbiosis. Genome Res. 2012;22(12):2467-77. doi: 10.1101/gr.138420.112.
5. Ikeya T, Broughton S, Alic N, et al. The endosymbi-ont Wolbachia increases insulin/lGF-like signalling in Drosophila. Proc Biol Sci. 2009;206:3799-3807. doi: 10.1098/rspb.2009.0778.
6. Wong ZS, Brownlie JC, Johnson KN. Oxidative Stress Correlates with Wolbachia-Mediated Antiviral Protection in Wolbachia-Drosophila Associations. Appl Environ Microbiol. 2015;81(9):3001-3005. doi: 10.1128/ AEM.03847-14.
7. Fry AJ, Palmer MR, Rand DM. Variable fitness effects of Wolbachia infection in Drosophila melanogaster. Heredity. 2004;93:379-389. doi:10.1038/sj.hdy.6800514.
8. Вайсман Н.Я., Илинский Ю.Ю., Голубовский М.Д. Популяционно-генетический анализ продолжительности жизни Drosophila melanogaster: сходные эффекты эндосимбионта Wolbachia и опухолевого су-прессора lgl в условиях температурного стресса // Журнал общей биологии. — 2009. — Т. 70. — № 5. — С. 425-434. [Vaysman NYa, Ilinskiy YuYu, Golubovs-kiy MD. Population genetic analysis of Drosophila melanogaster longevity: similar effects of endosymbiont Wolbachia and tumor suppressor lgl under conditions of temperature stress. Zhurnal obschey biologii. 2009;70(5):425-434. (In Russ.)]
9. Salunke BK, Salunkhe RC, Dhotre DP, et al. Determination of Wolbachia diversity in butterflies from Western Ghats, India, by a multigene approach. Appl En-
48
ГЕНЕТИЧЕСКИЕ ОСНОВЫ ЭВОЛЮЦИИ ЭКОСИСТЕМ
viron Microbiol. 2012;78:4458-4467. doi: 10.1128/ AEM.07298-11.
10. Tagami Y, Miura K. Distribution and prevalence of Wol-bachia in Japanese populations of Lepidoptera. Insect Mol Biol. 2004;13(4),359-364. doi: 10.1111/j.0962-1075.2004.00492.x.
11.Baldo L, Hotopp JCD, Jolley KA, et al. Multilocus sequence typing system for the endosymbiont Wolba-chia pipientis. Appl Environ Microbiol. 2006;72 (11): 7098-7110. doi: 10.1128/AEM.00731-06.
12. Russell JA, Goldman-Huertas B, Moreau CS, et al. Specialization and geographic isolation among Wol-bachia symbionts from ants and lycaenid butterflies. Evolution. 2009;63(3):624-640. doi: 10.1111/j.1558-5646.2008.00579.x.
13. Solovyev VI, Ilinsky Y, Kosterin OE. Genetic integrity of four species of Leptidea (Pieridae, Lepidoptera) as sampled in sympatry in West Siberia. Comparative Cytogenetics. 2015;9(3):299. doi: 10.3897/CompCytogen.v9i3.4636.
14. Frolov AN, Audiot P, Bourguet D, et al. "From Russia with lobe": genetic differentiation in trilobed uncus Os-trinia spp. follows food plant, not hairy legs. Heredity. 2012;108(2):146-156. doi: 10.1038/hdy.2011.58.
15. Pelissie B, Ponsard S, Tokarev YS, et al. Did the introduction of maize into Europe provide enemy-free space to O. nubilalis? — parasitism differences between two sibling species of the genus Ostrinia. JEvolBiol. 2010;23:350-61. doi: 10.1111/j.1420-9101.2009.01903.x.
16. Werren JH. Biology of Wolbachia. Ann Rev Entomol. 1997;42:587-609. doi: 10.1146/annurev.ento.42.1.587.
17. Kageyama D, Nishimura G, Hoshizaki S, Ishikawa Y. Feminizing Wolbachia in an insect, Ostrinia furnacalis (Lepidoptera: Crambidae). Heredity. 2002;88(6):444-449. doi: 10.1038/sj.hdy.6800077.
18. Kageyama D, Traut W. Opposite sex-specific effects of Wolbachia and interference with the sex determination of its host Ostrinia scapulalis. Proc Biol Sci. 2004;271(1536):251-258. doi: 10.1098/ rspb.2003.2604.
19. Kageyama D, Ohno S, Hoshizaki S, Ishikawa Y. Sexual mosaics induced by tetracycline treatment in the Wol-bachia-infected adzuki bean borer, Ostrinia scapulalis. Genome. 2003;46(6):983-989. doi: 10.1139/g03-082.
20. Sakamoto H, Ishikawa Y, Sasaki T, et al. Transinfection reveals the crucial importance of Wolbachia genotypes in determining the type of reproductive alteration in the host. Genet Res. 2005;85(3):205-210. doi:10.1017/ S0016672305007573.
21. Sakamoto H, Kageyama D, Hoshizaki S, Ishikawa Y. Sex-specific death in the Asian corn borer moth (Ostrinia furnacalis) infected with Wolbachia occurs across larval development. Genome. 2007;50(7):645-52. doi: 10.1139/ G07-041.
22. Hebert PDN, Penton EH, Burns JM, et al. Ten species in one: DNA barcoding reveals cryptic species in
the neotropical skipper butterfly Astraptes fulgera-tor. Proc Natl Acad Sci USA. 2004;101:14812-14817. doi: 10.1073/pnas.0406166101.
23. Choudhury R, Werren JH. 2006. Unpublished primers.
24.Werren JH, Windsor D. Wolbachia infection frequencies in insects: evidence of a global equilibrium? Proc Biol Sci. 2000;267:1277-1285. doi: 10.1098/ rspb.2000.1139.
25. Юдина М.А., Дубатолов В.В., Быков Р.А., Илин-ский Ю.Ю. Симбиотическая бактерия Wolbachia в популяциях вредителя хвойных лесов Dendrolimus superans sibiricus Tschetverikov, 1908 (Lepidoptera: Lasiocampidae) // Вавиловский журнал генетики и селекции. - 2016. - Т. 20. - № 6. - С. 899-903. [Yudina MA, Dubatolov VV, Bykov RA, Ilinsky YuYu. Symbiotic bacteria Wolbachia in populations of the coniferous forests pest Dendrolimus superans sibiricus Tschetverikov, 1908 (Lepidoptera: Lasiocampidae). Vavilovskii Zhurnal Genetiki i Selektsii (Vavilov Journal of Genetics and Bleeding). 2016;20(6):899-903. (In Russ.)]. doi: 10.18699/VJ16.208.
26. Jiggins FM, Hurst GDD, Dolman CE, Majerus MEN. High prevalence male-killing Wolbachia in the butterfly Acraea encedana. J Evol Biol. 2000;13:495-501. doi: 10.1046/j.1420-9101.2000.00180.x.
27. Dyson EA, Kamath MK, Hurst GDD. Wolbachia infection associated with all-female broods in Hypolimnas bolina (Lepidoptera: Nymphalidae): evidence for horizontal transmission of a butterfly male killer. Heredity. 2002;88(3):166-171. doi: 10.1038/sj.hdy.6800021.
28. Rasgon JL, Scott TW. Wolbachia and cytoplasmic incompatibility in the California Culex pipiens mosquito species complex: parameter estimates and infection dynamics in natural populations. Genetics. 2003;165(4):2029-2038.
29. Khrabrova NV, Bukhanskaya ED, Sibataev AK, Volko-va TV. The distribution of strains of endosymbiotic bacteria Wolbachia pipientis in natural populations of Culex pipiens mosquitoes (Diptera: Culicidae). European Mosquito Bulletin. 2009;(27):18-22.
30. Shaikevich EV Vinogradova EB, Bouattour A, de Almeida APG. Genetic diversity of Culex pipiens mosquitoes in distinct populations from Europe: contribution of Cx. quinque-fasciatus in Mediterranean populations. Parasites & Vectors. 2016;9(1):47. doi: 10.1186/s13071-016-1333-8.
31.Hoffmann AA, Clancy DJ, Merton E. Cytoplasmic incompatibility in Australian populations of Drosophila melanogaster. Genetics. 1994;136(3):993-999.
32. Илинский Ю.Ю., Захаров И.К. Эндосимбионт Wolbachia в евразийских популяциях Drosophila melanogaster // Генетика. - 2007. - Т. 43. -№ 7. - С. 905-915. [Ilinsky YY, Zakharov IK. The endosymbiont Wolbachia in Eurasian populations of Drosophila melanogaster. Russ J Genet. 2007;43:748. doi: 10.1134/S102279540707006X.
33. Yamada R, Floate KD, Riegler M, O'Neill SL. Male development time influences the strength of Wolbachia-induced cytoplasmic incompatibility expression in Drosophila melanogaster. Genetics. 2007;177(2):801-8. doi: 10.1534/genetics.106.068486.
34. Ilinsky YY, Zakharov IK. Cytoplasmic incompatibility in Drosophila melanogaster is caused by different Wolbachia genotypes. Russian Journal of Genetics: Applied Research. 2011;1(5):458.
35. Wallau GL, da Rosa MT, De Ré FC, Loreto ELS. Wolbachia from Drosophila incompta: just a hitchhiker shared by Drosophila in the New and Old World? Insect Molecular Biology. 2016;25(4):487-499. doi: 10.1111/ imb.12237.
PREVALENCE RATES OF WOLBACHIA ENDOSYMBIOTIC
bacterium in natural populations of ostrinia nubilalis and ostrinia scapulalis (lepidop-
TERA: PYRALOIDEA: CRAMBIDAE) IN SOUTH-WESTERN
RUSSIA
KS. Tokarev, M.A. Yudina, J.M. Malysh, R.A. Bykov,
A.N. Frolov, I.V. Grushevaya, Y.Y. Ilinsky
For citation: Ecological genetics. 2017;15(1):44-49
* SuMMARY: Background. Endosymbiotic bacteria of the genus Wolbachia are widespread in arthropods and often cause reproductive abnormalities in lepidopteran insects, including corn borers of the genus Ostrinia. Wolbachia-Ostrinia is a promising model for studies of parasite-host interactions yet parasite prevalence in natural insect host populations remains unknown. Materials and Methods. Molecular genetic screening and statistical analysis is applied to evaluate prevalence rates of Wolbachia in sympatric populations of two corn borer species. Individual genomic DNA samples were extracted from last instar larvae collected in nature from different forage plants. For each sample of DNA showing positive signal with insect-specific primers the detection is performed using three diagnostic loci of Wolbachia: 16SrRNA, gatB and fbpA. Results. Wolbachia-po-sitive signal is obtained for 13.5% larvae of Ostrinia nubilalis (N = 141) and 31.9% larvae of Ostrinia scapulalis (N = 138). In different localities the Wolbachia prevalence ranged from 2.9% (N = 34) to 65.8% (N = 38). Significantly higher rates of Wolbachia prevalence in insects from mug-wort and hemp (O. scapulalis) as compared to those from corn (O. nubilalis) are revealed in three out of four localities. Conclusions. Endosym-biotic bacteria of the genus Wolbachia are revealed in natural populations of corn borers for the first time for Eastern Europe. The prevalence rates can be high and this should be taken into consideration when reproductive isolation is examined in population of these hosts as well as establishment of laboratory cultures is performed.
keywords: Wolbachia; Lepidoptera; corn borers; forage plants; molecular genetic detection.
Ф Информация об авторах
Юрий Сергеевич токарев — старший научный сотрудник, лаборатория микробиологической защиты растений. Всероссийский научно-исследовательский институт защиты растений, Пушкин, Санкт-Петербург. E-mail: [email protected].
мария Александровна Юдина — инженер, отдел генетики насекомых. Институт цитологии и генетики Сибирского отделения РАН; ассистент, кафедра цитологии и генетики. Новосибирский национальный исследовательский государственный университет, Новосибирск. E-mail: [email protected].
Юлия михайловна малыш — научный сотрудник, лаборатория сельскохозяйственной энтомологии. Всероссийский научно-исследовательский институт защиты растений, Пушкин, Санкт-Петербург. E-mail: [email protected].
Роман Андреевич Быков — канд. биол. наук, научный сотрудник, отдел генетики насекомых. Институт цитологии и генетики Сибирского отделения Российской академии наук, Новосибирск. E-mail: [email protected].
Андрей Николаевич Фролов — заведующий лабораторией, лаборатория сельскохозяйственной энтомологии. Всероссийский научно-исследовательский институт защиты растений, Пушкин, Санкт-Петербург. E-mail: [email protected].
Инна Валентиновна Грушевая — младший научный сотрудник, лаборатория сельскохозяйственной энтомологии. Всероссийский научно-исследовательский институт защиты растений, Пушкин, Санкт-Петербург. E-mail: [email protected].
Юрий Юрьевич Илинский — канд. биол. наук, старший научный сотрудник, отдел генетики насекомых. Институт цитологии и генетики Сибирского отделения РАН; старший преподаватель, кафедра цитологии и генетики. Новосибирский национальный исследовательский государственный университет, Новосибирск. E-mail: [email protected].
* Information about the authors
Yuri S. Tokarev — Senior researcher, Laboratory of microbiological control. All-Russian Institute for Plant Protection, Pushkin, Saint Petersburg, Russia. E-mail: [email protected].
Mariya A. Yudina — Engineer, Department of Insect Genetics. Institute of Cytology and Genetics SB RAS; Assistent, Department of Cytology and Genetics. Novosibirsk State University, Novosibirsk, Russia. E-mail: [email protected].
Julia M. Malysh — Researcher, Laboratory of agricultural entomology. All-Russian Institute for Plant Protection, Pushkin, Saint Petersburg, Russia. E-mail: [email protected].
Roman A. Bykov — Researcher, Department of insect genetics. Institute of Cytology and Genetics SB RAS, Novosibirsk, Russia. E-mail: [email protected].
Andrei N. Frolov — Head of laboratory, Laboratory of agricultural entomology. All-Russian Institute for Plant Protection, Pushkin, Saint Petersburg, Russia. E-mail: [email protected].
Inna V. Grushevaya — Junior researcher, Laboratory of agricultural entomology. All-Russian Institute for Plant Protection, Pushkin, Saint Petersburg, Russia. E-mail: [email protected].
Yury Y. Ilinsky — Senior Researcher, Department of Insect Genetics. Institute of Cytology and Genetics SB RAS; Senior Lecturer, Department of Cytology and Genetics. Novosibirsk State University, Novosibirsk, Russia. E-mail: [email protected].
