CC BY
66
СЕЛЬСКОХОЗЯЙСТВЕННАЯ БИОЛОГИЯ, 2009, № 3
ДНК-технологии в генетике и селекции
УДК 635.64:631.522/. 524:576.354.4
ВЛИЯНИЕ ТРАНСГЕНОВ НА МЕЙОТИЧЕСКУЮ РЕКОМБИНАЦИЮ У ВЫСШИХ ЭУКАРИОТ, НА ПРИМЕРЕ РАСТЕНИЙ ТОМАТА*
З.Р. ЮНУСОВ1, А.А. СОЛОВЬЕВ2, С.Н. МИХАЙЛЕНКО1,
Р.А. КОМАХИН3, А.А. ЖУЧЕНКО4
Приводятся экспериментальные данные о влияние трансгенов (Д?-элемент кукурузы и ген R480) на прохождение некоторых стадий мейоза у гибридов Fj томата и частоту мейотиче-ской рекомбинации (rf) в их потомстве. На основании собственных результатов и литературных данных предлагается и обосновывается механизм локального влияния трансгенов на кроссинговер между сцепленными генами.
Ключевые слова: томаты, мейотическая рекомбинация, мейоз, трансгены.
Key words: tomato, meiolic recombination, meiosis, transgenes.
Рекомбинация — фундаментальный процесс, который присущ всем клеточным формам жизни. В клетках существует несколько ферментативных систем, обеспечивающих различные пути рекомбинации ДНК. Одним из них является гомологичная генетическая рекомбинация, механизм функционирования которой основан на репарации двунитевых разрывов ДНК с использованием в качестве матрицы гомологичной молекулы ДНК. У прокариот и в соматических клетках эукариот гомологичная рекомбинация обязательна для нормальной репликации и перезапуска поврежденных репликативных вилок (1, 2).
В мейозе гомологичная генетическая рекомбинация необходима для правильной сегрегации хромосом и создания новых гаплотипов (3-5). Наряду с кроссинговером мейотическая рекомбинация обеспечивается «перетасовкой» отдельных хромосом. Кроссинговер и «перетасовка» хромосом — главные генераторы образования преобладающей части адаптивно значимых генотипов в расщепляющихся поколениях у высших эукариот (4). Практически все сорта сельскохозяйственных растений и породы животных, а также значительная часть полезных штаммов микроорганизмов созданы с использованием рекомбинации.
Однако известно, что в профазе I мейоза распределение кроссоверных событий между гомологичными хромосомами неслучайно и носит неравномерный характер, сохраняя недоступные для кроссинговера зоны (4, 6-8). Между тем включение в кроссоверный обмен вышеназванных «молчащих» участков может повысить эффективность селекционных методов за счет изменения спектра и частоты мейотической рекомбинации (rf) между сцепленными генами (4, 6). Последнее обстоятельство особенно важно при интрогрессивной гибридизации, ставящей своей целью перенос генов хозяйственно ценных признаков из генома дикорастущих видов в геном культурных растений.
Механизмы, контролирующие распределение кроссоверных событий и частоту мейотической рекомбинации, представляют большой интерес уже в течение многих десятилетий. Были найдены корреляции между частотой рекомбинации и структурой хромосомы (размер хромосомы, размер плеча, расстояние от центромеры или теломеры и т.д.) или особенно-
* Работа выполнена при частичной финансовой поддержке грантов РФФИ № 06-04-08097-офи и № 08-04-13596-офи_ц.
52
стями ДНК (содержание GC, CpG, наличие повторов, транспозонов и т.д.). Однако в большинстве случаев эти ассоциации специфичны только для определенных организмов (9-11). Из литературы известно, что повышенная частота рекомбинации наблюдается в областях с высоким содержанием генов и рядом с теломерами, в то же время всем растениям свойственно уменьшение частоты рекомбинации вблизи центромер, но в различной степени (8). У пшеницы, кукурузы, ячменя, риса и томата рекомбинация увеличивается с увеличением расстояния от центромер (12-17).
Существует достаточно много экзо- и эндогенных факторов, оказывающих влияние на частоту и спектр рекомбинации у различных организмов. Начало изучению влияния внешних факторов на рекомбинацию было положено работами H.H. Plough о зависимости частоты кроссинговера от температуры (6). В последующие десятилетия оценка изменения частоты и спектра кроссинговера в ответ на внешние воздействия (температура, излучения, химические агенты) оставалась едва ли не единственным подходом для изучения рекомбинации, в том числе мейотической, у высших организмов (4, 6). Однако применение излучений и химических веществ для индукции рекомбинации имеет ограничения, связанные с неконтролируемым возникновением мутаций. Поэтому работы по изучению и индукции рекомбинации являются актуальными в наши дни и проводятся с использованием современных молекулярно-биологических методов, в том числе с использованием трансгенных организмов (18-20).
В работе Yong-Li Xiao показано, что инсерция Ас-элемента транс-позона может индуцировать рекомбинацию между двумя высокогомологичными последовательностями, фланкирующими ген pi у кукурузы (21).
G. Ries с коллегами продемонстрировано, что в соматических клетках растений гомологичная рекомбинация необходима для поддержания стабильности и целостности генома и устранения повреждений ДНК, которые вызывает ультрафиолетовое облучение (22).
В исследованиях J. Tovar и C. Lichtenstein установлено, что частоты спонтанной митотической и мейотической рекомбинации между селективными генами (трансгенами) в трансгенных растениях табака сравнимы и составляют 10-6 событий на геном (23).
J. Molinier с коллегами изучали мейотическую рекомбинацию в трансгенных растениях арабидопсиса с использованием репортерных генов люциферазы и глюкоронидазы. Линии трансгенных растений различались по частоте рекомбинации, давая основание полагать, что rf зависит от места интеграции трансгена, кроме того, частота рекомбинации в гомозиготных по трансгену растениях более чем в 2 раза выше, чем в гемизиготных (24).
В исследованиях M.D. Yandeau-Nelson показано, что при активации транспозона Mu, находящегося в гене а1 кукурузы, частота образования кроссоверов в этом локусе возрастает в четыре раза (7).
Таким образом, предпринимаются многочисленные попытки выяснить механизмы, изменяющие частоту гомологичной рекомбинации у эукариот. Однако практически ни в одной из проанализированных работ не оценивалось влияние гетерологичного гена (трансгена) на кроссинговер (rf) между генами, расположенными в одной хромосоме.
Цель нашего исследования состояла в том, чтобы оценить влияние трансгенов, а именно ^s-элемента кукурузы и гена R480, придающего устойчивость к TSWV, на частоту мейотической рекомбинации (rf) между сцепленными маркерными генами у растений томата.
Методика. В качестве родительских форм были использованы растения томата сорта Money maker, трансгенной линии Money maker tds-
53
10 с Ду-элементом кукурузы в 4-й хромосоме (любезно предоставлена Дж. Джонсом, The Sainbury laboratory, John Centre, Norwich NR4 7UH, United Kingdom), трансгенной линии R 480, устойчивой к вирусу бронзовой пятнистости томата TSWV (любезно предоставлена А. Атанасовым, Болгария), маркерных линий с рецессивными генами Mo 628 и Мо 755 из коллекции лаборатории (табл. 1).
1. Линии томата, использованные в работе
Образец Маркеры Хромосома, локус
Money maker Дикий тип
Money maker tds-10 Дикий тип
Ду-элемент 4-я
Мо 628 ful — листья желтые в точках роста 4-я, 24
e — искривленная центральная жилка листа 4-я, 66
hl — отсутствие опушения 11-я, 48
a — отсутствие антоциана 11-я, 68
F1 Money maker x Mo 628 Ful ful 4-я, 24
E e 4-я, 66
Hl hl 11-я, 48
A a 11-я, 68
F1 Money maker tds-10 x Mo 628 Ду-элемент 4-я
Ful ful 4-я, 24
E e 4-я, 66
Hl hl 11-я, 48
A a 11-я, 68
F1 R 480* x Mo 628 R480 Ful ful E e Hl hl A a
Mo 755 аа — отсутствие антоциана 2-я, 50
d — карликовость 2-я, 70
wv — желтая точка роста 2-я, 41
F1 Money maker tds-10 x Mo 755 Ду-элемент 4-я
Aa аа 2-я, 50
Д d 2-я, 70
Wv wv 2-я, 41
F1 R 480* x Mo 755 R480
Aa аа 2-я, 50
Д d 2-я, 70
Wv wv 2-я, 41
R 480* Дикий тип
* Локализация трансгена не определена.
Растения выращивали рассадным способом в открытом грунте, где и проводили скрещивания. Генетический анализ расщепления признаков в F2 проводили в условиях защищенного грунта в лизиметрах.
Цитологические исследования проводили согласно В.А. Пухаль-скому (25).
Гибридологический анализ и расчет частоты мейотической рекомбинации проводили согласно Н.Н. Орловой (26).
Результаты. Для изучения влияния трансгенов на частоту мейотической рекомбинации необходимо получить гибриды F1 от скрещивания трансгенных и маркерных форм томата. Для этого растения томата сорта Money maker, трансгенных линий Money maker tds-10 и R 480 скрещивались с маркерными формами Мо 628 и Мо 755. В результате было реализовано 24 комбинации скрещивания и получены гибриды F1.
Для изучения влияния трансгенов на прохождение некоторых этапов мейоза в пыльниках была осуществлена фиксация бутонов у маркерных линий, трансгенных форм и гибридов F1 томатов.
Ц и т о л о г и ч е с к и й а н а л и з н е к о т о р ы х э т а п о в м е й о з а. В мейозе можно выделить этап, который связан с образованием хиазм. Принято считать, что хиазмы — это цитологическое следствие кроссинговера, морфологически отражающее обмен участками между гомологичными хромосомами. Хиазмы точно соответствуют физическим пе-
54
рестройкам несестринских хроматид и образуются только в тех бивалентах, где перед этим формируется синаптонемный комплекс (6). Распределение хиазм по хромосомам и их частота (среднее число хиазм на бивалент или ядро) могут быть различны. Цитологическое исследование частоты хиазм в мейотических бивалентах с целью оценки рекомбинационных параметров генома имеет ряд преимуществ перед классическим генетическим анализом, поскольку позволяет учитывать все рекомбинационные обмены.
Между образцами Money maker tds-10, R 480 и гибридами F1, полученными с их участием, не обнаружено достоверных различий по общей частоте хиазм на клетку. Установлено, что общая частота хиазм на клетку — признак слабо варьирующий (Cv 8-20 %) и практически определяется частотой только дистальных хиазм.
Анализ материнских клеток пыльцы на стадии диакинеза—метафазы I показал, что большинство клеток у трансгенной формы Money maker tds-10 и гибрида Fx, полученного с ее участием, имело бивалентную конъюгацию хромосом (табл. 2).
2. Анализ нарушений в диакинезе у некоторых форм томата
Доля клеток с хромосомными ассоциациями
Образец 12 закрытых бивалентов 11 закрытых и 1 открытый бивалент 11 закрытых бивалентов и 2 унивалента 10 закрытых бивалентов, 1 тривалент и 1 унивалент Всего, доля/шт.
Money maker 0,967 0,027 0,006 0 1/629
Мс 628 0,960 0,032 0,008 0 1/248
Money maker tds-10 0,933 0,045 0,022 0 1/312
Money maker tds-10 х Mo 628 0,942 0,036 0,014 0,008 1/361
Money maker х Mo 628 0,962 0,031 0,007 0 1/286
Сорт Money maker и маркерная линия Mo 628, а также гибрид Fx Money maker х Mo 628 имеют более высокую долю клеток со всеми закрытыми бивалентами в сравнении с трансгенной формой Money maker tds-10 и гибридом Fx Money maker tds-10 х Mo 628. Кроме того, у Money maker tds-10 и ее гибрида оказалась наивысшей среди всех изученных форм доля клеток с унивалентами — соответственно 0,022 и 0,014 по сравнению с 0,006 у Money maker, 0,008 у Mo 628 и 0,007 у F1 Money maker х Mo 628.
Попарное сравнение долей клеток с общим числом нарушений в диакинезе по методу Фишера, с помощью которого можно сравнивать доли как из больших, так и из малых выборок, причем с одной и той же точностью, показало достоверные отличия образца Money maker tds-10 от сорта Money maker (табл. 3).
3. Критерии Фишера и Стьюдента при оценке общего числа нарушений в диакинезе у изученных образцов томата попарно
Образец Money maker Mo 628 Money maker tds-10 Money maker tds-10 x Mo 628 Money maker x Mo 628
Money maker t1 = 0,51 t1 = 2,29 t1 = 1,83 t1 = 0,38
Mo 628 F1 = 0,26 t1 = 1,42 t1 = 1,01 t1 = 0,13
Money maker tds-10 F1 = 5,27 F1 = 2,02 t1 = 0,49 t1 = 1,61
Money maker tds-10 x Mo 628 F1 = 3,36 F1 = 1,01 F1 = 0,24 t1 = 1,19
Money maker x Mo 628 F1=0,14 F1=0,02 F1=2,6 F1=1,41
Можно предположить, что данные различия обусловливаются наличием Пх-элемента у образца Money maker tds-10.
При изучении анафазы I установлено увеличение доли нарушений у Money maker tds-10 (0,113) по сравнению с гибридом F1 Money maker tds-10 х Мо 628 (0,046), вторым родителем Mo 628 (0,052) и остальными формами Money maker (0,009) и F1 Money maker х Мо 628 (0,007). Возможно, повышенное число клеток с аномальным расхождением хромосом
55
у Money maker tds-10 также связано с влиянием Ds-элемента на прохождение анафазы I. Сходные результаты получены и при анализе анафазы II мейоза, а именно только образцы Money maker tds-10 и Money maker tds-10 x Мо 628 имели соответственно 0,057 и 0,013 клеток с нарушениями.
Однако все отклонения, которые были обнаружены в ходе цитологических исследований, не отражались на фертильности пыльцы у родительских форм и гибридов томатов.
Г и б р и д о л о г и ч е с к и й а н а л и з. При сцепленном наследовании генов характер расщепления в F2 зависит от многих факторов: от расстояния между генами, от частоты кроссинговера в микро- и макроспо-роцитах, от типа гетерозиготы, от наличия в генотипе перестроек хромосом и специфических мутаций, от внешних условий — температуры, облучения и т.д. Мы предположили, что трансгены тоже могут оказывать влияние на этот процесс. Поэтому цитологический анализ мейоза был совмещен с гибридологическим анализом расщепления в потомстве гибридов F1.
В некоторых популяциях F2 анализ фенотипических маркерных признаков выявил отклонение их наследования от ожидаемого (3:1), так как экспериментальные значения х2 были больше теоретического при P = 95 % (табл. 4).
4. Расщепления по отдельным признакам в потомстве гибридов Fi томата
Вариант Число растений в F2 Маркеры Ожидаемое расщепление х2
F1 Money maker tds-10 х Mo 755 747 Wv wv 0,61
Aa aa 33,26
D d 3,38
Fi R 480 х Mo 755 615 Wv wv 3,38
Aa aa 14,05
D d 3,12
F1 Money maker tds-10 х Mo 628 626 Ful ful 3,53
E e 3 1 1,50
Hl hl 56,59
A a 8,45
F1 R 480 х Mo 628 627 Ful ful 1,08
E e 0,60
Hl hl 41,38
A a 5,22
П р и м е ч а н и е. Теоретически ожидаемый х2 = 3,84.
Чаще всего нарушения нормального менделевского расщепления отмечаются при отдаленной гибридизации (27-31). При внутривидовых скрещиваниях отклонения в расщеплении могут быть связаны с комплексом причин, включающим пенетрантность, мейотический драйф, элиминацию части гамет и др. (6). Несоответствия, которые выявились в наших исследованиях, скорее всего, связаны с неполной пенетрантностью используемых в качестве маркеров фенотипических признаков. Эти маркерные признаки были исключены из дальнейших исследований.
Установлено, что частота мейотической рекомбинации (rf) между маркерами wv и d 2-й хромосомы отличалась от значений генетической карты, что может быть объяснено погодными условиями года, но не между вариантами (рис. 1).
При анализе rf в сегменте «е-ful» (4-я хромосома) показано, что частота мейотической рекомбинации в потомстве гибридов, полученных от скрещивания с трансгенными образцами Money maker tds-10 и R 480, достоверно различалась между вариантами (соответственно 13 и 1 %) и была существенно ниже значений генетической карты (42 %) (рис. 2).
Таким образом, наличие трансгенов может оказывать влияние на частоту мейотической рекомбинации (rf), при этом их действие может быть хромосомоспецифично.
Каков же механизм их влияния? Современная концепция мейоза
56
предполагает, что в начале лептонемы мейотическая рекомбинация инициируется созданием двунитевых разрывов ДНК в особых участках, получивших название «горячих» точек (hot spots или hotspots). Выдвинут ряд гипотез, согласно которым возникновение и распределение «горячих» точек в мейозе не случайно и имеет свои закономерности (3, 4, 6-8). Современную молекулярную основу этих гипотез составляют экспериментальные данные, полученные на дрожжах — низших эукариотах, поскольку доступные методы картирования «горячих» точек у растений пока разработаны недостаточно (7). Считается, что основные этапы мейотической рекомбинации растений и дрожжей сходны (3, 32, 33).
Рис. 1. Частота мейотической рекомбинации (rf) в сегменте «wv-d» 2-й хромосомы: а — Money maker tds-10 х Mo 755, б — R 480 х Mo 755, в — генетическая карта.
Рис. 2. Частота мейотической рекомбинации (rf) в сегменте «е-ful» 4-й хромосомы: а — R
480 х Мо 628, б — Money maker tds-10 х Mo 628, в — генетическая карта.
У дрожжей «горячие» точки рекомбинации представляют собой участки хромосом протяженностью около 2 т.п.н., приуроченные к межгенным районам или промоторам, а их распределение зависит от структуры хроматина, степени ацетилирования гистонов или действия факторов, ремоделирующих хроматин (34, 35). У Schizosaccharomyces pombe «горячие» точки рекомбинации колокализованы с локусами, с которых экспрессируются некодирующие РНК (36). Косвенными методами удалось установить «горячие» точки мейотической рекомбинации у растений риса, кукурузы и арабидопсиса (8). Они представляют собой межгенные некодирующие участки хромосом протяженностью несколько тысяч пар нуклеотидов, в которых частота инициации мейотической рекомбинации в несколько раз выше, чем в окружающих локусах. У арабидопсиса идентифицированы участки протяженностью не более 5 т.п.н., уровень мейотиче-ской рекомбинации в которых в 5 раз выше, чем в целом по хромосомам (8). Соседние «горячие» точки конкурируют между собой. Так, формирование новой «горячей» точки вблизи уже существующей уменьшает частоту создания двунитевых разрывов ДНК (следовательно, и кроссинговера) в обеих. И наоборот, разрушение «горячей» точки стимулирует активность близлежащих точек (37, 38).
Нами установлено, что в сегменте «е-ful» 4-й хромосомы частота мейотической рекомбинации в потомстве гибридов, полученных с использованием трансгенных форм томата Money maker tds-10 и R 480, различалась между вариантами и была значительно меньше ожидаемой по генетической карте (см. рис. 2). Основываясь на данных литературы, можно предположить, что у Money maker tds-10 единичная инсерция ^s-элемента могла привести к некоторому перераспределению точек инициации кроссинговера в хромосоме 4 томата и, следовательно, повлиять на rf в сегменте «е-ful» у гибрида Money maker tds-10 х Mo 628.
У формы R 480 локализация и копийность трансгена R480 неиз-
57
вестна. Полученные нами результаты дают основание считать, что ген R480 (возможно, одна из его копий) также локализован в 4-й хромосоме томата. Поскольку рекомбинация в сегменте «е-ful» у гибрида Fi R 480 х Mo 628 практически отсутствует, то есть «е-ful» наследуется как один локус, можно предположить, что инсерция гена R480 привела к повреждению точки инициации кроссинговера между маркерами е и ful (см. рис. 2). Однако для детальной проверки этого экспериментального факта необходимо провести дополнительные исследования rf в других сегментах 4-й хромосомы томата.
Итак, Ds-элемент кукурузы, локализованный в 4-й хромосоме томата, может приводить к отклонениям на различных стадиях мейоза. Однако характер нарушений не оказывает существенного влияния на фертильность пыльцы у родительских форм и гибридов. Наши экспериментальные данные по изучению мейотической рекомбинации (rf) дают основание утверждать, что интеграция трансгена (Ds-элемент, R480) в геном растений может приводить к локальному изменению частоты мейотиче-ской рекомбинации между маркерными генами, расположенными в одной хромосоме. Следовательно, применение в скрещиваниях трансгенных форм томата позволит изменить гетерогенность в расщепляющемся потомстве гибридов.
Л И Т Е Р А Т У Р А
1. F l o r e s - R o z a s H., K o l o d n e r R.D. Links between replication, recombination and genome instability in eukaryotes. Trends Biochem. Sci., 2000, 4: 196-200.
2. C o x M.M. Recombinational DNA repair of damaged replication forks in Escherichia coli. Ann. Rev. Genet., 2001, 35: 53-82.
3. P u c h t a H.B.D., H o h n B. Two different but related mechanisms are used in plants for the repair of genomic doublestrand breaks by homologous recombination. PNAS, 1996, 93: 5055-5060.
4. Ж у ч е н к о А.А. Адаптивная система селекции растений (эколого-генетические основы). Т. I, II. М., 2001: 780, 1490.
5. Б о г д а н о в Ю.Ф., К о л о м и е ц О.Л. Синаптонемный комплекс — индикатор динамики мейоза и изменчивости хромосом. М., 2007.
6. Ж у ч е н к о А.А., К о р о л ь А.Б. Рекомбинация в эволюции и селекции М., 1985: 400.
7. Y a n d e a u - N e l s o n M.D., Q i n g Z h o u, H o n g Y a o e.a. MuDR transposase increases the frequency of meiotic crossovers in the vicinity of a Mu insertion in the maize a1 gene. Genetics, 2005, 169: 917-929.
8. M e z a r d С. Meiotic recombination hotspots in plants. Biochem. Soc. Transact., 2006, 34: 531-534.
9. W r i g h t S.I., A g r a w a l N., B u r e a u T.E. Effects of recombination rate and gene density on transposable element distributions in Arabidopsis thaliana. Genome Res., 2003, 13: 1897-1903.
10. J e n s e n - S e a m a n M.I., F u r e y T.S., P a y s e u r B.A. e.a. Comparative recombination rates in the rat, mouse, and human genomes. Genome Res., 2004, 14: 528-538.
11. M a r a i s G., C h a r l e s w o r t h B., W r i g h t S.I. Recombination and base composition: the case of the highly self-fertilizing plant Arabidopsis thaliana. Genome Biol., 2004, 5: 45.
12. L u k a s z e w s k i A.J., C u r t i s C.A. The cytogenetics and molecular characteristics of a translocated chromosome 1AS.1AL-1DL with a Glu-D1 locus in durum wheat. Theor. Appl. Genet., 1993, 86: 121-127.
13. S t e p h a n W., L a n g l e y C.H. DNA polymorphism in lycopersicon and crossing-over per physical length. Genetics, 1998, 150: 1585-1593.
14. K u n z e l G., K o r z u n L., M e i s t e r A. Cytologically integrated physical restriction fragment length polymorphism maps for the barley genome based on translocation breakpoints. Genetics, 2000, 154: 397-412.
15. A k h u n o v E.D., G o o d y e a r A.W., G e n g S. e.a. The organization and rate of evolution of wheat genomes are correlated with recombination rates along chromosome arms. Genome Res., 2003, 13: 753-763.
16. W u J., M i z u n o H., H a y a s h i - T s u g a n e M. e.a. Physical maps and recombination frequency of six rice chromosomes. Plant J., 2003, 36: 720-730.
17. A n d e r s o n L.K., S a l a m e h N., B a s s H.W. e.a. Integrating genetic linkage maps with pachytene chromosome structure in maize. Genetics, 2004, 166: 1923-1933.
18. N e k r a s o v a A.V., S h a k h b a z o v V.G. Characteristics of recombination of heterosis hy-
58
brids of Drosophila melanogaster in high temperature conditions. Genetika, 1990, 26(5): 879-885.
19. L e b e l E.G., M a s s o n J., B o g u c k i A. e.a. Stress-induced intrachromosomal recombination in plant somatic cells. PNAS, 1993, 90(2): 422-426.
20. M a t s u o k a A., L u n d i n C., J o h a n s s o n F. e.a. Correlation of sister chromatid exchange formation through homologous recombination with ribonucleotide reductase inhibition. Mutat Res., 2004, 547(1, 2): 101-107.
21. Y o n g - L i X i a o, X i a n g g a n L i, P e t e r s o n T. Ac insertion site affects the frequency of transposon-induced homologous recombination at the maize pi locus. Genetics, 2000, 156: 2007-2017.
22. R i e s G., H e l l e r W., P u c h t a H. e.a. Elevated UV-B radiation reduces genome stability in plants. Nature, 2000, 406: 98-101.
23. T o v a r J., L i c h t e n s t e i n C. Somatic and meiotic chromosomal recombination between inverted duplications in transgenic tobacco plants. The Plant Cell, 1992, 4: 319-332.
24. M o l i n i e r J., R i e s G., B o n h o e f f e r S. e.a. Interchromatid and interhomolog recombination in Arabidopsis thaliana. The Plant Cell, 2004, 16: 342-352.
25. П у х а л ь с к и й В.А., С о л о в ь е в А.А., Ю р ц е в В.Н. Цитология и цитогенетика растений. М., 2004: 118.
26. О р л о в а Н.Н. Генетический анализ. М., 1991.
27. M a t h e r K. Species crosses in Antirrhinum. I. Genetic isolation of the species Majus, Gluti-nosum and Orontium. Heredity, 1947, 1: 175-186.
28. R o g e r s J.C. The inheritance of fotoperiodic response and tillering in maize-teosinte hybrids. Genetics, 1950, 35: 513-540.
29. R i c k C.M. Differential zygotic lethality in a tomato species hybrid. Genetics, 1963, 48(11): 1497-1507.
30. R i c k C.M. Controlled introgression of chromosomes of Solanum pennellii into Lycopersicon esculentum: segregation and recombination. Genetics, 1969, 62(4): 753-768.
31. R i c k C.M. Further studies on segregation and recombination in backcross derivatives of a tomato species hybrid. Biol. Zbl. Bl., 1972, 91(2): 209-220.
32. X u X., H s i a A.P., Z h a n g L. e.a. Meiotic recombination break points resolve at high rates at the 5'-end of a maize coding sequence. The Plant Cell, 1995, 7: 2151-2161.
33. P u c h t a H., H o h n B. From centiMorgans to base pairs: homologous recombination in plants. Trends Genet., 1996, 1: 340-348.
34. B a u d a t F., N i c o l a s A. Clustering of meiotic double-strand breaks on yeast chromosome III. PNAS, 1997, 94(10): 5213-5218.
35. S a s a n u m a H., M u r a k a m i H., F u k u d a T. e.a. Meiotic association between Spo11 regulated by Rec102, Rec104 and Rec114. Nucl. Acids Res., 2007, 35(4): 1119-1133.
36. W a h l s W.P., S i e g e l E.R., D a v i d s o n M.K. Meiotic recombination hotspots of fission yeast are directed to loci that express non-coding RNA. PLoS ONE., 2008, 3(8): 2887.
37. F a n Q.Q., X u F., W h i t e M.A. e.a. Competition between adjacent meiotic recombination hotspots in the yeast Saccharomyces cerevisiae. Genetics, 1997, 145(3): 661-670.
38. F u k u d a T., O h y a Y., O h t a K. Conditional genomic rearrangement by designed meiotic recombination using VDE (PI-SceI) in yeast. Mol. Genet. Genomics, 2007, 278(4): 467-478.
1ГНУ Всероссийский НИИ биологической защиты растений Россельхозакадемии,
350039 г. Краснодар-39;
2Российский государственный аграрный университет РГАУ—МСХА им. К.А. Тимирязева,
127550 г. Москва, ул. Тимирязевская, 49;
3ГНУ Всероссийский НИИ сельскохозяйственной биотехнологии Россельхозакадемии,
127550 г. Москва, ул. Тимирязевская, 42, e-mail: recombination@iab.ac.ru;
4Российская академия сельскохозяйственных наук,
117218 ГСП-7, г. Москва, ул. Кржижановского. 15, корп. 2
EFFECT OF TRANSGENES ON MEIOTIC RECOMBINATION IN HIGHER EUCARYOTES BY THE EXAMPLE OF TOMATO
Z.R. Yunusov1, A.A. Solov'ev2, S.N. Mikhailenko1, R.A. Komakhin3, A.A. Zhuchenko4
S u m m a r y
The experimental data are presented about effect of transgenes, maize Ds-element and
R480 gene, on some stages of meiosis in F1 tomato plants and the frequency of meiotic recombination (rf) in their progeny. On the basis of own results and the data of literature the authors suggest
and give prove the mechanism of transgenes local effect on crossingover between linked genes.
Поступила в редакцию 14 апреля 2009 года
59
