CC BY
40
ПЕРЕДОВАЯ СТАТЬЯ
УДК 612.013.1^612.67
ВЛИЯНИЕ СТАРЕНИЯ НА НЕКОТОРЫЕ КЛЮЧЕВЫЕ ЭТАПЫ ЭНЕРГЕТИЧЕСКОГО ОБМЕНА КАРДИОМИОЦИТОВ
Е.И. Асташкин*, М.Г. Глезер**
Московская медицинская академия им. И.М. Сеченова
Ключевые слова: энергетический обмен, старение, кардиомиоциты Kew words: energy metabolism, cardiomyochity, cardiovascular aging
Изучение влияния старения на сердце представляет особый интерес и связано это, прежде всего, с тем, что, с одной стороны, сердце является мышечным насосом, выполняющим огром-
* Асташкин Евгений Иванович, д-р биологических наук, профессор, зав. Лабораторией экстремальных состояний, тел.: (495) 622-96-01.
** Глезер Мария Генриховна, д-р мед. наук, профессор, ГКБ № 59.
ную механическую работу по перекачиванию крови, а с другой — топливным элементом, в котором, как в печи, при наличии достаточного количества кислорода происходят «сгорание» энергетических субстратов и образование адено-зинтрифосфорной кислоты (АТФ). Вследствие такой двойственности сердце подвергается сум-мации и потенцированию различных воздействий, контролирующих обе эти функции. В ре-
зультате можно ожидать ускорение износа и старения кардиомиоцитов, а также возникновение в более ранние сроки различных возрастза-висимых заболеваний.
В связи со старением популяции людей во всем мире наряду с широким распространением сердечно-сосудистых заболеваний в настоящее время зарегистрированы «новые эпидемии» — сахарного диабета типа 2 и ожирения. Нарушения функциональной активности миокарда при этих состояниях тесно связаны с нарушениями энергетического обмена в сердце. Можно предположить, что старение вносит существенный вклад в возникновение резистентности тканей к инсулину, снижение транспорта глюкозы в мышечные клетки, в том числе сердца, в нарушение динамического равновесия между депонированием длинноцепочечных жирных кислот в адипоцитах и их адекватным высвобождением. Прогресс, достигнутый в последние годы в понимании механизмов, контролирующих активность генов, продукты которых участвуют в обмене энергетических субстратов, позволил не только целенаправленно выявлять структурные изменения таких генов, наступающие вследствие их мутаций и ухудшения при старении процессов репарации ДНК, но также экспериментально доказать наличие дефектов и снижение активности факторов транскрипции (например РРЛК-а), ответственных за стимуляцию или подавление активности подобных генов. Данный материал посвящен анализу воздействия старения на некоторые ключевые этапы в окислении основных энергетических субстратов в кардиомиоцитах.
Основные положения энергетического обмена в кардиомиоцитах
Для ежедневного перекачивания 17 000 л крови и 100 000-кратного сокращения сердца требуются большие затраты энергии, которую сердце получает в результате метаболизма энергетических субстратов непосредственно в кар-диомиоцитах [31]. Энергия, выделяемая при окислении таких субстратов, трансформируется и запасается в виде аденозинтрифосфорной кислоты, которая синтезируется главным образом в митохондриях кардиомиоцитов. Об интенсивности этих процессов свидетельствует следующий факт: в сутки в сердце среднего мужчины
образуется и расходуется ее более 30 кг [11]. Около 60—70% расходуется на мышечное сокращение, а 30—40% — для работы ионных насосов, создающих и поддерживающих через клеточные мембраны градиенты ионов К+ и Са2+ [25].
В нормальных условиях в качестве энергетических субстратов для сердца выступают длин-ноцепочечные жирные кислоты (ДЦ-ЖК), глюкоза и лактат. В состоянии покоя вклад их в образование аденозинтрифосфорной кислоты составляет 60—70%, а глюкоза и лактат вносят по 15-20% [35].
Транспорт всех видов энергетических субстратов из крови в цитоплазму кардиомиоцитов через сарколемму происходит пассивно по градиенту концентрации без дополнительного расхода аденозинтрифосфорной кислоты [11,35]. Глюкоза переносится с помощью двух типов белков-переносчиков — ОЬиТ-1 и ОЬиТ-4. Основная часть ОЬиТ-4 в покое находится в цитоплазме клеток в виде мембраноограниченных везикул. В ответ на увеличение уровня глюкозы в крови образуется инсулин, который действует на специфические рецепторы в наружной мембране кардиомиоцитов и активирует инсулинза-висимый внутриклеточный ферментативный сигнальный каскад. В результате этого происходят транслокация везикул, содержащих ОЬиТ-4, из цитоплазмы к сарколемме и их слияние. Таким образом, происходит увеличение количества и активности ОЬиТ-4 в сарколемме, и скорость транспорта глюкозы в клетки повышается [40].
В цитоплазме глюкоза подвергается реакциям анаэробного гликолиза и превращается в остаток пировиноградной кислоты (пируват). В процессе гликолиза одной молекулы глюкозы образуется две молекулы АТФ. Затем пируват поступает в митохондрии, где под влиянием ключевого фермента (самого медленного фермента в последовательной цепи ферментативных реакций) окисления глюкозы — пируватдегидроге-назы (ПДГ) из него образуется ацетил-КоА — основной субстрат цикла Кребса [26]. В результате окисления пирувата в митохондриях синтезируется 36 молекул АТФ.
В транспорте лактата через сарколемму участвуют молекулы переносчики-1 (транспортер-1 монокарбоксильных кислот — МСТ-1) [16]. В физиологических условиях лактат в одну реакцию
превращается в цитоплазме в пируват, который подвергается метаболизму по выше описанному пути.
Главным энергетическим источником для сердца являются длинноцепочечные жирные кислоты. В последние годы большое внимание уделяют роли переносчиков их, локализованных в сарколемме. Полагают, что в этом сложном процессе участвуют несколько видов белков, в том числе кластер дифференцировки CD36, транслоказа жирных кислот (FAT), а также белок плазматической мембраны, связывающий жирные кислоты (FABPpm) [35].
Попав в цитоплазму, эти водонерастворимые соединения активируются и превращаются в ацил-КоА, который участвует не только в энергетическом обмене, но и во всех других типах биохимических реакций, в том числе в образовании триацилглицерина. Транспорт ацил-КоА из цитоплазмы в матрикс митохондрий осуществляется с помощью сложного механизма, получившего наименование «карнитинового челнока», в котором центральную роль играет ключевой фермент окисления длинноцепочечных жирных кислот — карнитин-пальмитоилтранс-фераза-1 (КПТ-1). Этот фермент катализирует реакцию переноса остатка жирной кислоты с ацил-КоА на карнитин. Образующийся комплекс ацил-карнитина транспортируется через внутреннюю мембрану митохондрий в матрикс в обмен на свободный карнитин, который поступает из матрикса в цитоплазму. В митохондриях происходит ресинтез ацил-КоА, который затем подвергается циклу ß-окисления и превращается в ацетил-КоА. Таким образом, из углеводов и жирных кислот в митохондриях образуется один и тот же промежуточный продукт — ацетил-КоА, который прямо тормозит активность пируватдегидрогеназы и опосредованно, превратившись в малонил-КоА, ингибирует КПТ-1. Благодаря этому происходит взаиморегуляция двух основных путей энергетического обмена — окисления глюкозы и окисления жирных кислот [25,26,35].
Следует подчеркнуть, что только окисление в митохондриях длинноцепочечных жирных кислот и метаболитов глюкозы приводит к образованию аденозинтрифосфорной кислоты, количество которой в полной мере способно удовлетворить запросы сердца в энергии [26].
На скорость окисления энергетических субстратов в клетках сердца влияют многочисленные факторы: уровень энергетических субстратов в крови (глюкозы, длинноцепочечных жирных кислот, лактата), концентрация биорегуляторов (инсулина, катехоламинов и др.), содержание кислорода, гемодинамические показатели (частота сердечных сокращений, преднагрузка, постнагрузка, коронарный поток крови); инотропный статус [25].
Важная роль в энергетическом обмене принадлежит не только эффективности работы разнообразных белков (переносчиков субстратов через биомембраны, ферментов, участвующих в гликолизе и окислительных реакциях, протекающих в митохондриях), но и уровню их экспрессии в кардиомиоците. Не менее существенное значение имеет интегральная целостность мембран клетки, в том числе митохондрий, в которых функционируют молекулы переносчики и ферменты окисления субстратов. Уровень этих белков может быть повышен или снижен, что существенно изменяет поток субстратов и регуляцию этого потока. Однако изменение экспрессии ферментов, участвующих в метаболизме энергетических субстратов, не всегда сказывается на величине потока субстратов. Этот показатель контролируется содержанием и активностью ключевых ферментов, определяющих скорость всего процесса в данном метаболическом пути.
Таким образом, даже самое поверхностное перечисление разнообразных факторов, воздействующих на энергетический обмен, показывает комплексную природу процессов окисления субстратов, сложную систему организации их компонентов, а также регуляции и взаимодействия различных путей метаболизма субстратов. В связи с этим для выяснения влияния старения на энергетический обмен целесообразно оценить ряд интегральных параметров и ответить на следующие вопросы:
1. Как изменяются с возрастом скорости потоков энергетических субстратов через основные пути их метаболизма?
2. Как влияет старение на экспрессию и активность прежде всего ключевых ферментов и белков переносчиков?
3. Каким образом старение изменяет процессы регуляции, контролирующие энергетический обмен?
Следует отметить, что не только продолжительность жизни воздействует на все эти параметры и показатели, но и разнообразные патологические состояния также существенным образом сказываются на энергетике сердца. Это затрудняет, а часто делает невозможным получение однозначных ответов на вышеприведенные вопросы, особенно у людей. По этой причине многочисленные работы были выполнены на моделях лабораторных животных. Однако результаты, полученные на лабораторных животных, не могут быть полностью перенесены на людей и их трактовка нуждается в значительной осторожности.
Влияние старения на метаболизм энергетических субстратов в кардиомиоцитах. Переход от зрелости организма (adulthood) к старению (senescence) существенным образом сказывается на функциональной активности сердца, в том числе способности к сокращению, которая снижается, а также на его морфологии (размеры камеры левого желудочка часто возрастают) [18,19,34], коронарном резерве крови [36], функциональной активности митохондрий кардиомиоцитов и на метаболизме энергетических субстратов [8,12,13,23,27].
Исследования, проведенные в двух группах людей (средний возраст 29 и 69 лет) с использованием позитронной эмиссионной томографии (PET), показали, что при старении отмечается снижение транспорта жирных кислот и торможение их окисления в митохондриях кар-диомиоцитов, при этом не происходит изменений в транспорте глюкозы в состоянии покоя [17]. При инфузии добутамина, когда максимальное потребление кислорода (MVq2 ) возрастало, и у молодых, и пожилых людей наблюдалось увеличение поглощения жирных кислот в миокарде. Однако только у молодых людей происходило увеличение транспорта глюкозы, у пожилых людей транспорт глюкозы не менялся.
Установлено, что у старых крыс, например, снижен уровень мРНК для GLUT4 и его содержание в миокарде. Физическая нагрузка с помощью тредмила не влияла на эти параметры [12]. Интересно отметить, что при сахарном диабете типа 2 в сердце прежде всего нарушается инсулинзависимая регуляция слияния мем-бранно-ограниченных везикул, содержащих GLUT-4, с сарколеммой и падает скорость транспорта глюкозы в цитоплазму. Возможно, что
эти факты в какой-то мере объясняют связь между старением и «эпидемией» сахарного диабета типа 2.
Старение подавляет также транспорт длин-ноцепочечных жирных кислот из цитоплазмы в матрикс митохондрий и непосредственно тормозит окисление их в митохондриях. Помимо этого было обнаружено снижение активности КПТ-1, обмена карнитина и замедление окисления пальмитоилкарнитина на изолированных митохондриях, выделенных из сердец старых крыс, по сравнению со взрослыми крысами [28].
Одним из ключевых процессов в энергетическом обмене сердца является цикл Рэндола. Автор в своих исследованиях доказал существование взаиморегуляции между окислением глюкозы и жирных кислот в мышцах, в том числе и сердце [32], когда увеличение в крови и мышечных клетках жирных кислот тормозит окисление углеводов. Исходя из этого, в последующие годы были выяснены молекулярные механизмы взаимной регуляции окисления глюкозы и жирных кислот, в основе которых лежит влияние ацетил-КоА (промежуточного универсального продукта, образующегося из глюкозы и жирных кислот) и восстановленного НАДН на пируватдегидрогеназу (ПДГ), а также малонил-КоА, ферментативно синтезирующегося из аце-тил-КоА, на КПТ-1. Именно нарушение механизмов динамической регуляции активности этих двух ключевых ферментов обмена глюкозы и длинноцепочечных жирных кислот наблюдается в результате старения. Показано, что у старых крыс не происходит подавления окисления глюкозы под влиянием жирных кислот, которое четко прослеживалось у взрослых животных [28].
Старение крыс сопровождается уменьшением активности таких жизненно важных ферментов митохондрий, как цитохромоксидазы, цитрат-синтазы и 3-гидроксиацил-КоА дегид-рогеназы. Важно, что эти изменения можно уменьшить физической тренировкой в виде двухмесячного ежедневного плавания [15].
Эти результаты хорошо согласуются с концепцией, согласно которой старение на его поздних этапах вызывает снижение окисления основного энергетического субстрата кардиомио-цитов — длинноцепочечных жирных кислот [8,12,13,15,17]. В связи с этим выяснение механизмов, ответственных за нарушение метабо-
лизма их при старении, имеет очень важное не только теоретическое, но и практическое значение, поскольку позволит более полно понять некоторые особенности и закономерности патогенеза различных заболеваний сердца, проявляющихся с годами, в том числе при сердечной недостаточности, а также наметить новые подходы для лечения таких состояний [1—3]. Характерно, что именно эти механизмы наиболее чувствительным образом реагируют на ишемию миокарда, что усугубляется возникновением разобщения между гликолизом и окислением пи-рувата в митохондриях, образованием лактата, развитием внутриклеточного ацидоза, изменением ионного гомеостаза и подавлением сократительной активности [35].
Изменение вклада различных энергетических субстратов в образование аденозинт-рифосфорной кислоты от эмбрионального развития до старости. Предпочтительный метаболизм того или иного энергетического субстрата в сердце млекопитающего (метаболический фенотип) является тщательно контролируемым процессом, который протекает как во время эмбрионального развития клеток и их дифференцировки в постнатальный период, так и в ответ на быстро меняющиеся физиологические и патофизиологические условия в карди-омиоцитах взрослого организма, а также по мере его старения [33].
В эмбрионе главным энергетическим субстратом в миокарде является глюкоза [33]. После рождения в энергетическом обмене происходит переключение с окисления глюкозы на окисление жирных кислот, которые становятся основными субстратами [30]. Как указывалось выше, по сравнению с глюкозой окисление жирных кислот приводит к образованию большего количества аденозинтрифосфорной кислоты на моль субстрата, однако клетка платит за это большим расходом кислорода. В нормальных условиях, при избытке кислорода его перерасход не имеет столь существенного значения, как при некоторых видах патологии и прежде всего ишемии. Таким образом, при окислении жирных кислот образуется больше аденозинтрифосфор-ной кислоты, что лучше удовлетворяет энергетические запросы клеток сердца после рождения, т. е. в постнатальный период. В последнее десятилетие стало ясно, что выбор митохондриями энергетического субстрата может меняться
в результате разной экспрессии ферментов, участвующих в окислении жирных кислот, относительно ферментов, окисляющих пируват (ПДГ) или ацетил-КоА (например, цитрат-син-таза), или ферментов транспортной цепи электронов.
Влияние старения на активацию генов, продукты которых контролируют энергетический обмен длинноцепочечных жирных кислот. Важная роль в регуляции активности достаточно большого количества генов в карди-омиоцитах принадлежит фактору транскрипции PPAR-a, который относится к семейству ядерных рецепторов PPAR (peroxisome proliferator-activated receptor — рецептор, активируемый пролифератором пероксисом). Это семейство факторов транскрипции состоит из трех членов: PPAR-a, PPAR-5 (или р) и PPAR-y [21,22, 24,37], которые кодируются разными генами, локализуются в разных типах клеток и выполняют разные функции [5,14,38].
У человека и лабораторных животных PPAR-a в изобилии имеется в печени, почках, скелетных мышцах и сердце, т. е. в клетках тех органов, которые характеризуются высокой скоростью метаболизма жирных кислот [25], протекающего в митохондриях. Регуляция экспрессии PPAR-a-зависимых генов, индуцированная вне- и внутриклеточными лигандами, представлена на рисунке.
До последнего времени было мало известно о регуляции окисления жирных кислот в сердце на уровне генов, кодирующих окислительные ферменты митохондрий, а также о роли PPAR-a в этих процессах. Кроме того, оставалось не ясно, какие конкретно белки и ферменты в миокарде контролирует PPAR-a.
K. Watanabe с соавт. [39] удалось подробно изучить метаболизм жирных кислот в карди-омиоцитах в опытах in vivo и in vitro на мышах, у которых нет PPAR-a, и сравнить эти результаты с данными, полученными на исходной линии мышей, экспрессирующих PPAR-a. Полученные результаты позволили сделать однозначный вывод о ключевой роли PPAR-a в контроле транспорта длинноцепочечных жирных кислот в кардиомиоциты и их последующем катаболизме в митохондриях [39].
В миокарде синтез аденозинтрифосфорной кислоты, который использует энергию окисления жирных кислот, является сложным процес-
9-цис ретиноевая к-та
Экзогенные
лиганды
(фибра™)
Регуляция экспрессии метаболических генов в кар-диомиоцитах, наступающая вследствие стимуляции рецептора PPAR-a (рецептора, активируемого про-лифератором пероксисом-альфа). PPAR-8 оказывает на экспрессию генов аналогичные эффекты, но менее выраженные.
АСС — ацетил-КоА карбоксилаза mCPTl — мышечная изоформа КПТ-1, FABP — белок, связывающий ЖК; LCAD — длинноцепочечная ацил-КоА-дегидрогеназа; MCAD среднецепочечная ацил-КоА-дегидрогеназа; MCD — малонил-КоА-декарбоксилаза; MTE-1 митохондриальная тиоэстераза-1; PDK4 — киназа 4 пируват дегидрогеназы; PPRE — элемент, отвечающий на рецептор, активированный пролифератором пероксисом; RXR-альфа — рецеп-тор-Х-ретиноидов-альфа; UCP3 — белок-разобщитель-3. Активируются гены: CD36/FAT; FABP; FACS; mCPTl; MCAD, LCAD; ACC, MCD; UCP3, MTE1; PDK (Stanley et al., 2005) [35].
сом, состоящим из ряда этапов, в том числе обусловленных транспортом жирных кислот через сарколемму, их внутриклеточным переносом (трафик жирных кислот), синтезом ацил-КоА, транспортом жирных кислот через внутреннюю мембрану митохондрий и их р-окислением.
Сравнение результатов, полученных на мышах без PPAR-a, с исходной «дикой» линией показало, что практически все эти этапы в той или иной степени связаны с данным фактором транскрипции. Так, уровень экспрессии семи митохондриальных ферментов, которые являются компонентами окисления жирных кислот (VLCAD — ацил-КоА-дегирогеназа очень длинноцепочечных жирных кислот; MCAD — ацил-КоА-дегирогеназа среднецепочечных жирных кислот; SCAD — ацил-КоА-дегирогеназа корот-коцепочечных жирных кислот; SCHAD — 3-гид-роксиацил-КоА-дегидрогеназа короткоцепочеч-ных жирных кислот; TP-a — альфа-субъедини-
ца трифункционального белка митохондрий; LACS — ацил-КоА-синтетаза для длинноцепочечных жирных кислот и КПТ-2 — карнитин пальмитоилтрансфераза-2) зависел от наличия PPAR-a. Активность КПТ-1 в кардиомиоцитах также была снижена [6,20,35]. Кроме того, присутствие PPAR-a определяло экспрессию двух мембранных белков-переносчиков жирных кислот через плазматическую мембрану (FAT-транслоказа жирных кислот и FATP-транспор-тный белок жирных кислот). Однако важно отметить, что уровни экспрессии ферментов катаболизма жирных кислот в пероксисомах, где также происходят реакции ß-окисления очень длинноцепочечных жирных кислот, не были связаны с наличием PPAR-a.
Следует отметить, что хотя не все белки, участвующие в катаболизме жирных кислот, синхронно контролируются PPAR-a, тем не менее экспрессия многих таких белков усиливается при наличии PPAR-a.
Таким образом, экспрессия разных ферментов, участвующих в катаболизме жирных кислот в сердце, предопределяется наличием и активностью PPAR-a [10,39]. Анализируя совокупность полученных результатов можно заключить, что одна из важных физиологических функций PPAR-a в миокарде связана с поддержанием образования АТФ, которое происходит при окислении ДЦ-ЖК.
Различные изменения в миокарде лабораторных животных с дефектом PPAR-a, связанные с возрастом. Особое значение с точки зрения влияния старения на окисление в митохондриях кардиомиоцитов длинноцепочечных жирных кислот имеет факт достоверного снижения экспрессии мРНК и уровня белка PPAR-a у 23-месячных крыс по сравнению 4-месячными животными. Физические тренировки (плавание с 21-го по 23-й мес) предупреждало это снижение [15].
Гистологические нарушения в сердце (полоса контрактивного некроза и фиброз миокарда) наблюдались только у мышей без PPAR-a. Эти нарушения были существенно более выражены у старых мышей (32 недели после рождения). С помощью световой и электронной микроскопии было выявлено, что миокард мышей дикого типа в возрасте 32 недель напоминал нормальный миокард взрослых мышей. В сердце мышей без PPAR-a уже в возрасте 16 недель наблюдал-
ся локальный фиброз, а в возрасте 32 недель был зарегистрирован диффузный плотный фиброз по всему миокарду.
По мере старения мышей без РРЛВ-а возрастало количество крист в митохондриях и их плотность, что свидетельствует об изменении их активности.
Количество кавеол в эндотелиальных клетках капилляров сердца у старых мышей без РРЛВ-а существенным образом увеличивалось. Такие кавеолы, как было показано, играют важную роль в регуляции уровней внутриклеточных свободных ионов кальция ([Са2+].), поскольку они содержат кальциевые каналы,
регулируемые инозитол-трисфосфатом (1Р3), и 2+ 3 АТФ-зависимый Са насос [9]. Увеличение со-2+
держания Са в клетках может приводить к
усилению силы мышечного сокращения, что,
возможно, вызывает стресс миокардиальных
клеток, который сопровождается некрозом и
фиброзом через более продолжительные периоды
времени. Кроме того, длительный рост [Са2].,
г 2+ 1 как известно, активирует Са - зависимые ци-
тозольные фосфолипазы А2 [29], которые селективно усиливают гидролиз мембранных фос-фолипидов [4,7], содержащих арахидоновую кислоту. Высвобождение арахидоновой кислоты индуцирует повреждение клеток через синтез
простагландинов, тромбоксанов и лейкотриенов. 2+
Са - активируемые протеазы принимают участие в апоптотической гибели клеток.
Различные виды стресса, например возникающего из-за голодания, а также стресс при голодании плюс воздействие высоких температур, достоверно снижали концентрацию аденозинт-
рифосфорной кислоты в кардиомиоцитах и уве-
2+
личивали внутриклеточную концентрацию Са только у мышей без РРЛВ-а [39]. Снижение ее, вызываемое стрессом, по-видимому, было следствием ухудшения катаболизма жирных кислот. Этот феномен был аналогичен картине, регистрируемой при ишемии, когда в результате падения уровня аденозинтрифосфорной кислоты также происходит торможение активности Са2-АТФ-аз сарколеммы и саркоплазматичес-кого ретикулума, что приводит к росту [Са2+] 1.
Ведущая система образования аденозинтри-фосфорной кислоты в сердечной мышце, использующая жирные кислоты/триглицериды в качестве основного источника энергии, способна быстро реагировать на внешние воздействия
и изменения. У животных без PPAR-a или с дефектами этого фактора транскрипции такая система энергетического обмена не поставляет достаточное количество аденозинтрифосфорной кислоты для клеток миокарда, адекватное быстро изменяющимся внешним условиям. Именно реакции на такие внезапные изменения тесно связаны с возрастом, а также со сбоями различных защитных процессов, в том числе с репарационной активностью поврежденных клеток. Очевидно, что по мере старения активность такого энергетического обмена и совокупность защитных реакций падает. По этой причине нарушение активности фактора транскрипции PPAR-a у старых животных приводит к более высокому риску повреждения клеток сердца, которое наступает вследствие воздействия разнообразных видов стрессов.
В заключение следует отметить, что накапливается все больше фактов и доказательств, подтверждающих предположение о существовании причинной связи между повреждениями клеток сердца при старении, с одной стороны, и дефектами PPAR-a и контролируемой этим фактором транскрипции активностью генов, с другой.
Таким образом, нарушение окисления жирных кислот, подобно воспалению и ненормальному клеточному росту, способно вызывать повреждение и гибель кардиомиоцитов.
Данная работа поддержана Российским фондом фундаментальных исследований по гранту № 07-0401452
ЛИТЕРАТУРА
1. Abel E.D., Kaulbach H.C., Tian R., Hopkins J.C., Duffy J., Doetschman T., Minnemann T., Boers M.E., Hadro E., Oberste-Berghaus C., Quist W., Lowell B.B., Ingwall J.S., Kahn B.B. Cardiac hypertrophy with preserved contractile function after selective deletion of GLUT4 from the heart. J. Clin. Invest, 1999; 104: 1703-1714.
2. Abu-Elheiga L., Matzuk M.M., Abo-Hashema K.A., Wakil S.J. Continuous fatty acid oxidation and reduced fat storage in mice lacking acetyl-CoA carboxylase-2. Science 2001; 291: 2613-2616.
3. Abu-Erreish G., Neely J., Whitmer J.T., Whitman V. Fatty acid oxidation by isolated perfused working hearts of aged rats. Amyer. J. Physiol. Endocrinol. Metab. Gastrointest. Physiol. 1977; 232: E258-E262.
4. Balsinde J., Barbour S.E., Bianco I.D., Dennis E.A. Arachidonic acid mobilization in P388D1 macrophages is controlled by two distinct Ca(2+)-dependent phospholi-pase A2 enzymes. Proc. Natl. Acad. Sci. U. S. A. 1994; 91: 11060-11064.
5. Berger J., Moller D.E. The mechanisms of action of PPARs. Annu. Rev. Med. 2002; 53: 409-435.
6. Brandt J.M., Djouadi F., Kellyi D.P. Fatty Acids Activate Transcription of the Muscle Carnitine Palmitoyltransferase I Gene in Cardiac Myocytes via the Peroxisome Proliferator-activated Receptor. J. Biol. Chem. 1998; 273: 23786-23792.
7. Chen J., Engle S.J., Seilhamer J.J. Tischfield J.A. Cloning and characterization of novel rat and mouse low molecular weight Ca(2+)-dependent phospholipase A2s containing 16 cysteines. J. Biol. Chem. 1994; 269; 37: 23018-23024.
8. Fannin S.W., Lesnefsky E.J., Slabe T.J., Hassan M.O., Hoppel C.L. Aging selectively decreases oxidative capacity in rat heart interfibrillar mitochondria. Arch. Bio-chem. Biophys. 1999; 372: 399-407.
9. Fujimoto T. Calcium pump of the plasma membrane is localized in caveolae. J. Cell Biol. 1993; 120: 1147-1157.
10. Gilde A.J., Van Der Lee K.A., Willemsen P.H., Chinet-ti G., Van Der Leij F.R., van der Vusse G.J., Staels B., Bilsen M. Peroxisome proliferator-activated receptor PPARa and PPARS/P, but not PPAR y, modulate the expression of genes involved in cardiac lipid metabolism. Circ. Res. 2003; 92: 518-524.
11. Grynberg A. Effectors of fatty acid oxidation reduction: promising new anti-ischaemic agents Curr. Pharm. Des. 2005; 11 (4): 489-509.
12. Hall J.L., Mazzeo R.S., Podolin D.A., Cartee G.D., Stanley W.C. Exercise training does not compensate for age-related decrease in myocardial GLUT4 content. J. Appl. Physiol. 1994; 76: 328-332.
13. Hansford R.G., Casrto F. Age-linked changes in the activity of enzymes of the tricarboxylate cycle and lipid oxidation, and of carnitine content, in muscles of the rat. Mech. Aging Dev. 1982; 19: 191-200.
14. Huss J.M., Kelly D.P. Nuclear receptor signaling and cardiac energetics. Circ. Res. 2004; 95: 568-578.
15. Iemitsu M., Miyauchi T., Maeda S., Tanabe T., Taka-nashi M. et al. Aging-induced decrease in the PPAR-a level in hearts is improved by exercise training. Amer. J. Physiol. Heart Circ. Physiol. 2002: 283: H1750-H1760.
16. Johannsson E., Nagelhus E.A., McCullagh K.J., Sejer-sted O.M., Blackstad T.W., Bonen A., and Ottersen O.P. Cellular and subcellular expression of the monocarboxy-late transporter MCT1 in rat heart. A high-resolution mmunogold analysis. Circ Res 1997; 80: 400-407.
17. Kates A.M., Herrero P., Dence C., Soto P., Srinivasan M., Delano D.G., Ehsani A., and Gropler R.J. Impact of aging on substrate metabolism by human heart. J. Amer. Cell Cardiol. 2003; 41: 293-299.
18. Lakkata E.G. Cardiovascular aging: perspectives from humans to rodent. Amer. J. Geriatr. Cardiol. 1998; 7: 32-45.
19. Lakkata E.G. Age-associated cardiovascular changes in health: impact on cardiovascular disease in older persons. Heart Fail Rev. 2002; 7: 29-49.
20. Leone T.C., Weinheimer C.J., Kelly D.P. A critical role for the peroxisome proliferator-activated receptor a (PPARa) in the cellular fasting response: the PPARa-null mouse as a model of fatty acid oxidation disorders. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 1999; 96 (13): 7473-7478.
21. Lehman J.J., Barger P.M., Kovacs A., Saffitz J.E., Me-deiros D.M., Kelly D.P. Peroxisome proliferator-activat-ed receptor y coactivator-1 promotes cardiac mitochon-drial biogenesis. Journ. of Clinical Investigation. 2000; 106 (7): 847-856.
22. Lehman J.J., Kelly D.P. Gene regulatory mechanisms governing energy metabolism during cardiac hypertroph-ic growth. Heart Fail Rev. 2002; 7: 175-185.
23. Lesnefsky E.J., Moghaddas S., Tandler B., Kerner J., Hoppel C.L. Mitochonrial dysfunction in cardiac disease: ischemia-reperfusion, aging, and heart failure. J. Mol. Cell Cardiol. 2001; 33: 1065-1089.
24. Lin J., Puigserver P., Donovan J., Tarr P., Spiegel-man B.M. Peroxisome proliferator-activated receptor-y coactivator 1ß (PGC-lß), a novel PGC-1-related transcription coactivator associated with host cell factor. J. Biolog. Chemistry 2002; 277 (3): 1645-1648.
25. Lopaschuk G. Regulation of carbohydrate metabolism in ischemia and reperfusion. Amer. Heart J. 2000; 139: S115-S119.
26. Lopaschuk G.D. Pharmacologic rationale for Trimetazi-dine in the treatment of ischemic heart disease. Amer. J. Cardiovasc. Drugs. 2003; Suppl. 1: 21-26.
27. Lucas D.T., Szweda L.I. Declines in mitochondrial respiration during cardiac reperfusion: age-dependent inac-tivation of alpha-ketoglutarate degydrogenase. Proc. Natl. Acad. Sci. USA 1999; 96: 6689-6693.
28. McMillin J.B., Taffet G.E., Taegtmeyer H., Hunson E.K., Tate C.A. Mitochondrial metabolism and substrate competition in the aging Fischer rat heart. Cardiovasc. Res. 1993; 27: 2222-2228.
29. Nalefski E.A., Sultzman L.A., Martin D.M., Kriz R.W., Towler P.S., Knopf J.L., Clark J.D. Delineation of two functionally distinct domains of cytosolic phospholipase A2, a regulatory Ca(2 + )-dependent lipid-binding domain and a Ca(2+)-independent catalytic domain. J. Biol. Chem. 1994; 269 (27): 18239-18249.
30. Nieth H., Schollmeyer P. Substrate-utilization of the Human Kidney. Nature 1966; 209: 1244-1245.
31. Opie L.H., Lopaschuk G.D. Fuels, aerobic and anaerobic metabolism In: Opie L.H., editor. Heart physiology, from cell to circulation. 4 ed. Philadelphia: Lippincott, Williams, Wilkins; 2004. 306-354
32. Randle P.J., Newsholme E.A., Garland P.B. Regulation of glucose uptake by muscle. Effects of fatty acid, ketone bodies and pyruvate and alloxan diabetes and starvation, on the uptake and metabolism fate of glucose in rat heart and iaphragm muscles. Biochem. J. 1964; 93: 652-665.
33. Sack M.N., Rader T.A., Park S., McCune S.A., Kelly D.P. Fatty Acid Oxidation Enzyme Gene Expression Is Downregulated in the Failing Heart // Circulation 1996; 94: 2837-2842.
34. Slama M., Ahn J., Varagic J., Susic D., Frohlich E.D. Long-term left ventricular echocardiografic follow up of SHR and WKY rats effects on hypertension and age. Amer. J. Physiol. Heart Circ Physiol. 2004; 286: H181-H185.
35. Stanley W.C., Recchia F.A., Lopaschuk G.D. Myocar-dial substrate metabolism in the normal and failing heart. Physiol. Rev. 2005; 85: 1093-1129.
36. Uren N.G., Camici P.G., Melin J.A., Bol A., de Bru-yne B., Radvan J., Olivotto I., Rosen S.D., Impallome-ni M., Wijns W. Effect of aging on myocardial perfusion reserve. J. Nucl. Med. 1995; 36: 2032-2036.
37. Van Bilsen M., van der Vusse G.J., Gilde A.J., Lind-hout M., Van Der Lee K.A. Peroxisome proliferator-ac-tivated receptors: lipid binding proteins controlling gene expression. Mol. Cell Biochem. 2002; 239: 131-138.
38. Vega R.B., Huss J.M., Kelly D.P. The coactivator PGC-1 cooperates with peroxisome proliferator-activat-ed receptor alpha in transcriptional control of nuclear genes encoding mitochondrial fatty acid oxidation enzymes. Mol. Cell Biol. 2000; 20: 1868-1876.
39. Watanabe K., Fujii H., Takahashi T., Kodama M., Aizawa Y., Ohta Y., Ono T., Hasegawa G., Naito M., Nakajima T., Kamijo Y., Gonzalez F.J. and Aoyama T. Constitutive Regulation of Cardiac Fatty Acid Metabolism through Peroxisome Proliferator-activated Receptor a Associated with Age-dependent Cardiac Toxicity.J. Biol. Chem. 2000; 275 (29) 22293-22299.
40. Young L.H., Coven D.L., and Russell R.R. III. Cellular and molecular regulation of cardiac glucose transport. J. Nucl. Cardiol. 2000; 7: 267-276.
Поступила 22.10.2008
