Вплив тотального гамма-опромінення тварин на функціональні характеристики сперматозоїдів Текст научной статьи по специальности «Фундаментальная медицина»

Ф1зика живого, Т. 15, No2, 2007. С.77-83. .

О Пушкаренко В.М., Петрова О. С., Ватлщов Д.В., Андрейченко К. С., l llVSK*S OI tile Alive п%

Клепко А.В., Андрейченко С.В. www.pa.science-center.net /г

УДК 591.463.1+612.616.2

ВПЛИВ ТОТАЛЬНОГО ГАММА-ОПРОМІНЕННЯ ТВАРИН НА ФУНКЦІОНАЛЬНІ ХАРАКТЕРИСТИКИ СПЕРМАТОЗОЇДІВ

Пушкаренко В.М., Петрова О.С., Ватліцов Д.В., Андрейченко К.С., Клепко А.В., Андрейченко С.В.

Науковий центр радіаційної медицини АМН України, Україна Надійшла до редакції 15.10.2007

В роботі наведені результати експериментальних досліджень щодо впливу тотального опромінення щурів в дозах 0,52,0 Гр на зміни функціональних характеристик їх сперматозоїдів в різні терміни після опромінення. Виявлені кореляції сприяють поглибленню розуміння щодо особливостей перебігу біохімічних та фізіологічних процесів в радіаційно пошкоджених сперматозоїдах на підготовчому до фертилізації етапі.

Ключові слова: сперматозоїди, рухливість, гіперактивація, цАМФ, АТФази, гамма-опромінення.

ВСТУП

Сперматозоїди - це високодиференційовані гаплоїдні клітини, які призначені для виконання унікальної фізіологічної функції, пов’язаної з доставкою батьківського геному до яйцеклітини. Реалізація сперматозоїдом такої складної та багатогранної функції відповідною забезпечується адекватністю його анатомічної будови. Так, сперматозоїд пересувається за рахунок коливальних рухів свого хвостика, причому енергія для цього процесу постачається мітохондріями, котрі щільно оточують зовнішні товсті волокна аксонеми в серединному відділі сперматозоїда [1]. Взаємодія сперматозоїда з яйцеклітиною опосередковується ферментами, що знаходяться в матриксі акросоми -крупної вакуолі, що покриває передній відділ ядра сперматозоїда. До речі, при фертилізації ядро сперматозоїда проникає в яйцеклітину і перетворюється на чоловічий пронуклеус, котрий згодом при сингамії зливається з жіночим пронуклеусом та дає початок багатоклітинному організму [2,3].

Сперматозоїди утворюються в сім’яниках в результаті сперматогенезу, причому цикл сім’яного епітелію у ссавців можна вимірювати з достатньою точністю. Так, встановлено, що загальна тривалість сперматогенезу у людини складає 73-77 діб, у щура

- 47-49 діб, у миші - 34-36 діб. Точно відома також і тривалість окремих стадій сперматогенезу. Наприклад, у лабораторних щурів стадія сперматогоніїв триває 9 діб, сперматоцитів - 18-19 діб, сперматид - 20-21 добу, зрілих сперматозоїдів

- до 10 діб. Крім того, у будь-який момент в яєчках

присутні статеві клітини різних стадій сперматогенезу, що стає причиною їх одночасного пошкодження за умов одноразового впливу іонізуючого випромінення на організм [4].

Подальше дозрівання сперматозоїдів відбувається в сім’яних придатках - епідидимісах. Відомо, що фертилізаційну активність мають лише каудальні сперматозоїди на відміну від іммобілізованих сперматозоїдів головного відділу епідидимісів. Потрапляючи до жіночого статевого тракту, сперматозоїди починають здійснювати синусоїдальні коливальні рухи, завдяки чому поступово переміщуються із матки до фаллопієвих труб, де зустрічають ооцити II порядку. Взаємодія сперматозоїда зі зрілим ооцитом має складний характер, оскільки останній, як правило, вкритий двома захисними оболонками [5]. Перша з них утворена кількома шарами клітин кумулюса, а друга, що має назву райдужної оболонки (zona pellucida), містить головним чином колагенові волокна. За останніми науковими даними [6,7] проникнення сперматозоїда через першу оболонку відбувається завдяки переходу сперматозоїда у стан гіперактивації, що реалізується шляхом генерації асинусоїдальних коливань тілом сперматозоїда. В результаті сперматозоїд занурюється у щілини між клітинами кумулюса та, вигинаючись, розширює міжклітинний простір і таким чином врешті решт наближається до другої захисної оболонки. Саме на цьому етапі починається процес капацитації, котрий пов’язаний з руйнуванням акросомальної мембрани та початком акросомальної реакції, яка зумовлює вихід внутрішніх акросомальних

ферментів назовні та розчинення колагенового шару навколо ооцита. Це дозволяє сперматозоїду повністю підійти до ооцита та вприснути в нього свій ядерний генетичний матеріал. Між тим, міграція ядра сперматозоїда до ооцита сприяє повному завершенню другого редукційного поділу та утворенню яйцеклітини, про що свідчить поява двох пронуклеусів, чоловічого та жіночого, а також другого редукційного тільця в цитоплазмі ооцита.

При цитологічному дослідженні сім’яників опромінених щурів за критерієм дегенерації гамет було встановлено, що сперматоцитам, сперматидам та сперматозоїдам властива більша радіорезистентність, ніж сперматогоніям. Серед останніх найбільша радіочутливість притаманна сперматогоніям типу В, тоді як сперматогонії типу А в цілому відзначаються стійкістю до радіаційного впливу [8].

Аналіз даних літератури щодо спадкових ефектів радіаційних впливів на самців свідчить про те, що поряд з величиною та потужністю дози опромінення принципове значення має стадія сперматогенезу у момент радіаційного впливу, і це явище носить характер загально біологічної закономірності [9].

Реалізація пострадіаційних ефектів у сперматогенезі в діапазоні нестерилізуючих доз, коли ще можливе відтворення потомства, тісно пов’язана з пострадіаційним відновленням в статевих клітинах, ступінь вираженості якого залежить від величини та потужності дози радіаційного впливу, його енергії, віку самців під час опромінення, сезонності та інших факторів. Виходячи з високої радіочутливості сперматогенезу та незавершеності процесів пострадіаційного відновлення, навіть при хронічних опроміненнях з малими потужностями дози в ході досліджень відмічені різноманітні відхилення від норми в розвитку потомства від опромінених батьків-самців. Перш за все це стосується зниження репродуктивної здатності потомства, появи різноманітних вроджених вад, індукції канцерогенезу, зміни стійкості до несприятливих впливів, зниження фізіологічної повноцінності тощо [10, 11].

Метою проведеного дослідження було з’ясування біохімічних та фізіологічних змін, які виникають у сперматозоїдах тотально опромінених тварин на передфертилізаційній стадії у різні терміни після проведення опромінення. На нашу думку, такий підхід дає змогу більш глибоко зазирнути у ті події, які відбуваються між сперматозоїдом та яйцеклітиною на етапі їх дистанційної взаємодії перед здійсненням фертилізації.

МАТЕРІАЛИ ТА МЕТОДИ

Дослідження проводились на статевозрілих білих безпородних щурах-самцях масою 180-250 г розведення місцевого віварію, що утримувались на стандартному раціоні за умов 12-годинного світлового дня.

Експериментальних тварин одноразово опромінювали на установці «РОКУС» (джерело гамма-квантів - 60Со; потужність поглинутої дози 106,6 сГр/хв) в дозах 0,5; 1,0 та 2,0 Гр. Тварин декапітували через 7, 14, 28, 35, 60 та 80 діб після тотального опромінення під легким ефірним наркозом. Об’єктами досліджень слугували епідидиміси та каудальні сперматозоїди щурів.

Для приготування суспензії сперматозоїдів використовували годинникове скло, в яке завчасно поміщали 2 мл спеціального розчину (МТ-1), що складався з 125 мМ NaCl, 2,7 мМ KCl, 1,8 мМ CaCl2, 0,5 мМ MgCl2, 0,36 мМ NH2PO4 11,9 мМ NaHCO3, 4,5 мМ глюкози, 0,09 мМ пірувату,

8,9 мМ лактату та 0,3 мг/мл бичачого сироваткового альбуміну (БСА) [12]. Крім того, на кожні 100 мл середовища додавали 1 мл пеніцилін-стрептоміцинової суміші. Сім’яний придаток розрізали на годинниковому скельці, а його вміст за допомогою скляної палички вичавлювали в розчин і перемішували протягом 30 с. Отриману суспензію переносили в термостат з температурою 37 °С. З метою тестування рухливості сперматозоїдів краплю приготовленої суспензії переносили на предметне скельце та переглядали під мікроскопом МБИ-15 на збільшенні х600 з термостатуючим столиком. Для визначення загальної рухливості сперматозоїдів навмання відбирали 150 сперматозоїдів в кожній з трьох повторностей від різних тварин. Сперматозоїди вважали рухливими, якщо вони могли переміщуватись або хоча б здійснювати коливальні рухи хвостом. У протилежному випадку сперматозоїди класиці-кували як такі, що втратили життєздатність.

Концентрацію сперматозоїдів у поживному середовищі підраховували за допомогою камери Горяєва.

Гіперактивацію сперматозоїдів визначали за появи в них асинусоїдальних коливань замість синусоїдальних.

Для визначення АТФазної активності використовували мембрани сперматозоїдів, які виділяли методом диференційного центрифугування на ультрацентрифузі Beckman [13]. Спочатку осаджені центрифугуванням при 800 g сперматозоїди гомогенізували в середовищі, що містило 0,25 М сахарозу, 0,1 мМ ЕДТА, 1,25 мМ імідазол та 1 мМ Р-меркаптоетанол. Гомогенат

центрифугували при 800 g 20 хв. Супернатант фільтрували та центрифугували 10 хв при 26700 g, а потім новоутворений супернатант протягом 1 год знову центрифугували при 101000 g. Осад ресуспендували в середовищі, що містило 5 мМ гістидину, 0,1 мМ СаС12, 0,2 мМ ЕДТА, 0,25 М сахарози, а потім його центрифугували в градієнті сахарози протягом 2 год при 50000 g. Зону плазматичних мембран розводили дистильованою водою до густини 1,02 та центрифугували 1 год при 112000 g. Отриманий таким чином осад ресуспендували і використовували в подальших дослідженнях. Кількісно препарати характер-ризували за вмістом в них білку, який визначали за методом Лоурі [14]. У виділених мембранах вивчали активність Mg2+-залежних АТФаз: К,Ка-АТФази та Са2-АТФази. [15]. Кількість

неорганічного фосфору визначали за методом Фіске-Субароу. Активність ферментів виражали в мкмоль Рн/г на 1 мг білку [16].

Для екстракції цАМФ із суспензій

сперматозоїдів застосовували охолоджений на льоду етанол протягом 20 хв. Після проведення інкубації залишки клітин осаджували центрифугуванням при 2000 g протягом 10 хв. Супернатант переносили в плоскодонні скляні пляшки та випаровували в струмі азоту при 40 оС. Залишок ресуспендували в 0,5 мл 0,01 мМ фосфатного буферу на фізіологічному розчині [17]. цАМФ у зразках визначали за допомогою

спеціального набору реактивів (АшегеЬаш, Англія).

Статистичну обробку результатів експерименту проводили методами варіаційної статистики з використанням Іжритерію Ст’юдента [18].

РЕЗУЛЬТАТИ ТА ЇХ ОБГОВОРЕННЯ

Проведеними дослідами було показано, що в залежності від дози опромінення змінюється концентрація сперматозоїдів в епідідимальній рідині (рис.1).

При використанні дози в 0,5 Гр концентрація сперматозоїдів в післярадіаційний період майже не змінювалась протягом 25 днів, а потім поступово починала збільшуватись, що тривало не менше, ніж 35 діб. При дозах 1,0 та 2,0 Гр в перші 25 діб після тотального опромінення концентрація сперми зменшилась до мінімуму, а потім протягом 60-и діб знову наблизилась до контрольного значення. На проміжку 60-80 діб спостерігалась помітна стабілізація концентраційних характеристик сперми в епідідимісах опромінених тварин.

Рухливість сперматозоїдів тварин, що були опромінені в дозах 0,5-1,0 Гр, характеризувалась дозозалежним спадом на 20-ту добу після опромінення, котрий згодом перетворювався на поступове зростання у період з 30 по 60 добу після опромінення (рис.2).

При дозі опромінення в 2,0 Гр спостерігалось значне зменшення рухливості епідидимальних сперматозоїдів, яке досягало мінімального значення на 40-ву добу після опромінення, а згодом - на 80-ту добу після опромінення - знову збільшувалось на 20 %.

В основі рухливості сперматозоїдів, як відомо, лежить ковзання дублетів мікротрубочок аксонеми одних відносно інших, що здійснюється за допомогою динеїнових трубочок за участі нексинових перемичок і радіальних спиць.

Час після опромінення, доби

—♦—0,5 Гр —■— 1,0 Гр ----2,0 Гр

Рис. 1. Залежність концентрації сперми щурів від дози гамма-опромінення та тривалості часу після опромінення тварин

Час після опромінення, доби

—♦—0,5 Гр -■-1,0 Гр ----2,0 Гр

Рис. 2. Залежність рухливості сперматозоїдів від дози тотального опромінених щурів та тривалості післярадіаційного періоду.

Час після опромінення, доби

—♦—0,5 Гр -■—1,0 Гр ----2,0 Гр

Рис. 3. Зміни чисельності гіперактивованих сперматозоїдів в залежності від дози тотального опромінення тварин та терміну після їх опромінення (сперматозоїди культивувались на середовищі МТ-1 протягом 7год).

н

п

2

а

а>

с

о

да

<

о

"2

е;

о

2

и:

■0,5 Гр -1,0 Гр ■2,0 Гр

Час після опромінення, доби

Рис. 4. Залежність вмісту цАМФ в сперматозоїдах експериментальних тварин від дози іонізуючої радіації та часу після тотального опромінення тварин.

Таблиця 1.

Зміни ферментативної активності Са2+-АТФази та К+,^+-АТФази в сперматозоїдах в різні часові інтервали після гамма-опромінення тварин (M±m)

^\^Термін Доза 7 діб 14 діб 28 діб 35 діб 60 діб

К+,Ш+-АТФази

Контроль 436±8 440±7 443±6 451±7 448±5

0,5 Гр 551±9* 480±9* 400±8* 391±5* 451±6

1,0 Гр 535±7* 452±6 316±9* 310±7* 405±9*

2,0 Гр 475±5* 396±5* 295±9* 298±8* 371±6*

Са2+-АТФази

Контроль 148±3 152±4 156±6 161±5 159±6

0,5 Гр 191±5* 241±6* 200±7* 185±7 190±8*

1,0 Гр 224±5* 195±6* 153±7 165±6 207±7*

2,0 Гр 197±6* 181±7* 142±8 133±8* 177±8

Примітки: * - статистично достовірні розбіжності з контролем при р<0,05

Хвилясті рухи в хвостовому відділі сперматозоїда генеруються в площині, перпендикулярній парі центральних мікротрубочок аксонеми і проходять через дублет 1 і між дублетами 5 і 6, супроводжуючись при цьому появою різкого удару в напрямку дублета 1. Створюється враження, що хвіст сперматозоїда обертається при згинанні, а площина згинання рухається в напрямку до дублета 2. У цій фазі рухового імпульсу відбувається активація тієї частини аксонеми, що містить дублети 1-5. Зовнішні товсті волокна і фіброзна оболонка не беруть участі у розвитку рухового імпульсу, однак контролюють амплітуду коливань хвоста і відсутність обертальних рухів у головному відділі сперматозоїда, поступове звуження якого сприяє зменшенню локальної резистентності хвоста і збільшенню амплітуди його коливань у напрямку кінчика. Наведений механізм характеризує поступальний лінійний рух сперматозоїдів в просторі за допомогою здійснення синусоїдальних хвостових коливань.

При тривалому культивуванні сперматозоїдів на поживному середовищі МТ-1 відбувалось поступове перетворення синусоїдальних коливальних рухів сперматозоїдів на асинусоїдальні, що притаманні лише гіперактивованим сперматозоїдам. При гіперактивації коливальна хвиля захоплює крім аксонеми також і головку сперматозоїда. В перші дні після опромінення гіперактивація знижувалась при всіх дозах, а потім - при дозах 0,5 та 1,0 Гр збільшувалась і досягала на 80-ту добу значень, що статистично перевищували контрольні величини (рис.3.). Для дози 2,0 Гр кількість гіперактивованих

сперматозоїдів залишалась значно нижчою від контрольного рівня протягом усього післярадіаційного періоду.

При вивченні вмісту цАМФ в сперматозоїдах опромінених тварин було показано, що концентрація цАМФ при всіх дозах опромінення частково зменшується на 7 добу. В подальшому при дозі в 0,5 Гр відбувалось поступове зростання концентрації цАМФ, тоді як при дозах 1,0 та 2,0 Гр зменшення концентрації цАМФ продовжувалось до 28 доби, і лише потім концентрація внутрішньоклітинного цАМФ починала зростати (рис.4). Збільшення цАМФ сприяло зростанню рухливості та розвитку гіперактивації сперматозоїдів (див. рис.2, 3).

З метою вивчення ролі іонних насосів в розвитку променевого ураження в опромінених сперматозоїдах було вивчено дію радіації на активність Mg2+-залежних АТФаз плазмалеми. В цьому зв’язку було показано, що в сперматозоїдах тотально опромінених щурів в дозі 0,5 Гр активність К ,№ -АТФази на 7-му добу зростала, а потім різко зменшувалась за межі початкового рівня на 28-му добу післярадіаційного періоду. На 60-ту добу К,Ка-АТФазна активність знову підвищувалась (табл.1). Для Са2-АТФази встановлено максимальне зростання на 14-ту добу після опромінення, після чого ферментативна активність дещо зменшувалась, але була трохи вище за початкову.

При дозі в 1,0 Гр коливання К+,Ка-АТФазної активності стають більш вираженими (табл.1). Для Са2-АТФази при дозі в 1,0 Гр зафіксовано появу максимального зростання на 7-му добу.

При дозі в 2 Гр на кривій К+,Ка -АТФазної активності перший пік на 7 добу майже зникає, мінімальне значення активності досягалось на 28 добу, а на 60 добу активність знову трохи зростала. Са2-АТФазна активність при дозі в 2,0 Гр проявляє коливальну тенденцію з максимумом на 7 добу та мінімумом на 35 добу.

Як відомо, іон-транспортні АТФази

контролюють перенос іонів К+, №+, Са2+ та Mg2+ через плазматичні та мітохондріальні мембрани. В умовах пригнічення активності Са2-АТФази збільшується вхід кальцію у клітини, що, як правило, поєднується з активацією аденілатциклази плазмалеми. В результаті відбувається синтез ендогенного цАМФ. В наших дослідженнях гіперактивація сперматозоїдів сполучалась зі зростанням внутрішнього цАМФ та частковим пригніченням Са2-АТФази.

Одночасно з пригніченням активності Са2 -АТФази відбувалося зростання активності К,Ка-АТФази, що у значній мірі пов’ язано з активацією механізмів зворотного зв’язку щодо протидії виникненню на плазматичній мембрані потенціалу пробою та втраті плазмалемою її напівпроникності.

ВИСНОВКИ

Проведеними дослідженнями було показано, що тотальне опромінення тварин гамма-променями в діапазоні доз 0,5-2,0 Гр призводить до появи зворотних змін в функціональних характеристиках сперматозоїдів в післярадіаційний період, причому при дозі 0,5 Гр початкове пригнічення досліджуваних параметрів, а саме рухливості, концентрації сперматозоїдів та чисельності гіперактивованих сперматозоїдів, згодом, у більш пізні терміни післярадіаційного періоду змінювалось їх статистично достовірним зростанням за межі контрольних значень. При дозі в 1,0 Гр відбувалась поступова нормалізація цих параметрів, тоді як при дозі в 2,0 Гр залишкові негативні ефекти все одно зберігались.

Отримані результати дають підстави стверджувати про перебіг відновлювальних процесів в сперматогенному епітелії опромінених тварин, що сприяє як здійсненню позитивної репопуляції в сім’яниках, так і елімінації дефектних статевих клітин.

Крім того, встановлено, що гіперактивація сперматозоїдів тварин, тотально опромінених в дозах 0,5; 1,0 та 2,0 Гр, мала місце в умовах різкого зростання внутрішнього пулу цАМФ, зменшення ферментативної активності Са2-АТФази при одночасному зростанні активності К,Ка-АТФази. Виявлені зміни в активності іон-транспортних АТФаз сперматозоїдів поступово нормалізувались через 60 діб після опромінення.

Література

1. Lin Y., Mahan K., Lathrop W., Miles D., Primakoff P.. A hyaluronidase activity of the sperrn plasrna rnernbrane protein PH-2G enables sperrn to penetrate the curnulus cell layer surrounding the egg // J. Cell Biol. - 1994. -Vol.125. - P. 1157-1163.

2. Bleil J., Wassarman P. Sperrn-egg interactions in the rnouse: Sequence of events and induction of the acrosorne reaction by a zona pellucida glycoprotein // Dev. Biol. - Ш3. - Vol. 95. - P. 317-324.

3. Myles D., Hyatt H., Primakoff P. Binding of both acrosorne-intact and acrosorne-reacted guinea pig sperrn to the zona pellucida during in vitro fertilization // Dev. Biol. - 19S7. - Vol.121. - P. 559 - 567.

4. Okada S., Ono T. Cornparison of radiosensitivities of DNA rnolecules in situ in sperшatogоniuш, sperrnatid and sperrnatozoon-rich populations of rnouse testis in situ // Mutat. Res. - 1977. - Vol. 46, № 2. - Р. 145-154.

5. Huang T., Fleming A., Yanagimachi R. Only acrosorne-reacted sperrnatozoa can bind to and penetrate zona pellucida: a study of the guinea pig // J. Exper. Zool. -19S1. - Vol.217. - P. 2S7-29G.

6. Myles D. Molecular rnechanisrns of sperrn-egg rnernbrane binding and fusion in rnarnrnals // Dev. Biol.

- 1993 - Vol. 15S. - P. 35-45.

7. Myles D., Primakoff P. Why did the sperrn cross the curnulus? To get to the oocyte. Functions of the sperrn surface protein PH-2G and fertilin in arriving at, and fusing with, the egg // Biol. of Reprod. - 1997. - Vol.56.

- P. 32G-327.

S. Pinon-Lataillade G., Velez de la Calle J.F., Viguier-Martines M.C., Gamier D.H., Jegou B., Follot R., Mass J. Influence of gem cells upon Sertoli cells during continuous low-dose rate gaшшa-irradiation of adult rats // Mol.Cell.Endocrinol. -19SS - Vol.5S, No 1. - P.51-63

9. Cai L., Jiang J., Wang B., Yao H., Wang X. Induction of an adaptive response to dorninant lethality and to chrornosorne darnage of rnouse gem cells by low dose radiation // Mutat.Res. -1993 - Vol.3G3, No4. - P.157-161

Ю. Шведов В.Л. Влияние сочетанного, радиационного и химического поражения крыс на их функцию размножения // Радиобиология. - 199G. - T.3G, №1. -С.Ш3-Ш6.

11. Pinon-Lataillade G. Viguier-Martines M.C., Touzalin A.M., Maos J., Jegou B. Effect of an acute exposure of rat testes to garnrna rays on gem cells and on Sertoli and Leydig cell functions // Reprod.Nutr.Dev. -1991 -Vol.31, N 6. - P.617-627

12. White R,D., Aitken R.J. Relationship between calciurn, cyclic AMP, ATP and intracellular pH and the capacity of harnster sperrnatozoa to express hyperactivated rnotility // Garnete Research. - 19S9. - Vol. 22. -P. 163-177.

13. Болдырев А.А. Введение в биомембранологию. - M.: Изд-во Mосковского ун-та, 199G. - 2G7 с.

14. Lowry Q.H., Rosebrough N.I., Farr A.L., Randall R.I. Protein rneasurernent with the Folin phenol reagent // J. Biol. Chern. - 1951. - Vol. 193. - P. 265-275.

15. Chijsen W.E., De Jong M.D., Van Os C.H. Dissociation between Ca2+-ATPase and alcaline phosphatase

activities in plasma membranes of rat doudem // Biochem. et Biophis. Acta. - 1980. - Vol. 599, № 2. -P. 538-551.

16. Антонечко Т.С. Біологічна хімія. - К.: Вища школа, 1977. - 354 с.

17. Aitken R., Mattei A., Irvine S. Paradoxical stirnulation of hurnan sperrn rnotility by 2-deoxyadenosine // J. Reprod. Fert. - Ш6. - V.7S. - P. 515-527

1S. Рокицкий П. Ф. Биологическая статистика. - Mинск: Вища школа, 1973. - 32G с.

ВЛИЯНИЕ ТОТАЛЬНОГО ГАММА-ОБЛУЧЕНИЯ ЖИВОТНЫХ НА ФУНКЦИОНАЛЬНЫЕ

ХАРАКТЕРИСТИКИ СПЕРМАТОЗОИДОВ

Пушкаренко В^., Петрова ОХ., Ватлицов Д.В., Андрейченко К.С., Клепко АЛ., Андрейченко СЛ.

В настоящей работе представлены результаты экспериментальных исследований влияния тотального облучения крыс в диапазоне доз 0,5-2,0 Гр на изменения функциональных характеристик их сперматозоидов в разные сроки после облучения. Выявленные корреляции способствуют углублению нашего понимания относительно протекания биохимических и физиологических процессов в радиационно измененных сперматозоидах на предшествующем фертилизации этапе.

Ключевые слова: сперматозоиды, подвижность, гиперактивация, цАМФ, АТФазы, гамма-облучение.

INFLUENCE OF ANIMAL TOTAL IRRADIATION ON THE FUNCTIONAL CHARACTERISTICS OF SPERMATOZOA

Pushkarenko V.M., Petrova O.S., Vatlitsov D.V., Andreichenko K.S., Klepko A.V., Andreychenko S.V.

The present research deals with the investigation of post-irradiation effects of gamma-rays on rat spermatozoa. For this purpose animals were irradiated by the doses 0,5; 1,0 and 2,0 Gy, respectively. Afterwards the functional characteristics of rat spermatozoa in the post-irradiation period up to 80 days were studied. The dose dependent correlations revealed are to be useful for further deepening of our knowledge concerning the regulation and proceeding of biochemical and physiological processes in the radiation modified spermatozoa on the preparatory to the fertilization stage.

Key words: spermatozoa, motility, hyperactivation, cyclic AMP, ATP-ases, ionizing radiation.