CC BY
69
ФИЗИКО-ХИМИЧЕСКАЯ БИОЛОГИЯ / PHYSICAL-CHEMICAL AND GENERAL BIOLOGY Оригинальная статья / Original article УДК 577.352.3
DOI: 10.21285/2227-2925-2016-6-2-57-64
ВЛИЯНИЕ ОКИСЛИТЕЛЬНОГО СТРЕССА НА СОСТАВ ЖИРНЫХ КИСЛОТ ЛИПИДОВ ВАКУОЛЯРНОЙ МЕМБРАНЫ КОРНЕПЛОДОВ СТОЛОВОЙ СВЕКЛЫ
© В.В. Гурина, Н.В. Озолина, И.С. Нестеркина, Н.В. Семенова, В.Н. Нурминский
Сибирский институт физиологии и биохимии растений СО РАН
Изучено влияние окислительного стресса на изменение жирнокислотного состава липидов вакуо-лярной мембраны корнеплодов столовой свеклы (Beta vulgaris L.) сорта Модана, с использованием газовой хроматографии - масс-спектрометрии (ГХ-МС). В результате проведенных экспериментов сделан вывод о том, что при окислительном стрессе одним из основных звеньев в цепи биохимических реакций, участвующих в формировании ответа на стрессовое воздействие, является повышение доли насыщенных жирных кислот (ЖК) липидов тонопласта. Это может приводить к увеличению микровязкости тонопласта и являться адаптивной реакцией, способной снизить интенсивность транспортных процессов, активно происходящих в условиях отсутствия стрессового воздействия. Еще одна отличительная особенность ответа вакуолярной мембраны на окислительный стресс связана с увеличением в содержании короткоцепочечных насыщенных ЖК (С12-С15) и исчезновением длинноцепочечных ЖК (С20:1 и С22). Значительные изменения, происходящие в составе ЖК липидов тонопласта при стрессовом воздействии, показывают важную роль вакуо-лярной мембраны в адаптационных механизмах растительной клетки. Ключевые слова: тонопласт, окислительный стресс, жирные кислоты, ГХ-МС.
Формат цитирования: Гурина В.В., Озолина Н.В., Нестеркина И.С., Семенова Н.В., Нурминский В.Н. Влияние окислительного стресса на состав жирных кислот липидов вакуолярной мембраны корнеплодов столовой свеклы // Известия вузов. Прикладная химия и биотехнология. 2016. Т. 6, N 2. С. 5764. DOI: 10.21285/2227-2925-2016-6-2-57-64
THE IMPACT OF OXIDITIVE STRESS ON FATTY ACID CONTENT OF VACUOLAR MEMBRANE LIPIDS IN BEET ROOT
V.V. Gurina, N.V. Ozolina, I.S. Nesterkina, N.V. Semenova, V.N. Nurminsky
Siberian Institute of Plant Physiology and Biochemistry, SB RAS
The effect of oxidative stress on fatty acid composition of vacuolar membrane lipids of beet root (Beta vulgaris L.), variety Modana, was investigated with the aid of gas chromatography/mass spectrometry. As a result of the experiments it was concluded that one of the main units in a chain of biochemical reactions involved in the formation of response to oxidative stress effect was an increase of tonoplast lipid saturated fatty acid content. This process can lead to an increase in microviscosity of tonoplast and serves as an adaptive response that could reduce the intensity of membrane transport processes to and from vacuole, which actively occur under absence of stress. Another distinctive feature of the vacuolar membrane response to oxidative stress is associated with an essential increase in the content of short-chain saturated fatty acids and total disappearance of long-chain fatty acids. These significant changes in the composition of tonoplast lipid fatty acids under stress point to the important role of the vacuolar membrane in adaptive mechanisms of plant cell. Keywords: tonoplast, oxidative stress, fatty acids, GC-MS
For citation: Gurina V.V., Ozolina N.V., Nesterkina I.S., Semenova N.V., Nurminsky V.N. The impact of oxidi-tive stress on fatty acid content of vacuolar membrane lipids in beet root. Izvestiya Vuzov. Prikladnaya Khimiya i Biotekhnologiya [Proceedings of Universities. Applied Chemistry and Biotechnology]. 2016, vol. 6, no 2, pp. 57-64. DOI: 10.21285/2227-2925-2016-6-2-57-64 (in Russian)
ВВЕДЕНИЕ
Вакуолярная мембрана имеет большое значение в жизнедеятельности растительной клетки. Как и другие клеточные мембраны, она участвует в ответе клетки на стрессовые воздействия. Наиболее негативные воздействия оказывает окислительный стресс, при этом известно, что любые абиотические стрессы приводят к окислительному стрессу [6]. Действие стрессовых факторов вызывает существенные изменения в составе мембранных липидов [7]. Кроме того, недавно доказано, что в мембране в условиях стресса увеличивается синтез уникальных липидов, которые содержатся в следовых количествах в нормальных условиях [21]. Они, по-видимому, могут являться одними из наиболее важных липидных сигнальных молекул. Жирные кислоты (ЖК) и их производные, входящие в состав мембранных липидов, играют существенную роль в клетке. Последние исследования показали, что ЖК способны активировать защитные реакции на транскрипционном уровне и менять конфор-мацию и активность внутриклеточных белков и метаболитов [18]. Целью исследования было изучение динамики содержания и состава жирных кислот в липидах вакуолярной мембраны корнеплодов столовой свеклы при окислительном стрессе.
ЭКСПЕРИМЕНТАЛЬНАЯ ЧАСТЬ
Объектом исследования служили корнеплоды столовой свеклы (Beta vulgaris L.) сорта Модана. В экспериментах были использованы корнеплоды в период покоя, которые находились в овощехранилище в течение нескольких месяцев при температуре 4-5 °С. Эти корнеплоды подвергали стрессу. С этой целью кусочки ткани корнеплода размером 1 см * 1 см * х 1 см инкубировали в растворе 100 мМ Н2О2 в течение 16 ч. В контрольном варианте инкубацию проводили в дистиллированной воде.
Для оценки устойчивости ткани корнеплодов к окислительному стрессу использовали кондуктометрический метод [3]. Сразу после окончания стрессового воздействия определяли проницаемость клеточных мембран по выходу электролитов из кусочков ткани с использованием кондуктометра (0К-104, Radelkis) с платиновым электродом. Затем раствор с растительным материалом доводили до кипения (для разрушения мембран) и давали ему остыть до комнатной температуры, после чего объем доводили до исходной величины и по электропроводности определяли полный выход электролитов. Степень выхода электролитов рассчитывали в процентах от полного выхода.
Влияние окислительного стресса на барьерные свойства мембран (стабильность мембран) изучали с использованием экспериментальной
установки собственного изготовления, позволяющей получать серии компьютерных изображений (цейтраферная видеосъемка, частота кадров 0,1 мин-1 (1 кадр за 10 мин)), отражающих динамику процесса разрушения вакуолей [8].
Определение содержания диеновых конь-югатов проводили по методике [1]. После взвешивания и замораживания жидким азотом 1 г ткани корнеплода свеклы растирали с 2 мл смеси (1:1) гексан-изопропанола. Объем доводили до 9 мл. Инкубировали 15 мин, затем добавляли 1 мл дистиллированной воды для разделения фаз, еще раз перемешивали и оставляли на 30 мин для расслаивания. Затем осторожно отбирали сверху 0,5 мл гексановой фракции, помещали в кювету, добавляли 2,5 мл этанола. Измерение проводили на СФ-46 при 203 нм. Определение концентрации диеновых коньюга-тов проводили по формуле
С = D х Щ
где D - оптическая плотность при данной длине волны; £ - коэффициент молярной экстинции (для ДК 2,2 * 10-5 см-1М-1); L - длина хода луча через раствор (см); С - концентрация вещества (М). Содержание ДК в растительном материале выражали в нМ/г сырой массы - оно составляло в контроле 0,109 * 10-5 нМ/г сырой массы.
Вакуолярные мембраны получали по методу [9]. Критерии оценки чистоты использованных в экспериментах изолированных мембран по ферментам-маркерам приведены в работе [22]. Из вакуолярных мембран, выделенных из нормальных и подвергнутых разным видам осмотического стресса корнеплодов, экстрагировали липиды по методу Блая и Дайера [14]. Экстрагированные липиды использовали в экспериментах по изучению жирнокислотного состава липидов тонопласта. Метиловые эфиры жирных кислот получали по методу [15]. К экстракту липидов после удаления растворителя добавляли 1% метанольный раствор H2SO4 и нагревали на водяной бане при 60 оС в течение 30 мин. После охлаждения трижды экстрагировали метиловые эфиры ЖК гексаном (3 * 5). Анализ метиловых эфиров ЖК тонопласта проводили с использованием хромато-масс-спектрометрa Agilent technology 5973N/6890N MSD/DS (США). Детектор - ква-друпольный масс-спектрометр, способ ионизации - электронный удар (EI), энергия ионизации -70 эВ, для анализа использовали режим регистрации полного ионного тока. Для разделения использовали капиллярную колонку HP-INNOWAX (30 м * 250 мкм * 0,50 мкм). Неподвижная фаза - полиэтиленгликоль. Подвижная фаза - гелий; скорость потока газа - 1 мл/мин. Температура испарителя - 250 °С, источника ионов - 230 °С, детектора - 150 °С, температура линии, соединяющей хроматограф с масс-спектрометром - 280 °С. Диапазон сканирования
- 41-450 а.е.м. Объем вводимой пробы - 1 мкл, разделение потоков - 5 : 1. Хроматографирова-ние проводили в изотермическом режиме при 200 °С. Для идентификации пиков метиловых эфиров жирных кислот использовали стандарты метиловых эфиров (Sigma, USA) и метод масс-спектрометрии с использованием библиотеки масс-спектров NIST 05 [16, 25].
В таблице и на рисунке представлены средние арифметические значения величин и их стандартные отклонения, которые были получены в пяти независимых экспериментах, подсчитанные с помощью программы Microsoft Excel. Статистическую значимость различий сравниваемых средних значений оценивали с помощью U-критерия Манна-Уитни.
РЕЗУЛЬТАТЫ И ИХ ОБСУЖДЕНИЕ
На первом этапе исследований была определена интенсивность изучаемого окислительного стресса. В условиях этого стрессового воздействия выход электролитов из тканей корнеплода увеличивался более чем в 1,5 раза (рисунок, а), что свидетельствует о нарушении избирательной проницаемости мембран растительной клетки при окислительном стрессе. Это может быть связано с изменениями в структуре мембран или в состоянии их липид-ной составляющей [13]. Такие же результаты были получены при оценке стабильности изолированных вакуолей, которая исследовалась методом цейтраферной видеосъемки. Было показано, что при окислительном стрессе период полураспада вакуолей уменьшался почти в 3 раза (рисунок, б), т.е. темпы их разрушения были очень высокими. Причины нарушения целостности липидного бислоя могут быть разными, например, перекисное окисление липидов, активация катаболических ферментов, изменения в липид-белковых взаимодействиях и др. При этих процессах идет образование стрессовых пор, их последующее расширение и разрыв мембраны. В наших экспериментах при окислительном стрессе, вызванном пероксидом водорода, нарушалась структура тонопласта, что приводило к формированию и расширению липидных пор в мембране и быстрому разрушению вакуолей. Возможно, именно с нарушением стабильности тонопласта и связан более высокий выход электролитов из ткани корнеплодов, как это было показано ранее. О процессах перекисного окисления липидов, которые происходили при окислительном стрессе, можно судить по увеличению содержания диеновых коньюгатов в тканях корнеплода (рисунок, в). Таким образом, данные, приведенные на рисунке, показывают, что стрессовая нагрузка при воздействии перекиси водорода на клетки корнеплода столовой свеклы была достаточно интенсивной.
250
ш
о
Is Ц
о а.
Ё
о ц
о
о х и
m
200
150
100
50
50
: 40
30
§ 20
чд о
10
<и IZ
* 120
Ч 110
ш
! 100
ш чд о
о
контроль (H 2O) окислительный стресс
контроль (H2 О) окислительный стресс
90 80 70 60 50
контроль (И2О) окислительный стресс в
Оценка окислительного стресса ткани
корнеплодов столовой свеклы: а - выход электролитов, Н2О2100 мМ (А); б - период полураспада изолированных вакуолей (Т1/2), Н2О2 50 мМ (Б); в - содержание диеновых коньюгатов (ДК), Н2О2100 мМ (В)
Изменения, которые произошли в составе и соотношении жирных кислот в липидах вакуолярной мембраны, представлены в таблице. В варианте норма не было стрессового воздействия, а в варианте контроль ткани корнеплода инкубировали в воде, и, соответственно, подвергали гипоосмотическому стрессу. При инкубации тканей корнеплода в растворе
0
а
0
б
Влияние окислительного стресса на жирнокислотный состав липидов вакуолярных
мембран корнеплодов столовой свеклы
Жирная кислота Норма, % от суммы ЖК Контроль (H2O), % от суммы ЖК Окислительный стресс (100 мМ Н2О2), % от суммы ЖК
Лауриновая, С12:0 - 0,25 ± 0,02 0,50 ± 0,18
Миристиновая, С14:0 0,32 ± 0,05 0,98 ± 0,27 0,94 ± 0,08
Пентадеконовая, С15:0 1,00 ± 0,10 1,07 ± 0,09 1,21 ± 0,19
Пальмитиновая, С16:0 30,78 ± 2,41 31,47 ± 1,63 34,48 ± 1,16
Пальмитолеиновая, С16:1(п-9) 0,57 ± 0,06 0,72 ± 0,13 0,93 ± 0,07
Пальмитолеиновая, С16:1(п-7) 0,18 ± 0,04 - следы
Маргариновая, С17:0 0,24 ± 0,01 - -
Стеариновая, С18:0 0,92 ± 0,05 4,57 ± 1,11 3,91 ± 0,27
Олеиновая, С18:1(п-9) 23,07 ± 0,32 20,65 ± 1,73 22,64 ± 0,93
Цис-вакценовая, С18:1(п-7) 0,95 ± 0,15 0,88 ± 0,19 1,04 ± 0,06
Линолевая, С18:2(п-6) 38,69 ± 2,40 33,00 ± 2,00 30,89 ± 1,28
Линоленовая, С18:3(п-3) 2,69 ± 0,38 2,05 ± 0,32 2,32 ± 0,27
Арахиновая, С20:0 - Следы -
Гадоленовая C20:1(n-11) 0,37 ± 0,03 - -
Бегеновая, С22:0 0,22 ± 0,05 0,25 ± 0,04 Следы
X насыщенные 33,49 ± 2,60 42,78 ± 4,36 42,47 ± 0,81
X ненасыщенные 66,51 ± 2,60 57,22 ± 4,36 56,61 ± 0,84
X ненасыщенные / 1,99 1,34 1,33
X насыщенные жирные кислоты
Примечание: норма - без стрессового воздействия; контроль - инкубация в воде (гипоосмотический стресс); окислительный стресс - инкубация в 100 мМ Н2О2 (гипоосмотический и окислительный стрессы).
пероксида водорода ткани подвергались и ги-поосмотическому стрессу и окислительному. Согласно полученным данным, в липидах то-нопласта действие окислительного стресса вызывает не только увеличение доли насыщенной пальмитиновой кислоты (на 4% от суммы ЖК), но и снижение ненасыщенной линолевой (на 8% от суммы ЖК). Такая же тенденция зафиксирована и в контрольном варианте. Важная роль пальмитиновой ЖК в защите мембран от стрессового воздействия ранее уже отмечалась другими исследователями. Так, обогащение пальмитиновой ЖК значительно возрастало при холодовом стрессе в мембранных липидах митохондрий проростков пшеницы [11]. При влиянии низкоинтенсивного лазерного излучения, сходного с воздействием любого другого абиотического стрессора, на каллусные ткани пшеницы также было отмечено достоверное увеличение доли пальмитиновой кислоты [4].
Важным показателем включения защитных механизмов клетки при неблагоприятных воздействиях является увеличение доли ненасыщенных ЖК в составе мембранных липидов [20]. Это явление было отмечено при разных видах абиотического стресса. Так, увеличение концентрации ненасыщенных ЖК - один из важнейших факторов низкотемпературной адаптации, что было неоднократно продемонстрировано на многих растительных объектах [12]. В наших экспериментах, при стрессовом воздействии на вакуолярную мембрану, суммарное накопление ненасыщенных ЖК достоверно сни-
жалось ^м. таблицу). Соответственно, происходило увеличение суммы насыщенных ЖК по сравнению с не испытывающими стресс корнеплодами (см. таблицу). Содержание насыщенных жирных кислот не изменялось в зависимости от интенсивности стрессового воздействия (в случае окислительного стресса воздействие было более сильное), но достоверно отличалось от варианта «Норма». Увеличение насыщенных ЖК мембранных липидов определяет такой показатель, как микровязкость, и делает мембрану менее эластичной. Этот процесс при солевом стрессе вызывает адаптивный эффект снижения проницаемости мембран для ионов натрия [26]. При гипоосмотическом и окислительном стрессовых воздействиях снижение эластичности тонопласта, по-видимому, является адаптивной реакцией, которая призвана снизить интенсивные транспортные процессы, происходящие в условиях отсутствия стрессового воздействия.
Анализ состава ЖК липидов тонопласта показал, что есть существенные и достоверные различия такого показателя, как сумма короткоцепочечных насыщенных ЖК (С12:0 + С14:0 + С15:0), при сравнении нормы и стресса (см. таблицу). Наиболее интересными представляются данные по изменению накопления лауриновой ЖК (С12:0), которая полностью отсутствовала в составе липидов тонопласта у корнеплодов, не испытавших стресса, но ее доля заметно увеличивалась по мере усиления стрессового воздействия. Также необхо-
димо отметить существенное увеличение содержания миристиновой ЖК (С14:0) (см. таблицу), одинаковое и при гипоосмотическом (контроль) и при более интенсивном окислительном стрессе. Ранее было отмечено значительное возрастание содержания этой ЖК в мембранных липидах митохондрий проростков пшеницы при холодовом стрессе [2]. Кроме того, сообщалось об увеличении содержания ЖК С14 в ответ на солевой стресс у видов Iso-chysis [23]. Значительное увеличение ЖК С12 и С14 было отмечено в плазматической мембране Zygosaccharomyces rouxii, когда клетки выращивали на среде с добавлением NaCl [17]. Такая же закономерность была отмечена при солевом стрессе в плазмалемме из каллуса Spartina paters [27]. Но не при всех видах абиотического стресса отмечено возрастание ми-ристиновой ЖК. Так, у колеоптилей кукурузы при выращивании этиолированных проростков при низкой положительной температуре (4 оС) содержание миристиновой кислоты в 3 раза снижалось [5]. В настоящее время доказана важная роль короткоцепочечных ЖК как сигнальных молекул, принимающих участие в регуляции экспрессии целого ряда генов, регулирующих клеточные функции и поддерживающие гомеостаз [24]. Кроме того, в недавно проведенных исследованиях [28] по изучению влияния стресса, вызванного ионами кадмия на жирнокислотный состав липидов Noccaea caerulescens, было высказано предположение об эффективной стратегии ослабления повреждений, вызванных окислительным стрессом, насыщенными короткоцепочечными ЖК (С12:0 и С14:0). Результаты наших исследований подтверждают это предположение.
Среди насыщенных ЖК липидов тонопла-ста при стрессовом воздействии на ткани корнеплода столовой свеклы отмечено существенное увеличение (в 3-4 раза) в содержании стеариновой ЖК (см. таблицу). Увеличение содержания этой ЖК наблюдалось и при других видах абиотического стресса. Например, при недостаточном увлажнении в составе липидов мембран проростков гороха и мембран митохондрий проростков гороха отмечено достоверное увеличение содержания стеариновой ЖК [10]. При стрессе, вызванном засолением, избытком железа, воздействием высокой температуры и недостаточном азотном питании в культуре клеток микроводоросли Haematococcus plunialis также было отмечено достоверное повышение содер-
1. Владимиров Ю.А. Перекисное окисление липидов в биологических мембранах / Ю.А. Владимиров [и др.]. М.: Наука, 1972. 252 с.
2. Верещагин А.Г., Лебедев Н.Л., Жуков А.В., Чельцова Л.П. Содержание и состав этерифици-
жания стеариновой ЖК [19]. Изменения в содержании этой ЖК при стрессовых воздействиях наблюдается достаточно часто, но не всегда в сторону увеличения. Достоверное снижение (в 2 раза) содержания стеариновой ЖК было отмечено у корней и колеоптилей этиолированных проростков пшеницы и кукурузы, выращенных при низкой положительной температуре (4 оС) [5]. Достоверное снижение стеариновой ЖК было отмечено при влиянии низкоинтенсивного лазерного излучения на каллусные ткани пшеницы [4]. Можно высказать предположение о том, что стеариновая кислота способна обладать специфичностью при разных видах абиотического стресса.
ЗАКЛЮЧЕНИЕ
Проведенные эксперименты подтверждают предположение о важной роли тонопласта в целом и ЖК состава его липидов в частности в защитных механизмах растительной клетки. Выявленные изменения в содержании ЖК вакуолярной мембраны из корнеплодов столовой свеклы могут отражать специфические и неспецифические реакции на изучаемые стрессовые воздействия. Для большинства абиотических стрессовых воздействий изменения липидной составляющей мембран связаны с увеличением ненасыщенных ЖК, что является неспецифической реакцией. В нашем исследовании наоборот отмечено увеличение насыщенных ЖК, что ранее отмечалось только для солевого стресса и может являться специфической реакцией.
Особенностью динамики ЖК тонопласта при окислительном стрессе также является существенное увеличение доли короткоцепочечных насыщенных ЖК (особенно С12 и С14) и исчезновение длинноцепочечных ЖК (С20:1 и С22). Накопление короткоцепочечных ЖК может быть связано с их ролью как сигнальных молекул, поскольку эти ЖК могут принимать участие в регуляции экспрессии целого ряда генов, контролирующих клеточные функции и поддерживающие гомеостаз [24]. Можно предположить , что изменения в содержании корот-коцепочечных ЖК являются важным звеном в цепи реакций, формирующих ответ растительной клетки на стрессовое воздействие.
Исследование выполнено при финансовой поддержке РФФИ в рамках научных проектов № 14-04-31103. В работе использовалось оборудование Байкальского аналитического центра (ЦКП) ИНЦ СО РАН.
КИЙ СПИСОК
рованных жирных кислот в митохондриях проростков яровизированных семян пшеницы // Физиология растений. 1985. Т. 32. С. 361-467.
3. Грищенкова Н.Н., Лукаткин А.С. Определение устойчивости растительных тканей к абио-
тическим стрессам с использованием кондукто-метрического метода // Поволжский экологический журнал. 2005. № 1. С. 3-11.
4. Дударева Л.В., Рудиковская Е.Г., Шмаков
B.Н. Влияние низкоинтенсивного излучения гелий-неонового лазера на жирнокислотный состав кал-лусных тканей пшеницы (Triticum aestivum L.) // Биологические мембраны. 2014. Т. 31, № 5. С. 364-370.
5. Макаренко С.П., Дударева Л.В., Катышев А.И., Коненкина Т.А., Назарова А.В., Рудиковская Е.Г., Соколова Н.А., Черникова В.В., Константинов Ю.М. Влияние низких температур на жирнокислотный состав контрастных по холодоустойчивости видов злаков // Биологические мембраны. 2010. Т. 27, № 6, С. 482-488.
6. Меньшикова Е.Е., Зенков Н.А. Антиокси-данты и ингибиторы радикальных процессов // Успехи современной биологии. 1993. Т. 113, № 4.
C. 442-445.
7. Новицкая Г.В., Феофилактова Т.В., Ко-чешкова Т.К., Юсупова И.У., Новицкий Ю.И. Изменение состава и содержания липидов в листьях магнитоориентационных типов редиса под влиянием слабого постоянного магнитного поля // Физиология растений. 2008. Т. 55. С. 541-551.
8. Нурминский В.Н., Корзун А.М., Розинов С.В., Саляев Р.К. Компьютерная цейтраферная видеосъемка фракции изолированных вакуолей // Биомедицинская химия. 2004. Т. 50. С. 180-187.
9. Саляев Р.К., Кузеванов В.Я., Хаптагаев С.Б., Копытчук В.Н. Выделение и очистка вакуолей и вакуолярных мембран из клеток растений // Физиология растений. 1981. Т. 28. С. 1295-1305.
10. Жигачева И.В., Мишарина Т.А., Терени-на М.Б., Крикунова Н.Н., Бурлакова Е.Б., Генеро-зова И.П., Шугаев А.Г., Фаттахов С.Г. Жирнокислотный состав мембран митохондрий при недостаточном увлажнении и обработке фосфорорга-ническим регулятором роста растений // Биологические мембраны. 2010. Т. 27, № 3. С. 256-261.
11. Жуков А.В. Пальмитиновая кислота и её роль в строении и функциях мембран растительной клетки // Физиология растений. 2015. Т. 62, № 5. С. 751-760.
12. Badea C., Basu S.K. Effect of low temperature on metabolism of membrane lipids in plants and associated gene expression // Plant Omics Journal. 2009. Vol. 2, № 2. P. 78-84.
13. Bertin P., Bouharmont J., Kinet J. Somaclo-nal variation and improvement in chilling tolerance in rice. Changes in chilling-induced electrolyte leakage // Plant Breeding. 1996. Vol. 115, № 4. P. 268-272.
14. Bligh E.G., Dyer W.J. A rapid method of total lipid extraction and purification // Canadian Journal of Biochemistry and Physiology. 1959. Vol. 37, № 8. P. 911-917.
15. Christie W.W. Preparation of ester derivatives of fatty acids for chromatographic analysis // Advances in Lipid Methodology. Two. Dundee: Oily
Press, 1993. P. 69-111.
16. Dobson G., Christie W.W. Mass spectrometry of fatty acid derivatives // European Journal of Lipid Science and Technology. 2002. Vol. 104, № 1. P. 36-43.
17. Hosono K. Effect of salt stress on lipid composition and membrane fluidity of the salt tolerant yeast Zygosaccharomyces rouxii // Journal of General Microbiology. 1992. Vol. 138, № 1. P. 91-96.
18. Hou Q., Ufer G., Bartels D. Lipid signaling in plant responses to abiotic stress // Plant Cell and Environment. 2015. Vol. 39, № 5. P. 1029-1048.
19. Lei A., Chen H., Shen G., Hu Z., Chen L., Wang J. Expression of fatty acid synthesis genes and fatty acid accumulation in haematococcus pluvialis under different stressors // Biotechnology for Biofuels. 2012. Vol. 5, № 1. P. 1-11.
20. Los D.A., Mironov K.S., Allakhverdiev S.I. Regulatory role of membrane fluidity in gene expression and physiological functions // Photosynthesis Research. 2013. Vol. 116, № 2-3. P. 489-509.
21. Okazaki Y., Saito K. Roles of lipids as signaling molecules and mitigators during stress response in plants // Plant Journal. 2014. Vol. 79.
P. 584-596.
22. Ozolina N.V., Nesterkina I.S., Kolesnikova E.V., Salyaev R.K., Nurminsky V.N., Rakevich A.L., Martynovich E.F., Chernyshov M.Yu. Tonoplast of Beta vulgaris L. contains detergent-resistant membrane microdomains // Planta. 2013. Vol. 237, № 4. P.859-871.
23. Renaud S.M., Parry D.L. Microalgae for use in tropical aquaculture. II. Effect of salinity on growth, gross chemical composition and fatty acid composition of three species of marine microalgae // Journal of Applied Phycology. 1994. Vol. 6, № 3. P. 347-356.
24. Tan J., McKenzie C., Potamitis M., Thor-burn A.N., Mackay C.R., Macia L. The role of short-chain fatty acids in health and disease // Advances in Immunology. 2014. Vol. 121, № 1. P. 91-119.
25. Wolff R.L., Christie W.W. Structure, practical sources (gymnosperm seeds), gas-chromato-graphic data (equivalent chain lengths), and mass spectrometric characteristics of all-cis A -olefinic acids // European Journal of Lipid Science and Technology. 2002. Vol. 104, № 4. P. 234-244.
26. Wu J.L., Seliskar D.M., Galagher J.L. Salt tolerance in the marsh plant Spartina patens: impact of NaCl on growth and root plasma membrane lipid composition // Physiologia Plantarum. 1998. Vol. 102, № 2. P. 307-317.
27. Wu J., Seliskar D., Gallagher J. The response of plasma membrane lipid composition in callus of the halophyte Spartina patens (Poaceae) to salinity stress // American Journal of Botany. 2005. Vol. 92, № 5. P. 852-858.
28. Zemanova V., Pavlik M., Kyjakova P., Pavlikova D. Fatty acid profiles of ecotypes of hyper-accumulator Noccaea caerulescens growing under
cadmium stress // Journal of Plant Physiology. 2015. Vol. 180, № 1. P. 27-34.
REFERENCES
1. Vladimirov Yu.A., Archakov A.I. Perekisnoe okislenie lipidov v biologicheskikh membranakh [Lipid peroxidation in biological membranes]. Moscow, Nauka Publ., 1972, 252 p.
2. Vereshchagin A.G., Lebedev N.L., Zhukov A.V., Chel'tsova L.P. Soderzhanie i sostav eterifitsi-rovannykh zhirnykh kislot v mitokhondriyakh pro-rostkov yarovizirovannykh semyan pshenitsy [The content and composition of the esterified fatty acids in mitochondria of seedlings of vernalized wheat seeds]. Fiziologiya rastenii - Plant Physiology, 1985, vol. 32, pp. 361-467.
3. Grishchenkova N.N., Lukatkin A.S. Opre-delenie ustoichivosti rastitel'nykh tkanei k abiotich-eskim stressam s ispol'zovaniem konduktometrich-eskogo metoda [Determination of plant tissue resistance to abiotic stress using conductometric method]. Povolzhskii ekologicheskii zhurnal - Pov-olzhskiy Journal of Ecology, 2005, no. 1, pp. 3-11.
4. Dudareva L.V., Rudikovskaya E.G., Shma-kov V.N. Vliyanie nizkointensivnogo izlu-cheniya gelii-neonovogo lazera na zhirnokislotnyi sostav kal-lusnykh tkanei pshenitsy (Triticum aestivum L.) [Effect of low-intensity radiation of helium-neon laser on the fatty acid composition of wheat callus]. Biolog-icheskie membrany - Biological Membranes, 2014, vol. 31, pp. 364-370.
5. Makarenko S.P., Dudareva L.V., Katyshev A.I., Konenkina T.A., Nazarova A.V., Rudikovskaya E.G., Sokolova N.A., Chernikova V.V., Konstantinov Yu.M. Vliyanie nizkikh temperatur na zhirnokislotnyi sostav kontrastnykh po kholodoustoichivosti vidov zlakov [The effect of low temperature on the fatty acid composition of cereal species contrasting to cold tolerance]. Biologicheskie membrany - Biological Membranes, 2010, vol. 27, pp. 486-488.
6. Men'shikova E.E., Zenkov N.A. Antioksi-danty i ingibitory radikal'nykh protsessov [Antioxi-dants and inhibitors of radical processes]. Uspekhi sovremennoi biologii - Advances of Modern Biology, 1993, vol. 113, no. 4, pp. 442-445.
7. Novitskaya G.V., Feofilaktova T.V., Kochesh-kova T.K., Yusupova I.U., Novitskii Yu.I. Izmenenie sostava i soderzhaniya lipidov v list'yakh mag-nitoorientatsionnykh tipov redisa pod vliyaniem slabo-go postoyannogo magnitnogo polya [Changes in the composition and content of lipids in the leaves of radish plants of different magnetic orientation induced by weak permanent magnetic field]. Fiziologiya rastenii -Plant Physiology, 2008, vol. 55, pp. 541-551.
8. Nurminskii V.N., Korzun A.M., Rozinov S.V., Salyaev R.K. Komp'yuternaya tseitra-fernaya vide-os"emka fraktsii izolirovannykh vakuolei [Computer time-lapse videography of isolated vacuole fraction]. Biomeditsinskaya khimiya - Biomedical Chemistry, 2004, vol. 50, pp. 180-187.
9. Salyaev R.K., Kuzevanov V.Ya., Khaptagaev
S.B., Kopytchuk V.N. Vydelenie i ochistka vakuolei i vakuolyarnykh membran iz kletok rastenii [Isolation and purification of vacuoles and vacuolar membranes out of plant cells]. Fiziologiya rastenii - Plant Physiology, 1981, vol. 28, pp. 1295-1305.
10. Zhigacheva I.V., Misharina T.A., Terenina M.B., Krikunova N.N., Burlakova E.B., Generozova I.P., Shugaev A.G., Fattakhov S.G. Zhirnokislotnyi sostav membran mitokhondrii pri nedostatochnom uvlazhnenii i obrabotke fosfororganicheskim regulya-torom rosta rastenii [Fatty acid composition of mitochondrial membranes in low humidification and treatment of organophosphorus plant growth regulator]. Biologicheskie membrany - Biological Membranes, 2010, vol. 27, no. 3, pp. 256-261.
11. Zhukov A.V. Pal'mitinovaya kislota i ee rol' v stroenii i funktsiyakh membran ras-titel'noi kletki [Palmitic acid and its role in the structure and function of plant cell membranes]. Fiziologiya rastenii -Plant Physiology, 2015, vol. 62, no. 5, pp. 751-760.
12. Badea C., Basu S.K. Effect of low temperature on metabolism of membrane lipids in plants and associated gene expression. Plant Omics Journal, 2009, vol. 2, no. 2, pp. 78-84.
13. Bertin P., Bouharmont J., Kinet J. Soma-clonal variation and improvement in chilling tolerance in rice. Changes in chilling-induced electrolyte leakage. Plant Breeding, 1996, vol. 115, no. 4, pp. 268-272.
14. Bligh E.G., Dyer W.J. A rapid method of total lipid extraction and purification. Canadian Journal of Biochemistry and Physiology, 1959, vol. 37, no. 8, pp. 911-917.
15. Christie W.W. Preparation of ester derivatives of fatty acids for chromatographic analysis. In: Advances in Lipid Methodology - Two. Dundee, Oily Press, 1993, pp. 69-111.
16. Dobson G., Christie W.W. Mass spectrometry of fatty acid derivatives. European Journal of Lipid Science and Technology, 2002, vol. 104, no. 1, pp. 36-43.
17. Hosono K. Effect of salt stress on lipid composition and membrane fluidity of the salt tolerant yeast Zygosaccharomyces rouxii. Journal of General Microbiology, 1992, vol. 138, no. 1, pp. 91-96.
18. Hou Q., Ufer G., Bartels D. Lipid signaling in plant responses to abiotic stress. Plant Cell and Environment, 2016, vol. 39, no. 5, pp. 1029-1048.
19. Lei A., Chen H., Shen G., Hu Z., Chen L., Wang J. Expression of fatty acid synthesis genes and fatty acid accumulation in haematococcus plu-vialis under different stressors. Biotechnology for Biofuels, 2012, vol. 5, no. 1, pp. 1-11.
20. Los D.A., Mironov K.S., Allakhverdiev S.I. Regulatory role of membrane fluidity in gene expression and physiological functions. Photosynthesis Research, 2013, vol. 116, no. 2-3, pp. 489-509.
21. Okazaki Y., Saito K. Roles of lipids as sig-
naling molecules and mitigators during stress response in plants. Plant Journal, 2014, vol. 79, no. 4, pp. 584-596.
22. Ozolina N.V., Nesterkina I.S., Kolesnikova E.V., Salyaev R.K., Nurminsky V.N., Rakevich A.L., Martynovich E.F., Chernyshov M.Yu. Tonoplast of Beta vulgaris L. contains detergent-resistant membrane microdomains. Planta, 2013, vol. 237, no. 3, pp. 859-871.
23. Renaud S.M., Parry D.L. Microalgae for use in tropical aquaculture. II. Effect of salinity on growth, gross chemical composition and fatty acid composition of three species of marine microalgae. Journal of Applied Phycology, 1994, vol. 6, no. 3, pp. 347-356.
24. Tan J., McKenzie C., Potamitis M., Thor-burn A.N., Mackay C.R., Macia L. The role of short-chain fatty acids in health and disease. Advances in Immunology, 2014, vol. 121, no. 1, pp. 91-119.
25. Wolff R.L., Christie W.W. Structure, practi-
cal sources (gymnosperm seeds), gas-chroma-tographic data (equivalent chain lengths), and mass spectrometric characteristics of all-c/s A -olefinic acids. European Journal of L/p/d Sc/ence and Technology, 2002, vol. 104, no. 4, pp. 234-244.
26. Wu J.L., Seliskar D.M., Galagher J.L. Stress tolerance in the marsh plant Spart/na patens: impact of NaCl on growth and root plasma membrane lipid composition. Phys/olog/a Plantarum, 1998, vol. 102, no. 2, pp. 307-317.
27. Wu J., Seliskar D., Gallagher J. The response of plasma membrane lipid composition in callus of the halophyte Spart/na patens (Poaceae) to salinity stress. Amer/can Journal of Botany, 2005, vol. 92, no. 5, pp. 852-858.
28. Zemanova V., Pavlik M., Kyjakova P., Pavlikova D. Fatty acid profiles of ecotypes of hy-peraccumulator Noccaea caerulescens growing under cadmium stress. Journal of Plant Phys/ology, 2015, vol. 180, no. 1, pp. 27-34.
СВЕДЕНИЯ ОБ АВТОРАХ Принадлежность к организации
Вероника В. Гурина
Сибирский институт физиологии и биохимии растений СО РАН
664033, Россия, г. Иркутск, ул. Лермонтова, 132
Ведущий инженер
nichka.g@bk.ru
Наталья В. Озолина
Сибирский институт физиологии и биохимии растений СО РАН
664033, Россия, г. Иркутск, ул. Лермонтова, 132
Д.б.н., зав. лабораторией
ozol@sifibr.irk.ru
Ирина С. Нестеркина
Сибирский институт физиологии и биохимии растений СО РАН
664033, Россия, г. Иркутск, ул. Лермонтова, 132
К.б.н., н.с.
nirinka24@mail.ru
Наталья В. Семенова
Сибирский институт физиологии и биохимии растений СО РАН
664033, Россия, г. Иркутск, ул. Лермонтова, 132 Ведущий технолог
Вадим Н. Нурминский
Сибирский институт физиологии и биохимии растений СО РАН
664033, Россия, г. Иркутск, ул. Лермонтова, 132
К.б.н., с.н.с.
cell@sifibr.irk.ru
Поступила 22.01.2016
AUTHORS' INDEX Affiliations
Veronika V. Gurina
Siberian Institute of Plant Physiology and Biochemistry, SB RAS
132, Lermontov St., Irkutsk, 664033, Russia
Lead engineer
nichka.g@bk.ru
Natalia V. Ozolina
Siberian Institute of Plant Physiology and Biochemistry, SB RAS
132, Lermontov St., Irkutsk, 664033, Russia Doctor of Biology, Head of the Laboratory ozol@sifibr.irk.ru
Irina S. Nesterkina
Siberian Institute of Plant Physiology and Biochemistry, SB RAS
132, Lermontov St., Irkutsk, 664033, Russia PhD of Biology, Researcher nirinka24@mail.ru
Natalia V. Semenova
Siberian Institute of Plant Physiology and Biochemistry, SB RAS
132, Lermontov St., Irkutsk, 664033, Russia Lead technologist
Vadim N. Nurminsky
Siberian Institute of Plant Physiology and Biochemistry, SB RAS
132, Lermontov St., Irkutsk, 664033, Russia PhD of Biology, Senior researcher cell@sifibr.irk.ru
Received 22.01.2016
